Name: laboratory anesthesia and pain control
Uploaded: 2016-09-14T17:58:01.000Z
Duration: 14 min 1 s
Channel: JoVE
Description: Laboratory anesthesia and pain control are important parts of veterinary care for research animals. The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals says that pain assessment and pain relief must be part of that care. Anesthesia means the loss of feeling or sensation.

K12 Standards

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High School

Life Science

Structure and Function

HS-LS1-2.

Anesthesia Induction and Maintenance

La scelta corretta degli anestetici per la chirurgia e altre procedure potenzialmente dolorose deve essere determinata da un veterinario. Questo si basa su numerosi aspetti, tra cui l'estensione e la durata della procedura, la specie e il ceppo, l'età e lo stato fisiologico dell'animale.
Gli anestetici sono disponibili come inalanti o iniettabili. L'anestesia chirurgica può essere eseguita utilizzando una combinazione di anestetici iniettabili e inalanti. 2
1. Induzione dell'anestesia inalante
L'anestesia inalante comprende isoflurano, sevoflurano e desflurano, con l'isoflurano usato più comunemente. Questi anestetici sono usati più spesso perché, con loro, è più facile controllare la profondità dell'anestesia. L'induzione dell'anestesia mediante anestetici per inalazione può essere effettuata con un barattolo a campana o una camera di induzione montata su un vaporizzatore di precisione.
<ol><li>Vaso a campana<ol>
<li>Attrezzatura: un barattolo a campana o un barattolo di essiccazione con una piattaforma perforata in ceramica o plastica, un batuffolo di cotone, un anestetico liquido (isoflurano, sevoflurano o desflurano) e una cappa aspirante ventilata all'esterno.</li>
		<li>Preparazione<ol>
<li>Utilizzare il barattolo a campana sotto un cappuccio, e non sul banco, per evitare l'esposizione del personale ai gas anestetici.</li>
			<li>Assemblare il barattolo a campana con la piattaforma nella parte inferiore, creando uno spazio tra il fondo del barattolo e la piattaforma. Questo è necessario per evitare che l'animale entri in contatto con l'anestetico liquido.</li>
			<li>Indossando guanti in nitrile o altri guanti impermeabili, saturare il batuffolo di cotone con anestetico.</li>
			<li>Posiziona il batuffolo di cotone sotto la piattaforma nel barattolo della campana.</li>
			<li>Fissare il coperchio al barattolo a campana per evitare la fuoriuscita del vapore anestetico.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Induzione<ol>
<li>Metti l'animale nel barattolo della campana facendo scorrere il coperchio da un lato.</li>
			<li>Una volta che l'animale è nel barattolo, sarà necessario osservare la sua attività e la respirazione per determinare la profondità dell'anestesia.</li>
			<li>L'animale è esposto all'anestetico, per effetto.</li>
			<li>Una volta che l'animale è completamente anestetizzato, far scorrere il coperchio da un lato, lasciando uno spazio sufficiente per consentire l'introduzione di una mano. Afferra la coda, la collottola o il corpo dell'animale anestetizzato e rimuovilo delicatamente dal barattolo della campana.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Vaporizzatori di precisione I vaporizzatori di precisione possono essere utilizzati con una camera a induzione o una maschera facciale. La macchina anestetica deve essere ispezionata prima di ogni procedura. L'anestetico corretto dovrebbe essere aggiunto se i livelli sono bassi. Il sistema di scavenging dovrebbe essere controllato per garantire che i gas di scarico siano completamente rimossi. Per i sistemi passivi di anestesia con gas di scarico, il contenitore di scavenging deve essere pesato per determinare se è ancora efficace. Generalmente, un aumento di peso di 50 grammi sopra il peso iniziale è il punto in cui viene speso il contenitore.<ol>
<li>Attrezzatura<ol>
<li>Una camera di induzione, un vaporizzatore di precisione, un'unità di spurgo dei gas di scarico (passiva o attiva) e un anestetico liquido (isoflurano, sevoflurano o desflurano, come determinato dal tipo di vaporizzatore in uso).</li>
		</ol>
</li>
		<li>Preparazione<ol>
<li>Assemblare la camera di induzione in modo tale che l'ingresso provenga dal vaporizzatore e l'uscita sia dal sistema di scarico dei gas di scarico.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Induzione<ol>
<li>Posizionare l'animale nella camera di induzione. Alcune camere hanno un coperchio scorrevole e altre hanno un coperchio incernierato che si blocca.</li>
			<li>Una volta che l'animale è nella camera, il flusso di ossigeno viene avviato e il vaporizzatore di precisione viene acceso a un livello di induzione di 3-4 per l'isoflurano. Livelli di consegna anestetici più bassi si tradurranno in un tempo di induzione più lungo.</li>
			<li>L'animale è esposto all'anestetico, per effetto.</li>
			<li>Una volta che l'animale è completamente anestetizzato, lavare la camera con ossigeno prima di rimuovere l'animale per prevenire l'esposizione del personale ai gas anestetici. Se la camera di induzione è collocata in una cappa aspirante, non è necessario il lavaggio con ossigeno per eliminare l'anestetico dalla camera prima dell'apertura.</li>
			<li>Afferrare la coda, la collottola o il corpo dell'animale anestetizzato e rimuoverlo delicatamente dalla camera.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Maschera per il viso<ol>
<li>L'attrezzatura comprende un cono o una maschera per il naso del roditore, un vaporizzatore di precisione, un'unità di scavenging dei gas di scarico (passiva o attiva) e un anestetico liquido (isoflurano, sevoflurano o desflurano, come determinato dal tipo di vaporizzatore in uso).</li>
		<li>Preparazione<ol>
<li>Assemblare il cono nasale o la maschera in modo tale che l'ingresso provenga dal vaporizzatore e l'uscita sia dal sistema di spurgo dei gas di scarico.</li>
			<li>Le macchine per anestesia dei roditori hanno spesso un interruttore per commutare l'erogazione del vapore anestetico dalla camera di induzione al cono o alla maschera del naso del roditore. Assicurarsi che questo sia impostato correttamente per la consegna anestetica del cono del naso.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Induzione<ol>
