Name: rodent id methods for accurate records
Uploaded: 2015-07-17T17:24:54.000Z
Duration: 14 min 12 s
Channel: JoVE

此处描述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经机构动物护理和使用委员会（IACUC）批准。所有操作必须遵守“3R”原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），并由经过培训的人员执行。
1. 尾部纹身
尾部纹身无需抓取动物即可轻松读取。
<img alt="组织工程实验，3D打印装置，再生医学研究，实验室流程。" src="/files/ftp_upload/10182/10182fig1v2.jpg" data-altupdatedat="1784001604000" data-alt="图1"> 
图1. 成年小鼠尾部纹身标记
<ol>
	<li>根据制造商的说明准备纹身设备。只需少量墨水。白化小鼠或大鼠应使用黑色染料，有色小鼠或大鼠应使用绿色染料。</li>
	<li>准备动物以进行识别。 
	注意：为尽量减少动物的恐惧或痛苦，尾部纹身应在操作室中进行，而非在动物饲养区域进行。
	<ol>
		<li>适当固定动物以进行纹身，使其移动最小化。</li>
		<li>断奶期大鼠使用带缺口的塑料杯进行固定，将杯口固定在纹身平台的螺栓下，尾巴从缺口处伸出。</li>
		<li>成年小鼠可通过杯式固定器进行固定，将尾巴从开口处拉直，并通过平台或其他装置固定杯缘。</li>
		<li>用棉签蘸取少量稀释的组织清洁剂清洁尾巴。成年大鼠尾巴上通常有鳞屑和污物积聚，在纹身前必须清除。用肥皂和水擦洗尾巴可去除大部分污垢和碎屑。在继续操作前将尾巴充分擦干。</li>
		<li>在纹身前立即用棉签将组织油涂抹于皮肤上。组织油可软化皮肤并润滑纹身针，从而减少组织损伤。此外，油剂还能溶解清洁过程中未去除的污垢，并防止墨水沾染非纹身区域的皮肤。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>实施纹身。
	<ol>
		<li>在机器关闭的情况下，将针尖浸入色素中。</li>
		<li>踩下脚踏板启动设备，将针尖移至纹身部位。</li>
		<li>沿一个方向进行短而均匀的划动。数字和字母应以分段方式纹制，尽可能减少角度和曲线。</li>
		<li>针头需足够深入真皮层，以实现色素的永久沉积。激活针头时声音的变化有助于判断刺入深度。</li>
		<li>针头应以90o角接触皮肤，以确保色素充分沉积。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>纹身后清洁与护理
	<ol>
		<li>用纸巾轻压（切勿擦拭）已完成的纹身，吸除多余色素。</li>
		<li>若纹身部位或纸巾上出现血液，表明纹身过深，因此可能无法持久。</li>
		<li>对纹身字符中较淡的区域补充色素进行加固。加固时，新色素应平行于但不覆盖已沉积的色素区域。</li>
		<li>补充色素时，每为两只小鼠或每只为一只大鼠纹制两个字符后，均需将针尖重新浸入染料储存处。</li>
		<li>导致纹身褪色的原因包括：色素用量不足、纹身过浅或过深、针头与皮肤角度不当、使用钝针或弯针，以及操作速度过快。</li>
		<li>每次使用后，应根据制造商的说明彻底清洁纹身设备。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 新生幼崽脚趾纹身标记
实验方案可能要求在出生后第一天即对新生幼崽进行基因分型，因此必须对这些幼崽进行永久性标识。脚趾纹身法可使动物在足够大以进行耳标或耳缘打孔前持续被识别。
<img alt="啮齿类动物尾部取样操作；戴手套的手、组织样本采集、实验室实验。" src="/files/ftp_upload/10182/10182fig2v2.jpg" data-altupdatedat="1784001604000" data-alt="图 2"> 
图 2. 对新生小鼠进行纹身时正确的固定技术。采血针尖端带有绿色染料。
<ol>
	<li>固定未断奶的幼崽。
	<ol>
		<li>将新生幼崽用手掌托住，置于纱布垫上。将幼崽的脚置于拇指与食指弯曲处之间，以暴露需要纹身的脚趾或多个脚趾。</li>
		<li>握持脚部时应靠近脚趾，使脚趾后方有稳固支撑，防止其弯曲移位。</li>
		<li>摆放脚部位置时，切勿过度扭转腿部。幼崽在被固定时可能会扭动，但通常不会发出叫声。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>准备器械。
	<ol>
		<li>选用一支4.5 mm的Goldenrod动物采血针。</li>
		<li>在非多孔表面上取少量绿色纹身膏；铝箔是理想的承载材料。</li>
		<li>仅将采血针的尖端浸入纹身膏中。</li>
		<li>使用极少量的纹身膏即可。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>实施纹身。
	<ol>
		<li>根据编号规则，用Goldenrod采血针刺入目标脚趾。</li>
		<li>刺破皮肤，使纹身膏进入皮内，形成标记。</li>
