Name: mice and rats: ear tags and punch codes
Uploaded: 2015-07-17T17:23:57.000Z
Duration: 11 min 9 s
Channel: JoVE

Alle hier beschreven dierprocedures moeten worden uitgevoerd in overeenstemming met institutionele richtlijnen voor dierenetiek en goedgekeurd door IACUC. Alle procedures moeten voldoen aan de principes van de 3R's—Vervanging, Vermindering en Verfijning—en moeten worden uitgevoerd door getraind personeel.
1. Identificatie met oorpiercing
Oorpiercingcodes zijn ontwikkeld als een snelle en goedkope methode om individuele dieren te labelen. Er zijn drie stijlen van oorpiercing: de schaarpiercer, de duimpiercer en de hefboompiercer. De rechteroor van het dier wordt gebruikt voor enkele cijfers, het linkeroor voor tientallen en het midden van de oren voor honderdtallen.
<ol>
	<li>Houd het dier vast zodat de oren gemakkelijk toegankelijk zijn. De meeste muizen worden gemarkeerd met een oorlabel voor individuele identificatie bij het spenen. Dit vereist voorzichtige behandeling vanwege hun kleinere, meer kwetsbare omvang. Sommige muizen worstelen minder als de achterpoten op een oppervlak kunnen rusten, zoals een kooitop of een aanrecht.</li>
	<li>Bepaal de oorpiercings die nodig zijn om overeen te komen met het experimentele nummer van het dier of om het te identificeren binnen een kooi.
	<ol>
		<li>Piercings zullen inkepingen of gaten zijn, afhankelijk van de gebruikte code.</li>
		<li>Het laatste nummer op het oorlabel wordt vaak gebruikt als oorpiercing-identificator wanneer het de secundaire identificatiemethode is.</li>
		<li>Als dieren zich in een kortetermijnstudie in stabiele kooigroepjes bevinden, kunnen ze opeenvolgende nummers krijgen. Dit wordt vaak gedaan als er geen oorlabels aanwezig zijn.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Maak de oorpiercing.
	<ol>
		<li>Om een inkeping te maken, wordt de piercing op de rand van de oorlel geplaatst.</li>
		<li>Om een gat te maken, plaatst u het oor in de piercing zodat het gat van de piercing weg van de rand van de oorlel op de gewenste positie is gepositioneerd.</li>
		<li>Druk op de duim- of hefboompiercer of sluit de schaarpiercer snel en stevig om door de huid van het oor te snijden.</li>
		<li>Til de piercing voorzichtig van het oor wanneer u de duim- of hefboompiercer gebruikt. Open de schaarpiercer om deze uit het oor te verwijderen.</li>
		<li>Vermijd het trekken of draaien van de piercing om scheuren in het oor te voorkomen.</li>
		<li>Piercings worden na verloop van tijd bot. Mocht een piercing niet door het oor snijden, laat dan de piercing los en selecteer een nieuwe oorpiercing. Plaats de nieuwe piercing opnieuw op dezelfde plek.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Reinig de piercings na elk gebruik.
	<ol>
		<li>Alle piercingtypes worden bot als ze worden geautoclaveerd. Het wordt aanbevolen om ze te reinigen met een ontsmettingsmiddel en ze met alcohol af te spoelen. Droog ze grondig om roest te voorkomen.</li>
		<li>Oorpiercings die voor PCR worden gebruikt, worden routinematig 3 minuten geweekt in een oplossing om resterend DNA of RNA te verwijderen. Voor gebruik worden ze in alcohol afgespoeld en droog geveegd.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figuur 1" src="/files/ftp_upload/10189/10189fig1v2.jpg" data-altupdatedat="1783400419000" data-alt="Figuur 1"> 
Figuur 1. Oorpiercing bij muizen met schaarpiercer.
2. Identificatie met oorlabel
Aangepaste oorlabels kunnen worden besteld bij fabrikanten met alfabetische en/of numerieke codes, wat de differentiatie van muisstammen of onderzoekers mogelijk maakt. Oorlabels kunnen van metaal of plastic zijn. Sommige plastic labels hebben QR-codes die het gebruik van een compatibele scanner of lezer vereisen om toegang te krijgen tot de gecodeerde informatie. In tegenstelling tot visuele identificatiemethoden kunnen QR-codes niet worden geïnterpreteerd zonder externe apparaten zoals smartphones of speciale scanners. Deze afhankelijkheid van externe scanapparaten vormt een praktische beperking, aangezien de toegang tot geschikte apparatuur niet altijd onmiddellijk mogelijk is in alle faciliteitsinstellingen en de workflow-efficiëntie tijdens routineprocedures kan beïnvloeden.
<ol>
	<li>Selecteer de oorlabels die geschikt zijn voor de dieren die moeten worden geïdentificeerd. Er zijn verschillende soorten applicators verkrijgbaar bij fabrikanten van oorlabels. Zorg ervoor dat u de applicator bestelt die voor de specifieke maat en stijl van de te gebruiken oorlabels is.</li>
	<li>Verwijder voorzichtig een label van de kartonnen houder en richt het in de applicator zodat het uiteinde met het gat over het uitgesneden gebied van de applicator is gepositioneerd. Het puntige uiteinde van het label moet tegenover de uitsparing zitten.</li>
	<li>Houd het dier vast zodat de oren gemakkelijk toegankelijk zijn. Dieren worstelen minder als de achterpoten op een oppervlak kunnen rusten, zoals een kooitop of een aanrecht.</li>
	<li>Plaats het oorlabel op de juiste positie.
	<ol>
		<li>Plaats het puntje van het oorlabel zo diep mogelijk in de concha van het oor, zodat de labelnummers naar de achterkant van het dier zijn gericht.</li>
		<li>Om de nummers van het oorlabel naar de neus van het dier te laten kijken, plaatst u het puntje van het label aan de basis van de pinna aan de achterkant van het oor.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Breng het label aan.
	<ol>
		<li>Druk stevig op de applicator om het label in het oor te prikken en samen te laten vergrendelen.</li>
		<li>Laat de applicator los en het getagde oor valt uit de applicator.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figuur 2" src="/files/ftp_upload/10189/10189fig2v2.jpg" data-altupdatedat="1783400419000" data-alt="Figuur 2"> 
Figuur 2. Een muis met een oorlabel dat correct op de pinna is geplaatst.
<ol start="6">
	<li>Verwijder de metalen oorlabels. 
	OPMERKING: Metalen oorlabels kunnen soms irritatie en zwelling van het oor</li></ol>

