Name: rodent injection routes and restraint
Uploaded: 2015-07-24T15:42:00.000Z
Duration: 15 min 5 s
Channel: JoVE

K12 Standards

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New York State Science Learning Standards

High School

Life Science

Structure and Function

HS-LS1-2.

Compound Administration I

1. Iniezione sottocutanea
<ol><li>Trattenere manualmente il mouse tramite la presa di ritenuta con una sola mano. Una volta afferrato, lasciare che il mouse riposi su un tavolo o su un'altra superficie sicura. Assicurati di evitare di esercitare pressione sul corpo del mouse.</li>
	<li>Appoggiare il tallone della mano sul tavolo per evitare un peso eccessivo sul mouse che può compromettere la respirazione. I topi possono anche essere trattenuti in un dispositivo commerciale. Per i ratti, è meglio usare un dispositivo di ritenuta commerciale.</li>
	<li>Afferra la pelle e tira verso l'alto per creare una tenda di pelle. Se si utilizza un dispositivo di ritenuta, potrebbe essere necessario un pince per afferrare la pelle attraverso la fessura sulla parte superiore.</li>
	<li>Inserire l'ago parallelo alla colonna vertebrale, diretto lontano dalla testa alla base della piega cutanea della tenda. Dirigere l'ago lontano dalla testa per evitare la possibilità di punture al cranio, poiché l'osso del cranio del topo è molto sottile. I ratti hanno la tendenza a rialzare la testa, il che potrebbe causare l'iniezione da inserire nei muscoli del collo.</li>
	<li>Inserire la smussatura dell'ago per consentire una leggera scivolata nella pelle. Si noti che l'ago viene inserito sotto le dita afferrando la pelle. Per migliorare la sicurezza durante l'iniezione di articoli biosciepi, la pelle viene afferrata con una pinza, eliminando così la possibilità di lesioni da aghi.</li>
	<li>Tirare indietro lo stantuffo per verificare il corretto posizionamento. Se l'aria viene aspirata nella siringa, indica che la punta dell'ago non è posizionata sotto la pelle e dovrà essere ritirata e riposizionata. Se c'è una ripressione quando lo stantuffo viene tirato indietro, indica il corretto posizionamento dell'ago e che l'iniezione può procedere.</li>
	<li>Iniettare la sostanza lentamente con un movimento costante. Per evitare la perdita dell'articolo di iniezione, fare una pausa dopo l'iniezione, ruotare leggermente l'ago sotto la pelle e pizzicare la pelle nel sito di iniezione mentre si preleva l'ago.</li>
</ol><img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/10198/10198fig1.jpg"> Figura 1. Iniezione sottocutanea nei topi.
2. Iniezione intraperitoneale
<ol><li>Il metodo di ritenuta manuale con una sola mano viene utilizzato per questa tecnica di iniezione nei topi. Regola la mano in modo che sia posizionata abbastanza in alto sul collo per evitare che il mouse giri.</li>
	<li>Afferrare la pelle sciolta alla nuca tra il pollice e l'indice.</li>
	<li>Stabilizzare i quarti posteriori bloccando la pelle sciolta lungo la schiena tra il secondo, il terzo e il quarto dito e la base del pollice, oppure posizionando la coda tra il terzo e il quarto dito.</li>
	<li>L'iniezione IP nel ratto richiede due persone, una per trattenere il ratto e l'altra per eseguire l'iniezione.<ol>
<li>Afferrare il topo sulle spalle usando l'indice e il medio su ciascun lato del collo e il palmo sulla schiena. Il pollice e il terzo e il quarto dito dovrebbero circondare il torace per impedire il movimento in avanti o indietro. La posizione delle dita su ciascun lato del collo impedisce al ratto di girare la testa.</li>
		<li>Sollevare il ratto e girarlo per esporre l'addome ventrale.</li>
		<li>Stabilizzare i quarti posteriori afferrando saldamente i piedi e la coda ed estendendoli lontano dal corpo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Posizionare il topo o il ratto per esporre l'addome, assicurandosi che sia rivolto verso l'alto.</li>
	<li>Inclinare l'animale con la testa rivolta verso il basso con un angolo di circa 30°, per permettere all'intestino di cadere in avanti.</li>
	<li>I punti di riferimento dell'iniezione sono i seguenti:<ol>
<li>L'area da iniettare è delimitata cranicamente da una linea immaginaria che si estende orizzontalmente attraverso il corpo nella parte superiore dell'anca (da un fianco all'altro).</li>
		<li>La linea mediana è il bordo mediale, riconosciuto come il punto in cui si incontrano i capelli che crescono in direzioni opposte. Negli animali glatti, la linea mediana si estende in linea retta dallo xifoide all'ano.</li>
		<li>Il bordo laterale è una linea dalla parte superiore dell'anca al prepuzio nel maschio, e dalla parte superiore dell'anca e seguendo le tettareane nella femmina.</li>
		<li>Ciò fornisce un'area triangolare per un'iniezione sicura.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Iniezione di un articolo all'interno dei punti di riferimento<ol>