<li>Poiché i gas anestetici hanno un odore sgradevole, molti animali si opporranno all'essere mascherati per induzione. Il metodo preferito è quello di utilizzare la scatola di induzione seguita dalla manutenzione con il cono del naso. Una volta che il naso o il viso dell'animale è saldamente nella maschera, il flusso di ossigeno viene avviato e il vaporizzatore di precisione viene acceso a un livello di induzione di 5 per l'isoflurano. Livelli di consegna anestetici più bassi si tradurranno in un tempo di induzione più lungo e un aumento della lotta da parte dell'animale.</li>
			<li>È imperativo che l'animale sia monitorato per la respirazione, poiché una presa troppo ferma durante l'induzione può causare asfissia.</li>
			<li>Non appena l'animale inizia a rilassarsi, il naso o il viso possono essere regolati nel cono del naso o nella maschera e la consegna dell'anestetico viene ridotta a un livello di mantenimento di 1,5-0,5 per l'isoflurano una volta raggiunto il completo rilassamento.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. Induzione dell'anestesia con anestetici iniettabili
Gli anestetici iniettabili sono principalmente una miscela di ketamina e sedativi o rilassanti muscolari.
Le combinazioni comuni sono: 1) Rodent Cocktail, che consiste di ketamina (100 mg / ml), xilazina (20 mg / ml), acepromazina (10 mg / ml) e soluzione salina sterile (0,9% NaCl); 2) ketamina / xilazina 2: 1, che consiste di ketamina (100 mg / ml), xilazina (20 mg / ml) e soluzione salina sterile (0,9% NaCl); e 3) ketamina / xilazina Mouse Mix, che consiste di ketamina (100 mg / ml), xilazina (20 mg / ml) e soluzione salina sterile (0,9% NaCl). Quando si utilizza la combinazione di ketamina / xilazina, il potenziamento deve essere fatto solo con ketamina, non con xilazina, a causa dell'emivita di questi farmaci.
La combinazione di ketamina con sedativi e/o miorilassanti deve essere preparata come soluzione stock da cui possono essere prelevate dosi individuali. Gli agenti devono essere misurati con precisione e diluiti con soluzione salina sterile per garantire che agli animali vengano somministrate dosi adeguate. Poiché la ketamina è una sostanza controllata, la quantità utilizzata dalle bottiglie deve essere annotata su un "Registro dei farmaci controllati" e le miscele devono avere singoli "Registri delle sostanze controllate". Quando si preparano le miscele, aggiungere lentamente la ketamina alla bottiglia, poiché tende a schiumare se iniettata con forza. Per la miscela viene utilizzato un flacone sterile da 20 ml con tappo. Le bottiglie devono essere adeguatamente etichettate con il nome dei composti, la data miscelata, la data di scadenza, il numero di lotto di ketamina (in quanto si tratta di una sostanza controllata) e il dosaggio suggerito. La data di scadenza può essere determinata dalla data di scadenza dell'ingrediente (dipende dalle regole / linee guida della struttura / stato). Per una registrazione accurata della ketamina, sia la bottiglia vuota che la bottiglia piena devono essere pesate. Quindi, i pesi devono essere registrati sull'etichetta della miscela e sul singolo foglio di registro della sostanza controllata che viene preparato per ogni bottiglia. Conservare le miscele di ketamina in un'area buia e a temperatura controllata per mantenere la potenza.
<ol><li>Preparazione del cocktail di roditori<ol>
<li>L'attrezzatura per la preparazione della soluzione anestetica comprende siringhe da 3 cc, una siringa da 12 cc, aghi da 22 g x 1", 1,8 cc di ketamina iniettabile 100 mg/ml, 1,8 cc di xilazina iniettabile 20 mg/ml, 0,6 cc di acepromazina iniettabile 10 mg/ml, 15,8 cc di soluzione salina sterile per iniezione e un'etichetta anestetica.</li>
		<li>Prelevare 15,8 cc di soluzione salina sterile e iniettarla nel flacone. Utilizzare la siringa da 12 cc e una siringa da 3 cc ed eliminare le bolle d'aria per misurazioni accurate.</li>
		<li>Aggiungere la ketamina, la xilazina e l'acepromazina alla bottiglia.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Induzione del cocktail di roditori<ol>
<li>In generale, Rodent Cocktail viene utilizzato per l'anestesia del topo. A causa della variazione in risposta al cocktail di roditori nei ratti adulti, è meglio usato nei ratti sotto le 5 settimane di età. Rodent Cocktail può essere usato in combinazione con l'anestesia per inalazione, specialmente nei ratti.</li>
		<li>Il cocktail di roditori viene generalmente somministrato ai topi in base al peso, utilizzando il seguente calcolo: (BW x 10) - 50 = microlitri Cocktail di roditori da pazienti da pazienti. Questo varierà in base allo sforzo, all'età e allo stato di salute.</li>
		<li>Questa soluzione viene somministrata solo per via intraperitoneale. Se iniettato per via intramuscolare, ci può essere una grave reazione nel tessuto.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparazione di ketamina/xilazina 2:1<ol>
<li>L'attrezzatura per la preparazione della soluzione anestetica comprende siringhe da 3 cc, aghi da 22 g x 1", 10 cc di ketamina iniettabile 100 mg/ml, 5 cc di xilazina iniettabile 20 mg/ml, un flacone sterile da 20 ml con tappo e un'etichetta anestetica.</li>
		<li>Aggiungere la ketamina e la xilazina alla bottiglia.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Induzione<ol>
<li>Ketamina / xilazina 2: 1 è usato per l'anestesia per i ratti e può essere usato in combinazione con l'anestesia per inalazione.</li>
		<li>Ketamina/xilazina 2:1 viene generalmente somministrata a partire da una dose di 0,3 cc e aumentata di 0,02 cc con successivi eventi anestetici. Questo varierà in base allo sforzo, all'età e allo stato di salute.</li>
		<li>Ketamina/xilazina 2:1 viene somministrata solo per via intramuscolare.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparazione di ketamina / xilazina Mouse Mix<ol>
<li>L'attrezzatura Ketamine/xylazine Mouse Mix necessaria per la preparazione della soluzione anestetica comprende siringhe da 3 cc, aghi da 22 g x 1", 3,6 cc di ketamina iniettabile da 100 mg/ml, 0,4 cc di xilazina iniettabile 20 mg/ml, soluzione salina sterile da 16 cc (0,9% NaCl), un flacone sterile da 20 ml con tappo e un'etichetta anestetica.</li>
		<li>Aggiungere la ketamina e la xilazina al flacone, facendo una soluzione 9:1 di ketamina a xilazina.</li>
