O presente protocolo descreve as capacidades e as modalidades de cultura essenciais do Open-Top Organ-Chip para o estabelecimento e maturação bem-sucedidos de culturas organ-on-chip de espessura total de tecidos primários (pele, alvéolo, vias aéreas e intestino), proporcionando a oportunidade de investigar diferentes aspectos funcionais da interface epitelial/mesenquimal e vascular humana in vitro.
É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.
Artigo de método
Reconstituindo a citoarquitetura e a função de tecidos epiteliais humanos em um chip de órgão de topo aberto
Neste artigo
Resumo
Resumo
Quase todos os órgãos humanos são revestidos por tecidos epiteliais, compreendendo uma ou várias camadas de células fortemente conectadas organizadas em estruturas tridimensionais (3D). Uma das principais funções do epitélio é a formação de barreiras que protegem os tecidos subjacentes contra insultos físicos e químicos e agentes infecciosos. Além disso, os epitélios mediam o transporte de nutrientes, hormônios e outras moléculas sinalizadoras, muitas vezes criando gradientes bioquímicos que guiam o posicionamento celular e a compartimentalização dentro do órgão. Devido ao seu papel central na determinação da estrutura e função do órgão, os epitélios são importantes alvos terapêuticos para muitas doenças humanas que nem sempre são capturadas por modelos animais. Além das óbvias diferenças espécie-espécie, a realização de pesquisas sobre a função de barreira e as propriedades de transporte de epitélios em animais é agravada pela dificuldade de acesso a esses tecidos em um sistema vivo. Embora as culturas de células humanas bidimensionais (2D) sejam úteis para responder a perguntas científicas básicas, elas geralmente produzem previsões in vivo pobres. Para superar essas limitações, na última década, uma infinidade de plataformas biomiméticas microprojetadas, conhecidas como organs-on-a-chip, emergiram como uma alternativa promissora aos testes tradicionais in vitro e em animais. Aqui, descrevemos um Open-Top Organ-Chip (ou Open-Top Chip), uma plataforma projetada para modelar tecidos epiteliais específicos de órgãos, incluindo pele, pulmões e intestinos. Este chip oferece novas oportunidades para reconstituir a arquitetura multicelular e a função dos tecidos epiteliais, incluindo a capacidade de recriar um componente estromal 3D incorporando fibroblastos tecido-específicos e células endoteliais dentro de um sistema mecanicamente ativo. Este Open-Top Chip fornece uma ferramenta inédita para estudar interações epiteliais/mesenquimais e vasculares em múltiplas escalas de resolução, desde células únicas até construções de tecido multicamadas, permitindo assim a dissecção molecular do crosstalk intercelular de órgãos epitelizados na saúde e na doença.
Introdução
Historicamente, os cientistas têm confiado em testes pré-clínicos em animais para a descoberta de drogas, mas um número crescente desses métodos tem sido questionado devido à fraca correlação com o resultado humano1. A implementação dos princípios dos "3Rs" para substituir, reduzir e refinar a experimentação animal insta os cientistas a encontrar novos métodos alternativos in vitro para apoiar a avaliação pré-clínica de risco toxicológico de drogas e produtos químicos2. No entanto, muitos modelos in vitro desenvolvidos até o momento carecem da arquitetura biológica, complexidade celular e ambiente mecânico necessários para recapitular a natureza dinâmica dos órgãos vivos humanos 3,4.
Os sistemas pré-clínicos in vitro convencionais tipicamente empregam monoculturas 2D de células humanas cultivadas em uma superfície plástica rígida. Esses métodos fornecem uma ferramenta para a realização de estudos mecanísticos simples e permitem a triagem rápida de candidatos a drogas. Devido ao seu custo relativamente baixo e alta robustez, os modelos 2D são frequentemente emparelhados com sistemas automáticos de alto rendimento e usados para a rápida identificação de potenciais candidatos a fármacos durante a fase inicial do processo de desenvolvimento de fármacos 5,6. No entanto, tais modelos 2D não fornecem uma abordagem translacional para modelar respostas em nível de tecido, órgão ou sistêmica a candidatos terapêuticos, o que é necessário para previsões precisas de segurança e eficácia de medicamentos durante o estágio pré-clínico de seu desenvolvimento. As culturas de células planas não recapitulam o microambiente do tecido nativo, incluindo a complexa interação multicelular, as propriedades biomecânicas e a arquitetura tridimensional (3D) dos tecidos humanos7. As células que crescem em uma superfície plana muitas vezes não adquirem um fenótipo maduro e, portanto, não podem responder aos estímulos farmacológicos como responderiam no tecido nativo. Por exemplo, células epiteliais alveolares humanas primárias cultivadas in vitro exibem um fenótipo escamoso e perdem marcadores fenotípicos chave, incluindo as proteínas C e B do surfactante (SP-C e SP-B)8. Além da diferenciação insuficiente, as células primárias frequentemente tornam-se insensíveis a estressores biológicos in vitro, à medida que certas vias bioquímicas associadas à inflamação tecidual tornam-se nãofuncionais9. Essa perda da função celular parece estar primariamente associada ao uso de substratos rígidos, bem como à falta de fatores solúveis liberados naturalmente pelas células estromais tecido-específicas, como fibroblastos pulmonares e células musculareslisas10,11.