		<li>在同一位置重复穿刺三次，以确保充分渗透。</li>
		<li>避免刺入过深导致脚趾出血；出血可能导致纹身颜色变淡。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>纹身后清理与护理
	<ol>
		<li>用吸水纸巾或毛巾轻轻按压穿刺部位，去除多余纹身膏。</li>
		<li>不要试图清洁脚部或身体其他部位残留的纹身膏。</li>
		<li>将动物放回笼中。</li>
		<li>若对哺乳期幼崽进行纹身，建议同时对母鼠进行纹身。此举可防止母鼠因幼崽身上的纹身膏而产生过度反应，从而避免过度舔舐纹身部位。</li>
		<li>每窝幼崽应使用新的采血针。</li>
		<li>应在操作次日检查纹身效果。若斑点颜色过淡或不可见，应重新纹身。若纹身后次日斑点清晰可见，则该标记应可终生保持可见。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 成年大鼠和小鼠的脚趾纹身标记
对一窝新生幼崽进行纹身标记时，建议同时对母鼠进行纹身，以避免幼崽身上的纹身膏对其而言成为异物而引起排斥。
<ol>
	<li>动物固定。
	<ol>
		<li>使用塑料锥形固定器或允许接触后足的有机玻璃固定装置来固定动物。</li>
		<li>将动物的足部从固定装置中伸出。</li>
		<li>将足部置于拇指与食指弯曲处之间，以暴露需要纹身的脚趾或多个脚趾。</li>
		<li>握持足部时应靠近脚趾，使脚趾后方有坚实的支撑面，防止脚趾弯曲移位。</li>
		<li>摆放足部时避免过度扭转腿部。成年动物在被固定时可能会试图收回足部。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>准备设备。
	<ol>
		<li>选择一支5 mm的Goldenrod动物采血针。</li>
		<li>在非多孔表面上放置少量绿色纹身膏；铝箔是良好的选择。</li>
		<li>仅将采血针的尖端浸入纹身膏中。</li>
		<li>仅使用少量纹身膏。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>实施纹身。
	<ol>
		<li>根据编号规则，使用Goldenrod采血针刺入目标脚趾。</li>
		<li>刺破皮肤，使纹身膏进入皮内，形成标记。</li>
		<li>在同一位置重复穿刺三次，以确保充分渗透。</li>
		<li>避免穿刺过深导致脚趾出血；这可能导致纹身颜色变淡。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>纹身后清理与护理
	<ol>
		<li>用吸水纸巾或毛巾轻轻按压穿刺部位，去除多余的纹身膏。</li>
		<li>不要试图清洁足部或身体其他部位的多余纹身膏。</li>
		<li>将动物放回笼中。</li>
		<li>每只动物必须使用新的采血针。</li>
		<li>应在操作后第二天检查纹身效果。若斑点颜色过淡或不可见，应重新进行纹身。若纹身后第二天斑点清晰可见，则该标记应可终生保持可见。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. 微型芯片植入
植入RFID芯片是用于动物识别的常用方法。
<ol>
	<li>将微芯片装入植入器，或选择预装好的注射器。</li>
	<li>使用允许抓握肩部皮肤的有机玻璃固定管固定实验动物。</li>
	<li>提起皮肤，形成一个皮下袋。</li>
	<li>将针头刺入皮肤，针尖斜面朝上，与脊柱平行，并朝向尾部方向推进。</li>
	<li>将微芯片皮下注射至皮下袋内。</li>
	<li>拔出针头，并在注射部位捏紧皮肤以闭合穿刺点，防止微芯片随针头带出体外。持续施加压力以止血，防止皮肤出血。</li>
	<li>将动物从固定装置中取出，并用扫描仪读取芯片，确认识别编码。</li>
</ol>
<img alt="动物实验装置，通过夹住小鼠尾巴进行识别；用于基因或行为学研究的准备。" src="/files/ftp_upload/10182/10182fig3v2.jpg" data-altupdatedat="1784001604000" data-alt="图 3"> 
图 3. 成年大鼠体内微芯片的植入位置。
5. 小鼠的临时标识
非毒性染料和动物标记物可用于小鼠的临时识别。
<ol>
	<li>固定小鼠，使其肩胛骨之间的区域暴露，以便在毛发上做标记。</li>
	<li>在此区域的毛发上使用标记笔、斑点或条纹状染料进行标记。该区域的选择有助于防止动物在理毛过程中清除标记。</li>
	<li>若将标记作为唯一识别方式使用超过数天，需定期检查标记是否仍清晰可见。</li>
	<li>尾部也可用于短期标记，但动物在理毛时可能会清除尾部的标记。</li>
</ol>
6. 大鼠的临时标识
<ol>
	<li>固定大鼠，使其标记区域易于接触。在某些情况下，若仅需标记条纹或点，则无需固定动物，可让其在笼内自由活动。</li>
	<li>通常通过抓住尾巴并拉直以进行手动固定，从而完成个体标识。</li>
	<li>对于难以控制的动物，可使用吸入性麻醉剂进行暂时性固定。</li>
	<li>若采用此方法作为持续数天以上的唯一标识方式，应定期检查标记情况。</li>
</ol>
 