		<li>Aggiungere la soluzione salina al flacone, ottenendo una miscela 1:4 di ketamina / xilazina 9: 1 a soluzione salina.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Induzione di ketamina/ xilazina Mouse Mix<ol>
<li>Ketamina / xilazina Mouse Mix può anche essere usato in combinazione con l'anestesia per inalazione.</li>
		<li>Ketamina/xilazina Mouse Mix viene generalmente somministrato ai topi in base al peso, utilizzando il seguente calcolo: (BW x 10) - 50 = microlitri ketamina/xilazina Mouse Mix da venire somministrato. Questo varierà in base allo sforzo, all'età e allo stato di salute.</li>
		<li>Ketamina/ xilazina Mouse Mix può essere somministrato per via intraperitoneale.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Valutazione dell'anestesia
La profondità anestetica può essere valutata testando la risposta a vari stimoli. Il movimento volontario deriverà da stimoli fisici del corpo. Vedere la Tabella 1 per un elenco dei metodi fisici utilizzati per la valutazione della profondità anestetica.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Metodo</td>
			<td>Procedimento</td>
			<td>Risposta</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pizzicamento della dita dei dita dei</td>
			<td>Estendere la gamba e isolare la cinghia tra le dita dei piedi. Quest'area viene saldamente pizzicata usando le unghie o la pinza atraumatica.</td>
			<td>Un riflesso positivo è indicato dalla retrazione della gamba o dal ritiro del piede. L'animale non è su un piano chirurgico di anestesia se c'è movimento della gamba o del corpo, vocalizzazione o marcato aumento delle respirazioni.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pizzico di coda</td>
			<td>La punta della coda viene pizzicata usando le dita o la pinna atraumatica.</td>
			<td>Una reazione positiva è indicata da contrazioni o movimenti della coda. L'animale non è su un piano chirurgico di anestesia se c'è movimento della coda, vocalizzazione o marcato aumento delle respirazioni.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pizzico all'orecchio</td>
			<td>Usando le dita o la pinna atraumatica, pizzicare la punta della pinna.</td>
			<td>Una reazione positiva è scuotere la testa o il movimento dei baffi in avanti. Se c'è movimento della testa, baffi, vocalizzazione o marcato aumento delle respirazioni, l'animale non è su un piano chirurgico di anestesia.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Riflesso palpebrale</td>
			<td>Usando la punta delle dita, toccare il canthus mediale (angolo interno) dell'occhio.</td>
			<td>Un riflesso positivo è indicato da un battito di ciglia in risposta al tocco delle palpebre. Se c'è movimento delle palpebre, baffi o marcato aumento delle respirazioni, l'animale non è su un piano chirurgico di anestesia.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Riflesso corneale</td>
			<td>Utilizzando un applicatore con punta di cotone, toccare delicatamente la cornea (bulbo oculare).</td>
			<td>Una risposta positiva è indicata da un battito di ciglia. Se c'è movimento delle palpebre, baffi o marcato aumento delle respirazioni, l'animale non si trova su un piano sufficientemente profondo di anestesia chirurgica.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabella 1. Metodi di stimoli fisici per la valutazione della profondità anestetica. 2
Dovrebbero essere utilizzati anche indicatori fisiologici come frequenza cardiaca, frequenza respiratoria, pressione sanguigna, colore delle mucose e tempo di ricarica capillare. Mentre le osservazioni generali possono essere utili per rilevare i cambiamenti nella frequenza respiratoria degli animali, per utilizzare la frequenza cardiaca o la pressione sanguigna per la valutazione della profondità, sono necessarie attrezzature specializzate. Se è disponibile un elettrocardiografo, è possibile misurare la velocità e la forza dei battiti cardiaci. Per misurare la pressione sanguigna, ci sono una varietà di dispositivi che sono montati sopra la coda o anche su tutto il corpo. Gli stimoli fisici descritti nella Tabella 1 causeranno un aumento di tutti e tre questi parametri.
Il colore delle mucose, degli occhi, delle orecchie, della bocca, del naso, dell'ano e, in misura minore, delle zampe e della coda sono osservati per i cambiamenti. Le aree dovrebbero essere rosa, indicando un'adeguata respirazione e funzione cardiaca. Quando l'animale passa all'anestesia allo stadio IV, le respirazioni cessano, con conseguente cianosi - indicata da un colore blu o grigio - alle mucose e alla pelle circostante.
Il tempo di ricarica capillare è definito come la quantità di tempo impiegata affinché il colore ritorni a un letto capillare esterno dopo che è stato sbollentato dall'applicazione di pressione sull'area. Un bastoncino applicatore o un dito viene premuto sulle gengive, sulla pinna o sui letti ungueale degli animali anestetizzati. Il numero di secondi necessari affinché l'area sbollentata ritorni a un colore rosa non deve essere superiore a 1-2 secondi. Un tempo di ricarica prolungato suggerisce una riduzione della frequenza cardiaca o della forza delle contrazioni cardiache, indicando che l'animale potrebbe essere troppo profondamente anestetizzato e vicino alla morte.
È importante utilizzare diversi parametri per valutare la profondità anestetica. L'uso dello stesso dito o orecchio per pizzichi ripetuti desensibilizzerà l'area e la risposta sarà repressa e non fornirà una valutazione accurata della profondità dell'anestetico. Utilizzare siti alternativi per le valutazioni del pizzico delle dita dei dita e dell'orecchio. La profondità dell'anestetico deve essere rivalutata ogni 10-30 minuti durante l'intervento chirurgico. 2
Gli studi hanno dimostrato che ci sono cambiamenti cardiorespiratori in un animale anestetizzato. Mentre anestetizzati con farmaci iniettabili, gli animali sperimentano una frequenza respiratoria stabile; tuttavia, dimostrano variabilità nella gittata cardiaca. La risposta agli anestetici iniettabili è stata segnalata per variare notevolmente tra i diversi ceppi, quindi è difficile standardizzare il dosaggio. 7 Gli agenti inalanti tendono a diminuire la frequenza respiratoria ma hanno un impatto minore sul sistema cardiovascolare. Poiché il dosaggio dell'anestesia inalante è facilmente regolabile per tutta la durata della procedura, è spesso il metodo preferito.