<li>Inserire un ago perpendicolare alla colonna vertebrale, fuori dalla linea mediana, nel triangolo come descritto sopra. Posizionare l'ago con un angolo di 90 ° rispetto al piano del corpo consente un'iniezione sicura utilizzando entrambi i lati dell'addome. Ciò è particolarmente importante con iniezioni multiple, in quanto riduce al minimo il trauma tissutale consentendo l'alternanza dei siti di iniezione.</li>
		<li>Quando l'ago viene posizionato con un angolo di 90 °, "scoppia" nell'addome, consentendo una più facile determinazione della profondità. Questo è anche un segnale visivo e tattile che l'ago è posizionato correttamente.</li>
		<li>Aspirare la siringa per garantire il posizionamento all'interno della cavità peritoneale e non all'interno della vescica urinaria, dell'intestino o delle strutture vascolari.</li>
		<li>Evitare di iniettare caudally nel topo maschio per evitare di somministrare l'articolo nel sacco scrotale. Evitare di iniettare nella tettarella della femmina per prevenire traumi.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/10198/10198fig2.jpg"> Figura 2. I punti di riferimento per l'iniezione intraperitoneale nei topi.
3. Iniezione intramuscolare
<ol><li>La moderazione per questa tecnica per topi e ratti richiede due persone o l'uso di un tubo di ritenuta. Descritto qui è un metodo per una persona che utilizza un dispositivo di ritenuta.<ol>
<li>Posizionare l'animale nel dispositivo di ritenuta.</li>
		<li>Una volta che l'animale è nel tubo, afferrare la coda per posizionare l'animale con le zampe posteriori fuori dal tubo.</li>
		<li>Afferrare la pelle del fianco alla porzione cranica del femore per estendere la gamba e impedire al soffocamento di piegarsi.</li>
		<li>Posizionare il dispositivo di ritenuta in modo che si trovi sul tavolo con la testa dell'animale rivolta verso il basso o sdraiato sul tavolo puntato verso il corpo del tecnico per consentire la stabilizzazione del dispositivo durante l'iniezione.</li>
		<li>I punti di riferimento dell'iniezione sono i seguenti: sia il topo che la gamba del ratto sono piccoli con i muscoli glutei (i muscoli caudali della coscia) che comprendono la più grande massa muscolare nell'arto posteriore; la seconda massa muscolare più grande nell'arto posteriore è il gastrocnemio (il muscolo del polpaccio). L'iniezione è fatta dall'aspetto caudale della gamba.<ol>
<li>Individuare la massa muscolare glutea posteriore al femore. L'osso può essere palpato e il grande muscolo è facilmente ingialloso.</li>
			<li>Si noti che la linea mediana della gamba dall'aspetto posteriore va dalla punta del garretto alla coda. I capelli hanno spesso una cresta dove si uniscono, poiché crescono in direzioni opposte rispetto alle superfici laterali e interne.</li>
			<li>Le iniezioni vengono effettuate verso l'aspetto laterale della coscia dalla linea mediana. Ciò riduce la probabilità di danneggiare i nervi e i vasi sanguigni situati sulla superficie mediale della gamba.</li>
			<li>Le iniezioni fatte nel gastrocnemio sono fatte dall'aspetto posteriore e con un'attenta considerazione della posizione della vena safena laterale.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Iniezione di un articolo all'interno dei punti di riferimento<ol>
<li>Inserire l'ago perpendicolarmente al femore fuori dalla linea mediana come descritto sopra, ad una profondità massima di 5 mm per il muscolo gluteo e un massimo di 3 mm per il gastrocnemio.</li>
			<li>Per evitare traumi al muscolo, deve essere impedito il movimento estraneo dell'ago nel tessuto. La siringa deve essere tenuta in modo da non richiedere il riposizionamento della mano per eseguire l'iniezione.</li>
			<li>Aspirare la siringa per garantire il posizionamento all'interno del muscolo e non in un vaso sanguigno.</li>
			<li>Iniettare il materiale con un movimento costante e fluido. Non iniettare rapidamente in modo da consentire una lenta espansione del muscolo. L'iniezione rapida causerà traumi tissutali.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/10198/10198fig3.jpg"> Figura 3. Iniezione intramuscolare nel muscolo gluteo nei ratti.
4. Iniezione endovenosa utilizzando la vena della coda
<ol><li>La moderazione dell'animale dipende dal fatto che l'animale sia anestetizzato o sveglio.<ol><li>Utilizzare un tubo di ritenuta cilindrico per topi o ratti coscienti, ad eccezione degli animali glari o nudi. A causa della natura oleosa degli animali glari, è difficile riposizionarli e rimuoverli dai freni acrilici, poiché la loro pelle tende ad aderire alla plastica rigida. Pertanto, viene utilizzato un cono di plastica flessibile.</li>
		<li>Altri dispositivi di iniezione includono piattaforme illuminate, piattaforme riscaldate e coni di plastica rigida in cui il mouse è tenuto nel cono rigorosamente con tensione sulla coda.</li>