关键术语与定义 
尾部纹身在许多研究方案中具有显著优势。对于需要进行磁共振成像（MRI）的小动物，或具有溃疡性皮炎遗传倾向的动物而言，尾部纹身是一种理想的身份识别方式。在无需保定动物的情况下，通过观察尾部纹身即可快速识别笼内个体，操作简便且易于观察。然而，该技术需要熟练的技巧、反复练习以及稳定的操作手法，同时还需要专用设备。 
某些实验方案可能要求在出生后第一天即对新生仔鼠进行基因分型，因此必须对这些幼鼠实施永久性标识。在这一早期阶段，耳廓尚未发育完全，无法佩戴耳标，也不适合进行耳缘打孔。过去，研究人员常采用剪趾编码的方式来识别新生仔鼠，但这种方法对幼鼠及其母鼠均造成较大应激，已被视为不符合动物福利要求。采用足趾纹身技术，可在幼鼠成长至适合佩戴耳标或进行耳缘打孔之前，实现长期、稳定的个体识别。 
尽管植入微型芯片的操作过程相对简单，但在小鼠身份识别应用中仍存在若干限制因素。无菌微芯片的尺寸约相当于一粒较大的米粒，需使用10至12号针头进行植入，对于小鼠而言体积较大。此外，微芯片本身及配套读取设备的成本较高，而小鼠寿命较短、使用数量通常较多，使得该方法在经济上难以普及。对于计划接受MRI成像的动物，体内不可含有任何植入物。然而，若存在一组具有重要价值、需长期标识的动物，则可考虑使用微芯片进行识别。 
对于仅需数小时或数天内识别动物的急性实验，无需采用永久性标识方法。目前已有专用于动物毛发染色的无毒标记剂，提供多种颜色选择，其着色效果可持续数周。这些标记剂也可与其他标识方法联合使用，便于在群体中快速识别特定个体。
本视频将帮助您解答的问题 
在选择合适的鉴定方法时，必须仔细考虑多种因素。每种技术都有其优缺点，需结合实验需求进行权衡。尽管成本需与其他因素一并考量，但技术操作的简便性以及对动物造成的不适程度应作为主要考虑因素。

啮齿类动物鉴定 ii

来源：Kay Stewart，RVT，RLATG，CMAR；Valerie A. Schroeder，RVT，RLATG。印第安纳州，圣母大学
必须准确维护动物记录，以确保数据收集的正确性。记录内容从笼具标签信息的管理，到包含每只动物所有相关信息的详细数据库不等。动物记录管理的主要组成部分是对实验动物进行个体识别。目前有多种适用于小鼠和大鼠的识别方法。本视频介绍了纹身标记、微芯片植入以及临时性识别方法的操作技术，并探讨了每种方法的优势。