L'uso corretto degli anestetici per la chirurgia, o altre procedure potenzialmente dolorose, è fondamentale non solo per il benessere dell'animale, ma anche per l'integrità dei dati scientifici raccolti durante la procedura. Ci sono molte variabili che influiscono sulla scelta del reggimento anestetico appropriato. La profondità dell'anestesia deve essere attentamente monitorata, poiché ogni singolo animale può rispondere in modo diverso al farmaco. Con l'uso dell'anestetico adeguato e un attento monitoraggio, è possibil...

induzione e manutenzione dell'anestesia

Fonte: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Università di Notre Dame, IN
La Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio ("La Guida") afferma che la valutazione e l'alleviamento del dolore sono componenti integranti della cura veterinaria degli animali da laboratorio. 1 La definizione di anestesia è la perdita di sensibilità o sensazione. È un evento dinamico che comporta cambiamenti nella profondità anestetica rispetto al metabolismo di un animale, stimolazione chirurgica o variazioni nell'ambiente esterno.

Induzione e manutenzione dell'anestesia

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals ...

L'induzione e il mantenimento dell'anestesia costituiscono parte integrante delle cure veterinarie degli animali da laboratorio sottoposti a qualsiasi forma di procedura chirurgica. L'obiettivo dell'anestesia è immobilizzare adeguatamente l'animale e alleviare tutte le sensazioni di dolore. Oltre all'induzione, è necessario un monitoraggio preciso e costante per mantenere in sicurezza la corretta profondità dell'anestesia durante tutta la procedura. In questo video, discuteremo brevemente i livelli di anestesia dei roditori e quale stadio si dovrebbe mirare a raggiungere. Successivamente, esamineremo i diversi metodi di induzione e mantenimento, i vari modi per garantire che l'animale sia sempre nella fase anestetica desiderata e, infine, alcuni esperimenti del mondo reale che prevedono l'uso di diversi anestetici per vari scopi. Iniziamo discutendo i livelli. Ci sono quattro fasi di anestesia e quattro piani all'interno della fase tre o della fase chirurgica. Durante la prima fase, l'animale diventa disorientato. La seconda fase è caratterizzata da una frequenza respiratoria irregolare e dalla perdita del riflesso raddrizzante. Nel primo piano del terzo stadio, i riflessi palpebrale e di deglutizione sono assenti. Durante il secondo piano, i riflessi laringei e corneali vengono persi. Fino a questo punto, l'anestetico non ha indotto amnesia o analgesia. È al terzo piano che l'amnesia e l'analgesia progrediscono da parziali a complete e l'animale viene completamente anestetizzato per una procedura chirurgica. Il piano tre è anche indicato dalla paralisi dei muscoli intercostali, che si traduce in una respirazione diaframmatica che è una respirazione superficiale. Nel piano quattro, l'animale è stato sovradosato e può procedere rapidamente allo stadio quattro, dove c'è una paralisi completa sia dei muscoli intercostali che del diaframma, che può causare arresto respiratorio e infine portare alla morte. Gli anestetici sono disponibili come inalanti o iniettabili e un veterinario deve decidere cosa usare per la procedura da eseguire. Questa scelta si basa su numerosi aspetti tra cui: l'entità e la durata della procedura, la specie e il ceppo, l'età e lo stato fisiologico dell'animale. La classe degli anestetici inalanti comunemente usati comprende composti come l'isoflurano, il sevoflurano e il desflurano. Questi composti consentono un facile controllo della profondità dell'anestesia. Ci sono alcune opzioni di apparecchiature tra cui si può scegliere per somministrare anestetici inalanti. Una delle scelte è una campana di vetro, che dovrebbe essere utilizzata sotto il cofano - e non sul banco - per evitare l'esposizione del personale ai gas anestetici. Assemblare il barattolo con una piattaforma forata in ceramica o plastica creando uno spazio tra il fondo del barattolo e la piattaforma. Successivamente, indossando guanti impermeabili, saturare un batuffolo di cotone con anestetico e posizionarlo sotto la piattaforma in modo che poggi sul fondo del barattolo. Quindi fissare immediatamente il coperchio per evitare la fuoriuscita del vapore anestetico. Per posizionare l'animale, far scorrere il coperchio da un lato, introdurre l'animale e fissarlo immediatamente. Successivamente, osservare l'attività e la respirazione per determinare la profondità dell'anestesia ed esporre l'animale all'inalante per effetto. Si noti che la piattaforma funge da barriera e impedisce all'animale di entrare in contatto diretto con l'anestetico liquido. Un'alternativa alla campana di vetro è una camera di induzione utilizzata in combinazione con un vaporizzatore di precisione collegato a un serbatoio di ossigeno. Il primo passo è assicurarsi che il vaporizzatore sia riempito con una quantità adeguata di anestetico liquido. Quindi, controllare il sistema di evacuazione dei gas di scarico. Se si tratta del sistema passivo comunemente usato, pesare il contenitore per determinare se è ancora efficace. Generalmente un aumento di cinquanta grammi rispetto al peso iniziale è il punto in cui si spende la tanica. Il prossimo passo è assemblare la camera di induzione. Assicurarsi che l'ingresso provenga dal vaporizzatore e l'uscita sia al sistema di evacuazione dei gas di scarico. Per iniziare, posizionare l'animale nella camera di induzione e chiudere il coperchio. Una volta che l'animale è nella camera, avviare prima il flusso di ossigeno alla velocità di 1 litro al minuto, quindi regolare l'impostazione del vaporizzatore di precisione su un livello di induzione del 3-4% per l'isoflurano. Come una campana di vetro, esponi l'animale all'anestetico per effetto. Una volta che l'animale è completamente anestetizzato, sciacquare la camera con l'ossigeno spegnendo l'isoflurano prima di rimuovere delicatamente l'animale. Questo per prevenire l'esposizione del personale ai gas anestetici. Un altro metodo per l'induzione dell'anestesia è tramite cono nasale o maschera facciale, anch'essi collegati al vaporizzatore di precisione. Tuttavia, poiché i gas anestetici hanno un odore sgradevole, gli animali possono obiettare all'essere mascherati per l'induzione. Inoltre, c'è anche il rischio di causare asfissia a causa di una presa troppo salda. Pertanto, il metodo preferito è quello di utilizzare la scatola di induzione o la campana di vetro per indurre l'anestesia seguita dal mantenimento con il cono del naso. Il più delle volte, l'assemblaggio è tale che il cono e la camera di induzione sono entrambi collegati allo stesso