		<li>I topi anestetizzati potrebbero non aver bisogno di moderazione.</li>
		<li>Riscaldare tutto il corpo o solo la coda per garantire la vasodilatazione dei vasi di coda.<ol>
<li>Riscaldare tutto il corpo con una piastra riscaldante elettrica impostata sul mezzo o una coperta d'acqua circolante.</li>
			<li>Posizionare l'animale nel dispositivo di ritenuta, avvolto nella fonte di calore.</li>
			<li>Osservare attentamente l'animale e rimuoverlo dalla fonte di calore non appena i vasi sanguigni si dilatano. Il riscaldamento di tutto il corpo può anche essere ottenuto con l'uso di una lampada di calore diretta in una gabbia. Quando si utilizza una lampada di calore, gli animali devono essere osservati da vicino, poiché è facile surriscaldarli.</li>
			<li>Quando il riscaldamento di tutto il corpo non è fattibile, il riscaldamento della coda da solo può essere ottenuto utilizzando impacchi caldi da un asciugamano riscaldato, una bottiglia di acqua calda o immergendo la coda in acqua calda. Bisogna fare attenzione per evitare di bruciare la coda perché le bottiglie di acqua calda, gli asciugamani riscaldati e l'acqua calda non hanno controlli di temperatura. È comune che le fonti di calore siano inizialmente surriscaldate. Anche queste fonti di calore si raffreddano rapidamente.</li>
		</ol></li>
		<li>L'uso di olio di tessuto è un altro modo per migliorare la visualizzazione dei vasi.<ol>
<li>Immergere un applicatore con punta di cotone nell'olio di tessuto e applicare l'olio ben lontano dalla porzione della coda che viene afferrata per la stabilizzazione. L'olio di tessuto fa sì che i vasi appaiano più chiaramente definiti.</li>
			<li>Ci sono oli non tossici disponibili in commercio che contengono una sostanza chimica nella formulazione che crea riscaldamento della pelle e vasodilatazione con evaporazione. Questi oli vengono applicati e, dopo pochi istanti, quando i vasi sono visibili, l'olio in eccesso viene spazzato via con un batuffolo di cotone.</li>
			<li>Tutti gli oli possono rendere la coda più difficile da tenere.</li>
			<li>Quando si utilizzano oli, l'iniezione deve essere effettuata immediatamente dopo la visualizzazione dei vasi.</li>
		</ol></li>
		<li>I punti di riferimento dell'iniezione sono i seguenti:<ol>
<li>Le vene laterali della coda si trovano ai lati della coda. Ci sono anche vasi che corrono lungo le linee medie dorsali e ventrali della coda che non sono adatti per scopi di iniezione.</li>
			<li>L'animale nel limitatore può essere ruotato in modo che i vasi laterali siano rivolti verso l'alto per facilitare l'iniezione. In alternativa, la coda può essere ruotata per portare i vasi in una posizione più accettabile per l'iniezione.</li>
			<li>Le navi sono molto superficiali. Diventano più superficiali quando raggiungono la base della coda.</li>
		</ol></li>
		<li>L'iniezione di un articolo nella vena della coda richiede abilità. Per evitare traumi al vaso sanguigno, deve essere impedito il movimento estraneo dell'ago. La siringa viene tenuta in un modo che non richiede il riposizionamento della mano per eseguire l'iniezione.<ol>
<li>Posizionare la coda in modo che la nave sia visibile e tenuta sotto tensione. Non applicare una tensione eccessiva alla coda, o la nave può essere allungata e il flusso sanguigno diminuito.</li>
			<li>Posizionare l'ago direttamente sopra la nave il più lontano possibile.</li>
			<li>Applicare una leggera pressione e far scorrere l'ago nella coda parallelamente alle vertebre. Evitare di inclinare l'ago verso il basso, poiché l'ago trascinerà la nave. L'ago deve essere visibile nel vaso in quanto è avanzato di almeno 2 mm nel lume.</li>
			<li>Iniettare il materiale con un movimento lento e fluido per evitare la rottura della nave.</li>
			<li>Prestare particolare attenzione alla coda durante l'iniezione. Se inserito correttamente nel recipiente, il materiale di iniezione che scorre nel recipiente viene percepito senza resistenza. Il vaso sanguigno dovrebbe sbollentare mentre il sangue viene spinto fuori dal materiale di iniezione.</li>
			<li>Se l'ago non è nella nave, ci sarà una forte resistenza durante l'iniezione. Se iniettato con forza, il materiale riempirà lo spazio sottocutaneo e la coda si gonfierà. Fermarsi immediatamente, poiché il materiale progettato per essere iniettato per via endovenosa può essere caustico ai tessuti circostanti. Prelevare l'ago e tentare un'altra iniezione più cranica sulla coda.</li>
			<li>Dopo aver effettuato con successo l'iniezione, prelevare l'ago e applicare pressione sul sito di iniezione per assicurare una buona emostasi prima di riportare l'animale nella gabbia.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
</ol><img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/10198/10198fig4.jpg"> Figura 4. Iniezione della vena della coda nei topi.

