Name: rodent injection routes and restraint
Uploaded: 2015-07-24T15:42:00.000Z
Duration: 15 min 5 s
Channel: JoVE

K12 Standards

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New York State Science Learning Standards

High School

Life Science

Structure and Function

HS-LS1-2.

Compound Administration I

1. injection sous-cutanée <ol><li>manuellement restrain la souris via le dispositif de retenue une main tenir. Une fois saisi, laisser la souris pour se reposer sur une table ou toute autre surface sécurisée. Veillez à ne pas faire pression sur le corps de la souris.</li>
	<li>Reposer le talon de la main sur la table pour éviter trop de poids sur la souris qui peut compromettre la respiration. Souris peuvent également être maintenues dans un appareil commercial. Pour les rats, il est préférable d’utiliser un dispositif de retenue commerciale.</li>
	<li>Saisir la peau et tirer vers le haut pour créer une tente de peau. Si vous utilisez un dispositif de retenue, les pinces peuvent devoir saisir la peau à travers la fente sur le dessus.</li>
	<li>Insérer l’aiguille parallèle à la colonne vertébrale, dirigée à l’opposé de la tête à la base du pli de la peau de la tente. Diriger l’aiguille loin de la tête pour éviter les risques de crevaisons sur le crâne, comme l’OS crânien de la souris est très mince. Les rats ont la tendance à l’arrière de leur tête, ce qui pourrait causer l’injection doit être déposé dans les muscles du cou.</li>
	<li>Insérer le biseau de l’aiguille vers le haut pour permettre une douce glisse dans la peau. Notez que l’aiguille est insérée sous les doigts de préhension de la peau. Pour améliorer la sécurité lors de l’injection d’articles biologiques, la peau est saisie avec une pince, éliminant ainsi la possibilité de blessures par piqûre d’aiguille.</li>
	<li>Tirer le piston pour vérifier l’emplacement approprié. Si l’air est aspiré dans la seringue, il indique que la pointe de l’aiguille n’est pas placée sous la peau et devront être retirés et repositionné. S’il y a une pression quand le piston est tiré vers l’arrière, elle indique le positionnement correct de l’aiguille, et que procéder à l’injection.</li>
	<li>Injecter lentement la substance avec un mouvement constant. Pour éviter la perte de l’article de l’injection, pause après l’injection, légèrement tourner l’aiguille sous la peau et pincer la peau au point d’injection tout en retirant l’aiguille.</li>
</ol> <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/10198/10198fig1.jpg"> figure 1. Injection sous-cutanée chez les souris.
 2. injection intrapéritonéale <ol><li>la méthode retenue manuelle avec une seule main est utilisée pour cette technique d’injection chez les souris. Ajuster la main, c’est elle placée assez haut sur le cou pour empêcher la souris de tourner.</li>
	<li>Saisir la peau lâche au niveau de la nuque entre le pouce et l’index.</li>
	<li>Stabiliser la croupe en l’épinglant la peau lâche le long du dos entre les deuxième, troisième et quatrième doigts et à la base du pouce, ou en plaçant la queue entre les troisième et quatrième doigts.</li>
	<li>IP injection chez le rat nécessite deux personnes, l’un visant à empêcher le rat et l’autre pour effectuer l’injection.
	<ol><li>Saisir le rat sur les épaules à l’aide de l’index et le majeur de chaque côté du cou et de la paume sur le dos. Le pouce et les troisième et quatrième doigts doivent encercler la poitrine pour éviter tout mouvement vers l’avant ou vers l’arrière. La position des doigts sur chaque côté du cou empêchera le rat de tourner sa tête.</li>
		<li>Lever le rat et tournez-la pour exposer l’abdomen ventral.</li>
		<li>Stabiliser la croupe en saisissant les pieds et la queue en toute sécurité et en étendant loin du corps.</li>
	</ol></li> <li>Position de la souris ou le rat pour exposer l’abdomen, en veillant à ce qu’il doit faire face vers le haut.</li>
	<li>Tilt l’animal avec la tête vers le bas à un angle de 30°, afin de permettre les intestins à tomber vers l’avant.</li>
	<li>Sites d’injection sont les suivants : <ol><li>la zone à injecter est parotidien bordée par une ligne imaginaire qui s’étend horizontalement à travers le corps en haut de la hanche (de flanc à flanc).</li>
		<li>La ligne médiane est la frontière médiale, reconnue comme étant l’intersection de poils qui poussent dans des directions opposées. Chez les animaux sans poil, la ligne médiane s’étend en ligne droite de la xiphoïde jusqu'à l’anus.</li>
		<li>Le bord latéral est une ligne du dessus de la hanche au prépuce chez l’homme et du haut de la hanche et à la suite les mamelles chez la femelle.</li>
		<li>Cela fournit une zone triangulaire pour la sécurité des injections.</li>
