Name: rodent injection routes and restraint
Uploaded: 2015-07-24T15:42:00.000Z
Duration: 15 min 5 s
Channel: JoVE

K12 Standards

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New York State Science Learning Standards

High School

Life Science

Structure and Function

HS-LS1-2.

Compound Administration I

1. Injeção subcutânea
<ol><li>Contenha manualmente o mouse através do porão de contenção com uma mão. Uma vez apreendido, deixe o mouse descansar sobre uma mesa ou outra superfície segura. Certifique-se de evitar colocar pressão no corpo do mouse.</li>
	<li>Coloque o calcanhar da mão sobre a mesa para evitar um peso indevido no mouse que pode comprometer as respirações. Os ratos também podem ser contidos em um dispositivo comercial. Para ratos, é melhor usar um dispositivo de contenção comercial.</li>
	<li>Segure a pele, e puxe para cima para criar uma tenda de pele. Se usar um dispositivo de contenção, podem ser necessários fórceps para agarrar a pele através do slot na parte superior.</li>
	<li>Insira a agulha paralela à coluna vertebral, direcionada para longe da cabeça na base da dobra da pele da tenda. Direcione a agulha para longe da cabeça para evitar a possibilidade de perfurações no crânio, já que o osso do crânio do rato é muito fino. Os ratos têm a tendência de levantar a cabeça, o que pode fazer com que a injeção seja colocada nos músculos do pescoço.</li>
	<li>Insira a agulha para cima para permitir um deslizamento suave na pele. Note que a agulha está inserida abaixo dos dedos segurando a pele. Para melhorar a segurança ao injetar artigos de risco biológico, a pele é agarrada com fórceps, eliminando assim a possibilidade de lesões de agulha.</li>
	<li>Puxe o êmbolo para verificar se há uma colocação adequada. Se o ar for puxado para dentro da seringa, indica que a ponta da agulha não está posicionada sob a pele e precisará ser retirada e reposicionada. Se houver pressão traseira quando o êmbolo é puxado para trás, indica a colocação adequada da agulha, e que a injeção pode prosseguir.</li>
	<li>Injete a substância lentamente com um movimento constante. Para evitar a perda do artigo de injeção, faça uma pausa após a injeção, gire ligeiramente a agulha sob a pele e belisque a pele no local da injeção enquanto retira a agulha.</li>
</ol><img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/10198/10198fig1.jpg"> Figura 1. Injeção subcutânea em camundongos.
2. Injeção intraperitoneal
<ol><li>O método de contenção manual com uma mão é usado para esta técnica de injeção em camundongos. Ajuste a mão de modo que esteja posicionada alta o suficiente no pescoço para evitar que o mouse vire.</li>
	<li>Segure a pele solta na nuca entre o polegar e o dedo indicador.</li>
	<li>Estabilize os quartos traseiros fixando a pele solta ao longo da parte de trás entre o segundo, terceiro e quarto dedos e a base do polegar, ou colocando a cauda entre o terceiro e o quarto dedos.</li>
	<li>A injeção ip no rato requer duas pessoas, uma para conter o rato e outra para realizar a injeção.<ol>
<li>Segure o rato sobre os ombros usando o índice e os dedos médios em cada lado do pescoço e a palma nas costas. O polegar e o terceiro e quarto dedos devem cercar o peito para evitar movimentos para frente ou para trás. A posição dos dedos em cada lado do pescoço impede que o rato erou a cabeça.</li>
		<li>Levante o rato e gire-o para expor o abdômen ventral.</li>
		<li>Estabilize os quartos traseiros agarrando os pés e a cauda com segurança e estendendo-os para longe do corpo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Posicione o rato ou o rato para expor o abdômen, garantindo que ele se desesse para cima.</li>
	<li>Incline o animal com a cabeça apontando para baixo em cerca de um ângulo de 30°, para permitir que os intestinos caiam para a frente.</li>
	<li>Os marcos de injeção são os seguintes:<ol>
<li>A área a ser injetada é cercada cranialmente por uma linha imaginária que se estende horizontalmente através do corpo no topo do quadril (do flanco ao flanco).</li>
		<li>A linha média é a fronteira medial, reconhecida como onde o cabelo crescendo em direções opostas se encontra. Em animais sem pelos, a linha média se estende em linha reta do xiphoide ao ânus.</li>
		<li>A borda lateral é uma linha do topo do quadril para o prepuce no masculino, e do topo do quadril e seguindo as no feminino.</li>
		<li>Isso fornece uma área triangular para injeção segura.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Injeção de um artigo dentro dos marcos<ol>
