Name: mice and rats: ear tags and punch codes
Uploaded: 2015-07-17T17:23:57.000Z
Duration: 11 min 9 s
Channel: JoVE

此处描述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经机构动物护理和使用委员会（IACUC）批准。所有操作须遵守“3R”原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），且必须由经过培训的人员执行。
1. 耳缘打孔标记法
耳缘打孔编码已被开发为一种快速且经济的个体动物标记方法。耳缘打孔有三种类型：剪刀式打孔器、拇指式打孔器和杠杆式打孔器。动物的右耳用于表示个位数，左耳用于表示十位数，耳中部用于表示百位数。
<ol>
	<li>固定动物，使其耳朵易于接触。大多数小鼠在断奶时会通过耳标进行个体识别。由于小鼠体型较小且更为脆弱，操作时需轻柔处理。若能让小鼠的后肢置于笼盖或实验台面等表面上，部分小鼠挣扎的可能性会降低。</li>
	<li>确定所需的耳部打孔方式，以对应动物的实验编号或用于笼内个体识别。
	<ol>
		<li>打孔方式可以是切口或圆孔，具体取决于所使用的编码系统。</li>
		<li>当耳部打孔作为辅助识别手段时，通常以耳标上的最后一位数字作为耳孔标识。</li>
		<li>若动物处于短期研究中且笼内群体稳定，可给予连续编号。此方法常用于无耳标的情况。</li>
		</ol>
	</li>
	<li>进行耳部打孔操作。
	<ol>
		<li>制作切口时，将打孔器置于耳廓边缘。</li>
		<li>制作圆孔时，将耳朵放入打孔器中，使打孔器的孔位位于耳廓边缘内侧的预定位置。</li>
		<li>对拇指式或杠杆式打孔器施加压力，或迅速而有力地闭合剪刀式打孔器，以穿透耳部皮肤。</li>
		<li>使用拇指式或杠杆式打孔器时，应轻柔地将其从耳朵上抬起；使用剪刀式打孔器时应打开器械以将其从耳朵上移除。</li>
		<li>避免拉扯或扭转打孔器，以防撕裂耳组织。</li>
		<li>打孔器使用一段时间后会变钝。若打孔器无法完全穿透耳部组织，应松开打孔器并更换新的打孔器，然后在同一位置重新定位并操作。</li>
		</ol>
	</li>
	<li>每次使用后清洁打孔器。
	<ol>
		<li>所有类型的打孔器若经高压灭菌均会变钝。建议使用消毒剂清洗后，再用酒精冲洗，并彻底干燥以防止生锈。</li>
		<li>用于PCR的耳部打孔器通常需在去污染溶液中浸泡3分钟，以去除残留的DNA或RNA。使用前用酒精冲洗并擦干。</li>
		</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="用于实验室研究的小鼠操作，显示使用镊子进行固定的技术。" src="/files/ftp_upload/10189/10189fig1v2.jpg" data-altupdatedat="1784001604000" data-alt="图1"> 
图1. 使用剪刀式打孔器对小鼠进行耳部打孔。
2. 耳标识别