啮齿类动物鉴定 II

来源：Kay Stewart，RVT，RLATG，CMAR；Valerie A. Schroeder，RVT，RLATG。印第安纳州，圣母大学  
动物记录必须准确维护，以……

准确识别个体实验动物是科学研究中记录与数据收集的基本环节。区分不同动物可确保在实验操作中使用正确的受试对象。 
首先，必须将动物正确分配至各自的笼具中，并将雄性和雌性啮齿类动物分笼饲养。&#160; 
为此，笼卡应清晰记录动物编号、性别、品系及实验方案等识别信息，且须符合机构批准的IACUC指南。 
为实现准确识别，目前采用多种方法，包括成年啮齿类动物尾部纹身、新生仔鼠脚趾纹身、成年动物脚趾纹身、常用于成年大鼠的皮下微芯片植入，以及使用无毒染料进行临时标记。 
在深入介绍这些方法的操作流程前，我们先回顾每种技术的关键考虑因素、优势与局限性。&#160; 
尾部纹身在许多研究方案中具有优势，例如涉及MRI成像的实验，或动物存在遗传性皮肤疾病（如溃疡性皮炎）的研究。&#160; 
尾部纹身的另一优势在于无需手动固定动物即可清晰观察。 
某些实验方案要求在出生第一天即对新生仔鼠进行基因分型，因此必须对这些幼鼠进行永久性标记。脚趾纹身可使动物在足够大以进行耳标或耳孔标记前保持可识别状态。 
尽管该方法具有优势，但其实施需要经过培训的人员、适当的设备和技术熟练度，同时需尽量减少组织损伤和动物不适。 
下一种永久性识别方法是微芯片植入。虽然微芯片植入操作相对简便，但其应用受到若干因素限制。 
微芯片成本较高，因此不适合用于大量动物的识别。此外，微芯片不能用于涉及MRI的实验。&#160; 
然而，若需对具有独特遗传背景的珍贵动物（如种鼠）进行永久识别，则可采用微芯片。 
最后一种方法是使用无毒标记物进行临时识别。这些无毒标记物专用于为实验动物的毛发着色。&#160; 
该方法适用于仅需数小时或数天识别的短期研究，尽管染料的可见性可持续数周。&#160; 
部分研究人员将此类标记与其他识别方法结合使用，以便在群体中快速识别特定动物，从而减少抓取操作。 
我们首先介绍尾部纹身操作。本演示以成年小鼠为例，但相同步骤亦适用于断奶期及成年大鼠。 
为尽量减少动物的紧张或应激，尾部纹身应在操作间内进行。&#160; 
在实施纹身前，需固定小鼠。为降低应激，可根据机构指南在麻醉状态下进行操作。&#160; 
接下来，用棉签蘸取少量稀释的组织清洁剂清洁尾部。此步骤至关重要，可清除可能干扰纹身效果的鳞屑和碎屑。 
随后，用另一棉签将组织油涂抹于尾部皮肤。这可通过软化皮肤并为纹身针提供润滑，从而减少组织损伤。&#160; 
此外，组织油可溶解清洁过程未能去除的污垢，并防止墨水在非纹身区域皮肤上染色。此时即可开始纹身操作。 
在设备关闭状态下，将纹身针（可为采血针或皮下注射针）尖端浸入色素中。&#160; 
接着，通过脚踏开关启动设备，将纹身工具置于尾部，并将针尖对准纹身部位。&#160; 
以90度角接触皮肤，并深入真皮层，确保色素永久沉积。激活针头时声音的变化有助于判断穿刺深度。&#160; 
以单一方向进行短而均匀的划动，形成数字和字母。纹身时应尽量减少曲线和角度。 
为补充色素，每为小鼠标记一至两个字符或每为大鼠标记一个字符后，需将针尖重新浸入染料储存器中。&#160; 
纹身完成后，用纸巾轻拍以去除多余色素。&#160; 
若纹身部位或纸巾上出现血液，表明穿刺过深，可能导致纹身无法持久。&#160; 
通过将针尖平行于（而非覆盖在）已沉积的色素上进行补充着色，可增强浅淡字符的显色效果。&#160; 
每次使用后应彻底清洁纹身设备，且不同笼具间须使用新的或已灭菌的针头及新鲜墨水，以防止疾病传播。 
接下来介绍新生仔鼠和成年动物的脚趾纹身操作。本演示以小鼠为例，但相同步骤亦适用于大鼠。 
该操作必须由经过培训的人员根据机构批准的方案进行。&#160; 
新生仔鼠通常在脚趾上进行纹身，因其尾椎尚未骨化，且尾部过短。 