<li>Insira uma agulha perpendicular à coluna vertebral, fora da linha média, no triângulo como descrito acima. Colocar a agulha em um ângulo de 90° no plano do corpo permite uma injeção segura utilizando ambos os lados do abdômen. Isso é especialmente importante com múltiplas injeções, pois minimiza o trauma tecidual, permitindo a alternância de locais de injeção.</li>
		<li>Quando a agulha é colocada em um ângulo de 90°, ela "estalou" no abdômen, permitindo uma determinação mais fácil da profundidade. Este também é um sinal visual e tátil de que a agulha está devidamente posicionada.</li>
		<li>Aspire a seringa para garantir a colocação dentro da cavidade peritoneal e não dentro da bexiga urinária, intestino ou estruturas vasculares.</li>
		<li>Evite injetar caudally no rato macho para evitar a administração do artigo no saco escrotal. Evite injetar na da fêmea para evitar traumas.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/10198/10198fig2.jpg"> Figura 2. Os marcos para injeção intraperitoneal em camundongos.
3. Injeção intramuscular
<ol><li>A contenção para esta técnica para ratos e ratos requer duas pessoas ou o uso de um tubo de contenção. Descrito aqui é um método de uma pessoa utilizando um dispositivo de contenção.<ol>
<li>Coloque o animal no dispositivo de contenção.</li>
		<li>Uma vez que o animal esteja no tubo, segure a cauda para posicionar o animal com as patas traseiras para fora do tubo.</li>
		<li>Segure a pele do flanco na porção craniana do fêmur para estender a perna e evitar que o sufocamento dobre.</li>
		<li>Posicione o dispositivo de contenção para que ele fique sobre a mesa com a cabeça do animal apontada para baixo, ou deitada sobre a mesa apontada para o corpo do técnico para permitir a estabilização do dispositivo enquanto a injeção é realizada.</li>
		<li>Os marcos de injeção são os seguintes: tanto o rato quanto a perna de rato são pequenos com os músculos glúteos (os músculos caudais da coxa) compreendendo a maior massa muscular no membro posterior; a segunda maior massa muscular no membro traseiro é o gastrocnemius (o músculo da panturrilha). A injeção é feita do aspecto caudal da perna.<ol>
<li>Localize a massa muscular glútea posterior ao fêmur. O osso pode ser palpated e o músculo grande é facilmente sentido.</li>
			<li>Note que a linha média da perna do aspecto posterior vai do ponto do hock até a cauda. O cabelo muitas vezes tem um cume onde se junta, pois cresce em direções opostas das superfícies lateral e interna.</li>
			<li>As injeções são feitas em direção ao aspecto lateral da coxa fora da linha média. Isso reduz a probabilidade de danificar os nervos e vasos sanguíneos localizados na superfície medial da perna.</li>
			<li>As injeções feitas no gastrocnemius são feitas a partir do aspecto posterior e com cuidadosa consideração da localização da veia lateral safena.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Injeção de um artigo dentro dos marcos<ol>
<li>Insira a agulha perpendicularmente ao fêmur da linha média como descrito acima, a uma profundidade máxima de 5 mm para o músculo glúteo e um máximo de 3 mm para o gastrocnemius.</li>
			<li>Para evitar traumas no músculo, deve-se prevenir o movimento ímio da agulha no tecido. A seringa deve ser mantida de forma que não exija reposicionamento da mão para realizar a injeção.</li>
			<li>Aspire a seringa para garantir a colocação dentro do músculo e não em um vaso sanguíneo.</li>
			<li>Injete o material em um movimento constante e fluido. Não injete rapidamente quanto a permitir uma expansão lenta do músculo. Injeção rápida causará trauma tecidual.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/10198/10198fig3.jpg"> Figura 3. Injeção intramuscular no músculo glúteo em ratos.
4. Injeção intravenosa utilizando a veia traseira
<ol><li>A contenção do animal depende se o animal está anestesiado ou acordado.<ol><li>Use um tubo de contenção cilíndrica para ratos ou ratos conscientes, exceto para os animais sem pelos ou nus. Devido à natureza oleosa dos animais sem pelos, é difícil reposicioná-los e removê-los dos contidores acrílicos, pois sua pele tende a aderir ao plástico rígido. Assim, é utilizado um cone plástico flexível.</li>
		<li>Outros dispositivos de injeção incluem plataformas iluminadas, plataformas aquecidas e cones plásticos rígidos onde o mouse é mantido no cone estritamente com tensão na cauda.</li>