可向制造商定制带有字母和/或数字编码的耳标，以便区分不同小鼠品系或研究人员。耳标可由金属或塑料制成。一些塑料耳标带有二维码，需使用兼容的扫描仪或读取设备才能获取编码信息。与视觉识别方法不同，二维码无法在没有智能手机或专用扫描仪等外部设备的情况下被解读。这种对外部扫描设备的依赖构成了实际限制，因为在某些实验设施环境中，可能无法立即获得合适的设备，从而影响常规操作中的工作效率。
<ol>
	<li>选择适合待标识动物的耳标。耳标制造商提供多种类型的施用器。务必订购与所用耳标特定尺寸和类型相匹配的施用器。</li>
	<li>轻轻从纸板托架上取下耳标，并将其放入施用器中，使带孔的一端对准施用器的凹槽区域。耳标的尖端应与凹槽相对。</li>
	<li>固定动物，使其耳朵易于操作。若动物后肢可置于笼盖或台面等表面，其挣扎的可能性可能更低。</li>
	<li>正确放置耳标位置。
	<ol>
		<li>将耳标的尖端尽可能深入地插入耳廓凹陷处，使耳标编号朝向动物后方。</li>
		<li>若希望耳标编号朝向动物鼻部，应将耳标尖端置于耳廓背面的基部。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>施用耳标。
	<ol>
		<li>用力将施用器完全压紧，耳标将刺穿耳朵并牢固锁合。</li>
		<li>松开施用器，已标记的耳朵便会从施用器中脱出。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="植入脑部装置的小鼠；神经科学实验；动物研究；认知研究。" src="/files/ftp_upload/10189/10189fig2v2.jpg" data-altupdatedat="1784001604000" data-alt="图 2"> 
图 2. 一只耳标正确固定在耳廓上的小鼠。
<ol start="6">
	<li>取下金属耳标。 
	注意：有时金属耳标会引起耳部刺激和肿胀。肿胀和刺激常导致耳廓感染。治疗应包括取下耳标；但在严重刺激或感染的情况下，可能需要对动物进行麻醉。
	<ol>
		<li>用浸有消毒液的棉签清除耳标周围污物。</li>
		<li>使用金属剪从耳标环顶部边缘到边缘横向剪断。不要在平面部分剪切，因为这会挤压耳标、夹伤耳部，并造成进一步损伤。</li>
		<li>剪切时避免施加扭转力，以防撕裂耳部组织。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用止血钳将剪开的耳标两端分开。
	<ol>
		<li>用止血钳轻柔地将耳标从耳中完全抽出。操作时应避免扩大穿孔孔洞，并确保压接端不穿过耳部，以减少创伤。</li>
		<li>耳标移除后，用浸有消毒液的棉签擦拭耳部。</li>
		<li>若耳部有脓性分泌物，可能需要进一步治疗，建议咨询兽医人员进行评估。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
关键术语与定义 
耳标价格低廉且操作简便，因此常用于个体小鼠和大鼠的识别。耳标可定制为一系列数字和/或字母。为特定小鼠/大鼠品系或主要研究者（PI）分配特定编码，有助于记录保存和数据库管理，尤其适用于存在多个品系和多位PI的大型繁育群体。此外，市面上有多种类型的耳标可供选择。金属耳标上的字符为蚀刻而成，虽然清晰，但由于耳标尺寸较小，在操作小鼠时通常需要将其拿起才能读取编码。其他选择包括带有数字和/或字母的彩色塑料耳标，或正面带有条形码的塑料耳标。这两种塑料耳标均允许在不接触动物的情况下读取信息。塑料耳标的另一优势在于其与磁共振成像（MRI）的兼容性。 