	</ol></li> <li>Injection d’un article dans les monuments <ol><li>Insérer une aiguille perpendiculairement à la colonne vertébrale, de la ligne médiane, dans le triangle comme décrit ci-dessus. Placer l’aiguille à un angle de 90° sur le plan du corps permet d’injection sécuritaire utilisant les deux côtés de l’abdomen. Ceci est particulièrement important pour les injections multiples, car elle minimise le traumatisme tissulaire en permettant l’alternance des sites d’injection.</li>
		<li>Lorsque l’aiguille est placée à un angle de 90°, il sera " pop " dans l’abdomen, ce qui permet une détermination plus facile de la profondeur. C’est aussi un repère visuel et tactile que l’aiguille est correctement positionné.</li>
		<li>Aspirer la seringue afin d’assurer la mise en place dans la cavité péritonéale et non dans la vessie, intestin ou les structures vasculaires.</li>
		<li>Éviter l’injection direction caudale chez la souris mâle afin d’éviter d’administrer l’article dans le sac scrotal. Éviter d’injecter dans la tétine de la femelle afin d’éviter les traumatismes.</li>
	</ol></li></ol> <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/10198/10198fig2.jpg"> figure 2. Les points de repère pour une injection intrapéritonéale chez les souris.
 3. injection intramusculaire <ol><li>retenue pour cette technique pour souris et rats nécessite deux personnes ou l’utilisation d’un tube de retenue. Décrite ici est une méthode d’une personne utilisant un dispositif de retenue.
	<ol><li>Placer l’animal dans le dispositif de retenue.</li>
		<li>Une fois que l’animal est dans le tube, saisir la queue afin de positionner l’animal avec les pattes arrière hors du tube.</li>
		<li>Saisir la peau du flanc à la partie crâniale du fémur pour allonger la jambe et empêcher la flexion de l’articulation fémoro.</li>
		<li>Le dispositif de retenue du poste alors qu’il se tienne sur la table avec l’animal ' s la tête dirigée vers le bas, ou posé sur la table pointé vers le corps du technicien pour permettre la stabilisation de l’appareil tandis que l’injection est effectuée.</li>
		<li>Sites d’injection est les suivantes : patte de la souris et le rat sont petites et les muscles fessiers (les muscles de la cuisse caudale) comprenant la plus grande masse musculaire dans le membre postérieur ; la deuxième plus grande masse musculaire dans le membre postérieur est le muscle gastrocnémien (le muscle du mollet). L’injection est faite sous l’angle caudal de la jambe.
		<ol><li>Localiser le fessier muscles masse postérieure sur le fémur. L’OS peuvent être palpé et le muscle grand est facilement ressenti.</li>
			<li>Noter que la ligne médiane de la jambe de la face postérieure relie le point de la pointe du jarret à la queue. Les cheveux souvent ont une crête où il s’agit ensemble, car il pousse dans des directions opposées des surfaces latérales et internes.</li>
			<li>Injections sont faites vers la face latérale de la cuisse de la ligne médiane. Cela réduit la probabilité d’endommager les nerfs et les vaisseaux sanguins situés sur la surface médiale de la jambe</li>
			<li>Injections faites dans le gastrocnémien sont font de la face postérieure et avec un examen attentif de l’emplacement de la veine saphène latérale.</li>
		</ol></li> <li>Injection d’un article dans les monuments <ol><li>Insérez l’aiguille perpendiculairement sur le fémur de la ligne médiane comme décrit ci-dessus, à une profondeur maximale de 5 mm pour le muscle fessier et un maximum de 3 mm pour le gastrocnémien.</li>
			<li>Pour éviter les traumatismes du muscle, des mouvement de l’aiguille dans le tissu doit être évitée. La seringue se tienne d’une façon qui ne nécessite pas de repositionnement de la main pour effectuer l’injection.</li>
			<li>Aspirer la seringue afin d’assurer le placement dans les muscles et pas dans un vaisseau sanguin.</li>
			<li>Injecter le matériau dans un mouvement continu et fluid. Ne pas injecter rapidement pour permettre une expansion lente du muscle. Injection rapide causera traumatisme tissulaire.</li>
		</ol></li></ol></li></ol> <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/10198/10198fig3.jpg"> Figure 3. Injection intramusculaire dans le muscle fessier chez le rat.
 4. injection intraveineuse utilisant la veine caudale <ol><li>retenue de l’animal est dépendant de la question de savoir si l’animal est anesthésié éveillé ou endormi.
	Animaux <ol><li>utiliser un tube cylindrique de retenue pour conscientes souris ou de rats, à l’exception de la glabres ou nue. En raison du caractère gras des animaux sans poils, il est difficile repositionner et retirer les dynamiques de l’acryliques, car leur peau a tendance à adhérer au plastique rigide. Ainsi, un cône en plastique souple sert.</li>
		<li>Autres dispositifs d’injection incluent plates-formes éclairées et chauffées plates-formes des cônes en plastique rigides lorsque la souris est conservée dans le cône strictement avec la tension sur la queue.</li>
		<li>Souris Anesthetized ne peut-être pas besoin de retenue.</li>
