В клиническом контексте пациенты с локализованным раком поджелудочной железы будут подвергаться панкреатэктомии с последующим адъювантным лечением. Этот протокол, о котором здесь сообщается, направлен на создание безопасного и эффективного метода моделирования этого клинического сценария у обнаженных мышей путем ортотопической имплантации рака поджелудочной железы с последующей дистальной панкреатэктомией и спленэктомией.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
Ортотопическая резекционная мышиная модель рака поджелудочной железы
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Не хватает удовлетворительных моделей на животных для изучения адъювантной и/или неоадъювантной терапии у пациентов, рассматриваемых для хирургии рака поджелудочной железы (ПК). Чтобы устранить этот недостаток, мы описываем модель мыши, включавшую ортотопическую имплантацию ПК с последующей дистальной панкреатэктомией и спленэктомией. Было продемонстрировано, что модель безопасна и достаточно гибка для изучения различных терапевтических подходов в адъювантных и неоадъювантных условиях.
В этой модели опухоль поджелудочной железы сначала генерируется путем имплантации смеси раковых клеток поджелудочной железы человека (помеченных люциферазой AsPC-1) и связанных с раком человека звездчатых клеток поджелудочной железы в дистальную поджелудочную железу атипичных обнаженных мышей Balb / c. Через три недели рак резецируется путем релапаротомии, дистальной панкреатэктомии и спленэктомии. В этой модели биолюминесцентная визуализация может быть использована для отслеживания прогресса развития рака и эффектов резекции / лечения. После резекции может быть дана адъювантная терапия. Альтернативно, неоадъювантное лечение может быть дано до резекции.
Представлены репрезентативные данные 45 мышей. Все мыши прошли успешную дистальную панкреатэктомию / спленэктомию без проблем с гемостазом. Макроскопический проксимальный запас поджелудочной железы более 5 мм был достигнут у 43 (96%) Мышей. Уровень технического успеха резекции поджелудочной железы составил 100%, с 0% ранней смертностью и заболеваемостью. Ни одно из животных не умерло в течение недели после резекции.
Таким образом, мы описываем надежную и воспроизводимую технику для модели хирургической резекции рака поджелудочной железы у мышей, которая имитирует клинический сценарий. Модель может быть полезна для тестирования как адъювантных, так и неоадъювантных методов лечения.
Введение
Аденокарцинома протоков поджелудочной железы (рак поджелудочной железы [ПК]) связана с плохим прогнозом1. Хирургическая резекция остается единственным потенциально лечебным лечением ПК и должна рассматриваться для пациентов с ранней стадией заболевания. К сожалению, даже при резекции R0 (т.е. резекционных полях, свободных от опухоли), частота рецидивов (местная или от невыявленной метастатической болезни) высока2,3. Поэтому системная адъювантная терапия показана практически всем пациентам, которые проходят резекцию4. Кроме того, в то время как неоадъювантная терапия в настоящее время рекомендуется только для погранично-резектабельных раковых заболеваний, ее показания расширяются таким образом, что ее рутинное использование находится в центре внимания многих клинических исследований5,6,7,8. Чтобы разработать новые терапевтические подходы к ПК, включающие резекцию, эти подходы должны быть сначала оценены в доклинических моделях, которые точно повторяют клинические условия.
Ортотопические мышиные модели ПК часто использовались в прошлом для тестирования медикаментозноголечения 9,10. Многие из них были получены путем инъекции раковых клеток только в поджелудочную железу мыши, что привело к опухолям, в которых отсутствовала заметная строма, характерная для ПК. Совсем недавно ортотопические модели совместной инъекции, такие как та, которую мы впервые разработали путем инъекции смеси человеческого ПК и звездчатых клеток поджелудочной железы человека (PSC, первичные продуценты коллагеновой стромы в ПК), в регулярное использованиестали использовать 11,12. Опухоли, образуемые при такой совместной инъекции раковых и стромальных клеток, демонстрируют (i) как раковые элементы, так и характерный стромальный (десмопластический) компонент ПК, и (ii) усиленную пролиферацию и метастазирование раковых клеток11. Таким образом, эта модель очень напоминает человеческий ПК. Хотя ряд резекционных моделей ортотопического ПК были описаны13,14,15,16,ни одна из них не отражала клинические реалии резекции поджелудочной железы у людей так же точно, как эта модель, и, следовательно, была неоптимальной для тестирования адъювантных или неоадъювантных методов лечения.