vaporizzatore con una levetta intermedia per commutare l'erogazione del vapore anestetico dalla camera di induzione al cono del naso e viceversa. Dopo aver anestetizzato l'animale nella camera, fissare il suo muso nel cono e azionare la levetta sul tubo per reindirizzare il flusso di gas al cono anteriore. Monitorare la respirazione e, dopo aver verificato che l'animale è rilassato, ridurre l'anestetico a un livello di mantenimento dello 0,5 - 1,5 %. Inoltre, applicare un unguento oftalmico sugli occhi per prevenire l'essiccazione corneale. Per gli anestetici iniettabili, una miscela di ketamina e altri sedativi o rilassanti muscolari tra cui xilazina e/o acepromazina. Diverse combinazioni possono essere preparate utilizzando questi composti. Vedere il testo seguente per i rapporti di uso comune. Si noti che la ketamina è una sostanza controllata e quindi la quantità utilizzata deve essere annotata nel registro delle droghe controllate e le miscele devono avere i loro registri di sostanze controllate individuali. A seconda della specie, dell'età e dello stato di salute dell'animale, vengono selezionate la miscela e la dose dell'anestetico e la soluzione può essere iniettata per via intraperitoneale o intramuscolare. Di solito, gli anestetici per iniezione e inalazione vengono utilizzati in combinazione per ottenere l'anestesia chirurgica. Ora che sai come indurre l'anestesia, impariamo a conoscere la valutazione della profondità dell'anestesia, che è importante monitorare ogni 10-30 minuti per assicurarsi che l'animale non venga danneggiato durante la procedura. Esistono diversi metodi per farlo nei roditori. Un metodo comunemente usato è il pizzicamento delle dita. Estendi la zampa dell'animale e isola la fettuccia tra le dita dei piedi. Quindi pizzica con decisione l'area usando le unghie o una pinza atraumatica. Un riflesso positivo è indicato dalla retrazione della gamba o dal ritiro del piede. Un altro metodo è il pizzicamento della coda eseguito sulla punta della coda. Una reazione positiva è dimostrata da contrazioni o movimenti della coda. Puoi anche pizzicare la punta del padiglione auricolare e, se c'è uno scuotimento della testa o il movimento dei baffi in avanti, l'animale non si trova sul piano chirurgico dell'anestesia. Per controllare la profondità dell'anestesia, si può anche toccare il canto mediale o l'angolo interno dell'occhio per suscitare il riflesso palpebrale, indicato da un battito di ciglia in risposta al tocco delle palpebre. Anche se c'è movimento delle palpebre, dei baffi o un marcato aumento della respirazione, l'animale non si trova sul piano chirurgico dell'anestesia. Infine, si può controllare il riflesso corneale toccando la cornea con un dito guantato o un applicatore con punta di cotone. Una risposta positiva è indicata da un lampeggio. È importante alternare i siti per valutare la profondità dell'anestetico. L'uso dello stesso dito o orecchio per pizzichi ripetuti desensibilizzerà l'area e la risposta sarà repressa e non fornirà una valutazione accurata della profondità dell'anestetico. Oltre a questi metodi di valutazione degli stimoli fisici, è necessario monitorare anche gli indicatori fisiologici tra cui la frequenza cardiaca, la frequenza respiratoria, la pressione sanguigna, il colore delle mucose e il tempo di riempimento dei capillari. Mentre le osservazioni generali possono essere utili per rilevare i cambiamenti nella frequenza respiratoria, per utilizzare la frequenza cardiaca per la valutazione della profondità, possono essere utilizzate apparecchiature specializzate come l'elettrocardiografo. Per misurare la pressione sanguigna, ci sono una varietà di dispositivi che possono essere montati sulla coda o anche su tutto il corpo. Anche il colore delle mucose, degli occhi, delle orecchie, della bocca, del naso, dell'ano, delle zampe e della coda può indicare la profondità dell'anestesia. Queste aree dovrebbero essere rosa, suggerendo una respirazione e una frequenza cardiaca adeguate. Per controllare il tempo di ricarica capillare, premere sul padiglione auricolare degli animali anestetizzati e contare il numero di secondi necessari affinché l'area sbollentata torni a un colore rosa. Questo non deve essere più di 1 o 2 secondi. Un tempo di ricarica prolungato suggerisce una riduzione della frequenza cardiaca o della forza della contrazione cardiaca, indicando che l'animale potrebbe essere troppo profondamente anestetizzato e vicino alla morte. Dopo aver rimosso l'animale dall'anestesia, non deve essere riportato nella struttura di stabulazione fino a quando non si è ripreso dall'anestesia, a meno che non sia continuamente monitorato nell'area di stabulazione. Ora che abbiamo appreso i principi e le procedure dell'induzione e del mantenimento dell'anestesia dei roditori, diamo un'occhiata ad alcune delle frequenti applicazioni degli anestetici nella ricerca biomedica di oggi. Probabilmente l'uso più comune dell'anestesia dei roditori è prima e durante l'intervento chirurgico. Ad esempio, qui i ricercatori volevano sviluppare un modello di ictus causato dalla formazione di coaguli nel cervello. Per raggiungere questo obiettivo, hanno indotto l'anestesia nei topi e poi hanno perforato il cranio per creare una finestra sottile. E mentre l'animale era ancora sedato, questi scienziati hanno iniettato un colorante fotosensibile nella circolazione. Successivamente, hanno indotto la fotoattivazione con l'aiuto di un laser attraverso il cranio perforato per causare la formazione di un coagulo nel sistema vascolare cranico. Un altro caso in cui è necessaria l'anestesia dei roditori è l'esecuzione di analisi fisiologiche. Ad esempio, gli scienziati usano spesso elettrodi ECG su animali anestetizzati per monitorare l'attività cardiaca. Oppure usano sonde a ultrasuoni per determinare la velocità di movimento del diaframma per quantificare in modo più accurato la frequenza respiratoria. Infine, l'uso dell'anestesia è obbligatorio quando si eseguono esperimenti di sopravvivenza in utero. Ad esempio, l'elettroporazione in utero -- un metodo in cui una femmina incinta viene anestetizzata, viene praticata un'incisione per esporre gli embrioni in via di sviluppo e vengono utilizzati elettrodi per indurre l'assorbimento cellulare embrionale del materiale genetico iniettato. Hai appena visto il video di JoVE sulla somministrazione e la manutenzione dell'anestesia. Poiché l'anestesia dei roditori facilita l'esecuzione di una così vasta gamma di esperimenti biologici, è imperativo che ogni scienziato possieda l'abilità di indurre e mantenere la corretta profondità dell'anestetico durante un esperimento. Come sempre, grazie per la visione!