La somministrazione di sostanze è un componente comune dei protocolli sperimentali che utilizzano animali. Quando si sceglie una via di consegna, molti fattori devono essere deliberati, tra cui la competenza tecnica di quegli individui responsabili del dosaggio degli animali, le dimensioni dell'animale, la viscosità del fluido e la quantità da somministrare. Un'attenta considerazione di questi fattori migliorerà il benessere dell'animale e il risultato complessivo dell'esperimento.

amministrazione composta i

Fonte: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Università di Notre Dame, IN
Poiché molti protocolli di ricerca richiedono che una sostanza venga iniettata in un animale, la via di consegna e la quantità della sostanza devono essere determinate con precisione. Ci sono diverse vie di somministrazione disponibili nel topo e nel ratto. Quale via d'uso è determinata da diversi fattori della sostanza da iniettare: il pH della soluzione, il volume richiesto per il dosaggio desiderato e la viscosità della soluzione. Gravi danni ai tessuti possono verificarsi se una sostanza viene somministrata in modo errato. Questo video esamina i vari metodi di contenimento e i dettagli tecnici per le vie di iniezione più comunemente utilizzate.

Amministrazione composta I

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
As many research protocols require that a substance ...

La somministrazione del composto è spesso parte integrante di uno studio sugli animali e molti fattori devono essere valutati per garantire che il composto venga somministrato correttamente e in modo umano. Le due principali vie di somministrazione sono enterale-attraverso il tubo digerente e parenterale-al di fuori del tubo digerente. La differenza principale è che, se il composto viene somministrato per via enterale, subisce il metabolismo epatico PRIMA di entrare nel flusso sanguigno. Mentre, attraverso qualsiasi via parenterale, come endovenosa o intramuscolare, la sostanza salta questo primo passaggio attraverso il fegato, di solito con conseguente maggiore biodisponibilità. In questo primo video della serie sulla somministrazione di composti, inizieremo discutendo i fattori che influenzano la scelta della via di somministrazione in generale. E poi esamineremo i metodi di iniezione parenterale più comuni, tra cui sottocutanea abbreviata in SC o SubQ, intraperitoneale o IP, intramuscolare o IM e AKA IV per via endovenosa. Iniziamo esaminando alcune cose che si dovrebbero tenere a mente prima di eseguire qualsiasi tipo di procedura di somministrazione di composti. Il primo passo è preparare la soluzione o la sospensione da iniettare e la prima considerazione fondamentale per la preparazione della sostanza è la sterilità. Per prevenire l'introduzione di agenti patogeni nell'animale, è importante che il materiale di iniezione, gli aghi e le siringhe da utilizzare siano sterili. La seconda considerazione è la compatibilità fisiologica. Una soluzione di dosaggio, somministrata per via enterale o parenterale, deve essere fisiologicamente tamponata a un pH adeguato affinché il composto possa essere assorbito correttamente e per prevenire lesioni tissutali. Il terzo fattore è la viscosità dell'articolo per iniezione, che svolge un ruolo fondamentale nella selezione dell'ago. Di solito, nelle procedure di somministrazione parenterale per topi e ratti vengono utilizzati aghi da 20 a 30 gauge. I mozzi di questi aghi sono solitamente codificati a colori per facilitarne l'identificazione. La soluzione dovrebbe avere una fluidità sufficiente per passare attraverso almeno uno di questi aghi. Se la soluzione può passare attraverso più di uno, allora, in generale, la scelta è il calibro più piccolo possibile. Il fattore successivo è il volume di somministrazione che influisce sulla selezione della siringa. Analogamente agli aghi, è necessario selezionare la siringa più piccola possibile necessaria per un dosaggio accurato con graduazioni corrette. Anche il calibro dell'ago e il volume di somministrazione dipendono dalla via e dalla specie, dalle dimensioni e dall'età dell'animale a cui viene somministrato. Vedere la Tabella 1 di seguito per esaminare i valori relativi ai percorsi discussi in questo video. L'ultima considerazione importante è il tasso di assorbimento, che varia in modo significativo con ogni via di somministrazione e può svolgere un ruolo nella selezione del metodo più adatto. Ora, parliamo delle caratteristiche peculiari dei metodi di iniezione abitualmente impiegati. L'iniezione SC o SubQ posiziona il materiale tra gli strati della pelle e il muscolo in uno spazio virtuale creato sollevando la pelle. Ciò consente un'iniezione sicura di volumi maggiori, ma il tasso di assorbimento è più lento rispetto ad altre vie, fornendo un effetto più sostenuto. Durante la somministrazione di IP, il composto viene iniettato direttamente nella cavità peritoneale. Questo è un altro metodo comune utilizzato per fornire grandi volumi di soluzione. Sebbene un'iniezione IP sia considerata somministrazione parenterale, il meccanismo di assorbimento è in realtà più simile al dosaggio orale. Un'iniezione IM eroga un composto direttamente nel muscolo gluteo o gastrocnemio. Una sostanza iniettata per via intramuscolare viene assorbita rapidamente a causa dell'abbondante numero di vasi all'interno del tessuto muscolare, il che potrebbe renderla una via preferita in alcuni casi. L'iniezione impropria o ripetuta nel muscolo può causare danni ai nervi con conseguente paralisi o necrosi muscolare. Infine, un'iniezione endovenosa nella vena caudale dell'animale è la via di somministrazione più efficace, poiché la sostanza viene introdotta direttamente nel sistema circolatorio. Si noti che il composto deve essere iniettato in una delle vene caudali laterali della coda situate ai lati della coda. C'è un vaso che corre lungo la linea mediana ventrale della coda, che non è adatto per scopi di iniezione. Ora che abbiamo discusso il contesto, impariamo le procedure, a partire dalle iniezioni SC. Per i topi, prendi l'animale per la coda e lascialo riposare su un'altra superficie sicura, come il coperchio della barra metallica. Quindi, trattieni manualmente l'animale sollevando la pelle intorno al collo, formando una tenda. Successivamente, posiziona l'animale sul tavolo con le zampe posteriori appoggiate sulla superficie e appoggia il palmo della mano sul tavolo per evitare un peso eccessivo sull'animale che potrebbe compromettere la respirazione. Per l'iniezione, prelevare la siringa con la soluzione da iniettare e dirigere l'ago parallelamente alla colonna vertebrale e lontano dalla testa per evitare la possibilità di punture al cranio. Quindi, inserire l'ago con lo smusso rivolto verso l'alto, che consente una delicata scivolata nella pelle. Tirare indietro lo stantuffo per verificare il corretto posizionamento dell'ago. Se c'è contropressione quando lo stantuffo viene tirato indietro, l'ago è nella posizione corretta. Se l'aria viene aspirata nello stantuffo, l'ago dovrà essere riposizionato. Dopo aver verificato che l'ago sia posizionato correttamente, iniettare lentamente con un movimento costante. Faccia una pausa dopo l'iniezione e ruoti leggermente l'ago sotto la pelle per evitare la perdita dell'articolo per iniezione. Quindi, pizzicare