Name: Multi-unidade Métodos de gravação para caracterizar a atividade neural no Locust ( Schistocerca Americana) Circuitos olfatórias (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-01-25T12:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 13 s
Description: Aprenda a realizar gravações multi-unidade extracelulares para caracterizar atividade neural em circuitos olfatórios de Schistocerca americana. Este método permite estudar respostas evocadas por odores em sistemas neurais de insetos.

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Os autores gostariam de agradecer o seguinte para financiar este trabalho: generoso arranque fundos do Departamento de Engenharia Biomédica da Universidade de Washington, um McDonnell Centro para Sistemas de Neurociência concessão, um Office of Naval Research Grant (Grant #: N000141210089) para BR

1. Preparação odor e Entrega <ol><li> Soluções diluídas de odor em óleo mineral, em volume, para atingir o nível desejado de concentração. Armazenar uma mistura de 20 ml de óleo mineral e o odorante num frasco de vidro de 60 ml. Insira duas agulhas de seringa em um tampão de borracha (calibre 19), um a partir da parte inferior e o outro a partir do topo, para proporcionar uma entrada e uma linha de saída. Selar a garrafa de vidro com rolha de borracha e deste anexar um personalizada filtro de carvão activado para a linha de entrada (Figura 1A). </li><li> O filtro de carbono é feito utilizando duas seringas 6 ml. Corte as seringas ao meio e descarte final êmbolo. Preencha cada um dos pedaços restantes com algodão e carvão ativado antes de conectá-los em conjunto, utilizando tubo termorretráctil. </li><li> Ligue a linha de saída da garrafa odor (utilizando tubagem de polietileno, ID 0,86 milímetros) para o tubo de plástico (Nalgene Tubing FEP, ID 5,8 mm), que fornece um fluxo de ar constante através da antena (Figura 1B </strong&gt;). </li><li> Directa carbono-filtrada ar desumidificado (gás portador; caudal, 0,75 L / min) na direcção do locusta, utilizando um tubo de plástico colocados dentro de poucos cm da antena gafanhoto. </li><li> Para a estimulação odor, deslocar um volume constante (0,1 L / min) do espaço de cabeça acima da solução estática odor na garrafa. Isto é conseguido através da injecção de uma quantidade igual de ar desumidificado dentro da garrafa utilizando uma bomba de Pico (WPI, PV-820). Os vapores do frasco odor são dirigidos através da linha de saída de fluxo de ar no tubo (Figura 1B). </li><li> Remover os vapores de odores emitidos pela colocação de um funil de vácuo ~ 10 cm atrás da antena gafanhoto. </li></ol> 2. Preparando Antena Locust para Gravação Sensillum Único <ol><li> Selecione um gafanhoto jovens adultos de ambos os sexos com totalmente crescidas asas, mas antes da fase de acasalamento de uma colônia lotado. Para conter o gafanhoto, primeiro amputar suas pernas. Selar os locais de amputação com adesivo de tecido (Vetbond, 3M). T seguroele gafanhotos para uma câmara projetado utilizando um pequeno pedaço de fita isolante envolto em torno de seu tórax (Figura 2A). </li><li> Sob um microscópio de dissecação, fazer um sulco raso na plataforma de cera (Figura 2A), para a colocação da antena. Coloque a antena no interior da ranhura e estabilizá-lo usando cera batik nas duas extremidades da antena (Figura 2B; uma electrowaxer é utilizado para fundir a cera). </li><li> Inserir um eletrodo de aterramento (fio de prata clorada) no tórax (~ 1 cm de distância da cabeça). Use cera batik tanto o selo do local da incisão e segure o fio terra no lugar (Figura 2A). </li></ol> 3. Gravação Sensillum única para acompanhar Odor evocadas respostas dos neurônios receptores olfativos (ORNs) <ol><li> Coloque a antena locust estabilizado sob um estereomicroscópio (Leica M205C) sobre uma mesa de isolamento de vibrações (TMC) (Figura 3A). Certifique-se de que a base do sensillum gravação é claraly visível (Figura 3B). </li><li> Use um extrator micropipeta (Sutter P-1000) para o fabrico de eléctrodos de vidro (impedância de 3-10 MQ quando preenchidos com a solução salina locust 9, ponta 1-3 um de diâmetro) usando um tubo