Name: laboratory anesthesia and pain control
Uploaded: 2016-09-14T17:58:01.000Z
Duration: 14 min 1 s
Channel: JoVE
Description: Laboratory anesthesia and pain control are important parts of veterinary care for research animals. The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals says that pain assessment and pain relief must be part of that care. Anesthesia means the loss of feeling or sensation.

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High School

Life Science

Structure and Function

HS-LS1-2.

Anesthesia Induction and Maintenance

la opción apropiada de anestesia para la cirugía y otros procedimientos potencialmente dolorosos debe ser determinada por un médico veterinario. Esto se basa en numerosos aspectos, incluyendo la extensión y duración del procedimiento, la especie y cepa, la edad y el estado fisiológico del animal.
 anestésicos están disponibles como inhalantes o inyectables. Anestesia quirúrgica puede lograrse usando una combinación de anestésicos inyectables e inhalantes. 2 1. Inducción de la anestesia inhalantes inhalante anestesia incluye isoflurano, sevoflurano y desflurano, isoflurano se utiliza más comúnmente. Estos anestésicos se utilizan más a menudo porque, con ellos, es más fácil controlar la profundidad de la anestesia. Inducción de la anestesia con anestésicos de inhalación puede lograrse con una campana o una cámara de inducción que se incorpora a un vaporizador de precisión.
<ol><li>Campana <ol><li>equipo: una campana de cristal o tarro de desecación con una plataforma perforada de cerámica o de plástico, una bola de algodón, un líquido anestésico (isoflurano, sevoflurano o desflurano) y una campana con ventilación hacia el exterior.</li>
		<li>Preparación de <ol><li>Utilice la campana bajo una campana y no en el Banco, para evitar la exposición del personal a gases anestésicos.</li>
			<li>Montar la campana con la plataforma en la parte inferior, creando un espacio entre la parte inferior de la jarra y la plataforma. Esto es necesario para evitar que el animal entre en contacto con el líquido anestésico.</li>
			<li>Guantes de nitrilo de usa u otros guantes impermeables, saturar la bola de algodón con anestésico.</li>
			<li>Colocar la bola de algodón debajo de la plataforma en la campana de cristal.</li>
			<li>La tapa de la campana de cristal para evitar fuga de vapor anestésico.</li>
		</ol></li> <li>Inducción <ol><li>Coloque el animal en la campana deslizando la tapa hacia un lado.</li>
			<li>Una vez el animal está en la jarra, será necesario observar su actividad y la respiración para determinar la profundidad de la anestesia.</li>
			<li>El animal es expuesto a la anestesia, a efecto de.</li>
			<li>Una vez que el animal está completamente anestesiado, deslice la tapa hacia un lado, dejando un espacio suficiente para permitir la introducción de una mano. Sujete la cola pescuezo y cuerpo del animal anestesiado y suavemente Retire la campana de cristal.</li>
		</ol></li></ol></li> <li>Vaporizadores de precisión vaporizadores de precisión pueden utilizarse con una cámara de inducción o una máscara. La máquina anestésica debe ser inspeccionada antes de cada procedimiento. La anestesia apropiada debe ser añadido si los niveles son bajos. El sistema de barrido debe controlarse para asegurar que los gases residuales se eliminan completamente. Para los sistemas de anestesia de gas residual pasivo, debe ser ponderado el cilindro barrido para determinar si es aún eficaz. Por lo general, un aumento de peso de 50 gramos sobre el peso inicial es el punto en que se gasta el cartucho.
	<ol><li>Equipos <ol><li>una cámara de inducción, un vaporizador de precisión, un gas inútil rebuscar unidad (ya sea pasivo o activo) y un anestésico líquido (isoflurano, sevoflurano o desflurano, según lo determinado por el tipo de vaporizador en uso).</li>
		</ol></li> <li>Preparación <ol><li>montar la cámara de inducción que la entrada es desde la torre de evaporación y la salida es el gas inútil rebuscar sistema.</li>
		</ol></li> <li>Inducción <ol><li>Coloque el animal en la cámara de inducción. Algunas cámaras tienen una tapa deslizante, y una tapa con bisagras cerrojos otros.</li>
			<li>Una vez el animal está en la cámara, se inicia el flujo de oxígeno y el vaporizador de precisión se enciende en un nivel de inducción de 3-4 para isoflurano. Niveles inferiores de anestésico entrega dará lugar a un tiempo de inducción.</li>
			<li>El animal es expuesto a la anestesia, a efecto de.</li>
			<li>Una vez que el animal está anestesiado completamente, lavar la cámara con oxígeno antes de retirar el animal para evitar la exposición personal a gases anestésicos. Si la cámara de inducción se coloca en una campana de humos, lavado con oxígeno no es necesario purgar la anestesia de la cámara antes de la inauguración.</li>
			<li>Agarre la cola pescuezo y cuerpo del animal anestesiado y suavemente Retire la cámara de.</li>
		</ol></li></ol></li> <li>Mascarilla <ol><li>equipo incluye un roedor cono de nariz o mascarilla, un vaporizador de precisión, un gas inútil rebuscar unidad (ya sea pasivo o activo) y un líquido anestésico (isoflurano, sevoflurano o desflurano, según lo determinado por el tipo de de vaporizador en uso).</li>
		<li>Preparación de <ol><li>armar el cono de nariz o mascarilla tal que la entrada es desde la torre de evaporación, y la salida es el gas inútil sistema de barrido.</li>
			Máquinas anestésicas <li>roedor tienen a menudo un palanca para cambiar la entrega de vapor anestésico de la cámara de inducción a los roedor cono de nariz o mascarilla. Asegúrese de que esto es correctamente cono anestésica entrega.</li>