knaagdieridentificatie i

Rodent Identification I

Bron: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Universiteit van Notre Dame, IN
Een fundamentele vereiste van biomedisch onderzoek is de juiste identificatie van onderzoeksdieren. Het is essentieel dat het juiste dier wordt gebruikt voor procedures en gegevensverzameling. Laboratoriummuizen en ratten kunnen worden geïdentificeerd met de volgende permanente methoden: oormerken, oorponscodes, microchip-implantatie, staarttatoeages voor volwassen muizen en teentatoeages voor neonaten. Tijdelijke methoden met kleurstoffen en markeerstiften kunnen ook worden gebruikt voor acute studies. Deze video behandelt de technische aspecten van oormerken en ponsen voor muizen en ratten, evenals de voordelen van elk met betrekking tot het type onderzoek dat wordt uitgevoerd op de dieren. Kennis van de basistechnieken voor handmatig vasthouden van elk dier (beschreven in een aparte video) is vereist voor deze identificatiemethoden om correct te worden uitgevoerd.

Knaagdieridentificatie I

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
A fundamental requirement of biomedical research is ...

Accurate identificatie van laboratoriumdieren is essentieel om ervoor te zorgen dat het juiste dier wordt gebruikt voor experimentele procedures en betrouwbare gegevensverzameling.  
Er bestaan verschillende invasieve en niet-invasieve methoden om laboratoriumdieren te identificeren; veelgebruikte invasieve methoden zijn oortekening en oorgatjes, die institutionele goedkeuring vereisen. 
Niet-invasieve methoden worden echter geprefereerd wanneer dat mogelijk is, omdat ze het ongemak van dieren verminderen en het welzijn verbeteren. 
Voordat u oorgatjes maakt, is het belangrijk om het coderingssysteem, de soorten gaten en hun voor- en nadelen te begrijpen.   
Oorgatjes maken houdt in dat er gaatjes of inkepingen in de buitenkant van het oor (oorlel) worden gemaakt om dieren uniek te identificeren.  
Veel faciliteiten gebruiken een door de instelling goedgekeurd oor-gatjes of oor-inkeping coderingssysteem.  In veelgebruikte systemen vertegenwoordigen markeringen op het rechter oor eenheidswaarden, terwijl markeringen op het linker oor tientallen vertegenwoordigen en centrale gaten honderdtallen.  
In deze systemen worden enkele gaten of inkepingen, dubbele inkepingen en combinaties van deze markeringen op aangewezen posities gebruikt om numerieke waarden toe te wijzen.  
Als u bijvoorbeeld het dier als 39 wilt labelen, maakt u een gat in het rechter oor op de aangewezen plaats om het getal 30 aan te geven, en een dubbele inkeping in het linker oor op de aangewezen plaats om het getal 9 aan te geven.     
Bij het toewijzen van codes is het belangrijk om het eenvoudigste patroon te gebruiken dat nodig is, waarbij het aantal en de grootte van gaten of inkepingen wordt geminimaliseerd om weefselschade te verminderen. Het is ten zeerste aanbevolen om het verwijderde weefsel te gebruiken voor genotypering.  
Er zijn drie stijlen van commercieel verkrijgbare oor-gaten: de schaar-gat, de duimgat en de hefboomgat. Elk hiervan heeft zijn voor- en nadelen. 
De duimgat vereist een knijpbeweging, maar is klein genoeg om in een Eppendorfbuisje te passen, zodat het oorweefsel gemakkelijker kan worden verzameld.  
Ergonomisch gezien is de hefboomgat gemakkelijker te gebruiken dan de duimgat, vooral voor de dikkere oren van de oudere ratten.  
