Summary
Установленная техника привить первичные инвазивных Ортотопическая ксенотрансплантаты рак мочевого пузыря требуется лапаротомия и мобилизации мочевого пузыря. Эта процедура наносит значительную заболеваемость на мышах, технически сложным и трудоемким. Поэтому мы разработали высокоточную, чрескожная подход с использованием ультразвукового контроля.
Abstract
Ортотопическая ксенотрансплантаты рака мочевого пузыря являются золотым стандартом для изучения молекулярных клеточных манипуляций и новых терапевтических средств в естественных условиях. Подходящие клеточные линии прививку либо внутрипузырного введения (модель немышечно инвазивного роста) или очной инъекции в стенку мочевого пузыря (модель инвазивного роста). Обе процедуры являются сложными и очень много времени. Кроме того, поверхностное модель имеет свои недостатки из-за отсутствия клеточных линий, которые онкогенными следующее внушение. Внутренние инъекции, с другой стороны, омрачен инвазивности процедуры и связанной с ним заболеваемости для принимающей мыши.
С помощью этих недостатков в виду, мы изменили предыдущие методы разработать минимально инвазивной подход к созданию Ортотопическая ксенотрансплантаты рака мочевого пузыря. Использование ультразвукового контроля мы успешно выполняется чрескожное прививку от рака мочевого пузыря клеточных линий УМ-uc1, УМ-UC3 и УМ-UC13 в 50 бестимусных голых. Нам удалось показать, что этот подход является время эффективным, точным и безопасным. С помощью этого метода, первоначально пространство создается под слизистой оболочки мочевого пузыря с PBS, и опухолевые клетки затем вводят в этом пространстве на второй стадии. Рост опухоли контролируется на регулярной основе с биолюминесценции томография и ультразвук. Средние объемы опухолей постоянно увеличивается в во всех, кроме одного из наших 50 мышей за период исследования.
В нашем институте, это новый подход, который позволяет рак мочевого пузыря ксенотрансплантата прививку в минимально-инвазивной, быстрого и очень точный способ, заменил традиционную модель.
Introduction
Исследования рака зависит от животных моделях рака у человека с использованием линий клеток, полученных из опухолей пациентов для того, чтобы углубить наше понимание биологии опухоли. Для в естественных условиях анализа роста при различных стратегий лечения мышиный Ортотопическая модели рака мочевого пузыря остается эталон 1,2. Прививка человеческих раковых клеток мочевого пузыря с ослабленным иммунитетом мышей (ксенотрансплантат модель) опирается на внутрипузырного введения ("внутрипузырную модель") 3,4,5 или прямой инъекции в стенке мочевого пузыря ("очный модели") 6,7. Оба метода также может быть выполнена на крысах 8,9.
Внутрипузырного введения индуцирует образование опухолей на уротелиальной поверхности мочевого пузыря, который затем поддаются последующей внутрипузырного введения новых препаратов лечения. Тем не менее, количество клеточных линий, которые надежно онкогенными при доставке через этот метод ограниченг один из тех клеточных линий, KU7, недавно было показано, что клетки HeLa 4,10. Внутрипузырного введения также отнимает много времени из-за необходимых временами удержания, и это часто вызывает рост опухоли в смежных элементов мочевыводящих путей, в том числе уретры, мочеточника и почечной лоханки 11. Кроме того, внутрипузырного введения часто приводит к росту опухоли на полу мочевого пузыря, где мочеточники войти в мочевой пузырь, и это может привести к обструкции верхних тракта и сопутствующей почечной недостаточности.
Первичные инвазивные ксенотрансплантатов рака мочевого пузыря, которые пригодны для лечения системных создаются путем прямой инъекции опухолевых клеток в стенке мочевого пузыря 12. Несмотря на многочисленные клеточные линии расти адекватно в этой модели, ее ограничением является насильственный характер модели, связанной с необходимостью брюшной разрез 13. Модель также вызов, чтобы узнать из-за технических трудностей инъекционных клетки именно в мышечную стенкумочевого пузыря.