		</ol></li> <li>Inducción <ol><li>como los gases anestésicos tienen un olor desagradable, muchos animales se oponen a ser enmascarado para la inducción. El método preferido es utilizar el cuadro de inducción seguido de mantenimiento con el cono de nariz. Una vez el animal &#39; s nariz o cara esté firmemente colocada en la máscara, se inicia el flujo de oxígeno y el vaporizador de precisión se enciende en un nivel de inducción de 5 para isoflurano. Niveles inferiores de anestésico entrega tendrá como resultado un tiempo de inducción y un aumento en la lucha por los animales.</li>
			<li>Es esencial que el animal es controlado por la respiración, ya que un asimiento muy firme durante la inducción puede resultar en asfixia.</li>
			<li>Tan pronto como el animal comienza a relajarse, la nariz o la cara puede ser ajustada en el cono de nariz o mascarilla, y la entrega de anestésica se reduce a un nivel de mantenimiento de 1.5-0.5 para el isoflurano una vez que se logra una relajación completa.</li>
		</ol></li></ol></li></ol> 2. Inducción de la anestesia con anestésicos inyectables Anestésicos inyectables son principalmente una mezcla de ketamina y sedantes o músculo relajantes.
 las combinaciones comunes son: 1) Cóctel de roedor, que consta de ketamina (100 mg/ml), xilacina (20 mg/ml), acepromazina (10 mg/ml) y solución salina estéril (0.9% NaCl); 2) ketamina/xilacina 2:1, que consta de ketamina (100 mg/ml), xilacina (20 mg/ml) y solución salina estéril (0.9% NaCl); y 3) ketamina/xilacina ratón Mix, que consta de ketamina (100 mg/ml), xilacina (20 mg/ml) y solución salina estéril (0.9% NaCl). cuando se utiliza ketamina/xilacina combinada, impulsando sólo debe realizarse con ketamina, no xilacina, debido a la semivida de estas drogas. la combinación de ketamina con sedantes o relajantes musculares debe prepararse una solución stock de que se pueden establecer dosis individuales. Los agentes deben ser medidos precisamente y diluidos con solución salina estéril para asegurar que la dosis adecuadas se administran a los animales. Porque la ketamina es una sustancia controlada, la cantidad utilizada de los frascos debe ser observada en un &#34; controlado registro de drogas, &#34; y las mezclas deben tener individuales &#34; sustancia controlada registros. &#34; durante la preparación de mezclas, añadir poco a poco a la ketamina la botella, ya que tiende a hacer espuma si se inyecta con fuerza. Una botella estéril tapado 20 ml se utiliza para la mezcla. Las botellas deben ser debidamente etiquetadas con el nombre de los compuestos, la fecha de mezclado, la fecha de caducidad, el número de lote de ketamina (como es una sustancia controlada) y la dosis recomendada. La fecha de caducidad puede estar determinada por la fecha del ingrediente lo más pronto posible a punto de caducar (depende de las reglas/pautas de la instalación/Estado). Para el mantenimiento de registros exacto de la ketamina, la botella vacía y la botella llenada deben ser pesados. Entonces, los pesos deben ser registrados en la etiqueta de la mezcla y en la hoja de registro de la sustancia controlada individual que está preparada para cada botella. Guardar mezclas de ketamina en un oscuro y temperatura controlada para mantener la potencia.
<ol><li>Preparación de roedor Cocktail <ol><li>equipo para la preparación de la solución anestésica incluye 3 cc jeringas, 12 cc jeringa, 22 g x 1 &#34; agujas, 1.8 cc de ketamina inyectable 100 mg/ml, 1.8 cc de xilacina inyectable 20 mg/ml, 0.6 cc de acepromazina 10 mg/ml inyectable, 15,8 cc de solución salina estéril para la inyección y una etiqueta anestésica.</li>
		<li>Sorteo hasta 15,8 cc de solución salina estéril e inyecte en la botella. Utilizar la jeringa de 12 cc y una jeringa 3 de cc y eliminar las burbujas de aire para las medidas exactas.</li>
		<li>Añadir la acepromazina, la ketamina y xilacina a la botella de.</li>
	</ol></li> <li>Inducción de roedor Cocktail <ol><li>en general, Cóctel de roedor se utiliza para la anestesia de ratón. Debido a la variación en la respuesta a Cóctel de roedor en ratas adultas, mejor utilizarlo en ratas menos de 5 semanas de edad. Cóctel de roedor puede usarse junto con anestesia de inhalación, especialmente en ratas.</li>
		<li>Cóctel de roedor se da generalmente a los ratones según peso, usando el siguiente cálculo: (BW x 10) - 50 = microlitros Cóctel de roedor que se dará. Esto variará según la cepa, edad y salud del estado.</li>
		<li>Esta solución se administra solamente por vía intraperitoneal. Si se inyecta por vía intramuscular, puede haber una reacción severa en el tejido.</li>
	</ol></li> <li>Preparación de ketamina/xilacina 2:1 <ol><li>equipo para la preparación de la solución anestésica incluye jeringas de 3 cc, 22 g x 1 &#34; agujas, 10 cc de ketamina inyectable 100 mg/ml, 5 cc de xilacina inyectable 20 mg/ml, 20 taponados estériles botella de ml y una etiqueta anestésica.</li>
		<li>Añadir la ketamina y xilacina a la botella de.</li>
	</ol></li> <li>Inducción <ol><li>ketamina/xilacina 2:1 se utiliza para anestesia para las ratas y puede utilizarse en combinación con anestesia inhalatoria.</li>
		<li>Ketamina/xilacina 2:1 es dada generalmente a partir de una dosis de 0.3 cc y aumentó 0.02 cc con los consiguientes actos anestésicos. Esto variará según la cepa, edad y salud del estado.</li>
		<li>Ketamina/xilacina 2:1 sólo se administra por vía intramuscular.</li>
	</ol></li> <li>Preparación de ketamina/xilacina ratón Mix <ol><li>equipo de mezcla de ketamina/xilacina ratón requerido para la preparación de la solución anestésica incluye jeringas de 3 cc, 22 g x 1 &#34; agujas, 3.6 cc de ketamina inyectable 100 mg/ml, 0,4 cc de xilacina inyectable 20 mg/ml, 16 cc de salina (0.9% NaCl), una botella estéril tapado 20 ml y una etiqueta anestésica.</li>
		<li>Añadir la ketamina y xilacina a la botella, poner una solución 9:1. ketamina xilacina.</li>
		<li>Agregar la solución salina a la botella, dando por resultado una mezcla 1:4 de ketamina/xilacina 9:1 con solución salina.</li>