capilar de vidro de borossilicato (1,2 mm OD, ID 0,69 milímetros). </li><li> Coloque o eléctrodo de vidro num suporte de micropipeta que está anexado a um micromanipulador motorizado (Sutter MP-285). Insira cuidadosamente o eléctrodo na base de uma sensillum (Figura 3B). Note-se que cada sensillum pode conter 3-50 ORNs em gafanhotos 10. </li><li> Amplificar o sinal (10000 vezes) usando um amplificador AC (Grass P-55). Filtrar o sinal entre 0,3-10,0 kHz e adquirir a uma taxa de amostragem de 15 kHz (Figura 3D), utilizando um sistema de aquisição de dados (LabView, cartões de PCI-MIO-16E-4 DAQ; National Instruments). </li></ol> 4. Procedimento Locust Dissecção para o lobo antenal e gravações corpo Cogumelo <ol><li> Siga o restraining procedimentos como descrito na seção 2.1. Posicionar o gafanhoto em uma câmara desenhada de encomenda, como se mostra na Figura 4A e B. </li><li> Para perfundir salina durante e após o procedimento de dissecção, construir uma xícara de cera ao redor da cabeça de gafanhotos. O copo de cera deve começar logo acima das partes da boca, e ultrapassam os olhos compostos que abrangem a região entre a duas antenas, como mostrado na Figura 4C. </li><li> Para permitir que as antenas de passar através do copo de cera, criar pequenos túneis em ambos os lados utilizando plástico (polietileno) tubagem (5 mm de comprimento, 0,86 mm de diâmetro interno). Certifique-se que o tubo plástico pode deslizar através da taça de cera. Este último é conseguido através de uma junta de borracha, que envolve estreitamente o tubo de plástico, mas está ligado à taça de cera (Figura 4C). </li><li> Usando a resina epóxi, anexar a base das antenas para a extremidade inferior do tubo de plástico. Este passo assegura que as antenas são mantidas no lugar, mesmo depois de a envolventecutícula é removido. </li><li> Mantenha o copo cera preenchido com solução salina 9 a partir deste ponto. Começar pela remoção de uma região central rectangular entre as antenas de dois (lado mais comprido do rectângulo alinhada com o eixo ântero-posterior). Subsequentemente, remover cutícula nas regiões vizinhas, sem perturbar os olhos compostos e cutícula na base da antena (Figura 4D). </li><li> Usando uma pinça fina, retire sacos aéreos e corpos de gordura que envolvem o cérebro. No final desta etapa, o cérebro locust deve ser claramente visto (Figura 4D). Note-se que as regiões do cérebro que processam a informação olfactiva (com pigmentação amarela clara) estão situados entre as antenas de dois. </li><li> Em gafanhotos intestino corre abaixo do cérebro e ao longo do comprimento do corpo. Para impedir o movimento do intestino de potencialmente desestabilizar a preparação, puxe o estômago e cortar com uma tesoura fina. Fazer uma pequena incisão no abdómen apenasacima do recto e remover o intestino do intestino posterior, puxando com pinças grosseiras. Para evitar uma fuga de solução salina, amarrar o abdômen imediatamente anterior ao local da incisão com fios de sutura. </li><li> Use uma pequena plataforma feita de um arame fino revestido com uma fina camada de cera para elevar o cérebro e estabilizá-la durante 11 electrofisiologia, como mostrado na Figura 4D. </li><li> O cérebro de insectos é coberta por uma fina bainha de isolamento que tem de ser removido antes da experimentação. Para desheath cérebro, delicadamente espalhar uma pequena quantidade de uma enzima (protease 0,3-,4 mg, Sigma Aldrich) ao longo da superfície do cérebro com uma pinça fina 9. Depois de ~ 5-10 s de aplicação de enzima, lavar o cérebro completamente com solução salina. Usando super-finos fórceps muito aperte suavemente e puxe a bainha e, subsequentemente, rasgá-lo aberto sobre os locais de gravação (AL e MB; mostrado na Figura 4E, F). </li></ol> 5. Gravações multi-unidade do lobo antenal eCorpo Cogumelo <ol><li> Coloque a preparação locust (Figura 5A), sob um estereomicroscópio suspenso de um suporte de lança colocada sobre uma mesa de isolamento de vibrações. </li><li> Manter uma taxa constante de perfusão de solução salina (cerca de 0,04 L / h) durante toda a experiência. Use um fio de prata clorada imerso no