Новый подход для установления Ортотопическая первичные инвазивных ксенотрансплантаты рака мочевого пузыря у мышей была разработана в нашем отделе в целях устранения существующих недостатков "очной модели". Мы смогли оптимизировать чрескожное, под ультразвуковым контролем инъекции раковых клеток мочевого пузыря в переднюю стенку мочевого пузыря, что приводит к этой новой техники, чтобы успешно заменить установленную инвазивной модель. Кроме того, мы потенциально повысило точность и воспроизводимость "очной модели".
Protocol
Все животные процедуры были выполнены в соответствии с руководящими принципами Канадского совета по уходу за животными (ССАС). Протокол был утвержден на уход за животными комитета Университета Британской Колумбии (протокол №: A10-0192) на.
1. Подготовка клеточных линий
- Подтверждение личности соответствующих клеток рака мочевого пузыря человека линий по ДНК-дактилоскопии 7.
- Для анализа роста опухолей ксенотрансплантатов по биолюминесценции, трансфекции клеточных линий лентивирусным конструкции несущего ген люциферазы светляков 3.
- Оттепель и расширить существующие клеточные линии в модифицированной Дульбекко среде Игла (DMEM) с 10% эмбриональной телячьей сыворотки (FBS) при 37 ° С в увлажненной 5% CO 2 атмосферы. Прохождение клетки по крайней мере, 3x, но избежать раза культуры более 3 месяцев.
2. Получение клеточной суспензии
- Оттепель Матригель. Держите температуру ниже4 ° C, чтобы избежать увеличения вязкости геля.
- Trypsinize клетки при впадении 70% и приостановить в нормальном питательной среды.
- Подсчитайте количество клеток с гемоцитометре или автоматическим счетчиком клеток.
- Спин клеточной суспензии в течение 5 мин при 200 х г. Удалить супернатант.
- Добавить соответствующий объем DMEM (10% FBS) и Матригель (соотношение 1:01), чтобы достичь желаемой концентрации клеток, который зависит от используемой линии клеток и желаемые кинетика роста (8-15 × 10 6 / мл). Введенный объем суспензии опухолевых клеток будет 40 мкл.
- Хорошо перемешать с помощью пипетки вверх и вниз (P1000), не создавать пузырьки воздуха в суспензии.
3. Подготовка животных
Примечание: В связи с потенциальной необходимости в трансуретральной катетеризации в шаге 4.7, самки мышей являются предпочтительным пол в этой модели на животных.
- Мыши дома в соответствии с институциональной и национальной ухода за животными гуidelines. Получить одобрение комитета по этике для всех экспериментах с мышами.
- Обезболить мышей с 3%-ным раствором изофлюран / кислорода. Подтверждение надлежащего обезболивания животных (например, отсутствие ответа на носок пинчах).
4. Экспериментальная установка
- Разрежьте стабилизации мочевого пузыря от любого вида плоской жесткого пластмассового материала [рисунок 2 я]. Внимательно осмотрите ремень и удалите все острые края перед нанесением на мышей.
- Установите животное на стол изображения с подогревом [Рисунок 1 Я] небольшого животного изображений платформе с непрерывного мониторинга жизненно важных функций. Fix нижних конечностей с резинкой [Рисунок 1 III].
- Лечить живот с 2% хлоргексидина глюконата и протрите кожу стерильной кончика хлопка.
- Остановите пузырь с стабилизационного пузыря ремнем [Рисунок 2 II]. Таким образом, уклонение от уплатымочевого пузыря в течение интрамурального инъекции в шаге 5.6 можно будет избежать.
- Применение ультразвука стерильный гель на нижней части живота.
- Медленно подойти к ультразвуковой сканирующей головки (частота 40 МГц) [Рисунок 1 IV] к коже (продольный с черепной углом 45-70 °) и визуализировать пузырь на экране ультразвукового [Рисунок 3 I].