	</ol></li> <li>Inducción de ketamina/xilacina ratón Mix <ol><li>mezcla de ketamina/xilacina ratón puede usarse en conjunto con anestesia inhalatoria.</li>
		<li>Mezcla de ketamina/xilacina ratón se da generalmente a los ratones según peso, usando el siguiente cálculo: (BW x 10) - 50 = microlitros ketamina/xilacina mezcla de ratón que se dará. Esto variará según la cepa, edad y salud del estado.</li>
		<li>Mezcla de Mouse de ketamina/xilacina puede administrarse por vía intraperitoneal.</li>
	</ol></li></ol> 3. Evaluación de anestesia profundidad anestésica puede evaluarse examinando la respuesta a varios estímulos. Movimiento voluntario será el resultado de los estímulos físicos del cuerpo. Vea la tabla 1 para una lista de los métodos físicos utilizados para la evaluación de la profundidad anestésica.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"> <tbody><tr><td>método</td> <td>procedimiento</td> <td>respuesta</td></tr> <tr><td>dedo pizca</td> <td>extender la pierna y aislante entre el dedos de los pies. Esta área se pellizca firmemente usando uñas o pinzas atraumáticas.</td>
			<td>Reflejo positivo de A indica la retracción de la pierna o retirar del pie. El animal no está en un plano quirúrgico de anestesia si hay movimiento de la pierna o cuerpo, vocalización o aumento marcado en respiraciones.</td>
		</tr> <tr><td>Pizca de cola</td> <td>la punta de la cola que se pellizque con los dedos o pinzas atraumáticas.</td>
			<td>A reacción positiva se indica por contracción o movimiento de la cola. El animal no está en un plano quirúrgico de anestesia si hay movimiento de la cola, vocalización o aumento marcado en respiraciones.</td>
		</tr> <tr><td>Ear pinch</td> <td>usando los dedos o pinzas atraumáticas, pellizcar la punta de la oreja.</td>
			Reacción positiva de A <td>sacude la cabeza o el movimiento de los bigotes hacia adelante. Si hay movimiento de la cabeza, bigotes, vocalización, o marcado aumento de la respiración, el animal no está en un plano quirúrgico de anestesia.</td>
		</tr> <tr><td>Reflejo palpebral</td> <td>usando una punta de los dedos, tocar el canthus medial (esquina interior) del ojo.</td>
			<td>A reflejo positivo es indicado por un parpadeo en respuesta a tocar los párpados. Si hay movimiento de los párpados, bigotes, o marcado aumento de la respiración, el animal no está en un plano quirúrgico de anestesia.</td>
		</tr> <tr><td>Reflejo corneal</td> <td>utilizando un aplicador con punta de algodón, toque suavemente la córnea (globo ocular).</td>
			<td>A respuesta positiva se indica con un parpadeo. Si hay movimiento de los párpados, bigotes, o marcado aumento de la respiración, el animal no está en un plano lo suficientemente profundo de anestesia quirúrgica.</td>
		</tr></tbody></table> Tabla 1. Métodos de estímulos físicos para evaluar la profundidad anestésica. 2 deben utilizarse indicadores fisiológicos como frecuencia cardíaca, frecuencia respiratoria, presión arterial, color de mucosas y tiempo de relleno capilar. Aunque observaciones generales pueden ser útiles para detectar cambios en la tasa respiratoria de los animales, para utilizar la frecuencia cardíaca o la presión arterial para la evaluación de la profundidad, equipo especializado se requiere. Si se dispone de un electrocardiógrafo, pueden medirse la velocidad y la fuerza de los latidos del corazón. Para la medición de la presión arterial, hay una gran variedad de dispositivos que cuentan sobre la cola o incluso por todo el cuerpo. Estímulos físicos como se describe en la tabla 1 causará un aumento en los tres de estos parámetros.
 el color de las membranas mucosas, ojos, oídos, boca, nariz, ano, y -en menor medida la patas y la cola se observan cambios. Las áreas deben ser color de rosa, lo que indica la adecuada respiración y función cardiaca. Cuando el animal se mueve a la anestesia de la etapa IV, dejan de las respiraciones, que resulta en cianosis-indicado por un azul o gris color a las membranas mucosas y la piel circundante.
 tiempo de llenado capilar se define como la cantidad de tiempo tomada para que color volver a un lecho capilar externo después de que ha sido blanqueado mediante la aplicación de presión sobre el área. Un bastoncillo o un dedo se presiona en las encías, pabellón de la oreja o lechos ungueales de los animales anestesiados. El número de segundos que tarda la zona blanqueada volver a un color rosado no debe ser más thun 1-2 segundos. Un tiempo de recarga prolongado sugiere una reducción en la frecuencia cardíaca o la fuerza de las contracciones cardiacas, indicando que el animal puede ser también profundamente anestesiado y cerca de la muerte.
 es importante utilizar varios parámetros diferentes para evaluar la profundidad anestésica. Utilizando el mismo oído para pinches repetidas o del dedo del pie se insensibilizan la zona, y la respuesta será reprimida y no dar una evaluación precisa de la profundidad anestésica. Utilizar sitios alternos para evaluaciones el sujetador de dedo del pie y oído. Profundidad anestésica debe ser reevaluada cada 10-30 minutos a lo largo de la cirugía. 2 estudios han demostrado que hay cambios cardio-respiratorio en un animal anestesiado. Mientras que los anestesiados con medicamentos inyectables, los animales experimentan una tasa respiratoria estable; sin embargo, demuestran la variabilidad en el gasto cardíaco. La respuesta a los anestésicos inyectables se ha reportado que varían mucho entre diferentes cepas, por lo tanto es difícil estandarizar la dosificación. 7 agentes inhalantes tienden a disminuir la frecuencia respiratoria, pero tienen un menor impacto sobre el sistema cardiovascular. Como la dosis de anestesia inhalante se ajusta fácilmente a lo largo de la duración del procedimiento, es a menudo el método preferido para.