Цель представленной мышиной модели состоит в том, чтобы продемонстрировать, как: (i) успешно имплантировать ортотопический рак поджелудочной железы, сводя к минимуму непреднамеренную перитонеальную диссеминацию и (ii) впоследствии полностью резецировать рак. В статье освещаются советы и потенциальные подводные камни этой техники.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Протокол
Все процедуры были одобрены Комитетом по уходу за животными и этике Университета Нового Южного Уэльса (17/109A). Для этого протокола использовались самки атипичных balb/c обнаженных мышей в возрасте 8-10 недель с массой тела 16-19 г. Мышей размещали в клетках с микроизоляторами и кормили коммерчески доступной гранулированной пищей и водой ad libitum.
1. Ортотопическая имплантация рака поджелудочной железы
- Подготовьте клетки к имплантации. Во-первых, рассчитайте количество клеток, необходимых для процедуры (для каждого животного требуется1 x 10 6 клеток AsPC-1 с меткой люциферазы и 1 x10 6 связанных с раком звездчатых клеток поджелудочной железы человека [CAhPSCs]).
- Поддерживайте эти клетки в увлажненный инкубатор CO 2 сконтролируемой температурой и выполняйте рутинное тестирование микоплазмы. Культуральная среда, используемая для AsPC-1 и CAhPSCs, - это RPMI 1640 (с 300 мг/л L-глутамина, 20% v/v плодной бычий сыворотки, 1% v/v пенициллина/стрептомицина) и IMDM (с 4 мМ L-глутамином, 10% v/v фетальной бычий сыворотки, 1% v/v пенициллина/стрептомицина).
- Используйте стандартные методы клеточной культуры, чтобы трипсинизировать клетки в клеточную суспензию. Нейтрализуют трипсин, используя соответствующую полную питательную среду в объеме, в два раза большем, чем используемый раствор трипсина.
- Промыть эти клетки дважды фосфатно-буферным физиологическим раствором (PBS) и повторно суспендировать в смесь, содержащую 1 х10 6 клеток AsPC-1 и 1 х 106 КахПСК в клеточной суспензии 50 мкл.
- Держите эту суспензию на льду до использования.
- Подготовьте кабинет биобезопасности класса II для этой процедуры. Используйте нагревательный коврик, наложенный стерильной пластиковой драпировкой. Для увеличения во время процедуры используйте пару хирургических луп с увеличением от 2,5 до 3,5 раз.
- Подготовьте тампоны из кошелька, разрезав отверстие диаметром 1 см в марлевой тампон. Закрепите это отверстие швом из кошелька. Для этого может быть использован любой тонкий плетеный шов (например, шов полигликолевой кислоты 5/0). Рекомендуется плетеный шовной материал, так как он позволяет рыхлому узлу оставаться на месте после затягивания. Это показано на рисунке 1a.
- Обезболить мышь 80 мг/кг кетамина и 10 мг/кг ксилазина внутрибрюшинной инъекцией.
- Назначают 5 мг/кг энрофлоксацина для профилактики антибиотиками, 2,5 мг/кг флуниксина и 1 мл 0,9% физиологического раствора подкожно.
- После обезболивать поместите мышь на стерильное поле в лежачем положении и нанесите повидон-йод с последующим 70% этанолом для приготовления кожи.
- Сделайте продольный разрез в коже левого черепного квадранта живота, а затем войдите в брюшную полость, разрезав мышечный слой между щипцами.