		<li>Chauffer le corps tout entier ou juste la queue pour s’assurer de la vasodilatation des vaisseaux queue.
		<ol><li>Chauffer l’ensemble du corps avec un tampon de chauffage électrique défini sur moyen ou une couverture d’eau circulante.</li>
			<li>Placer l’animal dans le dispositif de retenue, enveloppé dans la source de chaleur.</li>
			<li>Observer l’animal de près et retirer du feu dès que les vaisseaux sanguins se dilatent. Réchauffement du corps entier peut également être réalisé avec l’utilisation d’une lampe chauffante réalisée dans une cage. Lorsque vous utilisez une lampe de chaleur les animaux doivent être étroitement respectées, comme il est facile de les surchauffer.</li>
			<li>Lorsque le réchauffement du corps entier n’est pas réalisable, la queue seule de chauffage peut être réalisé à l’aide de compresses chaudes, d’une porte-serviette chauffant, bouillotte, ou plonger la queue dans l’eau tiède. Mise en garde doit être employé pour éviter de brûler la queue parce que les bouteilles d’eau chaude, serviettes chauffés et eau chaude n’ont pas de contrôle de la température. Il est fréquent pour les sources de chaleur être chauffés au départ. Ces sources de chaleur aussi refroidissent rapidement.</li>
		</ol></li> <li>L’utilisation d’huile de tissu est une autre façon d’améliorer la visualisation des vaisseaux.
		<ol><li>Tremper un coton-tige dans l’huile de tissu et appliquez le puits de pétrole de la portion de la queue qui est saisie pour la stabilisation. L’huile de tissus provoque les vaisseaux à apparaître plus clairement défini.</li>
			<li>Il est des huiles non toxiques disponibles dans le commerce qui contiennent un produit chimique dans la formulation qui crée le réchauffement de la peau et la vasodilatation à l’évaporation. Ces huiles sont appliquées, et après quelques instants, quand les vaisseaux sont visibles, l’huile en excès est essuyé avec un tampon d’ouate.</li>
			<li>Toutes les huiles peuvent faire la queue plus difficile à tenir.</li>
			<li>Lorsque vous utilisez des huiles, l’injection doit avoir lieu immédiatement après la visualisation des vaisseaux.</li>
		</ol></li> <li>Sites d’injection sont les suivants : <ol><li>les nervures latérales arrière sont situés sur les côtés de la queue. Il y a aussi des bateaux qui longent les médianes dorsales et ventrales de la queue qui ne conviennent pas à des fins d’injection.</li>
			<li>L’animal dans la drisse peut être tourné pour que les vaisseaux latéraux sont vers le haut pour faciliter l’injection. Par ailleurs, la queue peut être tournée pour amener les vaisseaux à la position plus acceptable pour l’injection.</li>
			<li>Les vaisseaux sont très superficielles. Ils deviennent plus superficielles qu’ils atteignent la base de la queue.</li>
		</ol></li> <li>Injection d’un article dans la veine caudale requiert des compétences. Pour éviter les traumatismes au vaisseau sanguin, des mouvement de l’aiguille doit être évitée. La seringue est organisée d’une manière qui ne nécessite pas de repositionnement de la main pour effectuer l’injection.
		<ol><li>Positionner la queue pour que le navire soit visible et être maintenu sous tension. Ne pas appliquer une tension excessive sur la queue, ou le navire peut être étiré et le flux sanguin diminué.</li>
			<li>Placer l’aiguille directement sur le navire jusqu'à son extrémité distale possible.</li>
			<li>, Appliquer une légère pression et glisser l’aiguille dans le parallèle de la queue et les vertèbres. Éviter la pêche à la ligne de l’aiguille vers le bas, comme l’aiguille sera transect le navire. L’aiguille doit être visible dans le navire, tel qu’il est avancé au moins 2 mm dans la lumière.</li>
			<li>Injecter le matériau dans un mouvement lent, fluid pour éviter la rupture du récipient.</li>
			<li>Une attention particulière à la queue pendant l’injection. Si correctement insérées dans le navire, le matériel d’injection qui se jettent dans le navire se fait sentir aucune résistance. Le vaisseau sanguin doit blanchir comme le sang est poussé par le matériel d’injection.</li>
			<li>Si l’aiguille n’est pas dans le navire, il y aura forte résistance lors de l’injection. Si l’injection avec force, le matériau se remplira l’espace sous-cutané et la queue se gonfler. Arrêter immédiatement, comme matériau conçu pour être injecté par voie intraveineuse peut être corrosif pour les tissus environnants. Retirer l’aiguille et essayez une autre injection plus proche sur la queue.</li>
			<li>Après l’injection réussie, retirer l’aiguille et appliquez une pression sur le site d’injection afin d’assurer la bonne hémostase avant de regagner la cage de l’animal.</li>
		</ol></li></ol></li></ol> <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/10198/10198fig4.jpg"> figure 4. Injection dans la veine chez des souris de queue.