el uso apropiado de anestésicos para cirugía y otros procedimientos potencialmente dolorosos, es crucial no sólo para el animal &#39; bienestar de s, sino también por la integridad de los datos científicos recogidos durante el procedimiento. Hay muchas variables que el factor en elegir el regimiento anestésico apropiado. La profundidad de la anestesia debe ser estrechamente vigilada, como cada animal individual puede responder diferentemente a la droga. Con el uso de la anestesia y cuidado de seguimiento adecuado, proce...

mantenimiento e inducción de la anestesia

Fuente: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Universidad de Notre Dame, en la Guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio (&#34; la guía de &#34;) señala que evaluación y la mitigación del dolor son componentes integrales de la veterinaria, cuidado de animales de laboratorio. 1 la definición de anestesia es la pérdida de sensación o sensación. Es un acontecimiento dinámico que implica cambios en la profundidad anestésica con respecto a un animal &#39; metabolismo de s, la estimulación quirúrgica o variaciones en el ambiente externo.

Mantenimiento e inducción de la anestesia

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals ...

La inducción y el mantenimiento de la anestesia forman un componente integral de la atención veterinaria de los animales de laboratorio que se someten a cualquier tipo de procedimiento quirúrgico. El objetivo de la anestesia es inmovilizar adecuadamente al animal y aliviar todas las sensaciones de dolor. Además de la inducción, se requiere un monitoreo preciso y constante para mantener de manera segura la profundidad anestésica correcta durante todo el procedimiento. En este video, primero discutiremos brevemente los niveles de anestesia de roedores y qué etapa se debe aspirar a alcanzar. A continuación, revisaremos los diferentes métodos de inducción y mantenimiento, las diversas formas de garantizar que el animal esté siempre en la etapa anestésica deseada y, finalmente, algunos experimentos del mundo real que involucran el uso de diferentes anestésicos para diversos propósitos. Empecemos por hablar de los niveles. Hay cuatro etapas de anestesia y cuatro planos dentro de la etapa tres o la etapa quirúrgica. Durante la primera etapa, el animal se desorienta. La segunda etapa se caracteriza por una frecuencia respiratoria irregular y la pérdida del reflejo de enderezamiento. En el primer plano de la tercera etapa, los reflejos palpebrales y de deglución están ausentes. Durante el segundo plano, se pierden los reflejos laríngeos y corneales. Hasta este momento, el anestésico no ha inducido amnesia ni analgesia. Es en el plano tres donde la amnesia y la analgesia progresan de parcial a completa, y el animal es completamente anestesiado para un procedimiento quirúrgico. El plano tres también se caracteriza por la parálisis de los músculos intercostales, lo que da lugar a una respiración diafragmática que es una respiración superficial. En el avión cuatro, el animal ha sufrido una sobredosis y puede pasar rápidamente a la etapa cuatro, donde hay una parálisis completa de los músculos intercostales y el diafragma, lo que puede causar un paro respiratorio y, en última instancia, provocar la muerte. Los anestésicos están disponibles en forma de inhalante o inyectable, y un veterinario debe decidir qué usar para realizar el procedimiento. Esta elección se basa en numerosos aspectos, entre ellos: el alcance y la duración del procedimiento, la especie y la cepa, la edad y el estado fisiológico del animal. La clase de anestésicos inhalantes de uso común incluye compuestos como el isoflurano, el sevoflurano y el desflurano. Estos compuestos permiten un fácil control de la profundidad de la anestesia. Hay algunas opciones en el equipo que uno puede elegir para administrar anestésicos inhalantes. Una de las opciones es una campana de cristal, que debe usarse debajo del capó, y no en el banco, para evitar la exposición del personal a los gases anestésicos. Ensamble el frasco con una plataforma perforada de cerámica o plástico creando un espacio entre el fondo del frasco y la plataforma. A continuación, mientras usa guantes impermeables, empape una bola de algodón con anestésico y colóquela debajo de la plataforma para que descanse en el fondo del frasco. A continuación, asegure inmediatamente la tapa para evitar que se escape el vapor anestésico. Para colocar al animal, deslice la tapa hacia un lado, introduzca al animal y asegúrelo inmediatamente. Después de eso, observe la actividad y las respiraciones para determinar la profundidad de la anestesia y exponga al animal al inhalante para que surta efecto. Tenga en cuenta que la plataforma sirve como barrera y evita que el animal entre en contacto directo con el anestésico líquido. Una alternativa a la campana de cristal es una cámara de inducción utilizada junto con una máquina vaporizadora de precisión conectada a un tanque de oxígeno. El primer paso es asegurarse de que el vaporizador esté lleno con la cantidad adecuada de anestésico líquido. A continuación, verifique el sistema de eliminación de gases residuales. Si es el sistema pasivo de uso común, pesa el recipiente para determinar si aún es efectivo. Generalmente, un aumento de cincuenta gramos por encima del peso inicial es el punto en el que se gasta el bote. El siguiente paso es montar la cámara de inducción. Asegúrese de que la entrada sea del vaporizador y la salida sea del sistema de eliminación de gases residuales. Para comenzar, coloque el animal en la cámara de inducción y asegure la tapa. Una vez que el animal esté en la cámara, primero inicie el flujo de oxígeno a una velocidad de 1 litro por minuto y luego ajuste la configuración del vaporizador de precisión a un nivel de inducción del 3-4 % para el isoflurano. Al igual que una campana de cristal, exponga al animal al efecto anestésico. Una vez que el animal esté completamente anestesiado, enjuague la cámara con oxígeno apagando el isoflurano antes de retirar suavemente al animal. Esto es para evitar la exposición del personal a los gases anestésicos. Otro método para la inducción de la anestesia es a través de un cono nasal o una mascarilla también conectada al vaporizador de precisión. Sin embargo, debido a que los gases anestésicos tienen un olor desagradable, los animales pueden oponerse a que se les enmascare para la inducción. Además, también existe el riesgo de causar asfixia debido a un agarre demasiado firme. Por lo tanto, el método preferido es usar la caja de inducción o la campana de cristal para inducir la anestesia seguida de mantenimiento con el cono de la nariz. La mayoría de