- Загрузите шприц инсулина 29 г с 50 мкл клеточной суспензии - это соответствует 1 х 106 КахПСК и 1 х 106 клеток с люциферазой, помеченных AsPC-1 на инъекцию. Установите его на инъекционное устройство. Конструкция и функции этого инъекционного устройства подробно описаны на рисунке 1b и его легенде.
- Поместите тампон из кошелька над разрезом лапаротомии, а затем экстериоризировать селезенку и хвост поджелудочной железы через отверстие этого тампона. Затяните кошелек-нить, чтобы мягко окружить тело поджелудочной железы, обнажив хвост поджелудочной железы для инъекций. Важно быть достаточно плотным, чтобы марля контактирует с поджелудочной железой по окружности, в то же время не сжимая ее.
- С помощью пары щипцов обхватите хвост поджелудочной железы и осторожно наложите на него боковое натяжение. Проколите брюшную брюшинную поверхность иглой под неглубоким углом, а затем медленно и контролируемо (более 10−15 с) с помощью инъекционного устройства вводят клеточную суспензию в поджелудочную железу.
- Во время процесса инъекции тщательно следите за утечкой — как вокруг места инъекции (от рефлюкса), так и по другую сторону дольки поджелудочной железы (в случае сквозного проникновения). Если происходит видимая утечка, остановите инъекцию и обратите внимание на объем утечки, проверив объем оставшегося инъектора в шприце. Если утечка имеет небольшой объем (<10 мкл), а затем поглотить любую утечку марлей и переместить иглу в другую дольку поджелудочной железы для завершения инъекции.
- Замените селезенку и поджелудочную железу и закройте брюшную стенку швом полигликолевой кислоты 5/0 непрерывным образом. Закройте кожу клипсами.
- Следите за мышью в подогретой клетке до тех пор, пока она не оправится от анестезии. Проснувшись и предупредив, переместите мышь обратно в клетку.
2. Хирургия резекции рака: дистальная панкреатэктомия и спленэктомия
- Сроки резекции по отношению к имплантации могут варьироваться в зависимости от протокола эксперимента. В общем, позвольте опухолям расти, по крайней мере, в течение 3 недель до резекции, но оптимизируйте это эмпирически для конкретной имплантированной линии раковых клеток.
- За день до операции резекции выполните биолюминесцентную визуализацию на животных, чтобы подтвердить наличие локализованной первичной опухоли. Обратите внимание, что это исследование изображений просто используется для исключения мышей с явным внепоточном заболеванием из резекции. Ни размер, ни поток излучения не должны использоваться в качестве пороговых значений для определения права на резекцию.
- Взвешивают мышей и вводят D-люциферин внутрибрюшинно (150 мг/кг).
- Определите время этапа визуализации по отношению к инъекции люциферина для каждого эксперимента по выполнению кинетической кривой люциферина. Период времени, когда поток излучения превышает 90% от его максимума, представляет собой оптимальное время для визуализации биолюминесценции (в этом эксперименте от 18 до 26 минут после инъекции)
- Индуцировать анестезию и поддерживать использование изофлурана (4% и 3% с кислородом соответственно) и выполнять визуализацию с использованием биолюминесцентного устройства визуализации (например, IVIS Lumina II). Используйте автоматические настройки экспозиции и биннинга (это, однако, может быть оптимизировано для ожидаемого потока излучения).
- Подготовьте кабинет биобезопасности класса II к процедуре. Используйте нагревательный коврик, наложенный стерильной пластиковой драпировкой. Для увеличения во время рассечения используйте пару хирургических луп с увеличением от 2,5 до 3,5 раз.
- Обезболить мышь 80 мг/кг кетамина и 10 мг/кг ксилазина внутрибрюшинной инъекцией.
- Назначают 5 мг/кг энрофлоксацина для профилактики антибиотиками, 2,5 мг/кг флуниксина и 1 мл 0,9% физиологического раствора подкожно.