la pelle nel sito di iniezione e ritirare l'ago. Questo stesso metodo può essere utilizzato nei ratti svezzati. Per i ratti adulti, prima l'animale deve essere trattenuto utilizzando un dispositivo, la cui procedura è discussa nel video "Nozioni di base sulla manipolazione e la contenzione" di questa raccolta. Quindi, si può eseguire l'iniezione SC nello stesso modo in cui viene eseguita nei topi. Successivamente, impareremo come eseguire un'iniezione IP. Nei topi, utilizzare la tecnica di contenzione a due mani per trattenere manualmente l'animale, sempre descritta nel video "Nozioni di base sulla manipolazione e la contenzione". Assicurati che la tua mano non dominante sia posizionata abbastanza in alto sul collo per evitare che l'animale si giri. Stabilizzare i quarti posteriori posizionando la coda tra il terzo e il quarto dito o fissando saldamente la pelle tra le dita rimanenti e la base del pollice. Quindi, posiziona l'animale in modo che esponga l'addome. Inclinare l'animale con la testa rivolta verso il basso a 30? per consentire all'intestino di cadere in avanti. Il punto di riferimento dell'iniezione può essere delineato in questo modo: disegna una linea immaginaria che si estende orizzontalmente attraverso il corpo, nella parte superiore dell'anca, da un fianco all'altro. Quindi disegna il bordo mediale, o la linea mediana, lungo la linea in cui si incontrano i peli che crescono in direzioni opposte. Infine, immagina il bordo laterale, che è una linea che va dalla parte superiore dei fianchi al prepuzio nei maschi e che segue i capezzoli nelle femmine. Questo fornisce l'area triangolare per un'iniezione IP sicura. Il prossimo metodo di cui parleremo è l'iniezione IM. La contenzione in questa tecnica sia per i topi che per i ratti richiede due persone o l'uso di un tubo di contenzione. Qui, descriveremo il metodo per una sola persona che utilizza un dispositivo di contenzione. Per prima cosa, posiziona l'animale nel tubo e con le zampe posteriori in fuori, tira la coda per posizionare l'animale. Quindi, afferra la pelle del fianco in corrispondenza della porzione cranica del femore per estendere la gamba e impedire al ginocchio di piegarsi. Quindi, posizionare il dispositivo di ritenuta in modo da consentire la visualizzazione del sito di iniezione. Per identificare il punto di riferimento del gluteo, individuare la massa muscolare glutea posteriormente al femore. L'osso può essere palpato e il grande muscolo è facilmente palpabile. Notare la linea mediana che va dalla punta del garretto alla coda. Spesso puoi vedere la cresta in cui i peli delle superfici laterali e interne si uniscono crescendo in direzioni opposte. In genere, le iniezioni vengono effettuate verso l'aspetto laterale della linea mediana. Il gastrocnemio è il muscolo del polpaccio e l'iniezione in questo muscolo viene eseguita al meglio anche dall'aspetto posteriore. Per il muscolo gluteo, nel punto di riferimento localizzato, inserire l'ago a una profondità massima di circa 5 mm. Evitare di riposizionare la siringa durante l'iniezione per evitare danni muscolari. Quindi, aspirare per assicurarsi che il posizionamento sia all'interno del muscolo, non di un vaso sanguigno. Infine, iniettare il materiale in modo lento e costante, poiché un'iniezione rapida causerà un trauma tissutale. Rimuovere l'ago in modo perpendicolare seguendo lo stesso percorso di quello dell'inserimento. Per il muscolo gastrocnemio, inserire l'ago a una profondità massima di 3 mm ed eseguire l'iniezione nello stesso modo del muscolo gluteo. Infine, impariamo come eseguire un'iniezione endovenosa nelle vene della coda dei roditori. Lo stesso metodo è applicabile sia ai topi che ai ratti. Posizionare l'animale in un tubo di ritenuta cilindrico e riscaldare l'intero corpo dell'animale utilizzando un termoforo elettrico impostato su MEDIO per circa 2-5 minuti. Continuate a riscaldare l'animale, fino a quando i vasi sanguigni non si dilatano, cioè sono notevolmente più grandi. Ricorda, le vene caudali laterali della coda si trovano ai lati della coda. L'arteria che si trova nella linea mediana ventrale non è adatta per l'iniezione. Ruotare il dispositivo di ritenuta e posizionare la coda in modo che le vene laterali della coda siano rivolte verso l'alto e tenute in tensione. Non applicare una tensione eccessiva o il vaso può essere allungato e il flusso sanguigno diminuito. Posizionare l'ago smussato direttamente sul vaso sanguigno il più distalmente possibile e applicare una leggera pressione per far scorrere l'ago nella coda parallelamente alla colonna vertebrale. Iniettare il materiale con un movimento lento e fluido e notare che il vaso sbianca quando il sangue viene espulso dal materiale di iniezione. Se l'ago non è posizionato correttamente nel vaso, ci sarà una forte resistenza durante l'iniezione e se si inietta con forza, il materiale riempirà lo spazio sottocutaneo e la coda si gonfierà. Interrompere immediatamente poiché il materiale, progettato per essere iniettato per via endovenosa, può essere caustico per i tessuti circostanti. Ritira l'ago e tenta un'altra iniezione più craniale sulla coda. Dopo aver eseguito correttamente l'iniezione, estrarre l'ago e applicare pressione sul sito di iniezione per assicurare una buona emostasi prima di riportare l'animale nella gabbia. Ora che hai familiarità con i metodi di iniezione comuni, diamo un'occhiata ad alcune applicazioni di queste vie di somministrazione, oltre alla somministrazione del farmaco. In diversi esperimenti, ai topi viene iniettato un agente patogeno specifico per studiare l'infezione. Qui, i ricercatori hanno utilizzato la via sottocutanea per introdurre batteri resistenti agli antibiotici che causano lesioni e le dimensioni di queste lesioni sono servite come lettura della virulenza dell'agente patogeno. Vari scienziati sono interessati a studiare la distribuzione e la sopravvivenza delle cellule staminali dopo la somministrazione sistemica. In questo studio, i ricercatori hanno eseguito l'iniezione della vena caudale di cellule staminali neurali geneticamente marcate in un modello animale di sclerosi multipla e hanno individuato la distribuzione delle cellule iniettate nel midollo spinale e nelle regioni del cervello. In un altro esperimento, i ricercatori hanno iniettato mioblasti marcati in modo fluorescente per via intramuscolare in un modello animale di distrofia muscolare. Successivamente, è stata eseguita la bioluminescenza per analizzare il successo dell'impianto delle cellule staminali. Infine, le iniezioni possono essere utilizzate anche per generare modelli animali. Questi scienziati hanno effettuato l'iniezione intraperitoneale di dimetilnitrosamina - una potente tossina epatica - in ratti Wistar maschi per generare un modello animale di fibrosi epatica, che è stato poi utilizzato per studiare lo sviluppo della malattia epatica. Hai appena visto la prima puntata di JoVE sulla somministrazione dei composti che discute delle iniezioni parenterali comunemente impiegate. Ricorda, il percorso di erogazione ottimale si basa su diversi fattori tra cui il pH, il volume e la viscosità della soluzione iniettata. E ogni tecnica ha vantaggi e svantaggi, che devono essere considerati in relazione alle esigenze sperimentali. Come sempre, grazie per la visione!