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laboratory anesthesia and pain control

Laboratory anesthesia and pain control are important parts of veterinary care for research animals. The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals says that pain assessment and pain relief must be part of that care. Anesthesia means the loss of feeling or sensation.

Laboratory Anesthesia and Pain Control

rodent handling and restraint techniques

Minimizing Stress in Mouse and Rat Handling

Mouse and rat handling can create stress, even when the procedure is brief. Cage changing and other noninvasive tasks can raise heart rate, blood pressure, and serum corticosterone levels. These changes may last for several hours. Restraint for injections and blood withdrawal can also affect the animals and may influence scientific data. Because of this, proper training is needed when working with mice and rats. The goal is to reduce the effect of handling on the animals as much as possible. <br...

basic care procedures

Caring for Research Mice and Rats

Research mice and rats need careful housing, feeding, and handling. These animals make up over 90% of the animals used for biomedical research, so their care can strongly affect experiment results. Both immunocompetent animals, which have a normal immune response, and immunocompromised animals need proper support during studies. Some research animals have weakened immune systems and need extra steps to stay healthy. Common examples include naturally occurring immunocompromised mice and mice...

fundamentals of breeding and weaning

Mouse and Rat Breeding Methods

Mouse and rat breeding methods are used in biomedical research to supply animals for laboratory studies. Many research facilities buy mice from commercial breeders, but some also breed mice and rats in-house. In-house breeding can reduce costs and give researchers more options for their studies. Breeding animals in the facility also lets researchers manage genetics and timing. They can plan pregnancies to match research needs and work with embryos and newborns when needed. Mice and rats can be...

rodent identification i

Mice and Rats: Ear Tags and Punch Codes

Proper identification of laboratory mice and rats is important in biomedical research. The right animal must be used for each procedure and for data collection. Clear identification helps keep research records accurate and reliable. This page focuses on permanent identification methods for mice and rats. These methods include ear tags, ear punch codes, microchip implantation, tail tattoos for adult mice, and toe tattoos for neonates. Temporary methods such as dyes and marking pens can also be...

rodent identification ii

Rodent ID Methods for Accurate Records

Accurate rodent identification supports reliable animal records and data collection. Research animal records may include simple cage cards or a detailed database with full information on each animal. Individual identification is the key part of keeping those records correct. Mice and rats can be identified by several methods. These include tattooing, microchip placement, and temporary identification methods. Each method serves a different need in research animal management. The procedure also...

compound administration i

Rodent Injection Routes and Restraint

Rodent injection routes and restraint methods are key parts of compound administration in mice and rats. When a substance must be injected into an animal, the delivery route and the amount of compound must be chosen with care. The right choice helps match the dose to the protocol. Several factors guide the route of administration. These include the pH of the solution, the volume needed for the desired dose, and the viscosity of the solution. Viscosity means how thick or resistant to flow a...

compound administration ii

Choosing the Right Route for Compound Delivery

Compound delivery is a key part of many animal studies. The route used to give the compound can change how it is absorbed. Careful planning helps make sure the compound is delivered correctly. The substance itself also matters when a route is chosen. Its pH, viscosity, and concentration can all affect which method is best. These properties help guide the choice of administration route in a study.

compound administration iii

Specialized Injection Routes in Mice and Rats

Specialized injection routes in mice and rats are sometimes used when standard compound administration methods are not enough. Some study protocols call for less common routes such as intradermal, intranasal, and intracranial injections. These methods are used in laboratory animals and require careful technique. Intradermal injections place a compound into the skin. Intranasal injections deliver a compound through the nose. Intracranial injections are given into the brain. Because these...

compound administration iv

Specialized Injection Routes in Rodents

Specialized injection routes in laboratory mice and rats include intracardiac, footpad, and retro-orbital administration. These methods are used when a protocol calls for a route that is less common than standard compound delivery methods. Each route requires specialized training to perform correctly. Intracardiac injections deliver into the heart, footpad injections target the paw area, and retro-orbital injections are given around the eye region. Because these procedures are more technical,...

blood withdrawal i

Rodent Blood Collection Methods

Blood collection in mice and rats is a common part of research studies. The method used depends on how much blood is needed, how often samples must be taken, the animal's health, and the technician's skill level. This topic includes three blood withdrawal methods: retro-orbital sinus bleeds, initial tail snip bleeds, and intracardiac bleeds. Each method requires general anesthesia, which means the animal is made unconscious before the procedure begins.