- Поместите мышь на стерильное поле в лежачем положении и нанесите повидон-йод с последующим 70% этанолом для приготовления кожи.
- Сделать продольный разрез в коже левого черепного квадранта живота, желательно через предыдущий участок разреза.
- Тупо рассекайте кожу от нижележащей мышечной брюшной стенки, а затем поместите самоудерживающийся ретрактор Alm, чтобы держать рану кожи открытой.
- Разрезайте мышечный слой между щипцами только с одной стороны от линии шва предыдущей операции, а затем вытяните разрез, чтобы иссечить всю предыдущую линию шва.
- Экстериоризуйте селезенку и дистальную поджелудочную железу и втягивайте ее в черепно. В каудальном аспекте поджелудочной железы толстая кишка может быть обнаружена прикрепленной пленочными спайкими. Если это обнаружено, тупо рассекают двоеточие.
- Осторожно пройдите парой щипцов дорсально к телу поджелудочной железы и селезеночных сосудов и откройте это пространство. Это освобождает сегмент поджелудочной железы для последующего лигирования.
- Обжигайте тело поджелудочной железы проксимально к опухоли титановым перевязочным клипсом, а затем переведите дистально к этому поджелудочную железу с помощью прижигания. Альтернативным способом контроля культи поджелудочной железы является ее непрерывность с помощью шва полигликолевой кислоты 5/0 перед трансекцией.
- Втягивайте поджелудочную железу каудально и прижигайте гастроспленические сосуды между черепным полюсом селезенки и желудком.
- Удалите образец и подтвердите гемостаз.
- Закройте брюшную стенку швом 5/0 полигликолевой кислоты непрерывным образом. Закройте кожу клипсами.
3. Послеоперационное лечение
- В непосредственной после анестезиологического периода (для обеих вышеуказанных процедур) наведите наблюдение за мышью в подогретой клетке до тех пор, пока она не оправится от анестезии. Проснувшись и предупредив, переместите мышь обратно в клетку. В послеоперационном периоде следите за животными на наличие болевых ощущений и признаков дистресса. Вводят 0,05 мг/кг бупренорфина путем подкожной инъекции и внимательно наблюдают за животными в течение 12 часов.
- Впоследствии ежедневно контролируйте мышей за весом, потреблением пищи и активностью. Исследуйте места разреза и пальпировать на размер опухоли. Снимите кожные клипсы на седьмой послеоперационный день.
- Усыплите мышь, если достигнуты гуманные конечные точки. Эти гуманные конечные точки включают: потерю массы тела >20%, особенности неизлечимого дистресса (включая сгорбленную осанку, отсутствие движения или груминга) и размер опухоли более 1см3 по оценке внешней пальпации.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Результаты
Пятьдесят девять последовательных мышей перенесли операцию по имплантации. Валовая утечка произошла в восьми (14%) Мышей. Степень утечки в момент инъекции оценивается так, как описано выше в разделе протокола. Через три недели, чтобы позволить этим имплантированным опухолям расти, была выполнена биолюминесцентная визуализация до резекции, чтобы исключить мышей с грубым метастатическим заболеванием до резекции. Сорок пять (76%) мыши подверглись хирургической резекции.
Все 45 (100%) мыши прошли ...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
Резекционная ортотопическая мышиная модель рака поджелудочной железы важна, потому что она позволяет тестировать адъювантные и неоадъювантные методы лечения. Это особенно важно при раке поджелудочной железы, где хирургия остается наиболее эффективным лечением, но связана с высоким риском рецидива. В этой статье описывается метод, который будет надежно производить рак поджелудочной железы, который потенциально излечим с помощью резекции, повторяя клинический сценарий, где требуется неоадъювантная / адъювантная терапия.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Раскрытие информации
Авторам нечего раскрывать в отношении этого проекта.