copo cheio de cera salina como o eletrodo terra. </li><li> Para gravações PN, use um de 16 canais de silício sonda (NeuroNexus, item # A2x2-tet-3mm-150-150-121-A16, Figura 5B). Antes de cada experiência, galvaniza os eléctrodos de ouro para conseguir impedâncias na gama de 200-300 kW. Usar o circuito mostrado na Figura 7 para a galvanoplastia. </li><li> Posicionar o eléctrodo próximo da superfície do lobo antenal e inseri-lo suavemente para dentro do tecido utilizando um micromanipulador manual (WPI, M3301R) (Figura 5D). </li><li> Avançar o eletrodo em ~ 10 passos jam. Espere 2-3 minutos em cada etapa e avaliar a adquirird qualidade do sinal. Em um local ideal a gravação, sinais extracelulares será apanhada por vários canais de gravação e terá uma relação sinal-para-ruído elevado (SNR&gt; 3-5 vezes o ruído SDs). </li><li> Para gravações de KC, use uma custom-made tetrode fio torcido (Figura 5C; passo-a-passo procedimento de fabricação apresentado na Seção 6). Galvaniza estes eléctrodos como discutido no passo 5.3. Coloque a tetrode sobre a superfície do MB (Figura 5E), como KC somata estão restritas à camada superficial do MB 8. </li><li> Ambos PN e gravações KC podem ser feitas simultaneamente de preparação locust mesma como mostrado esquematicamente na Figura 5A. </li><li> Espere pelo menos 15 minutos depois de encontrar o local de gravação para permitir a estabilização dos eletrodos. </li><li> Adquira todos os sinais extracelulares em 15 KHz, filtro entre 0,3-6 KHz, e amplificar (10.000 vezes) usando um amplificador de 16 canais AC (Biologia Eletrônica Shop; Caltech, em Pasadena, CA) (A Figura 6A, B). </li></ol> 6. Procedimentos para tornar arame trançado para gravações de KC <ol><li> Para criar uma unidade de multi-eletrodo para gravações de KC, use fio de cromo isolados níquel (RO800, 0,0005 filamento &quot;) 8. </li><li> Se oito eletrodos são desejados em seguida, enrole o fio em torno de um pedaço 10-15 cm de comprimento de papelão 4 vezes. As extremidades do cartão pode ser coberto com tubo de plástico para evitar que as arestas de corte do fio. Enquanto embalagem, certifique-se há pouco de folga, mas garantir que o fio não é tenso. Lidar com o fio com cuidado, pois quebra facilmente. </li><li> Bunch os fios juntos no topo da cartolina e usar um pedaço de fita (fita Tempo, T-534-RP) para mantê-los juntos. Corte os fios na outra extremidade. Retire os fios de arame e agrupar os fios no final corte bem usando outro pedaço de fita. </li><li> Usando um título agitador de placas (Thermo Scientific, modelo 4625Q), o vento os fios juntos (~ 72 rev / min para 3min), para formar um fio torcido. A parte inferior das costas gravadas pode ser cortada para a placa de titulação de rotor e a parte superior pode ser preso a um suporte de barra. Durante sinuoso, o fio deve ter pouco de folga, mas não devemos ser tenso. </li><li> Derreta o isolamento juntamente com uma pistola de calor (Weller 6966C) para furar as costas individuais juntos e formar um único fio. 3-4 passagens lentas (3-4 segundos cada) ao longo do comprimento do fio deve ser suficiente para aquecer e fundir os fios juntos. Em seguida, solte o fio a partir do fundo e permitir que ele relaxe. Apare o fio perto das extremidades para remover a fita. </li><li> Insira uma extremidade do fio através de um tubo de vidro de 5-6 cm de comprimento, capilar (OD 1,0 mm, 0,58 mm ID). Desmembrar o fio torcido em uma extremidade com uma pinça fina e remover o revestimento de forma muito breve torching final utilizando uma chama. Esta etapa deve ser feito com cuidado, expondo o fio à chama por muito tempo fará com que os fios derretam e emaranhado. </li><li> Suavemente separar os 8 fios na extremidade de um inflamadoª solda fio cada um separadamente em um soquete IC 8 pinos. Revestir a parte superior do encaixe IC com epoxi para segurar os fios de vidro capilar e no lugar. Também colocar uma pequena gota de epoxy na outra extremidade do capilar para manter o fio no lugar (Figura 5C). </li><li> Finalmente, corte a ponta do fio a um ângulo de 45 graus com o carboneto de tesoura de cerca de 0,5 cm da ponta capilar. </li></ol>