此外，随着尾部生长，皮肤会被拉伸，导致数字变形、模糊或无法辨认。 
首先，在铝箔等非多孔表面放置少量绿色纹身膏。 
接着，用纱布包裹未断奶的幼鼠。&#160; 
将幼鼠足部置于拇指与食指弯曲处之间，以暴露待纹身的脚趾。&#160; 
握持足部时应靠近脚趾，使待标记脚趾有坚实支撑，防止其弯曲。 
现在，将4.5 mm采血针尖端浸入纹身膏中。&#160; 
然后，根据预设编码刺入目标脚趾。为确保充分渗透，需在同一位置刺入三次。&#160; 
穿刺深度应足以使膏体留下印记，但避免过深导致脚趾出血。&#160; 
用纱布轻轻擦拭新纹身以去除多余膏体，随后将动物放回笼中。&#160; 
下一窝幼鼠应使用新的采血针。操作后一天需确认纹身是否可见。 
对成年动物进行脚趾纹身时，同样首先在铝箔上放置少量绿色纹身膏。&#160; 
然后，根据机构批准的操作指南，以最短必要时间固定动物以减少应激。&#160; 
从固定装置中伸出足部，并将其置于拇指与食指弯曲处之间，以暴露待纹身的脚趾。 
现在，将采血针尖端浸入纹身膏中。&#160; 
通过至少三次刺入和穿刺目标脚趾皮肤完成纹身，以确保充分渗透。&#160; 
接着，轻轻擦拭纹身以去除多余膏体，并将动物放回笼中。&#160; 
与新生仔鼠相同，操作后一天需验证纹身。若纹身在操作次日仍可见，则应可终身保持清晰。&#160; 
若纹身模糊或不可见，则需按前述方法重新操作。 
下一种识别方法涉及将微芯片植入啮齿类动物。&#160; 
常用于标记实验动物的芯片为射频识别（RFID）芯片。通常，芯片已预装于针头或套管中，可直接装入施用器。 
进行芯片植入时，使用固定装置固定动物，确保仍能抓握肩部皮肤。 
啮齿类动物的微芯片植入通常无需麻醉；但应根据动物福利、操作难度及机构批准的指南，考虑是否使用麻醉或镇痛剂。 
&#160;首先，提起皮肤形成皮袋。然后将针头斜面向上，平行于脊柱并朝向尾部方向刺入皮肤。&#160; 
将微芯片皮下释放后退出针头。&#160; 
在注射部位捏紧皮肤，防止芯片随针头退出。&#160; 
持续施压以实现任何皮肤出血的止血。&#160; 
将动物从固定装置中取出，并使用制造商提供的读取器扫描芯片，以确认识别代码。 
另一种方法是为啮齿类动物施加临时染料以进行识别。&#160; 
首先固定动物，使其肩胛骨之间的区域可接触。该部位可避免动物自我理毛。&#160; 
在此区域的毛发上涂抹染料斑点或条纹，并将动物放回笼中。 
对于大鼠，需手动固定动物，以确保染料施用区域（如头部、肩部或臀部）易于接触。&#160; 
在毛发上涂抹染料斑点或条纹。&#160; 
有时可在不固定动物的情况下施加无毒染料。 
综上所述，应根据实验需求、动物最小不适及符合机构批准的IACUC指南，选择合适的啮齿类动物识别方法。 
在了解了这些不同识别方法的操作流程后，我们来看看当今科学家如何在不同研究中应用这些技术。 
啮齿类动物在行为学实验中的使用较为普遍。在此研究中，研究人员采用尾部纹身对动物进行永久标记，随后在人工构建的笼内环境中连续观察数天。收集的数据揭示了对照组与实验组动物在术后10天内的行为差异，如移动距离。 
在另一项行为学实验中，研究人员对新生仔鼠进行脚趾纹身，并将其置于配备特殊麦克风的记录箱中，以记录超声波发声。该实验旨在比较野生型小鼠与Shank2缺陷小鼠（一种自闭症模型）在12天新生儿期及成年期的叫声频率（即每分钟发声次数）差异。 
最后，如前所述，使用无毒染料是短期实验中高效标记动物的方法。在此研究中，科学家关注血浆蛋白的瞬时表达，因此使用临时标记物标记动物，静脉注射质粒DNA，并在两天后采集血液样本，通过Western blot技术检测蛋白表达。 
您刚刚观看了JoVE关于实验室小鼠和大鼠的纹身、微芯片植入及临时识别方法的介绍。动物识别是科研记录管理的基本组成部分。 
因此，在选择合适的识别方法时，必须综合考虑多种因素，包括动物的不适程度、技术的简便性、实验需求以及方法相关的成本。