耳标在耳部的定位至关重要，不当定位可能导致多种不良后果。耳标必须放置在不会导致耳廓弯曲、妨碍动物活动或钩挂笼具任何部位的位置。若耳标过于靠近耳缘，则容易从耳廓组织上撕脱；若过于靠近头部，则颈部皮肤可能卡入耳标，引起刺激、疼痛及活动受限。这可能导致动物因抓挠耳标而造成自伤，或将耳标从耳部撕下，甚至将足部卡入耳标中。因此，正确的定位和操作技术培训至关重要。 
尽管耳标可为小鼠或大鼠提供个体标识，但其并非绝对可靠。耳标可能因打斗、过度理毛、易感品系的皮炎、感染或自伤行为而丢失。成年大鼠尤其不耐受耳标，常自行将其移除并造成自伤。大鼠更具攻击性的繁殖行为也可能导致耳标从耳廓上被撕下。若小鼠或大鼠采用配对或群养方式，多个个体同时丢失耳标将带来管理困难。为避免此问题，应采用次级识别方式，例如在与耳标相对的耳朵上使用打孔编码，或在尾部或脚趾进行纹身标记。设施应统一规定耳标佩戴耳侧以及另一耳或脚趾所用编码格式。所有编码均应标注于笼位卡片上。 
耳部打孔编码是一种快速简便的识别方法，但该技术存在局限性。常用的编码系统可使用的编号数量有限，通常最多为100至399个。读取耳部打孔编码时，多数动物需通过颈背部抓握固定。打孔组织可同时作为PCR基因分型的样本，从而实现动物识别与基因型采样的同步完成，减少因重复操作给动物带来的应激。 
耳部打孔工具有三种类型：剪刀式打孔器、拇指式打孔器和杠杆式打孔器。尽管三者均有效，但各有优缺点。例如，随着大鼠年龄增长，其耳部皮肤会增厚。因此最好在断奶期对幼年大鼠进行打孔操作。对于需要识别的成年大鼠，应考虑使用吸入麻醉。从人体工程学角度而言，杠杆式打孔器比拇指式更易操作，尤其适用于老年大鼠较厚的耳部组织。然而，这两种打孔器均需手指施加捏合力。剪刀式打孔器无需捏合动作，具有人体工程学优势，可避免腕管综合征相关的疲劳与损伤。相比之下，拇指式打孔器在采集基因分型样本方面更具优势，因其带组织的尖端可直接放入离心管中。具体选用何种打孔器应由操作人员根据任务需求及大鼠年龄决定。 
对于大鼠，尽管金属耳标使用最为广泛，但研究表明其使用可能带来不良后果。佩戴金属耳标数月后，动物可能出现炎症、肿瘤性病变甚至慢性疼痛。若出现不良反应，应立即从耳部移除耳标，并由兽医人员对后续损伤进行检查和必要治疗。 
正确护理和维护打孔器可延长其使用寿命。所有类型的打孔器若经高压灭菌均会变钝，因此建议使用消毒剂清洁后以酒精冲洗。随后必须彻底干燥以防止生锈。若打孔器用于PCR实验，应将其浸泡于可去除残留DNA或RNA的溶液中3分钟。使用前需用酒精冲洗并擦干。 
本视频将帮助您解答的问题 
在选择合适的识别方法时，需综合考虑多种因素。每种技术均有其优缺点，必须结合实验需求进行权衡。尽管成本需与其他因素一并考量，但操作的便捷性及对动物造成的不适程度应作为首要考虑因素。 
耳部打孔/切口法在小鼠和大鼠中广泛应用，因其成本低且操作简便。读取耳部打孔编码时，多数动物需通过颈背部抓握固定。然而，打孔组织可同时作为PCR基因分型样本，实现识别与基因型采样的同步完成，从而减少因重复操作给动物带来的应激。