De schaar-gat vereist geen knijpbeweging, waardoor vermoeide handen en blessures door het carpaletunnelsyndroom worden vermeden. 
Hoewel oorgatjes maken een snelle en eenvoudige identificatiemethode is, heeft het beperkingen zoals een beperkt identificatiebereik en mogelijke welzijnszorgen, waardoor het minder geschikt is voor grootschalige of verfijning-gerichte studies. 
Een andere beperking is dat naarmate dieren ouder worden, de huid van hun oren dikker wordt en het moeilijk is om een oorgat te maken zonder het dier aanzienlijk te verontrusten. 
 Daarom is het het beste om de oorgatjes te maken bij jonge ratten zodra ze zijn gespeend. Voor volwassen dieren die identificatie vereisen, moet het gebruik van inhalatie-anesthesie worden overwogen volgens institutioneel goedgekeurde richtlijnen. 
Voordat u oorgatjes maakt, maakt u de ponsgereedschappen schoon met een desinfecterende oplossing, spoelt u ze af met alcohol, droogt u ze grondig en vermijdt u autoclavage. 
Houd eerst het dier vast door het bij de nek te grijpen, zodat de oren gemakkelijk toegankelijk zijn.  
Plaats het rechter oor in de pons en zorg ervoor dat het gat op een afstand van de oorrand is gepositioneerd. 
Leg vervolgens snel en stevig druk uit om de schaar te sluiten en door de huid te snijden. Laat dan de druk los en verwijder het van het oor.  
Trek of draai niet aan de pons om scheuren te voorkomen. Voor een inkeping plaatst u de pons op de rand van de oorlel en oefent u snelle, stevige druk uit, opent u vervolgens de schaar om het te verwijderen.  
Bevestig dat de juiste code is geponst voordat u het dier terug in de kooi plaatst. 
Reinig vervolgens de pons met desinfecterende oplossing, spoel af met alcohol en droog grondig om roest te voorkomen. 
Oortekening is een andere methode voor de identificatie van muizen en ratten.  
Er zijn verschillende commercieel verkrijgbare oorteken. Deze omvatten: metalen oormerken met een reeks getallen en/of letters erop geëtst, en plastic oormerken met karakters of barcodes. 
Een nadeel van metalen oormerken is dat het vaak nodig is om het dier op te pakken om de code te lezen. In tegenstelling daarmee zijn plastic oormerken gemakkelijk te lezen zonder de dieren te hanteren.  
Een ander voordeel van plastic oormerken of niet-metalen oormerken is hun compatibiliteit met MRI-beeldvorming. Hoewel de oormerken een individuele identificatie voor een muis of rat bieden, zijn ze niet onfeilbaar. Oormerken kunnen verloren gaan door overmatig verzorgen, infectie, vechten en agressief fokgedrag.  
Als meerdere dieren in dezelfde kooi worden gehuisvest, kan het verlies van een oorteken problematisch zijn. Oorselectie en identificatiecodes moeten volgens institutioneel goedgekeurde protocollen worden gevolgd, en alle informatie moet duidelijk worden opgenomen op het kooilabel. 
Laten we nu leren hoe we een oorteken kunnen aanbrengen, aangezien onjuiste positionering verschillende ongelukkige gevolgen kan hebben. 
De eerste stap is om een geschikt label te selecteren voor de dieren die geïdentificeerd moeten worden. Hier zullen we een metalen label gebruiken om de procedure op muizen te demonstreren. Zorg ervoor dat u de applicator bestelt die geschikt is voor de specifieke grootte en stijl van de oorteken die worden gebruikt.  
Verwijder voorzichtig het label en richt het in de applicator zodat het uiteinde met het gat boven het gekartelde gebied van de applicator is gepositioneerd. Het puntige uiteinde van het label moet tegenover de inkeping zijn. 
Houd het dier vast zodat