- Если мочевой пузырь пуст, заполнить ее с 50 мкл стерильной, тепло фосфатно-солевом буфере (PBS) через трансуретральной 24 г ангиокатетер.
5. Разделение мочевого пузыря стены Layers
- Прикрепите шприц 1,0 мл, наполненный PBS и подключенный к 30 G, ¾ в иглу (скос направлен вперед) к шприца зажима.
- Поместите иглу к коже непосредственно над лобковой костью в угол 30-45 ° (80-90 ° по отношению к продольной оси ультразвукового сканирующей головки [Рисунок 1]).
- Обнаружение иглуна экране ультразвука.
- Медленно проколите кожу и мышцы живота стены [Рисунок 3 II].
- Поверните скос игольчатого 180 ° (в настоящее время направлены назад).
- Вставьте кончик иглы в стенку мочевого пузыря, не проникая в слизистую [Рисунок 3 III]
- Медленно введите 50 мкл PBS между мышечной оболочки и слизистой оболочки, чтобы создать искусственное пространство [Рисунок 3 IV].
Примечание: Если слизистая оболочка случайно перфорированный на этапе 5.6, медленно вытяните назад иглу и вводят 50 мкл PBS после слой слизистой дернулся назад на кончике иглы. - Вывод иглу.
6. Очный Инокуляция клеток рака мочевого пузыря
- Прикрепите вторую 1,0 мл шприц (наполненный клеток рака, взвешенных в Матригель) с 30 г, ¾ в иглу на шприц зажима.
- Руководство кончик иглы к тому жеPBS заполненные пространство, которое было создано в шаге 5.7.
- Введите 40 мкл клеточной суспензии в этом пространстве [На рисунках 3 V и VI].
- Вывод иглу.
7. После интервенционной Поддерживающая терапия
- Демонтировать мышь с платформы визуализации.
- Держите животное в теплой и комфортной среды под непрерывным наблюдением во время восстановления после анестезии.
- После приходя в сознание и возобновления нормального передвигаться, разместить животное обратно в дом клетке.
Representative Results
Внутренние инъекции из трех различных линий опухолевых клеток (UM-UC1 Люк, УМ-UC3 Люк и УМ-UC13 Люк) проводили в 50 животных под ультразвуковым-руководства по три дня подряд. Прививка была выполнена эффективно (среднее время 5,7 мин / животное) и не было связано с какими-либо внутри-или пост-интервенционных осложнений.
Мониторинг роста опухоли проводили на ультразвуковой визуализации и биолюминесценции. На день # 3 опухоль может быть обнаружена с помощью ультразвука в передней пузыря всех 50 животных [Рисунок 4 Я]. 98% мышей показали постоянный рост опухоли в течение последующего периода [4 и 5]. После прививки УМ-UC3 Luc, одна мышь разработана внутрибрюшинную распространение опухоли и опухоли инволютированную после день # 7 во втором животного [Таблица 1]. Это было первое группа мышей, инокулированных этой новой техники.
нт "> Мышей умерщвляли на день # 24, # 28 и # 37 после инокуляции UM-UC3 Luc, UM-UC1 Luc и UM-UC13 Luc, соответственно. ксенотрансплантата опухоли были собраны и исследованы на гематоксилином и эозином (H & E ) секций. Все опухоли были мышц инвазивные и некоторые проникли в перивезикальный жира, но не вторжение в соседних органах не наблюдалось [Рисунок 6 I]. 60% мышей, несущих UM-UC13 LUC опухоли и 20% мышей, несущих UM-UC3 Luc опухоли разработан забрюшинные метастазы лимфатических узлов, которые были подтверждены H & E Устойчивость к загрязнению [рис. 6 II].