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</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Estímulos sensoriais mais evocar respostas combinatórias que são distribuídos em conjuntos de neurônios. Por isso, a monitorização simultânea de múltiplos neurónios actividade é necessário compreender como estímulo específico informação é representada e processado por circuitos neuronais no cérebro. Aqui, nós demonstramos extracelulares técnicas de multi-unidade de gravação para caracterizar odor evocadas respostas para os três primeiros centros de processamento ao longo da via inseto olfativo. Notamos que as técnicas a...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Eletrofisiologia Equipamento </td></tr><tr><td> AC amplificador </td><td> GRAMA </td><td> Modelo P55 </td><td> para gravações sensillum individuais </td></tr><tr><td> Áudio monitor (modelo 3300) </td><td> Sistemas AM </td><td> 940000 </td><td></td></tr><tr><td> Feito por encomenda de 16 canais pré-amplificador e amplificador </td><td> Cal. Tech. Biologia Eletrônica Loja </td><td></td><td> para gravações de AL e MB </td></tr><tr><td> Unidade de aquisição de dados </td><td> National Instruments </td><td> BNC-2090 </td><td></td></tr><tr><td> Luz de fibra óptica </td><td> WPI </td><td> SI-72-8 </td><td> &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> Fonte de luz 115 V </td><td> WPI </td><td> NOVA </td><td></td></tr><tr><td> Micromanipulador manual </td><td> WPI </td><td> M3301R </td><td> para as gravações do cérebro de gafanhotos </td></tr><tr><td> Stereomicroscope1 em stand boom de </td><td> Leica </td><td> M80 </td><td> para as gravações do cérebro de gafanhotos </td></tr><tr><td> Stereomicroscope2 </td><td> Leica </td><td> M205C </td><td> para gravações sensillum individuais </td></tr><tr><td> Vibração isolamento tabela </td><td> TMC </td><td> 63-500 série </td><td></td></tr><tr><td> Micromanipulador motorizada </td><td> Sutter Instruments </td><td> MP285 / T </td><td></td></tr><tr><td> Osciloscópio </td><td> Tektronix </td><td> TD2014B </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Eletrodos / Ferramentas de construção &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> 16 canais eletrodo </td><td> NeuroNexus </td><td> A2x2-tet-3mm-150-121 </td><td> para as gravações do lobo antenal </td></tr><tr><td> Borosilicato tubos capilares com filamento, ID 0,69 milímetros </td><td> Sutter Instruments </td><td> BF120-69-10 </td><td> para fazer eléctrodos de vidro </td></tr><tr><td> Micropipeta extrator </td><td> Sutter Instruments </td><td> P-1000 </td><td></td></tr><tr><td> Gerador de função </td><td> Multímetro Armazém </td><td> SG1639A </td><td> por excesso de regulamentação eletrodos </td></tr><tr><td> Solução cosmética (não cianeto) </td><td> SIFCO Industries </td><td> NC SPS 5355 </td><td></td></tr><tr><td> Testador de impedância </td><td> BAK Electronics Inc. </td><td> IMP-2 </td><td> por excesso de regulamentação eletrodos </td></tr><tr><td> Comutador rotativo </td><td> Electroswitch </td><td> C7D0123N </td><td> para o ouro-plcionamento eletrodos </td></tr><tr><td> Pulso isolador </td><td> WPI </td><td> A365 </td><td> por excesso de regulamentação eletrodos </td></tr><tr><td> Q porta eletrodo série </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-1091 </td><td></td></tr><tr><td> Fio de prata 0,010 &quot;de diâmetro </td><td> Sistemas AM </td><td> 782500 </td><td> eletrodo terra </td></tr><tr><td> 8 pinos DIP tomada IC </td><td> Digikey </td><td> ED90032-ND </td><td></td></tr><tr><td> Borosilicato tubos capilares com filamento, ID 0,58 milímetros </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-0787 </td><td> construção tetrode trançado </td></tr><tr><td> Pistola de calor </td><td> Weller </td><td> 6966C </td><td></td></tr><tr><td> Rediohm-800 arame </td><td> Kanthal Precision Technologies </td><td> PF002005 </td><td></td></tr><tr><td> Título placa do vibrador </td><td> ThermoCientífico </td><td> 4625Q </td><td> fios de torção </td></tr><tr><td> Carbide tesoura, 4,5 &quot; </td><td> Pesquisa Biomédica Instr </td><td> 25-1000 </td><td> para o corte de fios torcidos tetrode </td></tr><tr><td> Finas