		<li>Ratos anestesiados podem não precisar de contenção.</li>
		<li>Aqueça todo o corpo ou apenas a cauda para garantir a vasodilatação dos vasos da cauda.<ol>
<li>Aqueça todo o corpo com uma almofada de aquecimento elétrica fixada em meio ou uma manta de água circulante.</li>
			<li>Coloque o animal no dispositivo de contenção, envolto na fonte de calor.</li>
			<li>Observe o animal de perto e remova-o da fonte de calor assim que os vasos sanguíneos se dilatam. O aquecimento corporal inteiro também pode ser alcançado com o uso de uma lâmpada de calor direcionada para uma gaiola. Ao usar uma lâmpada de calor, os animais devem ser observados de perto, pois é fácil superaquecê-los.</li>
			<li>Quando o aquecimento do corpo inteiro não é viável, o aquecimento da cauda sozinho pode ser alcançado usando compressas quentes de uma toalha aquecida, garrafa de água quente ou submergindo a cauda em água morna. É preciso ter cuidado para evitar queimar a cauda porque garrafas de água quente, toalhas aquecidas e água morna não têm controles de temperatura. É comum que as fontes de calor sejam superaquecidas inicialmente. Essas fontes de calor também esfriam rapidamente.</li>
		</ol></li>
		<li>O uso de óleo de tecido é outra forma de melhorar a visualização dos vasos.<ol>
<li>Mergulhe um aplicador de ponta de algodão no óleo de tecido, e aplique o óleo bem longe da porção da cauda que é agarrada para estabilização. O óleo de tecido faz com que os vasos pareçam mais claramente definidos.</li>
			<li>Existem óleos não motores disponíveis comercialmente que contêm um produto químico na formulação que cria aquecimento da pele e vasodilatação com evaporação. Esses óleos são aplicados, e depois de alguns momentos, quando os navios são visíveis, o excesso de óleo é limpo com uma bola de algodão.</li>
			<li>Todos os óleos podem tornar a cauda mais difícil de segurar.</li>
			<li>Ao usar óleos, a injeção deve ser feita imediatamente após a visualização dos navios.</li>
		</ol></li>
		<li>Os marcos de injeção são os seguintes:<ol>
<li>As veias traseiras laterais estão localizadas nas laterais da cauda. Há também vasos que correm ao longo das linhas médias dorsal e ventral da cauda que não são adequados para fins de injeção.</li>
			<li>O animal no contenção pode ser girado para que os vasos laterais estejam de frente para a facilidade de injeção. Alternativamente, a cauda pode ser virada para trazer os vasos para uma posição mais aceitável para injeção.</li>
			<li>As naves são muito superficiais. Eles se tornam mais superficiais à medida que chegam à base da cauda.</li>
		</ol></li>
		<li>A injeção de um artigo na veia da cauda requer habilidade. Para evitar traumas no vaso sanguíneo, deve-se prevenir o movimento ím lonu da agulha. A seringa é mantida de forma que não exija reposicionamento da mão para realizar a injeção.<ol>
<li>Posicione a cauda para que o vaso seja visível e mantido sob tensão. Não aplique tensão excessiva na cauda, ou o vaso pode ser esticado e o fluxo sanguíneo diminuído.</li>
			<li>Coloque a agulha diretamente sobre o vaso o mais longe possível.</li>
			<li>Aplique uma leve pressão e deslize a agulha para dentro da cauda paralela às vértebras. Evite acionar a agulha para baixo, pois a agulha vai transectar o vaso. A agulha deve ser visível no vaso, pois é avançada pelo menos 2 mm no lúmen.</li>
			<li>Injete o material em um movimento lento e fluido para evitar a ruptura do vaso.</li>
			<li>Preste atenção especial à cauda durante a injeção. Se devidamente inserido no vaso, o material de injeção que flui para dentro do vaso é sentido sem resistência. O vaso sanguíneo deve branquear enquanto o sangue é empurrado para fora pelo material de injeção.</li>
			<li>Se a agulha não estiver no vaso, haverá forte resistência ao injetar. Se injetar com força, o material preencherá o espaço subcutâneo e a cauda irá balão. Pare imediatamente, pois o material projetado para ser injetado por via intravenosa pode ser cáustico para os tecidos circundantes. Retire a agulha e tente outra injeção mais cranialmente na cauda.</li>
			<li>Após a injeção bem sucedida, retire a agulha e aplique pressão no local da injeção para garantir uma boa hemostasia antes de devolver o animal à gaiola.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
</ol><img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/10198/10198fig4.jpg"> Figura 4. Injeção de veia traseira em camundongos.