Благодарности
Авторы получили поддержку от Фонда рака поджелудочной железы Авнера.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| Animals, Materials and Equipment for Implantation Procedure | |||
| AsPC-1 Клеточная линия рака поджелудочной железы человека, меченая люциферазой (ген luc+ из плазмиды Promega PGL3 Base) | Американская коллекция типовых культур, Манассас, Вирджиния, США | предоставлено профессором Такаши Мураками, Медицинский университет Сайтама, Сайтама, Япония | |
| Зажимы для ран Autoclip, 9 мм | Becton Dickson Pty Ltd, Норт-Райд, Новый Южный Уэльс, Австралия | 500346 | |
| Базовый перевязочный пакет | Multigate Medical Products Pty Ltd, Виллавуд, Новый Южный Уэльс, Австралия | ||
| Ассоциированный рак звездчатые клетки поджелудочной железы человека | Группа исследования поджелудочной железы Банк | В собственном банке клеток | |
| Криогенные трубки, 1,0 мл | Thermo Fisher Scientific Australia Pty Ltd, Скорсби, Виктория, Австралия | 366656 | |
| Одноразовое лезвие скальпеля из нержавеющей стали с ручкой, размер 15 | Livingstone International, Талисман, Новый | Южный Уэльс,SCP15 | |
| Фетальная бычья сыворотка (FBS) | Life Technologies Corporation, Тулламарин, Виктория, Австралия | 16000044 | |
| Gilles щипцы с тонкими зубьями 12 см | Универсальный набор | ||
| микрохирургических инструментов из нержавеющей сталиКоврики с подогревом для поддержания температуры тела во время операции и послеоперационного восстановления | Дженерик | ||
| Гомозиготные атимические обнаженные мыши: Штамм BALB/c-Fox1nu/Ausb, самка | Австралийские биоресурсы, Мосс Вейл, Новый Южный Уэльс, Австралия | ||
| Модифицированная среда Дульбекко от Iscove (IMDM) с 4 мМ L-глутамином и без фенола красная | Life Technologies Corporation, Тулламарин, Виктория, Австралия | 21056023 | |
| Ювелирные щипцы щипцы 11,5 см | Набор микрохирургических инструментов из нержавеющей стали Микроиглодержатель | ||
| (круглая ручка) 15 см прямой | Набор микрохирургических инструментов из нержавеющей стали Микроножницы | ||
| (круглая ручка) 15 см прямой | Набор микрохирургических инструментов из нержавеющей стали | ||
| Пенициллин 10 000 ед/мл, стрептомицин 10 000 мкм; g/mL | Life Technologies Corporation, Тулламарин, Виктория, Австралия | 15140122 | |
| Шовный материал полигликолевой кислоты, размер USP 5/0 на полукруглую круглую иглу 13 мм | Braun Australia Pty Ltd, Белла Виста, Новый Южный Уэльс, Австралия | C1049407 | |
| Портативные весы | для взвешивания Precision весы, Брэдфорд, Массачусетс, США | ||
| Аппликатор и съемник клипс Reflex | World Precision Instruments, Сарасота, FL, США 500345 | ||
| Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 с феноловым красным и 300 мг/л Lglutamine | Life Technologies Corporation, Тулламарин, Виктория, Австралия | 11875085 | |
| Расширитель сосуда с круглым корпусом 15 см, наконечник | Универсальный набор микрохирургических инструментов из нержавеющей стали | ||
| Трипсин 0,05%, ЭДТА 0,02% | Life Technologies Corporation, Тулламарин, Виктория, Австралия | 25300054 | Для звездчатых клеток поджелудочной железы |
| трипсин 0,25%, ЭДТА 0,02% | Life Technologies Corporation, Тулламарин, Виктория, Австралия | 25200056 | Для клеток ASPC-1 |
| инсулиновые шприцы U-100, 0,5 мл с 29 г (0,33 мм) и иглой 13 мм | Terumo Medical Corporation, Элктон, Мэриленд, США< | ||
| сильное>Оборудование для процедуры резекцииСамоудерживающийся втягиватель Alm | |||
| Универсальный набор микрохирургических инструментов из нержавеющей стали | |||