las veces, el ensamblaje es tal que el cono y la cámara de inducción están conectados al mismo vaporizador con una palanca en el medio para cambiar el suministro de vapor anestésico de la cámara de inducción al cono de la nariz y viceversa. Después de anestesiar al animal en la cámara, asegure su cara en el cono y cambie la palanca del tubo para redirigir el flujo de gas al cono de la nariz. Controlar la respiración y después de confirmar que el animal está relajado, reducir el anestésico a un nivel de mantenimiento de 0,5 - 1,5 %. Además, aplique ungüento oftálmico en los ojos para prevenir la sequedad de la córnea. Para anestésicos inyectables, una mezcla de ketamina y otros sedantes o relajantes musculares, incluyendo xilacina y/o acepromazina. Con estos compuestos se pueden preparar diferentes combinaciones. Consulte el texto a continuación para conocer las proporciones más utilizadas. Tenga en cuenta que la ketamina es una sustancia controlada y, por lo tanto, la cantidad utilizada debe anotarse en el Registro de Drogas Controladas y las mezclas deben tener sus Registros de Sustancias Controladas individuales. Dependiendo de la especie, la edad y el estado de salud del animal, se seleccionan la mezcla y la dosis del anestésico y la solución puede inyectarse por vía intraperitoneal o intramuscular. Por lo general, los anestésicos inyectables e inhalatorios se usan en combinación para lograr la anestesia quirúrgica. Ahora que sabe cómo inducir la anestesia, aprendamos sobre la evaluación de la profundidad anestésica, que es importante monitorear cada 10-30 minutos para asegurarse de que el animal no sufra daños durante el procedimiento. Existen varios métodos para hacerlo en roedores. Un método comúnmente utilizado es el pellizco de los dedos del pie. Extienda la pata del animal y aísle la membrana entre los dedos de los pies. A continuación, pellizque firmemente la zona con las uñas o con pinzas atraumáticas. Un reflejo positivo se indica por la retracción de la pierna o la retirada del pie. Otro método es el pellizco de cola realizado en la punta de la cola. Una reacción positiva se demuestra por espasmos o movimientos de la cola. También puede pellizcar la punta del pabellón auricular, y si hay sacudida de la cabeza o el movimiento de los bigotes hacia adelante, entonces el animal no está en el plano quirúrgico de la anestesia. Para verificar la profundidad de la anestesia, también se puede tocar el canto medial o la esquina interna del ojo para provocar el reflejo palpebral, indicado por un parpadeo en respuesta al tacto de los párpados. Incluso si hay movimiento de los párpados, bigotes o un aumento marcado de la respiración, el animal no está en el plano quirúrgico de la anestesia. Por último, se puede comprobar el reflejo corneal tocando la córnea con el dedo enguantado o con un aplicador con punta de algodón. Una respuesta positiva se indica con un parpadeo. Es importante alternar entre sitios para evaluar la profundidad anestésica. El uso del mismo dedo del pie o de la oreja para los pellizcos repetidos desensibilizará el área y la respuesta será reprimida y no dará una evaluación precisa de la profundidad de la anestesia. Además de estos métodos de evaluación de estímulos físicos, también se deben controlar los indicadores fisiológicos, como la frecuencia cardíaca, la frecuencia respiratoria, la presión arterial, el color de la membrana mucosa y el tiempo de llenado capilar. Si bien las observaciones generales pueden ser útiles para detectar cambios en la frecuencia respiratoria, para utilizar la frecuencia cardíaca para la evaluación de la profundidad, se pueden usar equipos especializados como el electrocardiógrafo. Para medir la presión arterial, hay una variedad de dispositivos que se pueden colocar sobre la cola o incluso sobre todo el cuerpo. El color de las membranas mucosas, los ojos, los oídos, la boca, la nariz, el ano, las patas y la cola también puede indicar la profundidad del anestésico. Estas áreas deben ser de color rosa, lo que sugiere una respiración y una frecuencia cardíaca adecuadas. Para comprobar el tiempo de recarga capilar, presione el pabellón auricular de los animales anestesiados y cuente el número de segundos que tarda la zona blanqueada en volver a adquirir un color rosado. Esto no debe durar más de 1 a 2 segundos. Un tiempo de recarga prolongado sugiere una reducción en la frecuencia cardíaca o la fuerza de la contracción cardíaca, lo que indica que el animal puede estar demasiado anestesiado y cerca de la muerte. Después de retirar al animal de la anestesia, no debe ser devuelto al alojamiento hasta que se recupere de la anestesia, a menos que se le controle continuamente en el área del alojamiento. Ahora que hemos aprendido los principios y procedimientos de la inducción y el mantenimiento de la anestesia en roedores, veamos algunas de las aplicaciones frecuentes de los anestésicos en la investigación biomédica actual. Probablemente el uso más común de la anestesia para roedores es antes y durante la cirugía. Por ejemplo, aquí los investigadores querían desarrollar un modelo de accidente cerebrovascular causado por la formación de coágulos en el cerebro. Para lograrlo, indujeron anestesia en ratones y luego perforaron el cráneo para crear una ventana delgada. Y mientras el animal aún estaba sedado, estos científicos inyectaron un tinte fotosensible en la circulación. A continuación, indujeron la fotoactivación con la ayuda de un láser a través del cráneo perforado para provocar la formación de un coágulo en la vasculatura craneal. Otro caso en el que se requiere anestesia para roedores es para realizar análisis fisiológicos. Por ejemplo, los científicos a menudo usan electrodos de ECG en animales anestesiados para monitorear la actividad cardíaca. O utilizan sondas de ultrasonido para determinar la tasa de movimiento del diafragma y cuantificar con mayor precisión la frecuencia respiratoria. Por último, el uso de anestesia es obligatorio cuando se realizan experimentos de supervivencia en el útero. Por ejemplo, la electroporación en el útero, un método en el que se anestesia a una mujer embarazada, se hace una incisión para exponer los embriones en desarrollo y se utilizan electrodos para inducir la absorción celular embrionaria del material genético inyectado. Acaba de ver el vídeo de JoVE sobre la administración y el mantenimiento de la anestesia. Dado que la anestesia con roedores facilita la ejecución de una gama tan amplia de experimentos biológicos, es imperativo que cada científico posea la habilidad de inducir y mantener la profundidad anestésica correcta durante todo un experimento. Como siempre, ¡gracias por mirar!