blood withdrawal ii

Rodent Blood Sampling Methods

Blood collection from mice and rats can be done with several methods. The choice depends on the restraint needed, how invasive the procedure is, and whether a general anesthetic is required. These factors help determine which method is best for a given analysis. One older method uses the retro-orbital sinus cavity, which is located behind the eye. This approach has been debated because it may cause tissue damage or even blindness. For that reason, facial vein and submandibular vein bleeding...

anesthesia induction and maintenance

Laboratory anesthesia and pain control are important parts of veterinary care for research animals. The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals says that pain assessment and pain relief must be part of that care. Anesthesia means the loss of feeling or sensation.

considerations for rodent surgery 

Aseptic Steps in Rodent Survival Surgery

Aseptic technique is essential for rodent survival surgery. It is used to keep the surgical site as clean as possible and to reduce contamination during the procedure. This approach includes patient preparation, surgeon preparation, and sterilization of instruments and other supplies. It also depends on a clean, controlled environment. Careful planning before surgery helps set up these steps for success. During the operation, animals need close monitoring. After the surgery, postoperative...

diagnostic necropsy and tissue harvest

Rat Necropsy for Tissue Collection

Rat necropsy is a key step for collecting organs and tissues at the end of many animal studies. These final samples are used for data collection time points and later testing. Because the samples are used for analysis, the way they are taken can affect sample quality. Careful collection methods help preserve the organs and tissues for testing. The method of euthanasia, or the procedure used to humanely end the animal's life, can also affect sample quality. This article outlines proper necropsy...

sterile tissue harvest

Aseptic Organ Collection in Rats and Mice

Aseptic organ collection in rats and mice is used to keep harvested tissues free from contamination. The process is important when tissues will be used for cell and tissue cultures. It also supports later protein and RNA analysis, as well as metabolic profiling of tissues. The transcript connects this work to the 3 R's, which were introduced in 1959 by W.M.S. Russell and R.L. Burch in The Principles of Humane Experimental Technique. The 3 R's are replacement, reduction, and refinement in the...

early intervention and pain management

Intervento precoce e gestione del dolore

Tutti i procedimenti sugli animali descritti qui devono essere condotti in conformità con le linee guida istituzionali sull'etica animale e approvati da IACUC. Tutti i procedimenti devono seguire i principi dei 3R—Rimozione, Riduzione e Raffinamento—e devono essere eseguiti da personale addestrato.  Monitoraggio degli animali per segni di dolore e sofferenza Riconoscere i primi segni di dolore è essenziale per una ricerca etica sugli animali. Gli animali vengono monitorati di routine...

humane euthanasia and confirmation of death in rodents

Eutanasia umana e conferma della morte nei roditori

Tutti i procedimenti sugli animali qui descritti devono essere condotti in conformità con le linee guida istituzionali sull'etica animale e approvati dall'IACUC. Tutti i procedimenti devono seguire i principi dei 3R - Sostituzione, Riduzione e Raffinamento - e devono essere eseguiti da personale addestrato. Gli endpoint umani nei roditori sono indicatori clinici, comportamentali o fisiologici predefiniti che segnalano che un animale sta sperimentando dolore significativo, angoscia o un declino...

habituation and positive reinforcement for rodent handling

Abitudine e rinforzo positivo per la manipolazione dei roditori

Tutti i procedimenti sugli animali qui descritti devono essere condotti in conformità con le linee guida istituzionali sull'etica degli animali e approvati dall'IACUC. Tutti i procedimenti devono seguire i principi dei 3R - Sostituzione, Riduzione e Perfezionamento - e devono essere eseguiti da personale addestrato. L'abitudine e il rinforzo positivo sono strategie di perfezionamento che aiutano a ridurre lo stress durante la manipolazione di routine e i procedimenti sperimentali nei roditori.

breeding management in rodent studies

Gestione dell'allevamento negli studi sui roditori

Tutte le procedure sugli animali descritte qui devono essere condotte in conformità con le linee guida etiche istituzionali sugli animali e approvate dall'IACUC. Tutte le procedure devono seguire i principi delle 3R - Sostituzione, Riduzione e Raffinamento - e devono essere eseguite da personale addestrato. La gestione dell'allevamento supporta le 3R minimizzando la produzione inutile di animali e assicurando che venga generato solo il numero di animali richiesto per uno studio. Strategie di...

transport and acclimatization of rodents for research

Trasporto e Acclimatazione di Roditori per la Ricerca

Tutte le procedure sugli animali descritte qui devono essere condotte in conformità con le linee guida etiche istituzionali sugli animali e approvate dall'IACUC. Tutte le procedure devono seguire i principi delle 3R - Sostituzione, Riduzione e Raffinamento - e devono essere eseguite da personale addestrato. Il trasporto dei roditori per la ricerca richiede procedure che minimizzino lo stress e mantengano il benessere degli animali durante il movimento per minimizzare l'influenza sui risultati...

environmental enrichment for rodents

Arricchimento ambientale per roditori

Tutte le procedure sugli animali descritte qui devono essere condotte in conformità con le linee guida istituzionali sull'etica animale e approvate da IACUC. Tutte le procedure devono seguire i principi delle 3R - Sostituzione, Riduzione e Raffinamento - e devono essere eseguite da personale addestrato. L'arricchimento ambientale coinvolge oggetti e pratiche che incoraggiano comportamenti naturali, migliorano il benessere psicologico e promuovono un migliore benessere nei roditori da...

rodents

Explore how anesthesia supports pain control in laboratory animals, including why pain assessment and relief are key parts of veterinary care.

Laboratory Anesthesia and Pain Control | JoVE K12

HS-LS1-3.

Kay Stewart

Valerie A. Schroeder Schroeder

University of Notre Dame

Overview

Levels of Anesthesia

Anesthesia Induction Procedures: Inhalation and Injection

Anesthetic Depth Assessment

Applications

Summary

Characteristics of Life

Biology is a natural science that studies life and living organisms, including their structure, function, development, interactions, evolution, ...

https://cloudfront.jove.com/files/media/science-education/science-education-thumbs/10647.jpg

Cell Structure

Background
Cells represent the most basic biological units of all organisms, whether it be simple, single-celled organisms like bacteria, or large, ...

Visualizing Onion and Cheek Cells
ExpandImmediately before the experiment, wash and peel onion bulbs for the class.
Remove the entire brown outer skin and ...