Education

教育

JoVE Science Education

Basic Biology

基础生物学

Lab Animal Research

实验动物研究

Rodents

啮齿类动物

Rodent Identification II

啮齿动物鉴定 (2)

rodent id methods for accurate records

Accurate rodent identification supports reliable animal records and data collection. Research animal records may include simple cage cards or a detailed database with full information on each animal. Individual identification is the key part of keeping those records correct.

Mice and rats can be identified by several methods. These include tattooing, microchip placement, and temporary identification methods. Each method serves a different need in research animal management.

The procedure also compares the benefits of each identification option. Tattooing and microchips provide lasting identification, while temporary marks are useful when short-term labeling is needed. Choosing the right method helps match the recordkeeping system to the animal and the study.

Rodent ID Methods for Accurate Records

rodent handling and restraint techniques

Minimizing Stress in Mouse and Rat Handling

Mouse and rat handling can create stress, even when the procedure is brief. Cage changing and other noninvasive tasks can raise heart rate, blood pressure, and serum corticosterone levels. These changes may last for several hours. Restraint for injections and blood withdrawal can also affect the animals and may influence scientific data. Because of this, proper training is needed when working with mice and rats. The goal is to reduce the effect of handling on the animals as much as possible. <br...

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Research mice and rats need careful housing, feeding, and handling. These animals make up over 90% of the animals used for biomedical research, so their care can strongly affect experiment results. Both immunocompetent animals, which have a normal immune response, and immunocompromised animals need proper support during studies. Some research animals have weakened immune systems and need extra steps to stay healthy. Common examples include naturally occurring immunocompromised mice and mice...

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Mouse and rat breeding methods are used in biomedical research to supply animals for laboratory studies. Many research facilities buy mice from commercial breeders, but some also breed mice and rats in-house. In-house breeding can reduce costs and give researchers more options for their studies. Breeding animals in the facility also lets researchers manage genetics and timing. They can plan pregnancies to match research needs and work with embryos and newborns when needed. Mice and rats can be...

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Mice and Rats: Ear Tags and Punch Codes

Proper identification of laboratory mice and rats is important in biomedical research. The right animal must be used for each procedure and for data collection. Clear identification helps keep research records accurate and reliable. This page focuses on permanent identification methods for mice and rats. These methods include ear tags, ear punch codes, microchip implantation, tail tattoos for adult mice, and toe tattoos for neonates. Temporary methods such as dyes and marking pens can also be...

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Rodent Injection Routes and Restraint

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compound administration ii

Choosing the Right Route for Compound Delivery

Compound delivery is a key part of many animal studies. The route used to give the compound can change how it is absorbed. Careful planning helps make sure the compound is delivered correctly. The substance itself also matters when a route is chosen. Its pH, viscosity, and concentration can all affect which method is best. These properties help guide the choice of administration route in a study.

compound administration iii

Specialized Injection Routes in Mice and Rats

Specialized injection routes in mice and rats are sometimes used when standard compound administration methods are not enough. Some study protocols call for less common routes such as intradermal, intranasal, and intracranial injections. These methods are used in laboratory animals and require careful technique. Intradermal injections place a compound into the skin. Intranasal injections deliver a compound through the nose. Intracranial injections are given into the brain. Because these...

compound administration iv

Specialized Injection Routes in Rodents

Specialized injection routes in laboratory mice and rats include intracardiac, footpad, and retro-orbital administration. These methods are used when a protocol calls for a route that is less common than standard compound delivery methods. Each route requires specialized training to perform correctly. Intracardiac injections deliver into the heart, footpad injections target the paw area, and retro-orbital injections are given around the eye region. Because these procedures are more technical,...

blood withdrawal i

Rodent Blood Collection Methods

Blood collection in mice and rats is a common part of research studies. The method used depends on how much blood is needed, how often samples must be taken, the animal's health, and the technician's skill level. This topic includes three blood withdrawal methods: retro-orbital sinus bleeds, initial tail snip bleeds, and intracardiac bleeds. Each method requires general anesthesia, which means the animal is made unconscious before the procedure begins.