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Educación

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Biología básica

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laboratory anesthesia and pain control

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Laboratory Anesthesia and Pain Control

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compound administration i

Rodent Injection Routes and Restraint

Rodent injection routes and restraint methods are key parts of compound administration in mice and rats. When a substance must be injected into an animal, the delivery route and the amount of compound must be chosen with care. The right choice helps match the dose to the protocol. Several factors guide the route of administration. These include the pH of the solution, the volume needed for the desired dose, and the viscosity of the solution. Viscosity means how thick or resistant to flow a...

compound administration ii

Choosing the Right Route for Compound Delivery

Compound delivery is a key part of many animal studies. The route used to give the compound can change how it is absorbed. Careful planning helps make sure the compound is delivered correctly. The substance itself also matters when a route is chosen. Its pH, viscosity, and concentration can all affect which method is best. These properties help guide the choice of administration route in a study.

compound administration iii

Specialized Injection Routes in Mice and Rats

Specialized injection routes in mice and rats are sometimes used when standard compound administration methods are not enough. Some study protocols call for less common routes such as intradermal, intranasal, and intracranial injections. These methods are used in laboratory animals and require careful technique. Intradermal injections place a compound into the skin. Intranasal injections deliver a compound through the nose. Intracranial injections are given into the brain. Because these...

compound administration iv

Specialized Injection Routes in Rodents

Specialized injection routes in laboratory mice and rats include intracardiac, footpad, and retro-orbital administration. These methods are used when a protocol calls for a route that is less common than standard compound delivery methods. Each route requires specialized training to perform correctly. Intracardiac injections deliver into the heart, footpad injections target the paw area, and retro-orbital injections are given around the eye region. Because these procedures are more technical,...

blood withdrawal i

Rodent Blood Collection Methods

Blood collection in mice and rats is a common part of research studies. The method used depends on how much blood is needed, how often samples must be taken, the animal's health, and the technician's skill level. This topic includes three blood withdrawal methods: retro-orbital sinus bleeds, initial tail snip bleeds, and intracardiac bleeds. Each method requires general anesthesia, which means the animal is made unconscious before the procedure begins.

blood withdrawal ii

Rodent Blood Sampling Methods

Blood collection from mice and rats can be done with several methods. The choice depends on the restraint needed, how invasive the procedure is, and whether a general anesthetic is required. These factors help determine which method is best for a given analysis. One older method uses the retro-orbital sinus cavity, which is located behind the eye. This approach has been debated because it may cause tissue damage or even blindness. For that reason, facial vein and submandibular vein bleeding...

anesthesia induction and maintenance

Laboratory anesthesia and pain control are important parts of veterinary care for research animals. The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals says that pain assessment and pain relief must be part of that care. Anesthesia means the loss of feeling or sensation.

considerations for rodent surgery 

Aseptic Steps in Rodent Survival Surgery

Aseptic technique is essential for rodent survival surgery. It is used to keep the surgical site as clean as possible and to reduce contamination during the procedure. This approach includes patient preparation, surgeon preparation, and sterilization of instruments and other supplies. It also depends on a clean, controlled environment. Careful planning before surgery helps set up these steps for success. During the operation, animals need close monitoring. After the surgery, postoperative...

diagnostic necropsy and tissue harvest

Rat Necropsy for Tissue Collection

Rat necropsy is a key step for collecting organs and tissues at the end of many animal studies. These final samples are used for data collection time points and later testing. Because the samples are used for analysis, the way they are taken can affect sample quality. Careful collection methods help preserve the organs and tissues for testing. The method of euthanasia, or the procedure used to humanely end the animal's life, can also affect sample quality. This article outlines proper necropsy...