Рисунок 1. Изображение и схематическое изображение экспериментальной установки. Мышь установлен на таблице операции с подогревом (I) и проходит под анестезией (<сильный> II) с 3%-ным раствором изофлюран / кислорода. Нижние конечности крепятся с резинкой (III). Подойдя к ультразвуковой сканирующей головки (IV) к коже (продольная выравнивания с черепной углом 45-70 °) мочевого пузыря (V) визуализируется на экране ультразвука. Шприц с иглой 30 G (VI) направляется к коже под углом 30-45 ° (80-90 ° по отношению к продольной оси ультразвукового сканирующей головки).
Рисунок 2. Иммобилизация мочевого пузыря. Размеры и иллюстрации построить стабилизации пузыря ремень (I) Ремешок крепится к нижней части живота и обездвиживает мочевого пузыря (II). Таким образом уклонение от мочевой пузырь во время очного инъекции избегать.
Рисунок 3. Внутренние инокуляция клеток опухоли. Визуализация мочевого пузыря на экране ультразвукового (I). Перфорация кожи и мышц брюшной стенки (II). Вставки иглы в стенке мочевого пузыря без проникновения слизистой оболочки (III). PBS (50 мкл) между мышечной оболочки и слизистой оболочки после медленного инъекции (IV). Клетки опухоли, взвешенные в Матригель в очной искусственно созданного пространства (V, VI).
1123fig4.jpg "/>
Рисунок 4. . Последующий ультразвуком Непрерывное наблюдение с помощью ультразвука показали значительное увеличение объема опухоли (Я: день № 3, II: день № 7, III: день № 13).
Рисунок 5. Последующие меры по биолюминесценции. Непрерывное наблюдение по биолюминесценции показал постоянное увеличение люминесценции за период исследования.
Рисунок 6. Гистология опухоли ксенотрансплантата и метастазов в лимфатических узлах. В целом H & E разделе представительного ксенотрансплантате ТУ мор демонстрируя инвазивный рост в мышцу без вторжения в соседние органы (I). 60% мышей, несущих УМ-UC13 Люк опухолей и 20% мышей, несущих УМ-UC3 Люк опухоли, представленные забрюшинных лимфатических узлах (II).
| Инокулировали клеточная линия | УМ-UC1 Люк | УМ-UC3 Люк | УМ-UC13 Люк | |
| Количество мышей | 20 | 15 | 15 | |
| Объем инъекции, мкл | idth: 64px; ">40 | 50 | 50 | |
| Подсчет клеток, абсолютное | 3,6 х 10 5 | 6 × 10 5 | 5,5 х 10 5 | |
| Время на животных, не менее | 3,4 (± 1,6) | 7.7 (± 3.7) | 6.8 (± 2.9) | |
| Заболеваемость опухоли | 49 (98%) | |||
| 20 (100%) | 14 (93%) | 15 (100%) | ||
| Метастазов в лимфатических узлах | 0 | 3 (20%) | 9 (60%) | |
| Последующие (дней) | 28 | 22 [до лечения] | 28 [до лечения] | |
| Объем опухоли (мкл) | 4 день | 11.6 (± 1.3) | 12,5 (± 1,7) | 14.4 (± 1.3) |
| конец | 394,6 (± 72,4) | 288.7 (± 66,1) | 78,3 (± 13,4) | |
| последующий | ||||
| Опухоль люминесценции (Фотоны / сек) | 4 день | 4,6 х 10 8 | 2,0 х 10 8 | 5,8 х 10 8 |
| (± 9,4 х 10 7) | (± 3,7 х 10 7) | (± 1,3 х 10 8) | ||
| конец | 1,9 х 10 10 | 1,4 х 10 10 | 1,5 х 10 10 | |
| последующий | (± 4,0 х 10 9) | (± 2,3 х 10 9) | (± 1,9 х 10 9) | |
Таблица 1. Инъекции под ультразвуковым контролем опухолевая клетка - порядок и результаты.