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Rodent Blood Sampling Methods

Blood collection from mice and rats can be done with several methods. The choice depends on the restraint needed, how invasive the procedure is, and whether a general anesthetic is required. These factors help determine which method is best for a given analysis. One older method uses the retro-orbital sinus cavity, which is located behind the eye. This approach has been debated because it may cause tissue damage or even blindness. For that reason, facial vein and submandibular vein bleeding...

anesthesia induction and maintenance

Laboratory Anesthesia and Pain Control

Laboratory anesthesia and pain control are important parts of veterinary care for research animals. The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals says that pain assessment and pain relief must be part of that care. Anesthesia means the loss of feeling or sensation.

considerations for rodent surgery 

Aseptic Steps in Rodent Survival Surgery

Aseptic technique is essential for rodent survival surgery. It is used to keep the surgical site as clean as possible and to reduce contamination during the procedure. This approach includes patient preparation, surgeon preparation, and sterilization of instruments and other supplies. It also depends on a clean, controlled environment. Careful planning before surgery helps set up these steps for success. During the operation, animals need close monitoring. After the surgery, postoperative...

diagnostic necropsy and tissue harvest

Rat Necropsy for Tissue Collection

Rat necropsy is a key step for collecting organs and tissues at the end of many animal studies. These final samples are used for data collection time points and later testing. Because the samples are used for analysis, the way they are taken can affect sample quality. Careful collection methods help preserve the organs and tissues for testing. The method of euthanasia, or the procedure used to humanely end the animal's life, can also affect sample quality. This article outlines proper necropsy...

sterile tissue harvest

Aseptic Organ Collection in Rats and Mice

Aseptic organ collection in rats and mice is used to keep harvested tissues free from contamination. The process is important when tissues will be used for cell and tissue cultures. It also supports later protein and RNA analysis, as well as metabolic profiling of tissues. The transcript connects this work to the 3 R's, which were introduced in 1959 by W.M.S. Russell and R.L. Burch in The Principles of Humane Experimental Technique. The 3 R's are replacement, reduction, and refinement in the...

early intervention and pain management

早期干预与疼痛管理

此处所述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经IACUC批准。所有操作均须遵守3R原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），且必须由经过培训的人员执行。  监测动物疼痛与痛苦的迹象 识别疼痛的早期征象对于符合伦理的动物研究至关重要。通常通过反映动物整体健康状况的行为、生理和物理参数来对动物进行常规监测。这些参数包括体重变化，持续性体重下降或未能维持预期的体重增长可能提示存在疼痛、疾病或慢性应激。体重评估需结合动物自身的基线数据及预期生长模式，而非仅依据单一数值。其他指标还包括筑巢行为，筑巢不良提示可能存在不适；以及水合状态，通常通过皮肤弹性或黏膜外观进行评估。例如，实验操作后停止理毛、体重下降或忽视筑巢的小鼠可能正处于疼痛状态。活动量减少、摄食或饮水模式改变以及社交互动减少等其他表现也提示动物福利受到损害。 使用小鼠面部表情量表评估疼痛 面部表情评分提供了一种更为敏感的疼痛评估方法。小鼠疼痛面容量表（Grimace...

humane euthanasia and confirmation of death in rodents

啮齿类动物的人道安乐死与死亡确认

此处描述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经IACUC批准。所有操作须遵守3R原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），并由经过培训的人员执行。 啮齿类动物的仁慈终点是预先定义的临床、行为或生理指标，用于提示动物正在经历显著的疼痛、痛苦或健康状况下降。当观察到这些体征时，需及时采取干预措施，以最大程度减轻动物痛苦并保障其福利。  化学安乐死 该操作通常通过注射给予过量的批准麻醉剂来开始，具体选择取决于物种和研究方案。注射用麻醉剂（如戊巴比妥钠）可迅速抑制中枢神经系统活性。给药后，动物将失去意识和反射活动。深度麻醉会进一步发展为呼吸抑制，随后心脏和脑功能停止。在诱导前，轻柔操作和适当固定对于最大限度减少动物恐惧和应激至关重要。 吸入剂使用方法 此外，也可使用吸入性麻醉剂实施安乐死。将动物置于受控环境中，通过诱导室或面罩输送麻醉蒸气。诸如异氟烷或七氟烷等试剂可在动物感知疼痛前诱导其失去意识。该方法通过逐步镇静并尽量减少操作，从而降低动物的痛苦。<br...