Education

JoVE Science Education

Basic Biology

Basisbiologie

Lab Animal Research

Proefdieronderzoek

Rodents

Knaagdieren

mice and rats: ear tags and punch codes

Proper identification of laboratory mice and rats is important in biomedical research. The right animal must be used for each procedure and for data collection. Clear identification helps keep research records accurate and reliable.

This page focuses on permanent identification methods for mice and rats. These methods include ear tags, ear punch codes, microchip implantation, tail tattoos for adult mice, and toe tattoos for neonates. Temporary methods such as dyes and marking pens can also be used for acute studies.

The page also explains the technical steps for ear tagging and ear punching in mice and rats. It shows how each method is used and why one method may fit a certain type of research better than another. Basic manual restraint skills are needed to perform these identification methods correctly, and those restraint techniques are covered in a separate video.

Mice and Rats: Ear Tags and Punch Codes

rodent handling and restraint techniques

Minimizing Stress in Mouse and Rat Handling

Mouse and rat handling can create stress, even when the procedure is brief. Cage changing and other noninvasive tasks can raise heart rate, blood pressure, and serum corticosterone levels. These changes may last for several hours. Restraint for injections and blood withdrawal can also affect the animals and may influence scientific data. Because of this, proper training is needed when working with mice and rats. The goal is to reduce the effect of handling on the animals as much as possible. <br...

basic care procedures

Caring for Research Mice and Rats

Research mice and rats need careful housing, feeding, and handling. These animals make up over 90% of the animals used for biomedical research, so their care can strongly affect experiment results. Both immunocompetent animals, which have a normal immune response, and immunocompromised animals need proper support during studies. Some research animals have weakened immune systems and need extra steps to stay healthy. Common examples include naturally occurring immunocompromised mice and mice...

fundamentals of breeding and weaning

Mouse and Rat Breeding Methods

Mouse and rat breeding methods are used in biomedical research to supply animals for laboratory studies. Many research facilities buy mice from commercial breeders, but some also breed mice and rats in-house. In-house breeding can reduce costs and give researchers more options for their studies. Breeding animals in the facility also lets researchers manage genetics and timing. They can plan pregnancies to match research needs and work with embryos and newborns when needed. Mice and rats can be...

rodent identification i

Proper identification of laboratory mice and rats is important in biomedical research. The right animal must be used for each procedure and for data collection. Clear identification helps keep research records accurate and reliable. This page focuses on permanent identification methods for mice and rats. These methods include ear tags, ear punch codes, microchip implantation, tail tattoos for adult mice, and toe tattoos for neonates. Temporary methods such as dyes and marking pens can also be...