pinças de ponto </td><td> HECO </td><td> 91-EF5-SA </td><td> para fios tetrode provocando além </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Entrega odor </td></tr><tr><td> 6 seringa ml </td><td> Kendall </td><td> 1180600777 </td><td> projetado para filtro de carvão ativado </td></tr><tr><td> Brown garrafas odor </td><td> Pescador </td><td> 08-912-165 </td><td></td></tr><tr><td> Carvão vegetal </td><td> <a href="http://BuyActivatedCharcoal.com" target="_blank">BuyActivatedCharcoal.com</a> </td><td> GAC-48C </td><td></td></tr><tr><td> Dessecante </td><td> Drierite </td><td> 23005 </td><td></td></tr><tr><td> Gás Drierite secagem jar </td><td> Fischer Scientific </td><td> 09-204 </td><td></td></tr><tr><td> Dissipadores de calor tubulação </td><td> 3M </td><td> EPS-200 </td><td> preparação odor filtro </td></tr><tr><td> Hipodérmica hub de alumínio agulha, calibre 19 </td><td> Kendall </td><td> 8881-200136 </td><td> para fornecer linhas de entrada e de saída para as garrafas de odor </td></tr><tr><td> Óleo mineral </td><td> Mallinckrodt Chemicals </td><td> 6357-04 </td><td> por diluição odor </td></tr><tr><td> Tubos de plástico Nalgene, 890 FEP </td><td> Thermo Scientific </td><td> 8050-0310 </td><td> para fornecimento de gás portador </td></tr><tr><td> Pneumático picopump </td><td> WPI </td><td> sys-pv820 </td><td> para entrega odor </td></tr><tr><td> Polietileno tubagem ID 0,86 milímetros </td><td> Intramedic </td><td> 427421 </td><td> para o odor garrafa tomada connections e tubos profusão salina </td></tr><tr><td> Rolhas </td><td> Laboratório Pure </td><td> 97041 </td><td> para vedar garrafas de odor </td></tr><tr><td> Fita de tempo </td><td> PDC </td><td> T-534-RP </td><td></td></tr><tr><td> Luer tubulação </td><td> Cole-Parmer </td><td> 30600-66 </td><td></td></tr><tr><td> Tubo de vácuo </td><td> McMaster-Carr </td><td> 5488K66 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Preparação / Dissection </td></tr><tr><td> 100 x 15 mm placa de Petri </td><td> VWR International </td><td> 89000-304 </td><td></td></tr><tr><td> 18 fio de cobre AWG </td><td> Lapp Kabel </td><td> 4510013 </td><td> isolamento do fio é utilizado como juntas de borracha </td></tr><tr><td> 22 AWG conexão encalhado </td><td> AlphaWire </td><td> 1551 </td><td> cérebroplataforma </td></tr><tr><td> Batik cera </td><td> Jacquard </td><td> 7946000 </td><td></td></tr><tr><td> Cera periferia Dental </td><td> Henry Schein-dental </td><td> 6652151 </td><td></td></tr><tr><td> Electrowaxer </td><td> Almore Internacional </td><td> 66000 </td><td></td></tr><tr><td> Epóxi, 5 min </td><td> Permatex </td><td> 84101 </td><td></td></tr><tr><td> Hipodérmica hub de alumínio agulha </td><td> Kendall </td><td> 8881-200136 </td><td></td></tr><tr><td> Protease de Streptomyces griseus </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P5147 </td><td> para desheathing cérebro de gafanhotos </td></tr><tr><td> Fio de sutura não estéril </td><td> Pescador </td><td> NC9087024 </td><td> para amarrar o abdômen após a remoção do intestino </td></tr><tr><td> Vetbond </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td><td> para vedar amlocais putation </td></tr><tr><td> Dumont # 1 pinça (grossa) </td><td> WPI </td><td> 500335 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont n º 5 de titânio fórceps (multa) </td><td> WPI </td><td> 14096 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont # 5SF pinça (super fino) </td><td> WPI </td><td> 500085 </td><td> desheathing cérebro de gafanhotos </td></tr><tr><td> 10 centímetros dissecando tesoura </td><td> WPI </td><td> 14393 </td><td> para a remoção de pernas e asas </td></tr><tr><td> Vannas tesoura (fino) </td><td> WPI </td><td> 500086 </td><td> para a remoção de cutícula, cortar o foregut </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Profusão salina </td></tr><tr><td> Conjunto de extensão com regulador de vazão </td><td> Moore Médica </td><td> 69136 </td><td> para regular o fluxo de solução salina </td></tr><tr><td> IV administração definido comY local de injecção </td><td> Moore Médica </td><td> 73190 </td><td> para regular o fluxo de solução salina </td></tr></tbody></table>