habituation and positive reinforcement for rodent handling

啮齿类动物操作中的习惯化与正向强化

此处所述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经动物护理和使用委员会（IACUC）批准。所有操作必须遵守“3R”原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），并由经过培训的人员执行。 习惯化和正向强化是有助于减少啮齿类动物在常规操作和实验过程中应激的优化策略。这些方法可改善动物福利，促进动物自愿配合，并减少可能影响研究结果的与应激相关的效应。 习惯化 习惯化是一种非联合型学习形式，指动物对重复出现的无威胁性刺激的反应随时间推移而逐渐减弱。通过反复接触操作人员、操作工具或实验程序环境，啮齿类动物会逐渐熟悉这些原本可能引发恐惧或回避行为的经历。习惯化训练应短暂、一致，并逐步引入，以使动物能够按照自身的节奏适应。 正向强化<br...

breeding management in rodent studies

啮齿类动物研究中的繁殖管理

此处描述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经机构动物护理和使用委员会（IACUC）批准。所有操作须遵守“3R”原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），并由经过培训的人员执行。 繁殖管理通过减少不必要的动物生产，确保仅产生研究所需的动物数量，从而支持“3R”原则。有效的繁殖策略有助于减少过剩动物，提高动物资源的利用效率，同时保证科学目标的实现。 影响繁殖成功率的因素 育种计划应考虑影响种群繁殖效率的品系特异性及生物学变量，包括交配成功率、每窝产仔数、仔鼠存活率、基因型频率、性别分布、生育力以及繁殖寿命。准确预测这些变量有助于研究人员获得所需数量的实验动物，同时避免过度繁殖。 育种计算<br...

transport and acclimatization of rodents for research

实验用啮齿类动物的运输与适应性驯养

此处描述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经动物护理和使用委员会（IACUC）批准。所有操作须遵守“3R”原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），并由经过培训的人员执行。 为科研目的运输啮齿类动物时，需采取相应措施，以尽量减少运输过程中的动物应激并保障动物福利，从而降低对实验结果的干扰。运输笼具应提供充足的通风、垫料、食物以及水合物来源（如凝胶补液包）。小鼠应轻柔操作，放入笼内时避免过度拥挤，以减少应激、攻击行为及受伤风险。笼具应牢固关闭，标明“活体动物”及相关运输信息，并覆盖透气材料，以减少外界刺激，同时确保良好的通风和温度控制。 运输与应激减轻 动物应通过机构指定的路线运输，避免经过公共区域和公共交通系统。公共区域会使动物暴露于过度的噪音、振动、陌生气味、温度波动和人类活动之中，这些因素均可能引发应激反应。运输过程中，应保持笼具直立、水平并固定稳妥，以防止不必要的移动和损伤，从而进一步降低与运输相关的应激。 笼具消毒与动物转移<br...

environmental enrichment for rodents

啮齿类动物的环境富集

此处所述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经IACUC批准。所有操作须遵守3R原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），并由经过培训的人员执行。 环境丰容是指采用各种物品和方法来促进实验啮齿类动物的自然行为，改善其心理福祉，并提升动物福利。环境丰容应根据啮齿类动物的物种、品系、年龄、性别及研究设计进行定制，并依照机构的动物护理规程提供。 小鼠的环境富集 筑巢材料与隧道 对于小鼠而言，筑巢材料是最重要的环境丰富化资源之一。垫料和筑巢材料，如木丝、木屑、撕碎的纸张、纸条或巢垫块，均能强烈激发雄性和雌性小鼠的筑巢行为。筑巢行为还可作为健康和福利状况的重要指标，因为处于应激、患病或热应激状态的小鼠可能无法构建充分的巢穴。在笼内添加藏身处，例如隧道，可为小鼠提供安全的躲藏、休息和探索空间。 环境丰富化区域与啃咬物体<br...

rodents

Learn how mice and rats are identified for research records using tattooing, microchips, and temporary marks, and see why accurate ID supports data collection.

Rodent ID Methods for Accurate Records

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