啮齿类动物识别 i

Rodent Identification I

来源： Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR；Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG。印第安纳州，圣母大学
生物医学研究的一项基本要求是正确识别实验动物。在实验操作和数据采集过程中，必须确保使用正确的动物个体。实验室小鼠和大鼠可通过以下永久性方法进行识别：耳标、耳缘打孔编码、微芯片植入、成年小鼠尾部纹身以及新生小鼠脚趾纹身。对于短期实验，也可使用染料和标记笔等临时标记方法。本视频介绍了对小鼠和大鼠进行耳标和耳缘打孔的技术细节，并探讨了每种方法在不同研究类型中的优势。实施这些识别方法前，需掌握每种动物的基本手动保定技术（详见另一视频）。

啮齿类动物识别 I

来源：Kay Stewart，RVT，RLATG，CMAR；Valerie A. Schroeder，RVT，RLATG。印第安纳州，圣母大学  
生物医学研究的一项基本要求是……

准确识别实验动物对于确保在实验操作中使用正确的动物以及获得可靠的数据收集至关重要。&#160; 
目前存在多种侵入性和非侵入性方法用于识别实验动物；常见的侵入性方法包括耳标和耳缘打孔，这些方法需要机构审批。 
然而，在可行的情况下，优先选择非侵入性方法，因为它们可减少动物的不适并改善动物福利。 
在进行耳缘打孔前，必须了解编码系统、打孔类型及其优缺点。 
耳缘打孔是指在动物外耳（耳廓）上制造孔洞或切口，以实现对动物的唯一标识。&#160; 
许多机构采用经批准的耳孔或耳缺编码系统。&#160; 在常用系统中，右耳上的标记代表个位数，左耳上的标记代表十位数，中央打孔则代表百位数。&#160; 
在这些系统中，通过在指定位置使用单个孔/切口、双切口或其组合来赋予数值。&#160; 
例如，若要将动物编号标记为39，则应在右耳指定位置打一个孔表示30，在左耳指定位置打一个双切口表示9。&#160;    
在分配编码时，应使用最简单的必要图案，尽量减少打孔或切口的数量和大小，以降低组织损伤。强烈建议将切除的组织用于基因分型。&#160; 
市面上有三种类型的耳打孔器：剪刀式打孔器、拇指式打孔器和杠杆式打孔器。每种都有其优缺点。 
拇指式打孔器需要捏压动作，但其体积较小，可放入Eppendorf管中，便于更方便地收集耳组织。&#160; 
从人体工程学角度看，杠杆式打孔器比拇指式更容易使用，尤其适用于耳朵较厚的老年大鼠。&#160; 
剪刀式打孔器不需要捏压动作，因此可避免腕管综合征相关的疲劳和损伤。 
尽管耳缘打孔是一种快速且简单的识别方法，但它也存在局限性，例如识别范围有限以及潜在的动物福利问题，因此不太适用于大规模或注重精细化管理的研究。 
另一个局限性是随着动物年龄增长，耳部皮肤会增厚，若不引起动物明显痛苦则难以完成打孔。 
&#160;因此，最好在幼鼠断奶时进行耳缘打孔。对于需要识别的成年动物，应根据机构批准的指南考虑使用吸入性麻醉。 
在耳缘打孔前，需用消毒液清洁打孔工具，再用酒精冲洗，彻底干燥，并避免高压灭菌。 
首先，通过抓握动物颈背部皮肤固定动物，使其耳朵易于操作。&#160; 
要在耳朵上打孔时，将右耳放入打孔器中，确保孔的位置远离耳廓边缘。 
接着，迅速而有力地施加压力，使剪刀式打孔器快速闭合以穿透皮肤，然后释放压力并将打孔器从耳朵上移开。&#160; 
避免拉扯或扭转打孔器，以防撕裂组织。对于切口操作，将打孔器置于耳廓边缘，快速施加牢固压力，然后打开剪刀将其移除。&#160; 
在将动物放回笼子前，确认已正确打上编码。 