| Livingstone International, Талисман, Новый Южный Уэльс, | SCP15 | ||
| Щипцы для тонких зубов Gilles 12 см | Универсальный набор микрохирургических инструментов из нержавеющей стали | ||
| Ручной высокотемпературный прижигание тонкой головки | Bovie Medical Corporation, Мелвилл, Нью-Йорк, США | AA01 | |
| Коврики с подогревом для поддержания температуры тела во время операции и послеоперационного восстановления | Дженерик | ||
| Биолюминесцентный аппарат визуализации IVIS Lumina II | Caliper Life Sciences, Хопкинтон, Массачусетс, США | ||
| Ювелирные щипцы 11,5 см | Универсальный набор микрохирургических инструментов из нержавеющей стали Микроиглодержатель | ||
| (круглая ручка) 15 см прямой | Универсальный набор микрохирургических инструментов из нержавеющей стали Микроножницы | ||
| (круглая ручка) 15 см прямые | Универсальный набор микрохирургических инструментов из нержавеющей стали | ||
| Полигликолевая кислота шовный, размер USP 5/0 на полукруглую круглую иглу 13 мм | Braun Australia Pty Ltd, Белла Виста, Новый Южный Уэльс, Австралия | C1049407 | |
| Портативные весы | для взвешивания Precision Weights, Брэдфорд, Массачусетс, США | ||
| Аппликатор и съемник клипс Reflex для ран | World Precision Instruments, Сарасота, Флорида, США | 500345 | |
| Расширитель сосудов с круглым корпусом 15 см, наконечник | Универсальный набор микрохирургических инструментов из нержавеющей стали | ||
| Титан " Стиль Век» Ligaclip, малый | HZMIM, Ханчжоу, Китай | ||
| Титановый аппликатор Ligaclip для открытой хирургии, малый | HZMIM, Ханчжоу, Китай | ||
| Аппарат для летучей анестезии, включая испаритель и индукционную камеру | Дженерик Дженерик | Вапурайзер и индукционная камера | |
| <сильно>Лекарства для процедур | |||
| 70% по мас.% раствор этанола | Sigma-Aldrich Pty Ltd, Касл-Хилл, Новый Южный Уэльс, Австралия | Применяется местно в качестве хирургического препарата | |
| для кожи Бупренорфин 0,3 мг/мл Troy | Laboratories Pty Ltd, Гленденнинг, Новый Южный Уэльс, Австралия | Доза: 0,05 мг/кг в.к. | |
| D-люциферин (1 ЕД/г) | PerkinElmer, Inc., Waltham, MA, США | 122799 | разбавлен в PBS до 15 мг/мл. Доза: 150 мг/кг внутривенно |
| Энрофлоксацин 50 мг/мл | Troy Laboratories Pty Ltd, Гленденнинг, Новый Южный Уэльс, Австралия | Доза: 5 мг/кг в.к. | |
| Флуниксин 50 мг/мл | Norbrook Laboratories Australia, Tullamarine, VIC, Австралия | Доза: 2,5 мг/кг в.к. | |
| Isoflurane | Zoetis Australia Pty Ltd., Родос, Новый Южный Уэльс, Австралия | Доза (испаряется кислородом): 4% индукция, 3% поддерживающая | |
| Кетамин 100 мг/мл | Maylab, Slacks Creek, QLD, Австралия | Доза: 80 мг/кг в/ч. | |
| Повидон-йод 10% в растворе | Perrigo Australia, Balcatta, WA, Australia | RIO00802F | Применяется местно на переднюю часть брюшной полости в качестве хирургической подготовки кожи |
| Освежающая глазная мазь (жидкий парафин 42,5% w/w, мягкий белый парафин 57,3% w/w) | Allergan Australia Pty Ltd, Gordon, NSW, Australia | Применяется на оба глаза | |
| Sodium chloride 0,9% w/v | Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, Новый Южный Уэльс, Австралия | 9481P | Доза: 900 μ L s.c. |
| Вода для инъекций BP | Pfizer Австралия, Сидней, Новый Южный Уэльс, Австралия | Для разведения препарата | |
| Ксилазин 20 мг/мл | Troy Laboratories Pty Ltd, Гленденнинг, Новый Южный Уэльс, Австралия | Доза: 10 мг/кг в/ч. |
Ссылки
- Noone, A. M., et al. SEER Cancer Statistics Review, 1975-2015, National Cancer Institute. , Available from: https://seer.cancer.gov/csr/1975_2015/ (2018).