administration de la substance est un composant commun des protocoles expérimentaux qui utilisent des animaux. Lors du choix d’un itinéraire de livraison, de nombreux facteurs doivent être délibérés, y compris les compétences techniques des personnes responsables pour le dosage des animaux, la taille de l’animal, la viscosité du fluide et la quantité à administrer. Un examen attentif de ces facteurs amélioreront le bien-être de l’animal et le résultat global de l’expérimentation.

administration d'agents expérimentaux i

source : Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR ; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Université de Notre Dame, IN que de nombreux protocoles de recherche exigent qu’une substance être injectées à un animal, l’itinéraire de livraison et la quantité de la substance doit être déterminée avec précision. Il existe plusieurs voies d’administration chez la souris et le rat. Quel itinéraire à utiliser est déterminée par plusieurs facteurs de la substance à doser : le pH de la solution, le volume nécessaire pour le dosage désiré et la viscosité de la solution. Lésions tissulaires graves peuvent se produire si une substance est administrée correctement. Cette vidéo se penche sur les diverses méthodes de retenue et de détails techniques pour les plus couramment utilisés itinéraires injection.

Administration d'agents expérimentaux I

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
As many research protocols require that a substance ...

L’administration de composés fait souvent partie intégrante d’une étude animale, et de nombreux facteurs doivent être évalués pour s’assurer que le composé est administré correctement et de manière humaine. Les deux principales voies d’administration sont l’entérale via le tube digestif et la parentérale à l’extérieur du tube digestif. La principale différence est que si le composé est administré par voie entérale, il subit un métabolisme hépatique AVANT d’entrer dans la circulation sanguine. Alors que, par n’importe quelle voie parentérale, comme l’intraveineuse ou l’intramusculaire, la substance saute ce premier passage par le foie, ce qui entraîne généralement une biodisponibilité plus élevée. Dans cette première vidéo de la série sur l’administration de composés, nous commencerons par discuter des facteurs qui influencent le choix de la voie d’administration en général. Ensuite, nous passerons en revue les méthodes d’injections parentérales les plus courantes, y compris les injections sous-cutanées abrégées en SC ou SubQ, intrapéritonéales ou IP, intramusculaires ou IM et intraveineuses AKA IV. Commençons par passer en revue quelques points que l’on doit garder à l’esprit avant d’effectuer tout type de procédure d’administration de composés. La première étape consiste à préparer la solution ou la suspension à injecter, et la première considération fondamentale pour la préparation d’une substance est la stérilité. Pour éviter l’introduction d’agents pathogènes dans l’animal, il est important que le matériel d’injection ainsi que les aiguilles et les seringues à utiliser soient stériles. La deuxième considération est la compatibilité physiologique. Une solution posologique, qu’elle soit administrée par voie entérale ou parentérale, doit être physiologiquement tamponnée à un pH approprié pour que le composé soit correctement absorbé et pour prévenir les lésions tissulaires. Le troisième facteur est la viscosité de l’article d’injection, qui joue un rôle essentiel dans la sélection de l’aiguille. Habituellement, des aiguilles de calibre 20 à 30 sont utilisées dans les procédures d’administration parentérale pour les souris et les rats. Les moyeux de ces aiguilles sont généralement codés par couleur pour faciliter l’identification. La solution doit avoir suffisamment de fluidité pour passer à travers au moins une de ces aiguilles. Si la solution peut en traverser plus d’un, alors, en général, le choix est la plus petite jauge possible. Le facteur suivant est le volume d’administration qui affecte le choix de la seringue. Comme pour les aiguilles, la plus petite seringue possible nécessaire pour un dosage précis avec des graduations correctes doit être sélectionnée. Le calibre de l’aiguille et le volume d’administration dépendent également de la voie d’administration, de l’espèce, de la taille et de l’âge de l’animal administré. Consultez le tableau 1 ci-dessous pour passer en revue les valeurs liées aux itinéraires abordés dans cette vidéo. La dernière considération importante est le taux d’absorption, qui varie considérablement selon chaque voie d’administration et peut jouer un rôle dans le choix de la méthode la mieux adaptée. Parlons maintenant des caractéristiques particulières des méthodes d’injection couramment utilisées. SC ou SubQ Injection place le matériau entre les couches de la peau et le muscle dans un espace virtuel créé par le soulèvement de la peau. Cela permet une injection sûre de plus grands volumes, mais le taux d’absorption est plus lent que les autres voies, ce qui donne un effet plus durable. Lors de l’administration de l’IP, le composé est injecté directement dans la cavité péritonéale. Il s’agit d’une autre méthode couramment utilisée pour livrer de grands volumes de solution. Bien qu’une injection IP soit considérée comme une administration parentérale, le mécanisme d’absorption est en fait plus similaire à un dosage oral. Une injection IM délivre un composé directement dans le muscle fessier ou le muscle gastrocnémien. Une substance injectée par voie intramusculaire est rapidement absorbée en raison du nombre abondant de vaisseaux dans le tissu musculaire, ce qui peut en faire une voie privilégiée dans certains cas. Une injection inappropriée ou répétée dans le muscle peut causer des lésions nerveuses entraînant une paralysie ou une nécrose musculaire. Enfin, une injection IV dans la veine de la queue de l’animal est la voie d’administration la plus efficace, car la substance est directement introduite dans le système circulatoire. Notez que le composé doit être injecté dans l’une des veines latérales de la queue caudale situées sur les côtés de la queue. Il y a un vaisseau qui longe la ligne médiane ventrale de la queue, qui ne convient pas à l’injection. Maintenant que nous avons discuté du contexte, apprenons les procédures, en commençant par les injections SC. Pour les souris, choisissez l’animal par sa queue et laissez-le reposer sur une autre surface sécurisée, comme un couvercle en fil de fer. Ensuite, retenez manuellement l’animal en soulevant la peau autour du cou, formant une tente. Ensuite, placez l’animal sur la table avec les pattes arrière reposant sur la surface et posez le talon de votre main sur la table pour éviter un poids excessif sur l’animal qui pourrait compromettre la respiration. Pour injecter, prenez la seringue avec la solution à injecter et dirigez l’aiguille parallèlement à la colonne vertébrale et loin de la tête pour éviter la possibilité de perforations au crâne. Ensuite, insérez l’aiguille avec le biseau vers le haut, ce qui permet un glissement doux dans la peau. Tirez le piston vers l’arrière pour vérifier que l’aiguille est correctement placée. S’il y a une contre-pression lorsque le piston est tiré vers l’arrière, l’aiguille est dans la bonne position. Si de l’air est aspiré dans le piston, l’aiguille devra être repositionnée. Après avoir vérifié que l’aiguille est correctement positionnée, injectez lentement avec un mouvement régulier. Faites une pause après l’injection et tournez légèrement l’aiguille