Education

Didattica

JoVE Science Education

Basic Biology

Biologia di base

Lab Animal Research

Ricerca sugli animali da laboratorio

Rodents

Roditori

rodent injection routes and restraint

Rodent injection routes and restraint methods are key parts of compound administration in mice and rats. When a substance must be injected into an animal, the delivery route and the amount of compound must be chosen with care. The right choice helps match the dose to the protocol.

Several factors guide the route of administration. These include the pH of the solution, the volume needed for the desired dose, and the viscosity of the solution. Viscosity means how thick or resistant to flow a liquid is. These details help determine which injection route is most suitable.

Correct technique is important because poor administration can cause severe tissue damage. The video also shows the restraint methods used for these common injection routes. It focuses on the technical steps needed for mouse and rat injections.

Rodent Injection Routes and Restraint

rodent handling and restraint techniques

Minimizing Stress in Mouse and Rat Handling

Mouse and rat handling can create stress, even when the procedure is brief. Cage changing and other noninvasive tasks can raise heart rate, blood pressure, and serum corticosterone levels. These changes may last for several hours. Restraint for injections and blood withdrawal can also affect the animals and may influence scientific data. Because of this, proper training is needed when working with mice and rats. The goal is to reduce the effect of handling on the animals as much as possible. <br...

basic care procedures

Caring for Research Mice and Rats

Research mice and rats need careful housing, feeding, and handling. These animals make up over 90% of the animals used for biomedical research, so their care can strongly affect experiment results. Both immunocompetent animals, which have a normal immune response, and immunocompromised animals need proper support during studies. Some research animals have weakened immune systems and need extra steps to stay healthy. Common examples include naturally occurring immunocompromised mice and mice...

fundamentals of breeding and weaning

Mouse and Rat Breeding Methods

Mouse and rat breeding methods are used in biomedical research to supply animals for laboratory studies. Many research facilities buy mice from commercial breeders, but some also breed mice and rats in-house. In-house breeding can reduce costs and give researchers more options for their studies. Breeding animals in the facility also lets researchers manage genetics and timing. They can plan pregnancies to match research needs and work with embryos and newborns when needed. Mice and rats can be...

rodent identification i

Mice and Rats: Ear Tags and Punch Codes

Proper identification of laboratory mice and rats is important in biomedical research. The right animal must be used for each procedure and for data collection. Clear identification helps keep research records accurate and reliable. This page focuses on permanent identification methods for mice and rats. These methods include ear tags, ear punch codes, microchip implantation, tail tattoos for adult mice, and toe tattoos for neonates. Temporary methods such as dyes and marking pens can also be...

rodent identification ii

Rodent ID Methods for Accurate Records

Accurate rodent identification supports reliable animal records and data collection. Research animal records may include simple cage cards or a detailed database with full information on each animal. Individual identification is the key part of keeping those records correct. Mice and rats can be identified by several methods. These include tattooing, microchip placement, and temporary identification methods. Each method serves a different need in research animal management. The procedure also...

compound administration i

Rodent injection routes and restraint methods are key parts of compound administration in mice and rats. When a substance must be injected into an animal, the delivery route and the amount of compound must be chosen with care. The right choice helps match the dose to the protocol. Several factors guide the route of administration. These include the pH of the solution, the volume needed for the desired dose, and the viscosity of the solution. Viscosity means how thick or resistant to flow a...

compound administration ii

Choosing the Right Route for Compound Delivery

Compound delivery is a key part of many animal studies. The route used to give the compound can change how it is absorbed. Careful planning helps make sure the compound is delivered correctly. The substance itself also matters when a route is chosen. Its pH, viscosity, and concentration can all affect which method is best. These properties help guide the choice of administration route in a study.

compound administration iii

Specialized Injection Routes in Mice and Rats

Specialized injection routes in mice and rats are sometimes used when standard compound administration methods are not enough. Some study protocols call for less common routes such as intradermal, intranasal, and intracranial injections. These methods are used in laboratory animals and require careful technique. Intradermal injections place a compound into the skin. Intranasal injections deliver a compound through the nose. Intracranial injections are given into the brain. Because these...

compound administration iv

Specialized Injection Routes in Rodents

Specialized injection routes in laboratory mice and rats include intracardiac, footpad, and retro-orbital administration. These methods are used when a protocol calls for a route that is less common than standard compound delivery methods. Each route requires specialized training to perform correctly. Intracardiac injections deliver into the heart, footpad injections target the paw area, and retro-orbital injections are given around the eye region. Because these procedures are more technical,...

blood withdrawal i

Rodent Blood Collection Methods

Blood collection in mice and rats is a common part of research studies. The method used depends on how much blood is needed, how often samples must be taken, the animal's health, and the technician's skill level. This topic includes three blood withdrawal methods: retro-orbital sinus bleeds, initial tail snip bleeds, and intracardiac bleeds. Each method requires general anesthesia, which means the animal is made unconscious before the procedure begins.

blood withdrawal ii

Rodent Blood Sampling Methods

Blood collection from mice and rats can be done with several methods. The choice depends on the restraint needed, how invasive the procedure is, and whether a general anesthetic is required. These factors help determine which method is best for a given analysis. One older method uses the retro-orbital sinus cavity, which is located behind the eye. This approach has been debated because it may cause tissue damage or even blindness. For that reason, facial vein and submandibular vein bleeding...

anesthesia induction and maintenance

Laboratory Anesthesia and Pain Control

Laboratory anesthesia and pain control are important parts of veterinary care for research animals. The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals says that pain assessment and pain relief must be part of that care. Anesthesia means the loss of feeling or sensation.

considerations for rodent surgery 

Aseptic Steps in Rodent Survival Surgery

Aseptic technique is essential for rodent survival surgery. It is used to keep the surgical site as clean as possible and to reduce contamination during the procedure. This approach includes patient preparation, surgeon preparation, and sterilization of instruments and other supplies. It also depends on a clean, controlled environment. Careful planning before surgery helps set up these steps for success. During the operation, animals need close monitoring. After the surgery, postoperative...