然后用消毒剂清洁打孔器，用酒精冲洗并彻底干燥，以防生锈。 
耳标是另一种用于小鼠和大鼠识别的方法。&#160; 
市面上有多种类型的耳标，包括表面蚀刻有数字和/或字母的金属耳标，以及带有字符或条形码的塑料耳标。 
金属耳标的一个缺点是通常需要拿起动物才能读取编码。相比之下，塑料耳标无需接触动物即可轻松读取。&#160; 
塑料耳标或其他非金属耳标的另一个优点是其与磁共振成像（MRI）的兼容性。虽然耳标可为小鼠或大鼠提供个体标识，但并非绝对可靠。耳标可能因过度理毛、感染、打斗或攻击性繁殖行为而丢失。&#160; 
如果多个动物共用一个笼子，耳标丢失可能会带来麻烦。耳部选择和识别编码应遵循机构批准的规程，所有信息均应清晰记录在笼卡上。 
现在，让我们学习如何安装耳标，因为错误的安装位置可能导致多种不良后果。 
第一步是为待识别动物选择合适的耳标。此处我们将使用金属耳标来演示小鼠的操作过程。请确保订购与所用耳标尺寸和样式相匹配的安装器。&#160; 
轻轻取出耳标并将其正确放入安装器中，使带孔的一端位于安装器的凹槽区域上方，耳标的尖端应与凹槽相对。 
固定动物，使其耳朵易于操作。&#160; 
将耳标置于耳廓下三分之一处，避开耳缘和耳基部。然后用力压紧安装器，耳标将刺穿耳朵并锁紧。&#160; 
松开后，带标的耳朵会自动从安装器中脱出。确认耳标已正确安装到位。&#160; 
所有操作应由经过培训的人员按照批准的IACUC或机构规程进行。标记后应监测动物是否有刺激、肿胀或自残迹象，若出现并发症应及时采取适当措施。 
耳标安装位置必须确保不会导致耳朵弯曲、妨碍动物活动或钩挂笼具任何部位。若耳标安装过于靠近耳缘，则容易被撕裂。&#160; 
为移除耳标，需用蘸有抗菌溶液的棉签清洁耳标周围残留物。在严重感染情况下，应根据机构兽医指导使用麻醉或镇痛药物。&#160; 
然后使用金属剪线钳横向剪断耳标环的顶部边缘。重要的是不要剪切扁平面，否则会导致耳标压缩、夹伤耳朵并造成组织损伤。使用止血钳轻轻引导耳标穿过并退出耳朵。&#160; 
滑动取出耳标时，确保压接端不穿过耳组织，以免造成创伤并扩大穿孔孔径。耳标移除后，用浸有抗菌液的棉签擦拭耳朵，并将动物放回笼中。 
所有操作应由经过培训的人员依据批准的机构规程执行，以最大程度减少动物应激。 
若耳朵出现脓性分泌物，可能需要后续治疗，建议咨询兽医人员进行评估。移除塑料耳标时也应采取相同的预防措施。 
让我们回顾一些耳标和耳缘打孔可能有用的研究实验。使用耳缘打孔编码的一个主要优势是，打下的组织可同时作为基因分型的样本，从而减少因重复操作给动物带来的应激。&#160; &#160; &#160; &#160;    
然而，如果你计划将打下的组织用于PCR样本采集，请记住在使用前应先将器械浸泡于表面去污溶液中以去除残留的DNA或RNA，随后按机构批准的规程进行适当冲洗。&#160; 
当实验持续数天以上时，识别技术的重要性进一步凸显。例如，在本实验中，科研人员首先使用金属耳标对动物进行标记，随后向坐骨神经注射表达荧光素酶蛋白的转基因肿瘤细胞悬液。&#160; 
接下来，为了量化癌症进展，他们在注射后第1天、第10天和第18天利用生物发光成像技术对动物进行成像。&#160; &#160; &#160;    
您刚刚观看了JoVE关于啮齿类动物两种常用识别方法——耳标和耳缘打孔的演示。现在您应已理解耳缘打孔编码系统，了解市面上不同类型的啮齿类动物耳标，并能够准确执行这些操作而不引起动物明显不适。 
请记住，每种技术都有其优缺点，必须结合您的实验需求加以权衡。除了成本和操作便捷性外，动物所承受的疼痛程度也应是选择合适识别方法时的主要考虑因素之一。