sous la peau pour éviter la perte de l’article d’injection. Ensuite, pincez la peau au site d’injection et retirez l’aiguille. Cette même méthode peut être utilisée chez les rats sevrés. Pour les rats adultes, l’animal doit d’abord être immobilisé à l’aide d’un dispositif, dont la procédure est abordée dans la vidéo « Bases de la manipulation et de la contention » de cette collection. Ensuite, on peut effectuer l’injection SC de la même manière que chez la souris. Ensuite, nous allons apprendre à effectuer une injection IP. Chez la souris, utilisez la technique de contention à deux mains pour retenir manuellement l’animal, encore une fois décrite dans la vidéo « Bases de la manipulation et de la contention ». Assurez-vous que votre main non dominante est positionnée suffisamment haut sur le cou pour empêcher l’animal de se retourner. Stabilisez l’arrière-train en plaçant la queue entre le troisième et le quatrième doigt ou en épinglant fermement la peau entre les doigts restants et la base du pouce. Ensuite, positionnez l’animal de manière à exposer son abdomen. Inclinez l’animal avec la tête pointant vers le bas à une hauteur de 30 ? pour permettre aux intestins de tomber vers l’avant. Le repère de l’injection peut être décrit comme suit : tracez une ligne imaginaire qui s’étend horizontalement sur le corps, au sommet de la hanche, d’un flanc à l’autre. Tracez ensuite la bordure médiane, ou la ligne médiane, le long de la ligne où les cheveux poussant dans des directions opposées se rencontrent. Enfin, imaginez le bord latéral, qui est une ligne allant du haut des hanches au prépuce chez les mâles et suivant les trayons chez les femelles. Cela fournit la zone triangulaire pour une injection IP sûre. La méthode suivante dont nous parlerons est l’injection IM. La contention dans cette technique pour les souris et les rats nécessite soit deux personnes, soit l’utilisation d’un tube de contention. Ici, nous décrirons la méthode d’une seule personne à l’aide d’un dispositif de contention. Tout d’abord, placez l’animal dans le tube et avec les pattes arrière sorties, tirez la queue pour positionner l’animal. Ensuite, saisissez la peau du flanc au niveau de la partie crânienne du fémur pour étendre la jambe et empêcher le grasset de se plier. Ensuite, positionnez le dispositif de contention de manière à permettre la visualisation du site d’injection. Pour identifier le repère fessier, localisez la masse musculaire fessière en arrière du fémur. L’os peut être palpé et le gros muscle est facilement palpé. Notez la ligne médiane qui va de la pointe du jarret à la queue. Vous pouvez souvent voir la crête où les cheveux des surfaces latérale et interne se rejoignent poussant dans des directions opposées. En règle générale, les injections sont faites vers la face latérale de la ligne médiane. Le gastrocnémien est le muscle du mollet et l’injection dans ce muscle est également mieux effectuée à partir de la face postérieure. Pour le muscle fessier, au point de repère localisé, insérez l’aiguille à une profondeur maximale d’environ 5 mm. Évitez de repositionner la seringue pendant l’injection pour éviter des lésions musculaires. Ensuite, aspirez pour vous assurer que le placement est dans le muscle, et non dans un vaisseau sanguin. Et enfin, injectez le matériau de manière lente et régulière, car une injection rapide provoquera un traumatisme tissulaire. Retirez l’aiguille de manière perpendiculaire en suivant le même chemin que celui de l’insertion. Pour le muscle gastrocnémien, insérez l’aiguille à une profondeur maximale de 3 mm et effectuez l’injection de la même manière que pour le muscle fessier. Enfin, apprenons à effectuer une injection IV dans les veines de la queue des rongeurs. La même méthode s’applique aussi bien aux souris qu’aux rats. Placez l’animal dans un tube de contention cylindrique et réchauffez tout le corps de l’animal à l’aide d’un coussin chauffant électrique réglé sur MEDIUM pendant environ 2 à 5 minutes. Continuez à réchauffer l’animal, jusqu’à ce que les vaisseaux sanguins se dilatent, c’est-à-dire nettement plus gros. N’oubliez pas que les veines latérales de la queue caudale sont situées sur les côtés de la queue. L’artère qui se trouve dans la ligne médiane ventrale ne convient pas à l’injection. Faites pivoter le dispositif de retenue et positionnez la queue de manière à ce que les veines latérales de la queue soient tournées vers le haut et maintenues sous tension. N’appliquez pas de tension excessive ou le vaisseau peut être étiré et le flux sanguin diminué. Placez le biseau de l’aiguille directement sur le vaisseau sanguin aussi distalement que possible et appliquez une légère pression pour glisser l’aiguille dans la queue parallèlement à la colonne vertébrale. Injectez le matériau dans un mouvement lent et fluide et remarquez que le vaisseau blanchit lorsque le sang est expulsé par le matériau injecté. Si l’aiguille n’est pas correctement positionnée dans le vaisseau, il y aura une forte résistance lors de l’injection, et si vous injectez avec force, le matériau remplira l’espace sous-cutané et la queue gonflera. Arrêtez immédiatement car le matériau - conçu pour être injecté par voie intraveineuse - peut être caustique pour les tissus environnants. Retirez l’aiguille et tentez une autre injection plus crânienne sur la queue. Une fois l’injection réussie, retirez l’aiguille et appliquez une pression sur le site d’injection pour assurer une bonne hémostase avant de remettre l’animal dans la cage. Maintenant que vous êtes familiarisé avec les méthodes d’injection courantes, examinons certaines applications de ces voies d’administration, autres que l’administration de médicaments. Dans plusieurs expériences, des souris reçoivent une injection d’un agent pathogène spécifique pour étudier l’infection. Ici, les chercheurs ont utilisé la voie sous-cutanée pour introduire des bactéries résistantes aux antibiotiques qui causent des lésions, et la taille de ces lésions a servi de lecture de la virulence de l’agent pathogène. Divers scientifiques s’intéressent à l’étude de la distribution et de la survie des cellules souches après une administration systémique. Dans cette étude, les chercheurs ont effectué l’injection dans la veine de la queue de cellules souches neurales génétiquement marquées dans un modèle animal de sclérose en plaques et ont localisé la distribution des cellules injectées dans les régions de la moelle épinière et du cerveau. Dans une autre expérience, des chercheurs ont injecté des myoblastes marqués par fluorescence par voie intramusculaire dans un modèle animal de dystrophie musculaire. Ensuite, une bioluminescence a été réalisée pour analyser l’implantation réussie des cellules souches. Enfin, les injections peuvent également être utilisées pour générer des modèles animaux. Ces scientifiques ont effectué une injection intrapéritonéale de diméthylnitrosamine - une puissante toxine hépatique - chez des rats Wistar mâles pour générer un modèle animal de fibrose hépatique, qui a ensuite été utilisé pour étudier le développement de la maladie du foie. Vous venez de regarder le premier épisode de JoVE sur l’administration de composés traitant des injections parentérales couramment utilisées. N’oubliez pas que la voie d’administration optimale est basée sur plusieurs facteurs, notamment le pH, le volume et la viscosité de la solution injectée. Et chaque technique présente des avantages et des inconvénients, qu’il faut considérer en relation avec les besoins expérimentaux. Comme toujours, merci d’avoir regardé !