sterile tissue harvest

Aseptic Organ Collection in Rats and Mice

Aseptic organ collection in rats and mice is used to keep harvested tissues free from contamination. The process is important when tissues will be used for cell and tissue cultures. It also supports later protein and RNA analysis, as well as metabolic profiling of tissues. The transcript connects this work to the 3 R's, which were introduced in 1959 by W.M.S. Russell and R.L. Burch in The Principles of Humane Experimental Technique. The 3 R's are replacement, reduction, and refinement in the...

early intervention and pain management

Intervención temprana y manejo del dolor

Todos los procedimientos con animales descritos aquí deben realizarse de acuerdo con las directrices éticas institucionales para animales y ser aprobados por el IACUC. Todos los procedimientos deben seguir los principios de las 3R—Reemplazo, Reducción y Refinamiento—y deben ser realizados por personal capacitado.  Monitoreo de los animales para detectar signos de dolor y angustia Reconocer los primeros signos de dolor es esencial para la investigación ética en animales. Los animales se...

humane euthanasia and confirmation of death in rodents

Eutanasia Humanitaria y Confirmación de la Muerte en Roedores

Todos los procedimientos con animales descritos aquí deben realizarse de acuerdo con las directrices institucionales de ética animal y ser aprobados por el IACUC. Todos los procedimientos deben seguir los principios de las 3R: Reemplazo, Reducción y Refinamiento, y deben ser realizados por personal capacitado. Los puntos finales humanitarios en roedores son indicadores clínicos, conductuales o fisiológicos predefinidos que señalan que un animal está experimentando dolor significativo, angustia...

habituation and positive reinforcement for rodent handling

Acostumbramiento y refuerzo positivo para el manejo de roedores

Todos los procedimientos con animales descritos aquí deben realizarse de acuerdo con las directrices éticas institucionales para animales y ser aprobados por el IACUC. Todos los procedimientos deben seguir los principios de las 3R—Reemplazo, Reducción y Refinamiento—y deben ser realizados por personal capacitado. La habituación y el refuerzo positivo son estrategias de refinamiento que ayudan a reducir el estrés durante el manejo rutinario y los procedimientos experimentales en roedores. Estos...

breeding management in rodent studies

Manejo de la cría en estudios con roedores

Todos los procedimientos con animales descritos aquí deben realizarse de acuerdo con las directrices institucionales de ética animal y ser aprobados por el IACUC. Todos los procedimientos deben seguir los principios de las 3R: Reemplazo, Reducción y Refinamiento, y deben ser realizados por personal capacitado. La gestión de la cría apoya las 3R al minimizar la producción innecesaria de animales y asegurar que solo se genere el número de animales requerido para un estudio. Las estrategias de...

transport and acclimatization of rodents for research

Transporte y Aclimatación de Roedores para Investigación

Todos los procedimientos con animales descritos aquí deben realizarse de acuerdo con las directrices éticas institucionales para animales y aprobados por IACUC. Todos los procedimientos deben seguir los principios de las 3R: Reemplazo, Reducción y Refinamiento, y deben ser realizados por personal capacitado. El transporte de roedores para investigación requiere procedimientos que minimicen el estrés y mantengan el bienestar animal durante el traslado para minimizar la influencia en los...

environmental enrichment for rodents

Enriquecimiento ambiental para roedores

Todos los procedimientos con animales descritos aquí deben realizarse de acuerdo con las directrices éticas institucionales para animales y ser aprobados por el IACUC. Todos los procedimientos deben seguir los principios de las 3R—Reemplazo, Reducción y Refinamiento—y deben ser realizados por personal capacitado. El enriquecimiento ambiental implica objetos y prácticas que fomentan comportamientos naturales, mejoran el bienestar psicológico y promueven un mejor estado de salud en los roedores...

rodents

Explore how anesthesia supports pain control in laboratory animals, including why pain assessment and relief are key parts of veterinary care.

Laboratory Anesthesia and Pain Control | JoVE K12

HS-LS1-3.

Kay Stewart

Valerie A. Schroeder Schroeder

University of Notre Dame

Overview

Levels of Anesthesia

Anesthesia Induction Procedures: Inhalation and Injection

Anesthetic Depth Assessment

Applications

Summary

Characteristics of Life

Biology is a natural science that studies life and living organisms, including their structure, function, development, interactions, evolution, ...

https://cloudfront.jove.com/files/media/science-education/science-education-thumbs/10647.jpg

Cell Structure

Background
Cells represent the most basic biological units of all organisms, whether it be simple, single-celled organisms like bacteria, or large, ...

Visualizing Onion and Cheek Cells
ExpandImmediately before the experiment, wash and peel onion bulbs for the class.
Remove the entire brown outer skin and ...

Visualizing Onion and Human Cells
ExpandIn this experiment you will prepare different types of cells from a plant and animal, onion and human ...

What are Cells?

Cell Diversity

The concept of a cell started with microscopic observations of dead cork tissue by Robert Hooke in 1665. Hooke coined the term &#34;cell&#34; based on the ...

Cytoplasm

The cytoplasm consists of organelles and a framework of protein scaffolds called the cytoskeleton suspended in an aqueous solution, the cytosol. The ...

The Nucleus

The nucleus is a membrane-bound organelle that acts as a control center in a eukaryotic cell. It contains chromosomal DNA, which controls gene expression ...

The Central Dogma

The DNA Helix

Nucleic Acids

DNA as a Genetic Template

Structure of a Gene

A gene is the fundamental unit of heredity. Every individual has two copies of each gene, one inherited from each parent. Although most people contain the ...

Chromosome Structure

Base-pairing and DNA Repair

What is Gene Expression?

A gene is a stretch of DNA that serves as the blueprint for functional RNAs and proteins. Since DNA is comprised&#160; of nucleotides and proteins are ...

RNA Structure

The basic structure of RNA consists of a string of ribonucleotides attached by phosphodiester bonds. Although most RNA is single-stranded, it can form ...