diagnostic necropsy and tissue harvest

Rat Necropsy for Tissue Collection

Rat necropsy is a key step for collecting organs and tissues at the end of many animal studies. These final samples are used for data collection time points and later testing. Because the samples are used for analysis, the way they are taken can affect sample quality. Careful collection methods help preserve the organs and tissues for testing. The method of euthanasia, or the procedure used to humanely end the animal's life, can also affect sample quality. This article outlines proper necropsy...

sterile tissue harvest

Aseptic Organ Collection in Rats and Mice

Aseptic organ collection in rats and mice is used to keep harvested tissues free from contamination. The process is important when tissues will be used for cell and tissue cultures. It also supports later protein and RNA analysis, as well as metabolic profiling of tissues. The transcript connects this work to the 3 R's, which were introduced in 1959 by W.M.S. Russell and R.L. Burch in The Principles of Humane Experimental Technique. The 3 R's are replacement, reduction, and refinement in the...

early intervention and pain management

Intervento precoce e gestione del dolore

Tutti i procedimenti sugli animali descritti qui devono essere condotti in conformità con le linee guida istituzionali sull'etica animale e approvati da IACUC. Tutti i procedimenti devono seguire i principi dei 3R—Rimozione, Riduzione e Raffinamento—e devono essere eseguiti da personale addestrato.  Monitoraggio degli animali per segni di dolore e sofferenza Riconoscere i primi segni di dolore è essenziale per una ricerca etica sugli animali. Gli animali vengono monitorati di routine...

humane euthanasia and confirmation of death in rodents

Eutanasia umana e conferma della morte nei roditori

Tutti i procedimenti sugli animali qui descritti devono essere condotti in conformità con le linee guida istituzionali sull'etica animale e approvati dall'IACUC. Tutti i procedimenti devono seguire i principi dei 3R - Sostituzione, Riduzione e Raffinamento - e devono essere eseguiti da personale addestrato. Gli endpoint umani nei roditori sono indicatori clinici, comportamentali o fisiologici predefiniti che segnalano che un animale sta sperimentando dolore significativo, angoscia o un declino...

habituation and positive reinforcement for rodent handling

Abitudine e rinforzo positivo per la manipolazione dei roditori

Tutti i procedimenti sugli animali qui descritti devono essere condotti in conformità con le linee guida istituzionali sull'etica degli animali e approvati dall'IACUC. Tutti i procedimenti devono seguire i principi dei 3R - Sostituzione, Riduzione e Perfezionamento - e devono essere eseguiti da personale addestrato. L'abitudine e il rinforzo positivo sono strategie di perfezionamento che aiutano a ridurre lo stress durante la manipolazione di routine e i procedimenti sperimentali nei roditori.

breeding management in rodent studies

Gestione dell'allevamento negli studi sui roditori

Tutte le procedure sugli animali descritte qui devono essere condotte in conformità con le linee guida etiche istituzionali sugli animali e approvate dall'IACUC. Tutte le procedure devono seguire i principi delle 3R - Sostituzione, Riduzione e Raffinamento - e devono essere eseguite da personale addestrato. La gestione dell'allevamento supporta le 3R minimizzando la produzione inutile di animali e assicurando che venga generato solo il numero di animali richiesto per uno studio. Strategie di...

transport and acclimatization of rodents for research

Trasporto e Acclimatazione di Roditori per la Ricerca

Tutte le procedure sugli animali descritte qui devono essere condotte in conformità con le linee guida etiche istituzionali sugli animali e approvate dall'IACUC. Tutte le procedure devono seguire i principi delle 3R - Sostituzione, Riduzione e Raffinamento - e devono essere eseguite da personale addestrato. Il trasporto dei roditori per la ricerca richiede procedure che minimizzino lo stress e mantengano il benessere degli animali durante il movimento per minimizzare l'influenza sui risultati...

environmental enrichment for rodents

Arricchimento ambientale per roditori

Tutte le procedure sugli animali descritte qui devono essere condotte in conformità con le linee guida istituzionali sull'etica animale e approvate da IACUC. Tutte le procedure devono seguire i principi delle 3R - Sostituzione, Riduzione e Raffinamento - e devono essere eseguite da personale addestrato. L'arricchimento ambientale coinvolge oggetti e pratiche che incoraggiano comportamenti naturali, migliorano il benessere psicologico e promuovono un migliore benessere nei roditori da...

rodents

Learn how route of administration, dose, pH, volume, and viscosity guide mouse and rat injections, plus the restraint methods used to help prevent tissue damage.

Rodent Injection Routes and Restraint | JoVE K12

HS-LS1-3.

Kay Stewart

Valerie A. Schroeder

University of Notre Dame

Overview

Key Considerations for Compound Administration

Characteristics of Different Injection Techniques

Subcutaneous Injection

Intraperitoneal (IP) Injection

Intramuscular (IM) Injection

Intravenous (IV) Injection via the Tail Vein

Applications

Summary

Characteristics of Life

Biology is a natural science that studies life and living organisms, including their structure, function, development, interactions, evolution, ...

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Cell Structure

Background
Cells represent the most basic biological units of all organisms, whether it be simple, single-celled organisms like bacteria, or large, ...

Visualizing Onion and Cheek Cells
ExpandImmediately before the experiment, wash and peel onion bulbs for the class.
Remove the entire brown outer skin and ...

Visualizing Onion and Human Cells
ExpandIn this experiment you will prepare different types of cells from a plant and animal, onion and human ...

What are Cells?

Cell Diversity

The concept of a cell started with microscopic observations of dead cork tissue by Robert Hooke in 1665. Hooke coined the term &#34;cell&#34; based on the ...

Cytoplasm

The cytoplasm consists of organelles and a framework of protein scaffolds called the cytoskeleton suspended in an aqueous solution, the cytosol. The ...

The Nucleus

The nucleus is a membrane-bound organelle that acts as a control center in a eukaryotic cell. It contains chromosomal DNA, which controls gene expression ...

The Central Dogma

The DNA Helix

Nucleic Acids

DNA as a Genetic Template

Structure of a Gene

A gene is the fundamental unit of heredity. Every individual has two copies of each gene, one inherited from each parent. Although most people contain the ...