Visualizing Onion and Human Cells
ExpandIn this experiment you will prepare different types of cells from a plant and animal, onion and human ...

What are Cells?

Cell Diversity

The concept of a cell started with microscopic observations of dead cork tissue by Robert Hooke in 1665. Hooke coined the term &#34;cell&#34; based on the ...

Cytoplasm

The cytoplasm consists of organelles and a framework of protein scaffolds called the cytoskeleton suspended in an aqueous solution, the cytosol. The ...

The Nucleus

The nucleus is a membrane-bound organelle that acts as a control center in a eukaryotic cell. It contains chromosomal DNA, which controls gene expression ...

The Central Dogma

The DNA Helix

Nucleic Acids

DNA as a Genetic Template

Structure of a Gene

A gene is the fundamental unit of heredity. Every individual has two copies of each gene, one inherited from each parent. Although most people contain the ...

Chromosome Structure

Base-pairing and DNA Repair

What is Gene Expression?

A gene is a stretch of DNA that serves as the blueprint for functional RNAs and proteins. Since DNA is comprised&#160; of nucleotides and proteins are ...

RNA Structure

The basic structure of RNA consists of a string of ribonucleotides attached by phosphodiester bonds. Although most RNA is single-stranded, it can form ...

Types of RNA

Three main types of RNA are involved in protein synthesis: messenger RNA (mRNA), transfer RNA (tRNA), and ribosomal RNA (rRNA). These RNAs perform diverse ...

Transcription

Transcription is the synthesis of RNA from a DNA sequence by RNA polymerase. It is the first step in producing a protein from a gene sequence. ...

Translation

Translation is the process of synthesizing proteins from the genetic information carried by messenger RNA (mRNA). Following transcription, it constitutes ...

Ribosomes

Ribosomes translate genetic information encoded by messenger RNA (mRNA) into proteins. Both prokaryotic and eukaryotic cells have ribosomes. Cells that ...

Protein and Protein Structures

Proteins: From Genes to Degradation

From DNA to Protein

The flow of genetic information in cells from DNA to mRNA to protein is described by the central dogma, which states that genes specify the sequence of ...

Protein Folding

Proteins are chains of amino acids linked together by peptide bonds. Upon synthesis, a protein folds into a three-dimensional conformation, critical to ...

An Overview of Gene Expression

Gene expression is the complex process where a cell uses its genetic information to make functional products. This process is regulated at multiple ...

an-introduction-to-caenorhabditis-elegans

An Introduction to Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is a microscopic, soil-dwelling roundworm that has been powerfully used as a model organism since the early 1970&rsquo;s.  It was ...

An Overview of Genetic Analysis

An organism&#8217;s physical traits, or phenotype, are a product of its genotype, which is the combination of alleles (gene variants) inherited from its ...

An Introduction to Cell Death

Necrosis, apoptosis, and autophagic cell death are all manners in which cells can die, and these mechanisms can be induced by different stimuli, such as ...

An Overview of Genetic Engineering

Genetic engineering &#8211; the process of purposefully altering an organism&#8217;s DNA &#8211; has been used to create powerful research tools and model ...

An Introduction to Cell Division

Cell division is the process by which a parent cell divides and gives rise to two or more daughter cells. It is a means of reproduction for single-cell ...

An Overview of Genetics and Disease

Many human diseases are associated with mutations or variations in genetic sequences. Some of these genetic variants are heritable, passed down from ...

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An Introduction to Cellular and Molecular Neuroscience

Cellular and molecular neuroscience is one of the newest and fastest growing subdisciplines in neuroscience. By investigating the influences of genes, ...

Annexin V and Propidium Iodide Labeling

Staining with annexin V and propidium iodide (PI) provides researchers with a way to identify different types of cell death&#8212;either necrosis or ...

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An Introduction to Developmental Genetics

Development is the complex process through which a single-celled embryo transforms into a multicellular organism. Developmental processes are guided by ...

Bacterial Transformation: Electroporation

The term &#x201C;transformation&#x201D; refers cellular ingestion of foreign DNA.  In nature, transformation can occur in certain types of bacteria.  In ...

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An Introduction to Molecular Developmental Biology

Molecular signals play a major role in the complex processes occurring during embryonic development. These signals regulate activities such as cell ...

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Bacterial Transformation: The Heat Shock Method

Transformation is the process that occurs when a cell ingests foreign DNA from its surroundings. Transformation can occur in nature in certain types of ...

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An Introduction to Saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces cerevisiae (commonly known as baker&rsquo;s yeast) is a single-celled eukaryote that is frequently used in scientific research.  S. ...

Cell Cycle Analysis

Cell cycle refers to the set of events through which a cell grows, replicates its genome, and ultimately divides into two daughter cells through the ...

An Introduction to Transfection

Transfection is the process of inserting genetic material, such as DNA and double stranded RNA, into mammalian cells. The insertion of DNA into a cell ...

Chromatin Immunoprecipitation

Histones are proteins that help organize DNA in eukaryotic nuclei by serving as &#8220;scaffolds&#8221; around which DNA can be wrapped, forming a complex ...

An Overview of Epigenetics

Since the early days of genetics research, scientists have noted certain heritable phenotypic differences that are not due to differences in the ...

community-dna-extraction-from-bacterial-colonies

Community DNA Extraction from Bacterial Colonies

Source: Laboratories of Dr. Ian Pepper and Dr. Charles Gerba - The University of Arizona
Demonstrating Author: Luisa Ikner
Traditional methods of analysis ...

Cytogenetics

Cytogenetics is the field of study devoted to chromosomes, and involves the direct observation of a cell&#8217;s chromosomal number and structure, ...

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Embryonic Stem Cell Culture and Differentiation

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Explant Culture for Developmental Studies

Explant culture is a technique in which living cells or tissues are removed from an embryo for continued development outside of the organism. This ex vivo ...

Construct an explanation based on evidence for how the structure of DNA determines the structure of proteins which carry out the essential functions of life through systems of specialized cells.

HS-LS1-1.

Laboratory Anesthesia and Pain Control

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