rodent identification ii

Rodent ID Methods for Accurate Records

Accurate rodent identification supports reliable animal records and data collection. Research animal records may include simple cage cards or a detailed database with full information on each animal. Individual identification is the key part of keeping those records correct. Mice and rats can be identified by several methods. These include tattooing, microchip placement, and temporary identification methods. Each method serves a different need in research animal management. The procedure also...

compound administration i

Rodent Injection Routes and Restraint

Rodent injection routes and restraint methods are key parts of compound administration in mice and rats. When a substance must be injected into an animal, the delivery route and the amount of compound must be chosen with care. The right choice helps match the dose to the protocol. Several factors guide the route of administration. These include the pH of the solution, the volume needed for the desired dose, and the viscosity of the solution. Viscosity means how thick or resistant to flow a...

compound administration ii

Choosing the Right Route for Compound Delivery

Compound delivery is a key part of many animal studies. The route used to give the compound can change how it is absorbed. Careful planning helps make sure the compound is delivered correctly. The substance itself also matters when a route is chosen. Its pH, viscosity, and concentration can all affect which method is best. These properties help guide the choice of administration route in a study.

compound administration iii

Specialized Injection Routes in Mice and Rats

Specialized injection routes in mice and rats are sometimes used when standard compound administration methods are not enough. Some study protocols call for less common routes such as intradermal, intranasal, and intracranial injections. These methods are used in laboratory animals and require careful technique. Intradermal injections place a compound into the skin. Intranasal injections deliver a compound through the nose. Intracranial injections are given into the brain. Because these...

compound administration iv

Specialized Injection Routes in Rodents

Specialized injection routes in laboratory mice and rats include intracardiac, footpad, and retro-orbital administration. These methods are used when a protocol calls for a route that is less common than standard compound delivery methods. Each route requires specialized training to perform correctly. Intracardiac injections deliver into the heart, footpad injections target the paw area, and retro-orbital injections are given around the eye region. Because these procedures are more technical,...

blood withdrawal i

Rodent Blood Collection Methods

Blood collection in mice and rats is a common part of research studies. The method used depends on how much blood is needed, how often samples must be taken, the animal's health, and the technician's skill level. This topic includes three blood withdrawal methods: retro-orbital sinus bleeds, initial tail snip bleeds, and intracardiac bleeds. Each method requires general anesthesia, which means the animal is made unconscious before the procedure begins.

blood withdrawal ii

Rodent Blood Sampling Methods

Blood collection from mice and rats can be done with several methods. The choice depends on the restraint needed, how invasive the procedure is, and whether a general anesthetic is required. These factors help determine which method is best for a given analysis. One older method uses the retro-orbital sinus cavity, which is located behind the eye. This approach has been debated because it may cause tissue damage or even blindness. For that reason, facial vein and submandibular vein bleeding...

anesthesia induction and maintenance

Laboratory Anesthesia and Pain Control

Laboratory anesthesia and pain control are important parts of veterinary care for research animals. The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals says that pain assessment and pain relief must be part of that care. Anesthesia means the loss of feeling or sensation.

considerations for rodent surgery 

Aseptic Steps in Rodent Survival Surgery

Aseptic technique is essential for rodent survival surgery. It is used to keep the surgical site as clean as possible and to reduce contamination during the procedure. This approach includes patient preparation, surgeon preparation, and sterilization of instruments and other supplies. It also depends on a clean, controlled environment. Careful planning before surgery helps set up these steps for success. During the operation, animals need close monitoring. After the surgery, postoperative...

diagnostic necropsy and tissue harvest

Rat Necropsy for Tissue Collection

Rat necropsy is a key step for collecting organs and tissues at the end of many animal studies. These final samples are used for data collection time points and later testing. Because the samples are used for analysis, the way they are taken can affect sample quality. Careful collection methods help preserve the organs and tissues for testing. The method of euthanasia, or the procedure used to humanely end the animal's life, can also affect sample quality. This article outlines proper necropsy...

sterile tissue harvest

Aseptic Organ Collection in Rats and Mice

Aseptic organ collection in rats and mice is used to keep harvested tissues free from contamination. The process is important when tissues will be used for cell and tissue cultures. It also supports later protein and RNA analysis, as well as metabolic profiling of tissues. The transcript connects this work to the 3 R's, which were introduced in 1959 by W.M.S. Russell and R.L. Burch in The Principles of Humane Experimental Technique. The 3 R's are replacement, reduction, and refinement in the...