multi-unidade métodos de gravação para caracterizar a atividade neural no locust (<em&gt; schistocerca americana</em&gt;) circuitos olfatórias

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detecção e interpretação de sinais olfativos são críticos para a sobrevivência de muitos organismos. Notavelmente, espécies em filos têm notavelmente semelhantes sistemas olfativos sugerindo que a abordagem biológica para sensoriamento químico foi otimizado ao longo do tempo evolutivo 1. No sistema de insecto olfactivo, odorantes são transduzidas por neurónios receptores olfactivos (ORN) na antena, que convertem a estímulos químicos em trens de potenciais de acção. Entrada sensorial dos ORNs é então enviada para o lobo antenal (AL; uma estrutura análoga ao bulbo olfativo de vertebrados). Na AL, representações neurais para odores assumir a forma de espaço-temporais padrões de disparo distribuídos em conjuntos de neurônios principais (PNs, também referido como neurônios de projeção) 2,3. A saída AL é posteriormente processado por células de Kenyon (KCS) no corpo de cogumelo a jusante (MB), uma estrutura associada com a memória e aprendizagem olfactiva 4,5. Suae, apresentamos as técnicas de gravação eletrofisiológicos para monitorar odor evocadas respostas neurais nesses circuitos olfativos. Em primeiro lugar, apresenta-se um método de gravação única sensillum para estudar as respostas evocadas de odor ao nível das populações de ORNs 6,7. Discute-se o uso de soro fisiológico cheios pipetas de vidro afiados como eletrodos para monitorar as respostas extracelularmente ORN. A seguir, apresentamos um método para monitorar as respostas extracelularmente PN usando um eletrodo de 16 canais comerciais 3. Uma abordagem semelhante, usando uma custom-made tetrode fio de 8 canais torcida é demonstrado para Kenyon célula gravações 8. Nós fornecemos detalhes de nossa montagem experimental e traços representativos presentes de gravação para cada uma destas técnicas.