- Sugiura, T., et al. Margin status, recurrence pattern, and prognosis after resection of pancreatic cancer. Surgery. 154 (5), 1078-1086 (2013).
- Hishinuma, S., et al. Patterns of recurrence after curative resection of pancreatic cancer, based on autopsy findings. Journal of Gastrointestinal Surgery. 10 (4), 511-518 (2006).
- NCCN Clinical Practice Guidelines in Oncology - Pancreatic Adenocarcinoma (Version 3.2019). National Comprehensive Cancer Network. , Available from: https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/pancreatic.pdf (2019).
- Breslin, T. M., et al. Neoadjuvant chemoradiotherapy for adenocarcinoma of the pancreas: treatment variables and survival duration. Annals of Surgical Oncology. 8 (2), 123-132 (2001).
- Mokdad, A. A., et al. Neoadjuvant Therapy Followed by Resection Versus Upfront Resection for Resectable Pancreatic Cancer: A Propensity Score Matched Analysis. Journal of Clinical Oncology. 35 (5), 515-522 (2017).
- Tachezy, M., et al. Sequential neoadjuvant chemoradiotherapy (CRT) followed by curative surgery vs. primary surgery alone for resectable, non-metastasized pancreatic adenocarcinoma: NEOPA- a randomized multicenter phase III study (NCT01900327, DRKS00003893, ISRCTN82191749). BMC Cancer. 14, 411(2014).
- Barbour, A. P., et al. The AGITG GAP Study: A Phase II Study of Perioperative Gemcitabine and Nab-Paclitaxel for Resectable Pancreas Cancer. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Fu, X., Guadagni, F., Hoffman, R. M. A metastatic nude-mouse model of human pancreatic cancer constructed orthotopically with histologically intact patient specimens. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 89 (12), 5645-5649 (1992).
- Marincola, F., Taylor-Edwards, C., Drucker, B., Holder, W. D. Orthotopic and heterotopic xenotransplantation of human pancreatic cancer in nude mice. Current Surgery. 44 (4), 294-297 (1987).
- Vonlaufen, A., et al. Pancreatic stellate cells: partners in crime with pancreatic cancer cells. Cancer Research. 68 (7), 2085-2093 (2008).
- Xu, Z., et al. Role of pancreatic stellate cells in pancreatic cancer metastasis. American Journal of Pathology. 177 (5), 2585-2596 (2010).
- Tepel, J., et al. Adjuvant treatment of pancreatic carcinoma in a clinically adapted mouse resection model. Pancreatology. 6 (3), 240-247 (2006).
- Torgenson, M. J., et al. Natural history of pancreatic cancer recurrence following "curative" resection in athymic mice. Journal Surgical Research. 149 (1), 57-61 (2008).
- Metildi, C. A., et al. Fluorescence-guided surgery allows for more complete resection of pancreatic cancer, resulting in longer disease-free survival compared with standard surgery in orthotopic mouse models. Journal of the American College of Surgeons. 215 (1), 126-135 (2012).
- Ni, X., Yang, J., Li, M. Imaging-guided curative surgical resection of pancreatic cancer in a xenograft mouse model. Cancer Letters. 324 (2), 179-185 (2012).
- Hiroshima, Y., et al. Hand-held high-resolution fluorescence imaging system for fluorescence-guided surgery of patient and cell-line pancreatic tumors growing orthotopically in nude mice. Journal of Surgical Research. 187 (2), 510-517 (2014).