Discussion
Практически все крупные достижения в области терапии рака потребует тестирования на животных моделях до начала клинических испытаний. Животных моделях рака являются важными инструментами, которые позволяют исследователям изучать биологию опухоли в естественных условиях. Ортотопическая ксенотрансплантата модели остаются золотым стандартом 1,2 и продолжать предлагать наибольшую гибкость (в плане отбора клеточных линий) и имеют наиболее практическую ценность.
Иллюстрированное процедура является минимально инвазивной модификация ортотопической модели, описанной ранее Dinney др.. 12 Мы установленном ксенотрансплантатов опухолей с помощью ультразвукового руководствоваться чрескожной инъекции трех различных клеточных линий с технической вероятностью успеха 100%. Во время непрерывной последующей деятельности, 98% мышей продемонстрировали постоянное увеличение объема опухоли.
Выполняя минимально-инвазивной техники мы смогли решить существующие ограничения очной модели. Кроме respecting благополучия животных, снижается травматичность этой процедуры также способствует воспроизводимости естественных условиях экспериментов в счет уменьшения количества хирургических осложнений. Весьма эффективны раз, чтобы избежать брюшной лапаротомии и связанного необходимость закрытия раны. Мы смогли значительно уменьшить время процедуры на одно животное до 3,4 мин (± 1,6). Тем не менее, основное преимущество нашей нового подхода является его точность. Высокое разрешение УЗИ позволяет визуализировать пространство, созданное инъекции физиологического раствора под слизистую оболочку стенки мочевого пузыря. Этот первый шаг впрыска облегчает инъекции опухолевых клеток на второй стадии и сводит к минимуму риск утечки опухолевых клеток. Это контрастирует с техникой очной инъекции после лапаротомии, где невозможно визуализировать размещение иглы и всегда есть элемент неопределенности относительно точной глубины инъекции. Кроме того, как мы прививки опухолевых клеток строго в переднюю стенку мочевого пузыря, опухоли growtч на стене задней мочевого пузыря избежать. Впоследствии скорость обструктивных осложнений опухолевого роста в близости от мочеточника отверстий крайне редко. Это сопровождающее эффект позволяет более длительные периоды роста и лечения.
Основным ограничением ультразвуковой наведением прививки опухоли является необходимость адекватного технического оборудования. Поэтому производительность этой процедуры, вероятно, будет ограничен центров, которые специализируются на животных моделях рака у человека. Это должно стимулировать сотрудничество между исследовательскими группами за пределами этих учреждений и групп, имеющих опыт в этих новых моделей животных.
Хотя зависит от знакомства с ультразвуковой визуализации и некоторые ловкость рук, эта модель легко узнать под компетентным обучения. Ключевым шагом в процедуре является создание искусственного космического подслизистый слой стенки мочевого пузыря с физиологическим раствором. Как только это пространство создается без перфорации Oе слоя слизистой оболочки, он остается стабильным в течение нескольких минут. Руководством второй иглы в этом пространстве, с тем чтобы инокуляции опухолевых клеток является относительно простым. Основная сложность при создании подслизистом пространстве перфорация иглой в просвет мочевого пузыря. Создание подслизистой пространства, однако, остается возможным. Игла должна быть снята медленно в стенке мочевого пузыря и физиологический раствор вводили только, когда слой слизистой переворачивает кончика иглы. После этого маневра подслизистой пространство является менее стабильным (физиологический раствор избежит в просвете мочевого пузыря в течение 30-60 сек) и инъекции опухолевых клеток должна быть выполнена быстро. При попадании опухолевых клеток в полость мочевого пузыря может происходить в этих случаях с перфорацией слизистой оболочки. Хотя потери опухолевых клеток от очной пространстве может привести к снижению объема опухоли во время наблюдения, мы никогда не наблюдали никаких внутрипузырную поглощение опухоли.
Еще одна потенциальная сomplication является утечка опухолевых клеток в брюшную полость через канал инъекции. Мы наблюдали только один внутрибрюшинную распространение опухолевых клеток в 50 животных, и это произошло в одном из наших первых попыток. Мы связываем это с инъекцией слишком большой объем опухолевых клеток подвески. Об этом свидетельствует тот факт, что уменьшение объема от 50-40 мкл в результате без дальнейшего внутрибрюшинного утечки.