Respostas evocadas de odor de um único ORN para dois álcoois diferentes são apresentados na Figura 3D. Dependendo do local de gravação (sensilas tipo, a colocação do eléctrodo) com várias unidades gravações podem ser alcançados. Uma forma de onda em bruto extracelular de uma gravação AL é mostrado na Figura 6A. Os potenciais de acção ou picos de amplitudes diferentes provenientes de diferentes PNs pode ser observado neste rastreio de tensão. Embora o lobo an...

Nós demonstramos as variações da técnica de gravação extracelular de multi-unidade para caracterizar odor evocadas respostas nas três primeiras etapas da via olfactiva invertebrado. Estas técnicas podem ser facilmente adaptados para examinar a actividade conjunto de outros sistemas neurais também.

Multi-unidade Métodos de gravação para caracterizar a atividade neural no Locust (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Circuitos olfatórias

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

O objetivo geral deste procedimento é registrar a atividade neural de várias unidades revogada pelo odor dos três primeiros centros de processamento de sinal da via olfativa do inseto. Isso é feito primeiro restringindo um gafanhoto em uma câmara projetada sob medida e estabilizando uma de suas antenas para registros eletrofisiológicos. O segundo passo é fabricar um microeletrodo de vidro e inseri-lo na base de um sol para monitorar as respostas evocadas pelo odor.Ao lado para registrar a atividade neural do cérebro do gafanhoto. Um procedimento de dissecção em várias etapas é seguido para expor o tecido neural, que processa a entrada dos neurônios sensoriais olfativos. A etapa final envolve a colocação apropriada dos feixes de múltiplos eletrodos para registrar a atividade neural do conjunto do lofanhoto e do lóbulo da antena e do corpo do cogumelo.Em última análise, os métodos de registro extracelular demonstrados aqui são usados para caracterizar as respostas evocadas por odor nos três primeiros centros de processamento ao longo da via olfativa do inseto. Embora este método tenha sido usado para caracterizar a resposta neurológica evocada por odor em um sistema olfativo de inver

multi-unit-recording-methods-to-characterize-neural-activity-locust

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Multieletrodo array (MEA) gravações de fornecer um método para o estudo da atividade elétrica de grandes populações de neurônios. Aqui, apresentamos os detalhes de uma preparação MEA para gravar a partir do epitélio do mouse vomeronasal, ao mesmo tempo estimulando o tecido.

Multieletrodo Recordings Matriz do Epitélio Vomeronasal

Inseto sistemas olfativos fornecem oportunidades únicas para a gravação odorant induzida por respostas nas formas de electroantennograms (EAG) e gravações sensillum simples (SSR), que são somadas as respostas de todos os neurônios olfativos receptor (ORNS), localizado na antena e daqueles alojados em individuais sensilla, respectivamente.