- Hiroshima, Y., et al. Metastatic recurrence in a pancreatic cancer patient derived orthotopic xenograft (PDOX) nude mouse model is inhibited by neoadjuvant chemotherapy in combination with fluorescence-guided surgery with an anti-CA 19-9-conjugated fluorophore. PLoS One. 9 (12), 114310(2014).
- Hiroshima, Y., et al. Fluorescence-guided surgery in combination with UVC irradiation cures metastatic human pancreatic cancer in orthotopic mouse models. PLoS One. 9 (6), 99977(2014).
- Metildi, C. A., et al. Ratiometric activatable cell-penetrating peptides label pancreatic cancer, enabling fluorescence-guided surgery, which reduces metastases and recurrence in orthotopic mouse models. Annals of Surgical Oncology. 22 (6), 2082-2087 (2015).
- Metildi, C. A., et al. Fluorescence-guided surgery with a fluorophore-conjugated antibody to carcinoembryonic antigen (CEA), that highlights the tumor, improves surgical resection and increases survival in orthotopic mouse models of human pancreatic cancer. Annals of Surgical Oncology. 21 (4), 1405-1411 (2014).
- NCCN Guidelines: Pancreatic Adenocarcinoma. National Comprehensive Cancer Network. , Available from: https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/pancreatic.pdf (2019).
- Maithel, S. K., Allen, P. J. Blumgart's Surgery of the Liver, Biliary Tract and Pancreas, 2-Volume Set (Sixth Edition). Jarnagin, W. R. , Content Repository Only 1007-1023 (2017).
- Egberts, J. H., et al. Dexamethasone reduces tumor recurrence and metastasis after pancreatic tumor resection in SCID mice. Cancer Biology & Therapy. 7 (7), 1044-1050 (2008).
- Xu, Z. H., et al. Targeting the HGF/c-MET pathway in advanced pancreatic cancer: a key element of treatment that limits primary tumor growth and eliminates metastasis. British Journal of Cancer. , (2020).
- Pothula, S. P., et al. Targeting the HGF/c-MET pathway: stromal remodelling in pancreatic cancer. Oncotarget. 8 (44), 76722-76739 (2017).
- Pothula, S. P., et al. Hepatocyte growth factor inhibition: a novel therapeutic approach in pancreatic cancer. British Journal of Cancer. 114 (3), 269-280 (2016).
- Giri, B., et al. An Immunocompetent Model of Pancreatic Cancer Resection and Recurrence. Journal of Gastrointestinal Surgery. , (2020).
- Allen, V. B., Gurusamy, K. S., Takwoingi, Y., Kalia, A., Davidson, B. R. Diagnostic accuracy of laparoscopy following computed tomography (CT) scanning for assessing the resectability with curative intent in pancreatic and periampullary cancer. Cochrane Database of Systematic Reviews. (11), 009323(2013).
- Vaillant, F., Lindeman, G. J., Visvader, J. E. Jekyll or Hyde: does Matrigel provide a more or less physiological environment in mammary repopulating assays. Breast Cancer Research. 13 (3), 108(2011).
- Jesnowski, R., et al. Immortalization of pancreatic stellate cells as an in vitro model of pancreatic fibrosis: deactivation is induced by matrigel and N-acetylcysteine. Laboratory Investigation. 85 (10), 1276-1291 (2005).
- Phillips, P. A., et al. Cell migration: a novel aspect of pancreatic stellate cell biology. Gut. 52 (5), 677-682 (2003).
- Boj, S. F., et al. Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer. Cell. 160 (1-2), 324-338 (2015).
- Egberts, J. H., et al. Superiority of extended neoadjuvant chemotherapy with gemcitabine in pancreatic cancer: a comparative analysis in a clinically adapted orthotopic xenotransplantation model in SCID beige mice. Cancer Biology & Therapy. 6 (8), 1227-1232 (2007).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