early intervention and pain management

Vroege interventie en pijnbeheersing

Alle dierproeven die hier worden beschreven, moeten worden uitgevoerd in overeenstemming met institutionele dierenethic richtlijnen en goedgekeurd door IACUC. Alle procedures moeten de principes van de 3R's volgen—Vervanging, Reductie en Verfijning—en moeten worden uitgevoerd door opgeleid personeel.  Dieren monitoren op tekenen van pijn en stress Het vroegtijdig herkennen van tekenen van pijn is essentieel voor ethisch dieronderzoek. Dieren worden routinematig gemonitord aan de hand van...

humane euthanasia and confirmation of death in rodents

Humane Euthanasie en Bevestiging van Overlijden bij Knaagdieren

Alle dierprocedures die hier worden beschreven, moeten worden uitgevoerd in overeenstemming met institutionele dierenetike richtlijnen en goedgekeurd door IACUC. Alle procedures moeten de principes van de 3R's—Vervanging, Reductie en Verfijning—volgen en moeten worden uitgevoerd door getraind personeel. Humane eindpunten bij knaagdieren zijn vooraf gedefinieerde klinische, gedragsmatige of fysiologische indicatoren die signaleren dat een dier aanzienlijke pijn, stress of achteruitgaande...

habituation and positive reinforcement for rodent handling

Gewenning en positieve bekrachtiging voor het hanteren van knaagdieren

Alle dierproeven die hier worden beschreven, moeten worden uitgevoerd in overeenstemming met institutionele richtlijnen voor dierethiek en goedgekeurd door IACUC. Alle procedures moeten de principes van de 3R's—Vervanging, Reductie en Verfijning—volgen en moeten worden uitgevoerd door getraind personeel. Habituatie en positieve bekrachtiging zijn verfijningsstrategieën die stress tijdens routinematige omgang en experimentele procedures bij knaagdieren helpen verminderen. Deze benaderingen...

breeding management in rodent studies

Beheer van kweek in knaagdierstudies

Alle dierprocedures die hier worden beschreven, moeten worden uitgevoerd in overeenstemming met institutionele richtlijnen voor dierenetiek en goedgekeurd door IACUC. Alle procedures moeten de principes van de 3R's volgen—Vervanging, Reductie en Verfijning—en moeten worden uitgevoerd door getraind personeel. Kweekbeheer ondersteunt de 3R's door onnodige dierproductie te minimaliseren en ervoor te zorgen dat slechts het aantal dieren dat nodig is voor een onderzoek wordt gegenereerd. Effectieve...

transport and acclimatization of rodents for research

Transport en acclimatisatie van knaagdieren voor onderzoek

Alle dierproeven die hier worden beschreven, moeten worden uitgevoerd in overeenstemming met de institutionele richtlijnen voor dierenetiek en goedgekeurd door IACUC. Alle procedures moeten voldoen aan de principes van de 3R's - Vervanging, Reductie en Verfijning - en moeten worden uitgevoerd door getraind personeel. Het vervoeren van knaagdieren voor onderzoek vereist procedures die stress minimaliseren en het welzijn van dieren behouden tijdens het verplaatsen om de invloed op experimentele...

environmental enrichment for rodents

Milieuverbetering voor knaagdieren

Alle hier beschreven dierprocedures moeten worden uitgevoerd in overeenstemming met institutionele richtlijnen voor dierenetiek en moeten worden goedgekeurd door IACUC. Alle procedures moeten voldoen aan de principes van de 3R's - Vervanging, Reductie en Verfijning - en moeten worden uitgevoerd door getraind personeel. Omgevingsverrijking omvat objecten en praktijken die natuurlijk gedrag bevorderen, het psychologisch welzijn verbeteren en een beter welzijn bij laboratoriumknaagdieren...

rodents

Learn how laboratory mice and rats are identified with ear tags, ear punch codes, microchips, tattoos, and temporary marks for research use.

Mice and Rats: Ear Tags and Punch Codes

Description

Transcript

Tags