A administração de substâncias é um componente comum de protocolos experimentais que utilizam animais. Ao escolher uma rota de parto, muitos fatores devem ser deliberados, incluindo a proficiência técnica dos indivíduos responsáveis pela dosagem dos animais, o tamanho do animal, a viscosidade do fluido e a quantidade a ser administrada. Uma cuidadosa consideração desses fatores aumentará o bem-estar do animal e o resultado geral do experimento.

administração de composto i

Fonte: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Universidade de Notre Dame, IN
Como muitos protocolos de pesquisa exigem que uma substância seja injetada em um animal, a rota de entrega e a quantidade da substância devem ser apuradas com precisão. Existem várias rotas de administração disponíveis no mouse e rato. Qual rota de uso é determinada por vários fatores da substância a ser injetada: o pH da solução, o volume necessário para a dosagem desejada e a viscosidade da solução. Danos graves nos tecidos podem ocorrer se uma substância for administrada incorretamente. Este vídeo analisa os vários métodos de contenção e detalhes técnicos para as rotas de injeção mais usadas.

Administração de Composto I

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
As many research protocols require that a substance ...

A administração de compostos é muitas vezes um componente integral de um estudo com animais, e muitos fatores precisam ser avaliados para garantir que o composto seja administrado corretamente e de maneira humana. As duas principais vias de administração são enteral - através do trato digestivo e parenteral - fora do trato digestivo. A principal diferença é que, se o composto for administrado por via enteral, ele sofre metabolismo hepático ANTES de entrar na corrente sanguínea. Considerando que, por qualquer via parenteral, como intravenosa ou intramuscular, a substância pula essa primeira passagem pelo fígado, geralmente resultando em uma maior biodisponibilidade. Neste primeiro vídeo da série sobre administração de compostos, começaremos discutindo os fatores que afetam a escolha da via de administração em geral. E então revisaremos os métodos de injeções parenterais mais comuns, incluindo subcutâneo abreviado como SC ou SubQ, intraperitoneal ou IP, intramuscular ou IM e intravenoso AKA IV. Vamos começar revisando algumas coisas que se deve ter em mente antes de realizar qualquer tipo de procedimento de administração de compostos. O primeiro passo é preparar a solução ou suspensão a ser injetada, e a primeira consideração fundamental para a preparação da substância é a esterilidade. Para evitar a introdução de patógenos no animal, é importante que o material de injeção, bem como as agulhas e seringas a serem usadas, sejam estéreis. A segunda consideração é a compatibilidade fisiológica. Uma solução de dosagem, administrada por via enteral ou parenteral, deve ser fisiologicamente tamponada a um pH adequado para que o composto seja absorvido adequadamente e para evitar lesões teciduais. O terceiro fator é a viscosidade do artigo de injeção, que desempenha um papel crítico na seleção da agulha. Normalmente, agulhas de calibre 20 a 30 são usadas em procedimentos de administração parenteral para camundongos e ratos. Os cubos dessas agulhas geralmente são codificados por cores para facilitar a identificação. A solução deve ter fluidez suficiente para passar por pelo menos uma dessas agulhas. Se a solução pode passar por mais de um, então, em geral, a escolha é a menor bitola possível. O próximo fator é o volume de administração que afeta a seleção da seringa. Semelhante às agulhas, a menor seringa possível necessária para uma dosagem precisa com graduações corretas deve ser selecionada. O calibre da agulha e o volume de administração também dependem da rota e da espécie, tamanho e idade do animal que está sendo administrado. Consulte a Tabela 1 abaixo para revisar os valores relacionados às rotas discutidas neste vídeo. A última consideração importante é a taxa de absorção, que varia significativamente com cada via de administração e pode desempenhar um papel na seleção do método mais adequado. Agora, vamos falar sobre as características peculiares dos métodos de injeção rotineiramente empregados. A injeção SC ou SubQ coloca o material entre as camadas da pele e o músculo em um espaço virtual criado pelo levantamento da pele. Isso permite a injeção segura de volumes maiores, mas a taxa de absorção é mais lenta do que outras vias, proporcionando um efeito mais sustentado. Durante a administração IP, o composto é injetado diretamente na cavidade peritoneal. Este é outro método comum usado para fornecer grandes volumes de solução. Embora uma injeção de IP seja considerada administração parenteral, o mecanismo de absorção é realmente mais semelhante à dosagem oral. Uma injeção IM fornece um composto diretamente no músculo glúteo ou gastrocnêmio. Uma substância injetada IM é rapidamente absorvida devido ao número abundante de vasos dentro do tecido muscular, o que pode torná-la uma via preferida em alguns casos. A injeção inadequada ou repetida no músculo pode causar danos nos nervos, resultando em paralisia ou necrose muscular. Por fim, uma injeção intravenosa na veia caudal do animal é a via de administração mais eficaz, pois a substância é introduzida diretamente no sistema circulatório. Observe que o composto deve ser injetado em uma das veias caudais laterais localizadas nas laterais da cauda. Existe um vaso que corre ao longo da linha média ventral da cauda, que não é adequado para fins de injeção. Agora que discutimos o pano de fundo, vamos aprender os procedimentos, começando com as injeções de SC. Para ratos, pegue o animal pela cauda e deixe-o descansar em outra superfície segura, como uma tampa de barra de arame. Em seguida, prenda manualmente o animal levantando a pele ao redor do pescoço, formando uma barraca. Em seguida, coloque o animal sobre a mesa com as patas traseiras apoiadas na superfície e apoie a palma da mão sobre a mesa para evitar peso indevido sobre o animal que possa comprometer a respiração. Para injetar, pegue na seringa com a solução a injetar e direcione a agulha paralelamente à coluna vertebral e para longe da cabeça para evitar a possibilidade de perfurações no crânio. Em seguida, insira a agulha com o chanfro voltado para cima, o que permite um deslizamento suave na pele. Puxe o êmbolo para trás para verificar o posicionamento correto da agulha. Se houver contrapressão quando o êmbolo for puxado para trás, a agulha estará na posição correta. Se o ar for aspirado para o êmbolo, a agulha precisará ser reposicionada. Depois de confirmar que a agulha está posicionada corretamente, injete lentamente com um movimento constante. Faça uma pausa após a injeção e rode a agulha ligeiramente sob a pele para evitar