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基础生物学

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实验动物研究

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啮齿类动物

啮齿动物识别 I

mice and rats: ear tags and punch codes

Proper identification of laboratory mice and rats is important in biomedical research. The right animal must be used for each procedure and for data collection. Clear identification helps keep research records accurate and reliable.

This page focuses on permanent identification methods for mice and rats. These methods include ear tags, ear punch codes, microchip implantation, tail tattoos for adult mice, and toe tattoos for neonates. Temporary methods such as dyes and marking pens can also be used for acute studies.

The page also explains the technical steps for ear tagging and ear punching in mice and rats. It shows how each method is used and why one method may fit a certain type of research better than another. Basic manual restraint skills are needed to perform these identification methods correctly, and those restraint techniques are covered in a separate video.

Mice and Rats: Ear Tags and Punch Codes

rodent handling and restraint techniques

Minimizing Stress in Mouse and Rat Handling

Mouse and rat handling can create stress, even when the procedure is brief. Cage changing and other noninvasive tasks can raise heart rate, blood pressure, and serum corticosterone levels. These changes may last for several hours. Restraint for injections and blood withdrawal can also affect the animals and may influence scientific data. Because of this, proper training is needed when working with mice and rats. The goal is to reduce the effect of handling on the animals as much as possible. <br...

basic care procedures

Caring for Research Mice and Rats

Research mice and rats need careful housing, feeding, and handling. These animals make up over 90% of the animals used for biomedical research, so their care can strongly affect experiment results. Both immunocompetent animals, which have a normal immune response, and immunocompromised animals need proper support during studies. Some research animals have weakened immune systems and need extra steps to stay healthy. Common examples include naturally occurring immunocompromised mice and mice...

fundamentals of breeding and weaning

Mouse and Rat Breeding Methods

Mouse and rat breeding methods are used in biomedical research to supply animals for laboratory studies. Many research facilities buy mice from commercial breeders, but some also breed mice and rats in-house. In-house breeding can reduce costs and give researchers more options for their studies. Breeding animals in the facility also lets researchers manage genetics and timing. They can plan pregnancies to match research needs and work with embryos and newborns when needed. Mice and rats can be...

rodent identification i

Proper identification of laboratory mice and rats is important in biomedical research. The right animal must be used for each procedure and for data collection. Clear identification helps keep research records accurate and reliable. This page focuses on permanent identification methods for mice and rats. These methods include ear tags, ear punch codes, microchip implantation, tail tattoos for adult mice, and toe tattoos for neonates. Temporary methods such as dyes and marking pens can also be...

rodent identification ii

Rodent ID Methods for Accurate Records

Accurate rodent identification supports reliable animal records and data collection. Research animal records may include simple cage cards or a detailed database with full information on each animal. Individual identification is the key part of keeping those records correct. Mice and rats can be identified by several methods. These include tattooing, microchip placement, and temporary identification methods. Each method serves a different need in research animal management. The procedure also...

compound administration i

Rodent Injection Routes and Restraint

Rodent injection routes and restraint methods are key parts of compound administration in mice and rats. When a substance must be injected into an animal, the delivery route and the amount of compound must be chosen with care. The right choice helps match the dose to the protocol. Several factors guide the route of administration. These include the pH of the solution, the volume needed for the desired dose, and the viscosity of the solution. Viscosity means how thick or resistant to flow a...

compound administration ii

Choosing the Right Route for Compound Delivery

Compound delivery is a key part of many animal studies. The route used to give the compound can change how it is absorbed. Careful planning helps make sure the compound is delivered correctly. The substance itself also matters when a route is chosen. Its pH, viscosity, and concentration can all affect which method is best. These properties help guide the choice of administration route in a study.

compound administration iii

Specialized Injection Routes in Mice and Rats

Specialized injection routes in mice and rats are sometimes used when standard compound administration methods are not enough. Some study protocols call for less common routes such as intradermal, intranasal, and intracranial injections. These methods are used in laboratory animals and require careful technique. Intradermal injections place a compound into the skin. Intranasal injections deliver a compound through the nose. Intracranial injections are given into the brain. Because these...

compound administration iv

Specialized Injection Routes in Rodents

Specialized injection routes in laboratory mice and rats include intracardiac, footpad, and retro-orbital administration. These methods are used when a protocol calls for a route that is less common than standard compound delivery methods. Each route requires specialized training to perform correctly. Intracardiac injections deliver into the heart, footpad injections target the paw area, and retro-orbital injections are given around the eye region. Because these procedures are more technical,...

blood withdrawal i

Rodent Blood Collection Methods

Blood collection in mice and rats is a common part of research studies. The method used depends on how much blood is needed, how often samples must be taken, the animal's health, and the technician's skill level. This topic includes three blood withdrawal methods: retro-orbital sinus bleeds, initial tail snip bleeds, and intracardiac bleeds. Each method requires general anesthesia, which means the animal is made unconscious before the procedure begins.

blood withdrawal ii

Rodent Blood Sampling Methods

Blood collection from mice and rats can be done with several methods. The choice depends on the restraint needed, how invasive the procedure is, and whether a general anesthetic is required. These factors help determine which method is best for a given analysis. One older method uses the retro-orbital sinus cavity, which is located behind the eye. This approach has been debated because it may cause tissue damage or even blindness. For that reason, facial vein and submandibular vein bleeding...