Medidas eletrofisiológicas partir de um sistema olfativo Traça

Pistas olfativas mediar muitos comportamentos diferentes em insetos, e muitas vezes são misturas complexas compostas de dezenas a centenas de compostos voláteis. Utilizando cromatografia em fase gasosa com multi-canais de gravação no lobo antenal inseto, descreve-se um método para a identificação de compostos bioactivos.

Identificação de voláteis olfativas utilizando cromatografia gasosa-Multi-unidade Gravações (GCMR) no lobo antenal Inseto

Este artigo descreve a barata ventral do nervo espinhal dissecção e gravações extracelular do nervo Cercal e conectivos. Respostas evocadas são gerados por estimulação elétrica do nervo Cercal ou estimulação mecânica direta da Cerci.

Neural Circuit gravação de um Sistema Nervoso Barata Intacta

Implantar matrizes organizados de microfios para utilização em gravações eletrofisiológicas unitárias apresenta uma série de desafios técnicos. Métodos para a realização desta técnica e os equipamentos necessários são descritos. Além disso, discute-se o uso benéfico de matrizes microfios organizados para gravar a partir de sub-regiões neurais distintos, com alta seletividade espacial.

Um Procedimento para Implantação de Arrays organizado de microfios para gravações a única unidade em Awake, comportando-se Animais

Gravações de longo prazo simultâneos extracelulares de duas neuropiles cerebrais diferentes ou dois setores anatômicas diferentes foram estabelecidos em abelhas. Essas gravações permitem a investigação de aspectos temporais de processamento neuronal em diferentes áreas do cérebro, no único neurônio, bem como a nível conjunto em um animal se comportar.

Gravações simultâneas de longo prazo em dois estágios de processamento neuronal em comportar abelhas

A análise das propriedades fisiológicas dos neurônios sensoriais olfativos ainda enfrenta limitações técnicas. Aqui, nós os registramos por meio de patch-clamp perfurado em uma preparação intacta do epitélio olfatório em camundongos direcionados ao gene. Esta técnica permite a caracterização das propriedades da membrana e respostas a ligantes específicos de neurônios que expressam receptores olfativos definidos.

Perfurado gravação patch-clamp de rato Olfactory neurônios sensoriais na Intact neuroepitélio: Análise Funcional do Neurônios Expressando uma Odorant Receptor Identificados

Apresentamos três novos métodos para estudar codificação gustativa . Usando um animal simples, a traça Manduca sexta ( Manduca ) , descrevemos um protocolo de dissecção, o uso de tetrodos extracelulares para registrar a atividade de múltiplos neurônios receptores gustativos e um sistema para fornecer e monitorar pulsos precisamente cronometrados de saborizantes.

Novos Métodos para Estudar Codificação Gustatória

Este artigo descreve um protocolo detalhado e altamente eficaz para gravações de único sensillum do basiconica de sensilas sobre os palpos de peças bucais de insetos.

Único Sensillum gravações para Locust palpo sensilas Basiconica

O registro multi-unitular extracelular do nervo olfativo é um método sensível, robusto e reprodutível para avaliar a sensibilidade olfativa em peixes marinhos. Registra entrada sensorial primária e é independente da salinidade externa.

Gravação multi-unitular extracelular do nervo olfativo dos teleóstos

Apresentamos um método para a estimulação química flexível e multimodal e registro da atividade neural simultânea de muitos vermes Caenorhabditis elegans . Esse método usa microfluídica, hardware e software de código aberto e análise automatizada supervisionada de dados para permitir a medição de fenômenos neuronais como adaptação, inibição temporal e crosstalk de estímulos.

Estimulação Multimodal Automatizada e Gravação Neuronal Simultânea de Múltiplos Pequenos Organismos

Aprenda a realizar gravações multi-unidade extracelulares para caracterizar atividade neural em circuitos olfatórios de Schistocerca americana. Este método permite estudar respostas evocadas por odores em sistemas neurais de insetos.

Multi-unidade Métodos de gravação para caracterizar a atividade neural no Locust (

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