a perda do artigo de injeção. Em seguida, aperte a pele no local da injeção e retire a agulha. Este mesmo método pode ser usado em ratos desmamados. Para ratos adultos, primeiro o animal deve ser contido usando um dispositivo, cujo procedimento é discutido no vídeo "Noções básicas de manuseio e contenção" desta coleção. Então, pode-se realizar a injeção de SC da mesma maneira que é feita em camundongos. A seguir, aprenderemos como realizar uma injeção de IP. Em camundongos, use a técnica de contenção com as duas mãos para conter manualmente o animal, novamente descrita no vídeo "Noções básicas de manuseio e contenção". Certifique-se de que sua mão não dominante esteja posicionada alta o suficiente no pescoço para evitar que o animal se vire. Estabilize os quartos traseiros colocando a cauda entre o terceiro e o quarto dedos ou prendendo a pele firmemente entre os dedos restantes e a base do polegar. Em seguida, posicione o animal para expor seu abdômen. Incline o animal com a cabeça apontando para baixo em um 30? ângulo para permitir que os intestinos caiam para a frente. O ponto de referência da injeção pode ser delineado assim: desenhe uma linha imaginária que se estende horizontalmente pelo corpo, na parte superior do quadril, de flanco a flanco. Em seguida, desenhe a borda medial, ou a linha média, ao longo da linha onde o cabelo que cresce em direções opostas se encontra. Por fim, imagine a borda lateral, que é uma linha do topo dos quadris até o prepúcio nos machos e seguindo as tetas nas fêmeas. Isso fornece a área triangular para injeção segura de IP. O próximo método que discutiremos é a injeção de IM. A contenção nesta técnica para camundongos e ratos requer duas pessoas ou o uso de um tubo de contenção. Aqui, descreveremos o método de uma pessoa utilizando um dispositivo de restrição. Primeiro, coloque o animal no tubo e com as patas traseiras para fora, puxe a cauda para posicionar o animal. Em seguida, segure a pele do flanco na porção cranial do fêmur para estender a perna e evitar que o joelho se dobre. Em seguida, posicione o dispositivo de retenção para permitir a visualização do local da injeção. Para identificar o ponto de referência glúteo, localize a massa muscular glútea posterior ao fêmur. O osso pode ser palpado e o grande músculo é facilmente sentido. Observe a linha média que vai da ponta do jarrete até a cauda. Muitas vezes você pode ver a crista onde os pelos das superfícies lateral e interna se juntam crescendo em direções opostas. Normalmente, as injeções são feitas em direção ao aspecto lateral da linha média. O gastrocnêmio é o músculo da panturrilha e a injeção nesse músculo também é melhor realizada a partir do aspecto posterior. Para o músculo glúteo, no ponto de referência localizado, insira a agulha a uma profundidade máxima de cerca de 5 mm. Evite reposicionar a seringa durante a injeção para evitar danos musculares. Em seguida, aspire para garantir que a colocação seja dentro do músculo, não de um vaso sanguíneo. E, por último, injete o material de forma lenta e constante, pois a injeção rápida causará trauma tecidual. Remova a agulha de forma perpendicular seguindo o mesmo caminho da inserção. Para o músculo gastrocnêmio, insira a agulha até uma profundidade máxima de 3 mm e execute a injeção da mesma maneira que para o músculo glúteo. Por fim, vamos aprender como realizar uma injeção intravenosa nas veias da cauda de roedores. O mesmo método é aplicável a camundongos e ratos. Coloque o animal em um tubo de contenção cilíndrico e aqueça todo o corpo do animal usando uma almofada de aquecimento elétrica ajustada para MÉDIO por cerca de 2-5 minutos. Continue a aquecer o animal, até que os vasos sanguíneos fiquem dilatados, ou seja, visivelmente maiores. Lembre-se, as veias caudais laterais da cauda estão localizadas nas laterais da cauda. A artéria que está na linha média ventral não é adequada para fins de injeção. Gire o dispositivo de retenção e posicione a cauda de forma que as veias laterais da cauda fiquem voltadas para cima e mantidas sob tensão. Não aplique tensão excessiva ou o vaso pode ser esticado e o fluxo sanguíneo diminuído. Coloque o chanfro da agulha diretamente sobre o vaso sanguíneo o mais distalmente possível e aplique uma leve pressão para deslizar a agulha na cauda paralela à coluna. Injete o material em um movimento lento e fluido e observe que o vaso empalidece à medida que o sangue é empurrado para fora pelo material de injeção. Se a agulha não estiver posicionada corretamente no vaso, haverá forte resistência ao injetar e, se você injetar com força, o material preencherá o espaço subcutâneo e a cauda inchará. Pare imediatamente, pois o material - projetado para ser injetado por via intravenosa - pode ser cáustico para os tecidos circundantes. Retire a agulha e tente outra injeção mais cranialmente na cauda. Após a injeção bem-sucedida, retire a agulha e aplique pressão no local da injeção para garantir uma boa hemostasia antes de retornar o animal à gaiola. Agora que você está familiarizado com os métodos comuns de injeção, vejamos algumas aplicações dessas vias de administração, além da administração de medicamentos. Em vários experimentos, os camundongos são injetados com um patógeno específico para estudar a infecção. Aqui, os pesquisadores usaram a via subcutânea para introduzir bactérias resistentes a antibióticos que causam lesões, e o tamanho dessas lesões serviu como uma leitura da virulência do patógeno. Vários cientistas estão interessados em estudar a distribuição e a sobrevivência de células-tronco após a entrega sistêmica. Neste estudo, os pesquisadores realizaram a injeção na veia da cauda de células-tronco neurais geneticamente marcadas em um modelo animal de esclerose múltipla e localizaram a distribuição das células injetadas nas regiões da medula espinhal e do cérebro. Em outro experimento, os pesquisadores injetaram mioblastos marcados com fluorescência por via intramuscular em um modelo animal de distrofia muscular. Em seguida, a bioluminescência foi realizada para analisar o implante bem-sucedido das células-tronco. Por fim, as injeções também podem ser usadas para gerar modelos animais. Esses cientistas realizaram injeção intraperitoneal de dimetilnitrosamina - uma potente toxina hepática - em ratos Wistar machos para gerar um modelo animal de fibrose hepática, que foi então usado para estudar o desenvolvimento da doença hepática. Você acabou de assistir à primeira parte da JoVE sobre administração de compostos discutindo as injeções parenterais comumente empregadas. Lembre-se, a rota de entrega ideal é baseada em vários fatores, incluindo pH, volume e viscosidade da solução injetada. E cada técnica tem vantagens e desvantagens, que devem ser consideradas em relação às necessidades experimentais. Como sempre, obrigado por assistir!