anesthesia induction and maintenance

Laboratory Anesthesia and Pain Control

Laboratory anesthesia and pain control are important parts of veterinary care for research animals. The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals says that pain assessment and pain relief must be part of that care. Anesthesia means the loss of feeling or sensation.

considerations for rodent surgery 

Aseptic Steps in Rodent Survival Surgery

Aseptic technique is essential for rodent survival surgery. It is used to keep the surgical site as clean as possible and to reduce contamination during the procedure. This approach includes patient preparation, surgeon preparation, and sterilization of instruments and other supplies. It also depends on a clean, controlled environment. Careful planning before surgery helps set up these steps for success. During the operation, animals need close monitoring. After the surgery, postoperative...

diagnostic necropsy and tissue harvest

Rat Necropsy for Tissue Collection

Rat necropsy is a key step for collecting organs and tissues at the end of many animal studies. These final samples are used for data collection time points and later testing. Because the samples are used for analysis, the way they are taken can affect sample quality. Careful collection methods help preserve the organs and tissues for testing. The method of euthanasia, or the procedure used to humanely end the animal's life, can also affect sample quality. This article outlines proper necropsy...

sterile tissue harvest

Aseptic Organ Collection in Rats and Mice

Aseptic organ collection in rats and mice is used to keep harvested tissues free from contamination. The process is important when tissues will be used for cell and tissue cultures. It also supports later protein and RNA analysis, as well as metabolic profiling of tissues. The transcript connects this work to the 3 R's, which were introduced in 1959 by W.M.S. Russell and R.L. Burch in The Principles of Humane Experimental Technique. The 3 R's are replacement, reduction, and refinement in the...

early intervention and pain management

早期干预与疼痛管理

此处所述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经IACUC批准。所有操作均须遵守3R原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），且必须由经过培训的人员执行。  监测动物疼痛与痛苦的迹象 识别疼痛的早期征象对于符合伦理的动物研究至关重要。通常通过反映动物整体健康状况的行为、生理和物理参数来对动物进行常规监测。这些参数包括体重变化，持续性体重下降或未能维持预期的体重增长可能提示存在疼痛、疾病或慢性应激。体重评估需结合动物自身的基线数据及预期生长模式，而非仅依据单一数值。其他指标还包括筑巢行为，筑巢不良提示可能存在不适；以及水合状态，通常通过皮肤弹性或黏膜外观进行评估。例如，实验操作后停止理毛、体重下降或忽视筑巢的小鼠可能正处于疼痛状态。活动量减少、摄食或饮水模式改变以及社交互动减少等其他表现也提示动物福利受到损害。 使用小鼠面部表情量表评估疼痛 面部表情评分提供了一种更为敏感的疼痛评估方法。小鼠疼痛面容量表（Grimace...

humane euthanasia and confirmation of death in rodents

啮齿类动物的人道安乐死与死亡确认

此处描述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经IACUC批准。所有操作须遵守3R原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），并由经过培训的人员执行。 啮齿类动物的仁慈终点是预先定义的临床、行为或生理指标，用于提示动物正在经历显著的疼痛、痛苦或健康状况下降。当观察到这些体征时，需及时采取干预措施，以最大程度减轻动物痛苦并保障其福利。  化学安乐死 该操作通常通过注射给予过量的批准麻醉剂来开始，具体选择取决于物种和研究方案。注射用麻醉剂（如戊巴比妥钠）可迅速抑制中枢神经系统活性。给药后，动物将失去意识和反射活动。深度麻醉会进一步发展为呼吸抑制，随后心脏和脑功能停止。在诱导前，轻柔操作和适当固定对于最大限度减少动物恐惧和应激至关重要。 吸入剂使用方法 此外，也可使用吸入性麻醉剂实施安乐死。将动物置于受控环境中，通过诱导室或面罩输送麻醉蒸气。诸如异氟烷或七氟烷等试剂可在动物感知疼痛前诱导其失去意识。该方法通过逐步镇静并尽量减少操作，从而降低动物的痛苦。<br...