Это минимально инвазивная прививка мышиного ортотопического ксенотрансплантате рака мочевого пузыря представляет собой инновационную модификацию существующего "очной модели", извлечение преимуществ как следователь и животных одинаково. Преимущества этой модели стимулировать его адаптацию к других органах, таких как почки, простаты и печени в целях установления ортотопической опухолей ксенотрансплантатов в минимально-инвазивным способом.
Disclosures
Открытый доступ для этого видео-статье спонсируется FUJIFILM VisualSonics, Inc
Acknowledgments
Авторы хотели бы выразить признательность Eliana Beraldi для выполнения вирусной трансдукции клеточных линий опухолевых и Бен Дили для его поручению на использование небольшого животного платформы ультразвукового изображения.
Этот проект был поддержан системе немецкого Фонда (DFG; JA 2117/1-1: 1), Научно-исследовательский институт Канадского общества рака и наставником Врач Ученый Награда от Ванкувера прибрежной научно-исследовательского института здравоохранения. Платформа ультразвуковое исследование финансировалось Канадского фонда инноваций.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Chlorhexidine gluconate (2%) | Aplicare | 82-319 | |
| Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM) | Thermo Scientific | SH3008101 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Thermo Scientific | SH3007103 | |
| Isoflurane | Baxter Corporation | 402-069-02 | |
| Trypsin (0.25%) | Thermo Scientific | SH3004202 | |
| Syringe (1 ml) | BD Bioscience | 309659 | |
| Hypodermic needle (30 G; ¾ in) | Kendall | 830340 | |
| Angiocatheter (24 G) | BD Bioscience | 381112 | |
| Vevo 770 small animal imaging platform | VisualSonics | ||
| RMV 706 ultrasound scanhead | VisualSonics | ||
| IVIS Lumina III | Caliper Life Science |
References
- Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. Mouse orthotopic models for bladder cancer research. BJU Int. 104, 1286-1291 (2009).
- Kubota, T. Metastatic models of human cancer xenografted in the nude mouse: the importance of orthotopic transplantation. J. Cell. Biochem. 56, 4-8 (1994).
- Hadaschik, B. A., et al. A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumour inoculation and bioluminescence imaging. BJU Int. 100, 1377-1384 (2007).
- Kang, M. R., et al. An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment. J. Vis. Exp. (65), (2012).
- Dobek, G. L., Godbey, W. T. An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer. J. Vis. Exp. (48), (2011).
- Dinney, C. P., et al. Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice. J. Urol. 154, 1532-1538 (1995).
- Fu, C., Apelo, C. A., Torres, B., Thai, K. H., Hsieh, M. H.
- Xiao, Z., et al. Characterization of a novel transplantable orthotopic rat bladder transitional cell tumour model. Br. J. Cancer. 81, 638-646 (1999).
- Iinuma, S., Bachor, R., Flotte, T., Hasan, T. Biodistribution and phototoxicity of 5-aminolevulinic acid-induced PpIX in an orthotopic rat bladder tumor model. J. Urol. 153, 802-806 (1995).
- Jäger, W., et al. Hiding in plain view: Genetic profiling reveals decades old cross-contamination of bladder cancer cell line KU7 with HeLa. J. Urol. (13), (2013).
- Horiguchi, Y., Larchian, W. A., Kaplinsky, R., Fair, W. R., Heston, W. D. Intravesical liposome-mediated interleukin-2 gene therapy in orthotopic murine bladder cancer model. Gene Ther. 7, 844-851 (2000).
- Dinney, C. P., et al. Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice. J. Urol. 154, 1532-1538 (1995).
- Black, P. C., et al. Validating bladder cancer xenograft bioluminescence with magnetic resonance imaging: the significance of hypoxia and necrosis. BJU Int. 106, 1799-1804 (2010).