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Roedores

rodent injection routes and restraint

Rodent injection routes and restraint methods are key parts of compound administration in mice and rats. When a substance must be injected into an animal, the delivery route and the amount of compound must be chosen with care. The right choice helps match the dose to the protocol.

Several factors guide the route of administration. These include the pH of the solution, the volume needed for the desired dose, and the viscosity of the solution. Viscosity means how thick or resistant to flow a liquid is. These details help determine which injection route is most suitable.

Correct technique is important because poor administration can cause severe tissue damage. The video also shows the restraint methods used for these common injection routes. It focuses on the technical steps needed for mouse and rat injections.

Rodent Injection Routes and Restraint

rodent handling and restraint techniques

Minimizing Stress in Mouse and Rat Handling

Mouse and rat handling can create stress, even when the procedure is brief. Cage changing and other noninvasive tasks can raise heart rate, blood pressure, and serum corticosterone levels. These changes may last for several hours. Restraint for injections and blood withdrawal can also affect the animals and may influence scientific data. Because of this, proper training is needed when working with mice and rats. The goal is to reduce the effect of handling on the animals as much as possible. <br...

basic care procedures

Caring for Research Mice and Rats

Research mice and rats need careful housing, feeding, and handling. These animals make up over 90% of the animals used for biomedical research, so their care can strongly affect experiment results. Both immunocompetent animals, which have a normal immune response, and immunocompromised animals need proper support during studies. Some research animals have weakened immune systems and need extra steps to stay healthy. Common examples include naturally occurring immunocompromised mice and mice...

fundamentals of breeding and weaning

Mouse and Rat Breeding Methods

Mouse and rat breeding methods are used in biomedical research to supply animals for laboratory studies. Many research facilities buy mice from commercial breeders, but some also breed mice and rats in-house. In-house breeding can reduce costs and give researchers more options for their studies. Breeding animals in the facility also lets researchers manage genetics and timing. They can plan pregnancies to match research needs and work with embryos and newborns when needed. Mice and rats can be...

rodent identification i

Mice and Rats: Ear Tags and Punch Codes

Proper identification of laboratory mice and rats is important in biomedical research. The right animal must be used for each procedure and for data collection. Clear identification helps keep research records accurate and reliable. This page focuses on permanent identification methods for mice and rats. These methods include ear tags, ear punch codes, microchip implantation, tail tattoos for adult mice, and toe tattoos for neonates. Temporary methods such as dyes and marking pens can also be...

rodent identification ii

Rodent ID Methods for Accurate Records

Accurate rodent identification supports reliable animal records and data collection. Research animal records may include simple cage cards or a detailed database with full information on each animal. Individual identification is the key part of keeping those records correct. Mice and rats can be identified by several methods. These include tattooing, microchip placement, and temporary identification methods. Each method serves a different need in research animal management. The procedure also...

compound administration i

Rodent injection routes and restraint methods are key parts of compound administration in mice and rats. When a substance must be injected into an animal, the delivery route and the amount of compound must be chosen with care. The right choice helps match the dose to the protocol. Several factors guide the route of administration. These include the pH of the solution, the volume needed for the desired dose, and the viscosity of the solution. Viscosity means how thick or resistant to flow a...

compound administration ii

Choosing the Right Route for Compound Delivery

Compound delivery is a key part of many animal studies. The route used to give the compound can change how it is absorbed. Careful planning helps make sure the compound is delivered correctly. The substance itself also matters when a route is chosen. Its pH, viscosity, and concentration can all affect which method is best. These properties help guide the choice of administration route in a study.

compound administration iii

Specialized Injection Routes in Mice and Rats

Specialized injection routes in mice and rats are sometimes used when standard compound administration methods are not enough. Some study protocols call for less common routes such as intradermal, intranasal, and intracranial injections. These methods are used in laboratory animals and require careful technique. Intradermal injections place a compound into the skin. Intranasal injections deliver a compound through the nose. Intracranial injections are given into the brain. Because these...

compound administration iv

Specialized Injection Routes in Rodents

Specialized injection routes in laboratory mice and rats include intracardiac, footpad, and retro-orbital administration. These methods are used when a protocol calls for a route that is less common than standard compound delivery methods. Each route requires specialized training to perform correctly. Intracardiac injections deliver into the heart, footpad injections target the paw area, and retro-orbital injections are given around the eye region. Because these procedures are more technical,...

blood withdrawal i

Rodent Blood Collection Methods

Blood collection in mice and rats is a common part of research studies. The method used depends on how much blood is needed, how often samples must be taken, the animal's health, and the technician's skill level. This topic includes three blood withdrawal methods: retro-orbital sinus bleeds, initial tail snip bleeds, and intracardiac bleeds. Each method requires general anesthesia, which means the animal is made unconscious before the procedure begins.

blood withdrawal ii

Rodent Blood Sampling Methods

Blood collection from mice and rats can be done with several methods. The choice depends on the restraint needed, how invasive the procedure is, and whether a general anesthetic is required. These factors help determine which method is best for a given analysis. One older method uses the retro-orbital sinus cavity, which is located behind the eye. This approach has been debated because it may cause tissue damage or even blindness. For that reason, facial vein and submandibular vein bleeding...

anesthesia induction and maintenance

Laboratory Anesthesia and Pain Control

Laboratory anesthesia and pain control are important parts of veterinary care for research animals. The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals says that pain assessment and pain relief must be part of that care. Anesthesia means the loss of feeling or sensation.

considerations for rodent surgery 

Aseptic Steps in Rodent Survival Surgery

Aseptic technique is essential for rodent survival surgery. It is used to keep the surgical site as clean as possible and to reduce contamination during the procedure. This approach includes patient preparation, surgeon preparation, and sterilization of instruments and other supplies. It also depends on a clean, controlled environment. Careful planning before surgery helps set up these steps for success. During the operation, animals need close monitoring. After the surgery, postoperative...

diagnostic necropsy and tissue harvest

Rat Necropsy for Tissue Collection

Rat necropsy is a key step for collecting organs and tissues at the end of many animal studies. These final samples are used for data collection time points and later testing. Because the samples are used for analysis, the way they are taken can affect sample quality. Careful collection methods help preserve the organs and tissues for testing. The method of euthanasia, or the procedure used to humanely end the animal's life, can also affect sample quality. This article outlines proper necropsy...

sterile tissue harvest

Aseptic Organ Collection in Rats and Mice

Aseptic organ collection in rats and mice is used to keep harvested tissues free from contamination. The process is important when tissues will be used for cell and tissue cultures. It also supports later protein and RNA analysis, as well as metabolic profiling of tissues. The transcript connects this work to the 3 R's, which were introduced in 1959 by W.M.S. Russell and R.L. Burch in The Principles of Humane Experimental Technique. The 3 R's are replacement, reduction, and refinement in the...