habituation and positive reinforcement for rodent handling

啮齿类动物操作中的习惯化与正向强化

此处所述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经动物护理和使用委员会（IACUC）批准。所有操作必须遵守“3R”原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），并由经过培训的人员执行。 习惯化和正向强化是有助于减少啮齿类动物在常规操作和实验过程中应激的优化策略。这些方法可改善动物福利，促进动物自愿配合，并减少可能影响研究结果的与应激相关的效应。 习惯化 习惯化是一种非联合型学习形式，指动物对重复出现的无威胁性刺激的反应随时间推移而逐渐减弱。通过反复接触操作人员、操作工具或实验程序环境，啮齿类动物会逐渐熟悉这些原本可能引发恐惧或回避行为的经历。习惯化训练应短暂、一致，并逐步引入，以使动物能够按照自身的节奏适应。 正向强化<br...

breeding management in rodent studies

啮齿类动物研究中的繁殖管理

此处描述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经机构动物护理和使用委员会（IACUC）批准。所有操作须遵守“3R”原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），并由经过培训的人员执行。 繁殖管理通过减少不必要的动物生产，确保仅产生研究所需的动物数量，从而支持“3R”原则。有效的繁殖策略有助于减少过剩动物，提高动物资源的利用效率，同时保证科学目标的实现。 影响繁殖成功率的因素 育种计划应考虑影响种群繁殖效率的品系特异性及生物学变量，包括交配成功率、每窝产仔数、仔鼠存活率、基因型频率、性别分布、生育力以及繁殖寿命。准确预测这些变量有助于研究人员获得所需数量的实验动物，同时避免过度繁殖。 育种计算<br...

transport and acclimatization of rodents for research

实验用啮齿类动物的运输与适应性驯养

此处描述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经动物护理和使用委员会（IACUC）批准。所有操作须遵守“3R”原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），并由经过培训的人员执行。 为科研目的运输啮齿类动物时，需采取相应措施，以尽量减少运输过程中的动物应激并保障动物福利，从而降低对实验结果的干扰。运输笼具应提供充足的通风、垫料、食物以及水合物来源（如凝胶补液包）。小鼠应轻柔操作，放入笼内时避免过度拥挤，以减少应激、攻击行为及受伤风险。笼具应牢固关闭，标明“活体动物”及相关运输信息，并覆盖透气材料，以减少外界刺激，同时确保良好的通风和温度控制。 运输与应激减轻 动物应通过机构指定的路线运输，避免经过公共区域和公共交通系统。公共区域会使动物暴露于过度的噪音、振动、陌生气味、温度波动和人类活动之中，这些因素均可能引发应激反应。运输过程中，应保持笼具直立、水平并固定稳妥，以防止不必要的移动和损伤，从而进一步降低与运输相关的应激。 笼具消毒与动物转移<br...

environmental enrichment for rodents

啮齿类动物的环境富集

此处所述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经IACUC批准。所有操作须遵守3R原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），并由经过培训的人员执行。 环境丰容是指采用各种物品和方法来促进实验啮齿类动物的自然行为，改善其心理福祉，并提升动物福利。环境丰容应根据啮齿类动物的物种、品系、年龄、性别及研究设计进行定制，并依照机构的动物护理规程提供。 小鼠的环境富集 筑巢材料与隧道 对于小鼠而言，筑巢材料是最重要的环境丰富化资源之一。垫料和筑巢材料，如木丝、木屑、撕碎的纸张、纸条或巢垫块，均能强烈激发雄性和雌性小鼠的筑巢行为。筑巢行为还可作为健康和福利状况的重要指标，因为处于应激、患病或热应激状态的小鼠可能无法构建充分的巢穴。在笼内添加藏身处，例如隧道，可为小鼠提供安全的躲藏、休息和探索空间。 环境丰富化区域与啃咬物体<br...

rodents

Learn how laboratory mice and rats are identified with ear tags, ear punch codes, microchips, tattoos, and temporary marks for research use.

Mice and Rats: Ear Tags and Punch Codes

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