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Biologie fondamentale

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Rodents

Rongeurs

rodent injection routes and restraint

Rodent injection routes and restraint methods are key parts of compound administration in mice and rats. When a substance must be injected into an animal, the delivery route and the amount of compound must be chosen with care. The right choice helps match the dose to the protocol.

Several factors guide the route of administration. These include the pH of the solution, the volume needed for the desired dose, and the viscosity of the solution. Viscosity means how thick or resistant to flow a liquid is. These details help determine which injection route is most suitable.

Correct technique is important because poor administration can cause severe tissue damage. The video also shows the restraint methods used for these common injection routes. It focuses on the technical steps needed for mouse and rat injections.

Rodent Injection Routes and Restraint

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compound administration i

Rodent injection routes and restraint methods are key parts of compound administration in mice and rats. When a substance must be injected into an animal, the delivery route and the amount of compound must be chosen with care. The right choice helps match the dose to the protocol. Several factors guide the route of administration. These include the pH of the solution, the volume needed for the desired dose, and the viscosity of the solution. Viscosity means how thick or resistant to flow a...

compound administration ii

Choosing the Right Route for Compound Delivery

Compound delivery is a key part of many animal studies. The route used to give the compound can change how it is absorbed. Careful planning helps make sure the compound is delivered correctly. The substance itself also matters when a route is chosen. Its pH, viscosity, and concentration can all affect which method is best. These properties help guide the choice of administration route in a study.

compound administration iii

Specialized Injection Routes in Mice and Rats

Specialized injection routes in mice and rats are sometimes used when standard compound administration methods are not enough. Some study protocols call for less common routes such as intradermal, intranasal, and intracranial injections. These methods are used in laboratory animals and require careful technique. Intradermal injections place a compound into the skin. Intranasal injections deliver a compound through the nose. Intracranial injections are given into the brain. Because these...

compound administration iv

Specialized Injection Routes in Rodents

Specialized injection routes in laboratory mice and rats include intracardiac, footpad, and retro-orbital administration. These methods are used when a protocol calls for a route that is less common than standard compound delivery methods. Each route requires specialized training to perform correctly. Intracardiac injections deliver into the heart, footpad injections target the paw area, and retro-orbital injections are given around the eye region. Because these procedures are more technical,...

blood withdrawal i

Rodent Blood Collection Methods

Blood collection in mice and rats is a common part of research studies. The method used depends on how much blood is needed, how often samples must be taken, the animal's health, and the technician's skill level. This topic includes three blood withdrawal methods: retro-orbital sinus bleeds, initial tail snip bleeds, and intracardiac bleeds. Each method requires general anesthesia, which means the animal is made unconscious before the procedure begins.

blood withdrawal ii

Rodent Blood Sampling Methods

Blood collection from mice and rats can be done with several methods. The choice depends on the restraint needed, how invasive the procedure is, and whether a general anesthetic is required. These factors help determine which method is best for a given analysis. One older method uses the retro-orbital sinus cavity, which is located behind the eye. This approach has been debated because it may cause tissue damage or even blindness. For that reason, facial vein and submandibular vein bleeding...

anesthesia induction and maintenance

Laboratory Anesthesia and Pain Control

Laboratory anesthesia and pain control are important parts of veterinary care for research animals. The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals says that pain assessment and pain relief must be part of that care. Anesthesia means the loss of feeling or sensation.

considerations for rodent surgery 

Aseptic Steps in Rodent Survival Surgery

Aseptic technique is essential for rodent survival surgery. It is used to keep the surgical site as clean as possible and to reduce contamination during the procedure. This approach includes patient preparation, surgeon preparation, and sterilization of instruments and other supplies. It also depends on a clean, controlled environment. Careful planning before surgery helps set up these steps for success. During the operation, animals need close monitoring. After the surgery, postoperative...

diagnostic necropsy and tissue harvest

Rat Necropsy for Tissue Collection

Rat necropsy is a key step for collecting organs and tissues at the end of many animal studies. These final samples are used for data collection time points and later testing. Because the samples are used for analysis, the way they are taken can affect sample quality. Careful collection methods help preserve the organs and tissues for testing. The method of euthanasia, or the procedure used to humanely end the animal's life, can also affect sample quality. This article outlines proper necropsy...

sterile tissue harvest

Aseptic Organ Collection in Rats and Mice

Aseptic organ collection in rats and mice is used to keep harvested tissues free from contamination. The process is important when tissues will be used for cell and tissue cultures. It also supports later protein and RNA analysis, as well as metabolic profiling of tissues. The transcript connects this work to the 3 R's, which were introduced in 1959 by W.M.S. Russell and R.L. Burch in The Principles of Humane Experimental Technique. The 3 R's are replacement, reduction, and refinement in the...