early intervention and pain management

Intervenção precoce e gerenciamento da dor

Todos os procedimentos com animais descritos aqui devem ser conduzidos de acordo com as diretrizes éticas institucionais para animais e aprovados pelo IACUC. Todos os procedimentos devem seguir os princípios dos 3Rs—Substituição, Redução e Refinamento—e devem ser realizados por pessoal treinado.  Monitoramento de animais para sinais de dor e angústia Reconhecer sinais precoces de dor é essencial para a pesquisa ética em animais. Os animais são rotineiramente monitorados usando parâmetros...

humane euthanasia and confirmation of death in rodents

Eutanásia Humanitária e Confirmação de Morte em Roedores

Todos os procedimentos com animais descritos aqui devem ser conduzidos de acordo com as diretrizes institucionais de ética animal e aprovados pelo IACUC. Todos os procedimentos devem seguir os princípios dos 3Rs - Substituição, Redução e Refinamento - e devem ser realizados por pessoal treinado. Pontos finais humanitários em roedores são indicadores clínicos, comportamentais ou fisiológicos predefinidos que sinalizam que um animal está experimentando dor significativa, angústia ou declínio de...

habituation and positive reinforcement for rodent handling

Acostumação e Reforço Positivo para Manuseio de Roedores

Todos os procedimentos com animais descritos aqui devem ser conduzidos de acordo com as diretrizes de ética animal institucional e aprovados pelo IACUC. Todos os procedimentos devem seguir os princípios das 3Rs—Substituição, Redução e Refinamento—e devem ser realizados por pessoal treinado. Habituação e reforço positivo são estratégias de refinamento que ajudam a reduzir o estresse durante o manuseio rotineiro e procedimentos experimentais em roedores. Essas abordagens melhoram o bem-estar...

breeding management in rodent studies

Gestão da Reprodução em Estudos com Roedores

Todos os procedimentos com animais descritos aqui devem ser conduzidos de acordo com as diretrizes éticas institucionais para animais e aprovados pelo IACUC. Todos os procedimentos devem seguir os princípios das 3R—Substituição, Redução e Refinamento—e devem ser realizados por pessoal treinado. O gerenciamento da reprodução apoia as 3R ao minimizar a produção desnecessária de animais e garantir que apenas o número de animais necessário para um estudo seja gerado. Estratégias de reprodução...

transport and acclimatization of rodents for research

Transporte e Aclimatação de Roedores para Pesquisa

Todos os procedimentos com animais descritos aqui devem ser conduzidos de acordo com as diretrizes institucionais de ética animal e aprovados pelo IACUC. Todos os procedimentos devem seguir os princípios dos 3Rs—Substituição, Redução e Refinamento—e devem ser realizados por pessoal treinado. O transporte de roedores para pesquisa requer procedimentos que minimizem o estresse e mantenham o bem-estar dos animais durante a movimentação para minimizar a influência nos resultados experimentais. As...

environmental enrichment for rodents

Enriquecimento Ambiental para Roedores

Todos os procedimentos com animais descritos aqui devem ser conduzidos de acordo com as diretrizes institucionais de ética animal e aprovados pelo IACUC. Todos os procedimentos devem seguir os princípios dos 3Rs - Substituição, Redução e Refinamento - e devem ser realizados por pessoal treinado. O enriquecimento ambiental envolve objetos e práticas que incentivam comportamentos naturais, melhoram o bem-estar psicológico e promovem melhor bem-estar em roedores de laboratório. O enriquecimento...

rodents

Learn how route of administration, dose, pH, volume, and viscosity guide mouse and rat injections, plus the restraint methods used to help prevent tissue damage.

Rodent Injection Routes and Restraint | JoVE K12

HS-LS1-3.

Kay Stewart

Valerie A. Schroeder

University of Notre Dame

Overview

Key Considerations for Compound Administration

Characteristics of Different Injection Techniques

Subcutaneous Injection

Intraperitoneal (IP) Injection

Intramuscular (IM) Injection

Intravenous (IV) Injection via the Tail Vein

Applications

Summary

Characteristics of Life

Biology is a natural science that studies life and living organisms, including their structure, function, development, interactions, evolution, ...

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Cell Structure

Background
Cells represent the most basic biological units of all organisms, whether it be simple, single-celled organisms like bacteria, or large, ...

Visualizing Onion and Cheek Cells
ExpandImmediately before the experiment, wash and peel onion bulbs for the class.
Remove the entire brown outer skin and ...

Visualizing Onion and Human Cells
ExpandIn this experiment you will prepare different types of cells from a plant and animal, onion and human ...

What are Cells?

Cell Diversity

The concept of a cell started with microscopic observations of dead cork tissue by Robert Hooke in 1665. Hooke coined the term &#34;cell&#34; based on the ...

Cytoplasm

The cytoplasm consists of organelles and a framework of protein scaffolds called the cytoskeleton suspended in an aqueous solution, the cytosol. The ...

The Nucleus

The nucleus is a membrane-bound organelle that acts as a control center in a eukaryotic cell. It contains chromosomal DNA, which controls gene expression ...

The Central Dogma

The DNA Helix

Nucleic Acids

DNA as a Genetic Template

Structure of a Gene

A gene is the fundamental unit of heredity. Every individual has two copies of each gene, one inherited from each parent. Although most people contain the ...

Chromosome Structure

Base-pairing and DNA Repair

What is Gene Expression?

A gene is a stretch of DNA that serves as the blueprint for functional RNAs and proteins. Since DNA is comprised&#160; of nucleotides and proteins are ...

RNA Structure

The basic structure of RNA consists of a string of ribonucleotides attached by phosphodiester bonds. Although most RNA is single-stranded, it can form ...

Types of RNA

Three main types of RNA are involved in protein synthesis: messenger RNA (mRNA), transfer RNA (tRNA), and ribosomal RNA (rRNA). These RNAs perform diverse ...