Types of RNA

Three main types of RNA are involved in protein synthesis: messenger RNA (mRNA), transfer RNA (tRNA), and ribosomal RNA (rRNA). These RNAs perform diverse ...

Transcription

Transcription is the synthesis of RNA from a DNA sequence by RNA polymerase. It is the first step in producing a protein from a gene sequence. ...

Translation

Translation is the process of synthesizing proteins from the genetic information carried by messenger RNA (mRNA). Following transcription, it constitutes ...

Ribosomes

Ribosomes translate genetic information encoded by messenger RNA (mRNA) into proteins. Both prokaryotic and eukaryotic cells have ribosomes. Cells that ...

Protein and Protein Structures

Proteins: From Genes to Degradation

From DNA to Protein

The flow of genetic information in cells from DNA to mRNA to protein is described by the central dogma, which states that genes specify the sequence of ...

Protein Folding

Proteins are chains of amino acids linked together by peptide bonds. Upon synthesis, a protein folds into a three-dimensional conformation, critical to ...

An Overview of Gene Expression

Gene expression is the complex process where a cell uses its genetic information to make functional products. This process is regulated at multiple ...

an-introduction-to-caenorhabditis-elegans

An Introduction to Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is a microscopic, soil-dwelling roundworm that has been powerfully used as a model organism since the early 1970&rsquo;s.  It was ...

An Overview of Genetic Analysis

An organism&#8217;s physical traits, or phenotype, are a product of its genotype, which is the combination of alleles (gene variants) inherited from its ...

An Introduction to Cell Death

Necrosis, apoptosis, and autophagic cell death are all manners in which cells can die, and these mechanisms can be induced by different stimuli, such as ...

An Overview of Genetic Engineering

Genetic engineering &#8211; the process of purposefully altering an organism&#8217;s DNA &#8211; has been used to create powerful research tools and model ...

An Introduction to Cell Division

Cell division is the process by which a parent cell divides and gives rise to two or more daughter cells. It is a means of reproduction for single-cell ...

An Overview of Genetics and Disease

Many human diseases are associated with mutations or variations in genetic sequences. Some of these genetic variants are heritable, passed down from ...

an-introduction-to-cellular-and-molecular-neuroscience

An Introduction to Cellular and Molecular Neuroscience

Cellular and molecular neuroscience is one of the newest and fastest growing subdisciplines in neuroscience. By investigating the influences of genes, ...

Annexin V and Propidium Iodide Labeling

Staining with annexin V and propidium iodide (PI) provides researchers with a way to identify different types of cell death&#8212;either necrosis or ...

an-introduction-to-developmental-genetics

An Introduction to Developmental Genetics

Development is the complex process through which a single-celled embryo transforms into a multicellular organism. Developmental processes are guided by ...

Bacterial Transformation: Electroporation

The term &#x201C;transformation&#x201D; refers cellular ingestion of foreign DNA.  In nature, transformation can occur in certain types of bacteria.  In ...

an-introduction-to-molecular-developmental-biology

An Introduction to Molecular Developmental Biology

Molecular signals play a major role in the complex processes occurring during embryonic development. These signals regulate activities such as cell ...

bacterial-transformation-the-heat-shock-method

Bacterial Transformation: The Heat Shock Method

Transformation is the process that occurs when a cell ingests foreign DNA from its surroundings. Transformation can occur in nature in certain types of ...

an-introduction-to-saccharomyces-cerevisiae

An Introduction to Saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces cerevisiae (commonly known as baker&rsquo;s yeast) is a single-celled eukaryote that is frequently used in scientific research.  S. ...

Cell Cycle Analysis

Cell cycle refers to the set of events through which a cell grows, replicates its genome, and ultimately divides into two daughter cells through the ...

An Introduction to Transfection

Transfection is the process of inserting genetic material, such as DNA and double stranded RNA, into mammalian cells. The insertion of DNA into a cell ...

Chromatin Immunoprecipitation

Histones are proteins that help organize DNA in eukaryotic nuclei by serving as &#8220;scaffolds&#8221; around which DNA can be wrapped, forming a complex ...

An Overview of Epigenetics

Since the early days of genetics research, scientists have noted certain heritable phenotypic differences that are not due to differences in the ...

community-dna-extraction-from-bacterial-colonies

Community DNA Extraction from Bacterial Colonies

Source: Laboratories of Dr. Ian Pepper and Dr. Charles Gerba - The University of Arizona
Demonstrating Author: Luisa Ikner
Traditional methods of analysis ...

Cytogenetics

Cytogenetics is the field of study devoted to chromosomes, and involves the direct observation of a cell&#8217;s chromosomal number and structure, ...

embryonic-stem-cell-culture-and-differentiation

Embryonic Stem Cell Culture and Differentiation

Culturing embryonic stem (ES) cells requires conditions that maintain these cells in an undifferentiated state to preserve their capacity for self-renewal ...

DNA Gel Electrophoresis

DNA gel electrophoresis is a technique used for the detection and separation of DNA molecules. An electric field is applied to a gel matrix comprised of ...

Enzyme Assays and Kinetics

Enzyme kinetics describes the catalytic effects of enzymes, which are biomolecules that facilitate chemical reactions necessary for living organisms. ...

DNA Ligation Reactions

In molecular biology, ligation refers to the joining of two DNA fragments through the formation of a phosphodiester bond.  An enzyme known as a ligase ...

explant-culture-for-developmental-studies

Explant Culture for Developmental Studies

Explant culture is a technique in which living cells or tissues are removed from an embryo for continued development outside of the organism. This ex vivo ...

Construct an explanation based on evidence for how the structure of DNA determines the structure of proteins which carry out the essential functions of life through systems of specialized cells.

HS-LS1-1.

Laboratory Anesthesia and Pain Control

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