early intervention and pain management

Cocher la case si le patient est un ancien combattant. Intervention précoce et gestion de la douleur

Toutes les procédures animales décrites ici doivent être menées conformément aux directives éthiques institutionnelles sur les animaux et approuvées par le IACUC. Toutes les procédures doivent suivre les principes des 3R - Remplacement, Réduction et Raffinement - et doivent être effectuées par du personnel qualifié.  Surveillance des animaux pour détecter les signes de douleur et de détresse La reconnaissance des signes précoces de douleur est essentielle pour une recherche éthique sur les...

humane euthanasia and confirmation of death in rodents

Collaboration avec des Associés internationaux

Toutes les procédures animales décrites ici doivent être menées conformément aux directives institutionnelles d'éthique animale et approuvées par le IACUC. Toutes les procédures doivent suivre les principes des 3R - Remplacement, Réduction et Raffinement - et doivent être effectuées par du personnel formé. Les critères d'euthanasie humanitaire chez les rongeurs sont des indicateurs cliniques, comportementaux ou physiologiques prédéfinis qui signalent qu'un animal ressent une douleur importante,...

habituation and positive reinforcement for rodent handling

Habituation et renforcement positif pour la manipulation des rongeurs

Toutes les procédures animales décrites ici doivent être menées conformément aux directives institutionnelles d'éthique animale et approuvées par le IACUC. Toutes les procédures doivent suivre les principes des 3R - Remplacement, Réduction et Raffinement - et doivent être effectuées par du personnel qualifié. L'habituation et le renforcement positif sont des stratégies de raffinement qui aident à réduire le stress pendant la manipulation de routine et les procédures expérimentales chez les...

breeding management in rodent studies

Gestion de l’élevage dans les études sur les rongeurs

Toutes les procédures animales décrites ici doivent être menées conformément aux directives institutionnelles d'éthique animale et approuvées par le IACUC. Toutes les procédures doivent suivre les principes des 3R - Remplacement, Réduction et Amélioration - et doivent être effectuées par du personnel qualifié. La gestion de l'élevage soutient les 3R en minimisant la production inutile d'animaux et en veillant à ce que seul le nombre d'animaux requis pour une étude soit généré. Des stratégies...

transport and acclimatization of rodents for research

Transport et acclimatation des rongeurs à des fins de recherche

Toutes les procédures animales décrites ici doivent être menées conformément aux directives institutionnelles d'éthique animale et approuvées par l'IACUC. Toutes les procédures doivent suivre les principes des 3R - Remplacement, Réduction et Raffinement - et doivent être effectuées par du personnel qualifié. Le transport des rongeurs pour la recherche nécessite des procédures qui minimisent le stress et maintiennent le bien-être animal pendant le déplacement afin de minimiser l'influence sur...

environmental enrichment for rodents

Enrichissement environnemental pour les rongeurs

Toutes les procédures animales décrites ici doivent être menées conformément aux directives institutionnelles d'éthique animale et approuvées par l'IACUC. Toutes les procédures doivent suivre les principes des 3R - Remplacement, Réduction et Raffinement - et doivent être effectuées par du personnel formé. L'enrichissement environnemental implique des objets et des pratiques qui encouragent les comportements naturels, améliorent le bien-être psychologique et favorisent un meilleur bien-être des...

rodents

Learn how route of administration, dose, pH, volume, and viscosity guide mouse and rat injections, plus the restraint methods used to help prevent tissue damage.

Rodent Injection Routes and Restraint | JoVE K12

HS-LS1-3.

Kay Stewart

Valerie A. Schroeder

University of Notre Dame

Overview

Key Considerations for Compound Administration

Characteristics of Different Injection Techniques

Subcutaneous Injection

Intraperitoneal (IP) Injection

Intramuscular (IM) Injection

Intravenous (IV) Injection via the Tail Vein

Applications

Summary

Characteristics of Life

Biology is a natural science that studies life and living organisms, including their structure, function, development, interactions, evolution, ...

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Cell Structure

Background
Cells represent the most basic biological units of all organisms, whether it be simple, single-celled organisms like bacteria, or large, ...

Visualizing Onion and Cheek Cells
ExpandImmediately before the experiment, wash and peel onion bulbs for the class.
Remove the entire brown outer skin and ...

Visualizing Onion and Human Cells
ExpandIn this experiment you will prepare different types of cells from a plant and animal, onion and human ...

What are Cells?

Cell Diversity

The concept of a cell started with microscopic observations of dead cork tissue by Robert Hooke in 1665. Hooke coined the term &#34;cell&#34; based on the ...

Cytoplasm

The cytoplasm consists of organelles and a framework of protein scaffolds called the cytoskeleton suspended in an aqueous solution, the cytosol. The ...

The Nucleus

The nucleus is a membrane-bound organelle that acts as a control center in a eukaryotic cell. It contains chromosomal DNA, which controls gene expression ...

The Central Dogma

The DNA Helix

Nucleic Acids

DNA as a Genetic Template

Structure of a Gene

A gene is the fundamental unit of heredity. Every individual has two copies of each gene, one inherited from each parent. Although most people contain the ...

Chromosome Structure

Base-pairing and DNA Repair

What is Gene Expression?

A gene is a stretch of DNA that serves as the blueprint for functional RNAs and proteins. Since DNA is comprised&#160; of nucleotides and proteins are ...

RNA Structure

The basic structure of RNA consists of a string of ribonucleotides attached by phosphodiester bonds. Although most RNA is single-stranded, it can form ...