Transcription

Transcription is the synthesis of RNA from a DNA sequence by RNA polymerase. It is the first step in producing a protein from a gene sequence. ...

Translation

Translation is the process of synthesizing proteins from the genetic information carried by messenger RNA (mRNA). Following transcription, it constitutes ...

Ribosomes

Ribosomes translate genetic information encoded by messenger RNA (mRNA) into proteins. Both prokaryotic and eukaryotic cells have ribosomes. Cells that ...

Protein and Protein Structures

Proteins: From Genes to Degradation

From DNA to Protein

The flow of genetic information in cells from DNA to mRNA to protein is described by the central dogma, which states that genes specify the sequence of ...

Protein Folding

Proteins are chains of amino acids linked together by peptide bonds. Upon synthesis, a protein folds into a three-dimensional conformation, critical to ...

An Overview of Gene Expression

Gene expression is the complex process where a cell uses its genetic information to make functional products. This process is regulated at multiple ...

an-introduction-to-caenorhabditis-elegans

An Introduction to Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is a microscopic, soil-dwelling roundworm that has been powerfully used as a model organism since the early 1970&rsquo;s.  It was ...

An Overview of Genetic Analysis

An organism&#8217;s physical traits, or phenotype, are a product of its genotype, which is the combination of alleles (gene variants) inherited from its ...

An Introduction to Cell Death

Necrosis, apoptosis, and autophagic cell death are all manners in which cells can die, and these mechanisms can be induced by different stimuli, such as ...

An Overview of Genetic Engineering

Genetic engineering &#8211; the process of purposefully altering an organism&#8217;s DNA &#8211; has been used to create powerful research tools and model ...

An Introduction to Cell Division

Cell division is the process by which a parent cell divides and gives rise to two or more daughter cells. It is a means of reproduction for single-cell ...

An Overview of Genetics and Disease

Many human diseases are associated with mutations or variations in genetic sequences. Some of these genetic variants are heritable, passed down from ...

an-introduction-to-cellular-and-molecular-neuroscience

An Introduction to Cellular and Molecular Neuroscience

Cellular and molecular neuroscience is one of the newest and fastest growing subdisciplines in neuroscience. By investigating the influences of genes, ...

Annexin V and Propidium Iodide Labeling

Staining with annexin V and propidium iodide (PI) provides researchers with a way to identify different types of cell death&#8212;either necrosis or ...

an-introduction-to-developmental-genetics

An Introduction to Developmental Genetics

Development is the complex process through which a single-celled embryo transforms into a multicellular organism. Developmental processes are guided by ...

Bacterial Transformation: Electroporation

The term &#x201C;transformation&#x201D; refers cellular ingestion of foreign DNA.  In nature, transformation can occur in certain types of bacteria.  In ...

an-introduction-to-molecular-developmental-biology

An Introduction to Molecular Developmental Biology

Molecular signals play a major role in the complex processes occurring during embryonic development. These signals regulate activities such as cell ...

bacterial-transformation-the-heat-shock-method

Bacterial Transformation: The Heat Shock Method

Transformation is the process that occurs when a cell ingests foreign DNA from its surroundings. Transformation can occur in nature in certain types of ...

an-introduction-to-saccharomyces-cerevisiae

An Introduction to Saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces cerevisiae (commonly known as baker&rsquo;s yeast) is a single-celled eukaryote that is frequently used in scientific research.  S. ...

Cell Cycle Analysis

Cell cycle refers to the set of events through which a cell grows, replicates its genome, and ultimately divides into two daughter cells through the ...

An Introduction to Transfection

Transfection is the process of inserting genetic material, such as DNA and double stranded RNA, into mammalian cells. The insertion of DNA into a cell ...

Chromatin Immunoprecipitation

Histones are proteins that help organize DNA in eukaryotic nuclei by serving as &#8220;scaffolds&#8221; around which DNA can be wrapped, forming a complex ...

An Overview of Epigenetics

Since the early days of genetics research, scientists have noted certain heritable phenotypic differences that are not due to differences in the ...

community-dna-extraction-from-bacterial-colonies

Community DNA Extraction from Bacterial Colonies

Source: Laboratories of Dr. Ian Pepper and Dr. Charles Gerba - The University of Arizona
Demonstrating Author: Luisa Ikner
Traditional methods of analysis ...

Cytogenetics

Cytogenetics is the field of study devoted to chromosomes, and involves the direct observation of a cell&#8217;s chromosomal number and structure, ...

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Embryonic Stem Cell Culture and Differentiation

Culturing embryonic stem (ES) cells requires conditions that maintain these cells in an undifferentiated state to preserve their capacity for self-renewal ...

DNA Gel Electrophoresis

DNA gel electrophoresis is a technique used for the detection and separation of DNA molecules. An electric field is applied to a gel matrix comprised of ...

Enzyme Assays and Kinetics

Enzyme kinetics describes the catalytic effects of enzymes, which are biomolecules that facilitate chemical reactions necessary for living organisms. ...

DNA Ligation Reactions

In molecular biology, ligation refers to the joining of two DNA fragments through the formation of a phosphodiester bond.  An enzyme known as a ligase ...

explant-culture-for-developmental-studies

Explant Culture for Developmental Studies

Explant culture is a technique in which living cells or tissues are removed from an embryo for continued development outside of the organism. This ex vivo ...

Construct an explanation based on evidence for how the structure of DNA determines the structure of proteins which carry out the essential functions of life through systems of specialized cells.

HS-LS1-1.

Rodent Injection Routes and Restraint

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