Chromosome Structure

Base-pairing and DNA Repair

What is Gene Expression?

A gene is a stretch of DNA that serves as the blueprint for functional RNAs and proteins. Since DNA is comprised&#160; of nucleotides and proteins are ...

RNA Structure

The basic structure of RNA consists of a string of ribonucleotides attached by phosphodiester bonds. Although most RNA is single-stranded, it can form ...

Types of RNA

Three main types of RNA are involved in protein synthesis: messenger RNA (mRNA), transfer RNA (tRNA), and ribosomal RNA (rRNA). These RNAs perform diverse ...

Transcription

Transcription is the synthesis of RNA from a DNA sequence by RNA polymerase. It is the first step in producing a protein from a gene sequence. ...

Translation

Translation is the process of synthesizing proteins from the genetic information carried by messenger RNA (mRNA). Following transcription, it constitutes ...

Ribosomes

Ribosomes translate genetic information encoded by messenger RNA (mRNA) into proteins. Both prokaryotic and eukaryotic cells have ribosomes. Cells that ...

Protein and Protein Structures

Proteins: From Genes to Degradation

From DNA to Protein

The flow of genetic information in cells from DNA to mRNA to protein is described by the central dogma, which states that genes specify the sequence of ...

Protein Folding

Proteins are chains of amino acids linked together by peptide bonds. Upon synthesis, a protein folds into a three-dimensional conformation, critical to ...

An Overview of Gene Expression

Gene expression is the complex process where a cell uses its genetic information to make functional products. This process is regulated at multiple ...

an-introduction-to-caenorhabditis-elegans

An Introduction to Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is a microscopic, soil-dwelling roundworm that has been powerfully used as a model organism since the early 1970&rsquo;s.  It was ...

An Overview of Genetic Analysis

An organism&#8217;s physical traits, or phenotype, are a product of its genotype, which is the combination of alleles (gene variants) inherited from its ...

An Introduction to Cell Death

Necrosis, apoptosis, and autophagic cell death are all manners in which cells can die, and these mechanisms can be induced by different stimuli, such as ...

An Overview of Genetic Engineering

Genetic engineering &#8211; the process of purposefully altering an organism&#8217;s DNA &#8211; has been used to create powerful research tools and model ...

An Introduction to Cell Division

Cell division is the process by which a parent cell divides and gives rise to two or more daughter cells. It is a means of reproduction for single-cell ...

An Overview of Genetics and Disease

Many human diseases are associated with mutations or variations in genetic sequences. Some of these genetic variants are heritable, passed down from ...

an-introduction-to-cellular-and-molecular-neuroscience

An Introduction to Cellular and Molecular Neuroscience

Cellular and molecular neuroscience is one of the newest and fastest growing subdisciplines in neuroscience. By investigating the influences of genes, ...

Annexin V and Propidium Iodide Labeling

Staining with annexin V and propidium iodide (PI) provides researchers with a way to identify different types of cell death&#8212;either necrosis or ...

an-introduction-to-developmental-genetics

An Introduction to Developmental Genetics

Development is the complex process through which a single-celled embryo transforms into a multicellular organism. Developmental processes are guided by ...

Bacterial Transformation: Electroporation

The term &#x201C;transformation&#x201D; refers cellular ingestion of foreign DNA.  In nature, transformation can occur in certain types of bacteria.  In ...

an-introduction-to-molecular-developmental-biology

An Introduction to Molecular Developmental Biology

Molecular signals play a major role in the complex processes occurring during embryonic development. These signals regulate activities such as cell ...

bacterial-transformation-the-heat-shock-method

Bacterial Transformation: The Heat Shock Method

Transformation is the process that occurs when a cell ingests foreign DNA from its surroundings. Transformation can occur in nature in certain types of ...

an-introduction-to-saccharomyces-cerevisiae

An Introduction to Saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces cerevisiae (commonly known as baker&rsquo;s yeast) is a single-celled eukaryote that is frequently used in scientific research.  S. ...

Cell Cycle Analysis

Cell cycle refers to the set of events through which a cell grows, replicates its genome, and ultimately divides into two daughter cells through the ...

An Introduction to Transfection

Transfection is the process of inserting genetic material, such as DNA and double stranded RNA, into mammalian cells. The insertion of DNA into a cell ...

Chromatin Immunoprecipitation

Histones are proteins that help organize DNA in eukaryotic nuclei by serving as &#8220;scaffolds&#8221; around which DNA can be wrapped, forming a complex ...

An Overview of Epigenetics

Since the early days of genetics research, scientists have noted certain heritable phenotypic differences that are not due to differences in the ...

community-dna-extraction-from-bacterial-colonies

Community DNA Extraction from Bacterial Colonies

Source: Laboratories of Dr. Ian Pepper and Dr. Charles Gerba - The University of Arizona
Demonstrating Author: Luisa Ikner
Traditional methods of analysis ...

Cytogenetics

Cytogenetics is the field of study devoted to chromosomes, and involves the direct observation of a cell&#8217;s chromosomal number and structure, ...

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Embryonic Stem Cell Culture and Differentiation

Culturing embryonic stem (ES) cells requires conditions that maintain these cells in an undifferentiated state to preserve their capacity for self-renewal ...

DNA Gel Electrophoresis

DNA gel electrophoresis is a technique used for the detection and separation of DNA molecules. An electric field is applied to a gel matrix comprised of ...

Enzyme Assays and Kinetics

Enzyme kinetics describes the catalytic effects of enzymes, which are biomolecules that facilitate chemical reactions necessary for living organisms. ...

DNA Ligation Reactions

In molecular biology, ligation refers to the joining of two DNA fragments through the formation of a phosphodiester bond.  An enzyme known as a ligase ...

Construct an explanation based on evidence for how the structure of DNA determines the structure of proteins which carry out the essential functions of life through systems of specialized cells.

HS-LS1-1.

Rodent Injection Routes and Restraint

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