Types of RNA

Three main types of RNA are involved in protein synthesis: messenger RNA (mRNA), transfer RNA (tRNA), and ribosomal RNA (rRNA). These RNAs perform diverse ...

Transcription

Transcription is the synthesis of RNA from a DNA sequence by RNA polymerase. It is the first step in producing a protein from a gene sequence. ...

Translation

Translation is the process of synthesizing proteins from the genetic information carried by messenger RNA (mRNA). Following transcription, it constitutes ...

Ribosomes

Ribosomes translate genetic information encoded by messenger RNA (mRNA) into proteins. Both prokaryotic and eukaryotic cells have ribosomes. Cells that ...

Protein and Protein Structures

Proteins: From Genes to Degradation

From DNA to Protein

The flow of genetic information in cells from DNA to mRNA to protein is described by the central dogma, which states that genes specify the sequence of ...

Protein Folding

Proteins are chains of amino acids linked together by peptide bonds. Upon synthesis, a protein folds into a three-dimensional conformation, critical to ...

An Overview of Gene Expression

Gene expression is the complex process where a cell uses its genetic information to make functional products. This process is regulated at multiple ...

an-introduction-to-caenorhabditis-elegans

An Introduction to Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is a microscopic, soil-dwelling roundworm that has been powerfully used as a model organism since the early 1970&rsquo;s.  It was ...

An Overview of Genetic Analysis

An organism&#8217;s physical traits, or phenotype, are a product of its genotype, which is the combination of alleles (gene variants) inherited from its ...

An Introduction to Cell Death

Necrosis, apoptosis, and autophagic cell death are all manners in which cells can die, and these mechanisms can be induced by different stimuli, such as ...

An Overview of Genetic Engineering

Genetic engineering &#8211; the process of purposefully altering an organism&#8217;s DNA &#8211; has been used to create powerful research tools and model ...

An Introduction to Cell Division

Cell division is the process by which a parent cell divides and gives rise to two or more daughter cells. It is a means of reproduction for single-cell ...

An Overview of Genetics and Disease

Many human diseases are associated with mutations or variations in genetic sequences. Some of these genetic variants are heritable, passed down from ...

an-introduction-to-cellular-and-molecular-neuroscience

An Introduction to Cellular and Molecular Neuroscience

Cellular and molecular neuroscience is one of the newest and fastest growing subdisciplines in neuroscience. By investigating the influences of genes, ...

Annexin V and Propidium Iodide Labeling

Staining with annexin V and propidium iodide (PI) provides researchers with a way to identify different types of cell death&#8212;either necrosis or ...

an-introduction-to-developmental-genetics

An Introduction to Developmental Genetics

Development is the complex process through which a single-celled embryo transforms into a multicellular organism. Developmental processes are guided by ...

Bacterial Transformation: Electroporation

The term &#x201C;transformation&#x201D; refers cellular ingestion of foreign DNA.  In nature, transformation can occur in certain types of bacteria.  In ...

an-introduction-to-molecular-developmental-biology

An Introduction to Molecular Developmental Biology

Molecular signals play a major role in the complex processes occurring during embryonic development. These signals regulate activities such as cell ...

bacterial-transformation-the-heat-shock-method

Bacterial Transformation: The Heat Shock Method

Transformation is the process that occurs when a cell ingests foreign DNA from its surroundings. Transformation can occur in nature in certain types of ...

an-introduction-to-saccharomyces-cerevisiae

An Introduction to Saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces cerevisiae (commonly known as baker&rsquo;s yeast) is a single-celled eukaryote that is frequently used in scientific research.  S. ...

Cell Cycle Analysis

Cell cycle refers to the set of events through which a cell grows, replicates its genome, and ultimately divides into two daughter cells through the ...

An Introduction to Transfection

Transfection is the process of inserting genetic material, such as DNA and double stranded RNA, into mammalian cells. The insertion of DNA into a cell ...

Chromatin Immunoprecipitation

Histones are proteins that help organize DNA in eukaryotic nuclei by serving as &#8220;scaffolds&#8221; around which DNA can be wrapped, forming a complex ...

An Overview of Epigenetics

Since the early days of genetics research, scientists have noted certain heritable phenotypic differences that are not due to differences in the ...

community-dna-extraction-from-bacterial-colonies

Community DNA Extraction from Bacterial Colonies

Source: Laboratories of Dr. Ian Pepper and Dr. Charles Gerba - The University of Arizona
Demonstrating Author: Luisa Ikner
Traditional methods of analysis ...

Cytogenetics

Cytogenetics is the field of study devoted to chromosomes, and involves the direct observation of a cell&#8217;s chromosomal number and structure, ...

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Embryonic Stem Cell Culture and Differentiation

Culturing embryonic stem (ES) cells requires conditions that maintain these cells in an undifferentiated state to preserve their capacity for self-renewal ...

DNA Gel Electrophoresis

DNA gel electrophoresis is a technique used for the detection and separation of DNA molecules. An electric field is applied to a gel matrix comprised of ...

Enzyme Assays and Kinetics

Enzyme kinetics describes the catalytic effects of enzymes, which are biomolecules that facilitate chemical reactions necessary for living organisms. ...

DNA Ligation Reactions

In molecular biology, ligation refers to the joining of two DNA fragments through the formation of a phosphodiester bond.  An enzyme known as a ligase ...

Construct an explanation based on evidence for how the structure of DNA determines the structure of proteins which carry out the essential functions of life through systems of specialized cells.

HS-LS1-1.

Rodent Injection Routes and Restraint

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