A compreensão de que a falta de complexidade físico-química e biológica limita o comportamento fisiológico das células in vitro tem fomentado o desenvolvimento de modelos multicelulares mais sofisticados, que têm demonstrado captar melhor a complexidade dos tecidos humanos fora do organismo12,13. Desde a criação dos primeiros modelos de co-cultura no início da década de 197014, a introdução de hidrogéis sintéticos e naturais melhorou significativamente a capacidade de mimetizar microambientes de tecidos nativos e tornou-se uma ferramenta inestimável para impulsionar a diferenciação celular, orientar a auto-organização das células em estruturas semelhantes a tecidos e restaurar as funções dos tecidos nativos15,16. Por exemplo, quando cultivadas no arcabouço 3D apropriado, as células humanas podem se auto-organizar em estruturas funcionais, como esferoides ou organoides, expressando marcadores de células-tronco, e são capazes de se auto-renovar17. Em contraste, as células humanas (incluindo células-tronco), quando cultivadas em substratos 2D tradicionais, envelhecem rapidamente e sofrem senescência após algumas passagens18. Além disso, os hidrogéis podem ser "adaptados" para corresponder a propriedades específicas do tecido, como porosidade, tamanho dos poros, espessura da fibra, viscoelasticidade, topografia e rigidez, ou ainda projetados com componentes celulares derivados do tecido e/ou moléculas bioativas, permitindo a emulação das condições fisiológicas ou patológicas19,20. Apesar de seu enorme potencial para testes de fármacos, os modelos 3D baseados em hidrogel utilizados em pesquisas farmacêuticas não recapitulam completamente a complexa citoarquitetura dos tecidos in vivo e carecem de importantes estímulos hemodinâmicos e mecânicos normalmente presentes no corpo humano, incluindo pressão hidrostática, estiramento cíclico e cisalhamento de fluidos21.
Sistemas microfisiológicos (MPSs) como os Organs-on-chips (OOCs) têm emergido recentemente como ferramentas capazes de captar respostas fisiológicas complexas in vitro22,23. Esses modelos frequentemente empregam o uso de plataformas microfluídicas, que permitem a modelagem do microambiente dinâmico de órgãos vivos.
Combinamos os princípios da bioengenharia de tecidos 3D e da mecanobiologia para criar um modelo Open-Top Chip de tecido epitelial humano complexo. Isso nos permitiu recapitular de perto o microambiente multicelular e dinâmico dos tecidos epiteliais. Isso inclui pistas bioquímicas e biomecânicas tecido-específicas naturalmente presentes em órgãos vivos, mas frequentemente negligenciadas pelos modelos in vitro tradicionais24. O Open-Top Chip incorpora dois compartimentos: um compartimento vascular (Figura 1A) e um compartimento estromal (Figura 1B) separados por uma membrana porosa, permitindo a difusão de nutrientes entre as duas câmaras (Figura 1C). O compartimento vascular é exposto ao fluxo contínuo de fluido para recapitular a tensão fisiológica de cisalhamento, enquanto o desenho esticável da câmara estromal permite a modelagem do estiramento mecânico associado aos movimentos respiratórios ou peristaltismo intestinal. O compartimento estromal abriga o arcabouço de hidrogel 3D ajustável projetado para suportar o crescimento fisiológico de fibroblastos específicos do tecido. Possui tampa removível que facilita o estabelecimento de uma interface ar-líquido, condição que permite maior emulação da fisiologia humana dos tecidos mucosos e acesso direto ao tecido para administração de fármacos diretamente na camada epitelial. A Figura 1 Suplementar captura alguns dos principais componentes do projeto do Open-Top Chip, incluindo dimensões e compartimentos biológicos (Figura Suplementar 1A-D), bem como as principais etapas técnicas descritas neste protocolo (Figura 1E Suplementar).
A perfusão do Open-Top Chip é realizada com bomba peristáltica programável (Figura 1D). A configuração da bomba peristáltica permite que 12 chips de topo aberto sejam perfundidos simultaneamente. A maioria das incubadoras pode abrigar duas configurações que permitem a cultura de até 24 chips por incubadora. O alongamento mecânico é obtido usando um regulador de pressão de vácuo programável sob medida (Figura 1E). Consiste em um regulador de vácuo eletropneumático controlado eletronicamente por um conversor digital-analógico. Em outras palavras, o regulador de vácuo eletropneumático gera um perfil de vácuo senoidal com amplitude e frequência determinadas pelo usuário. A deformação cíclica que varia de 0% a 15% é gerada pela aplicação de pressão negativa no canal de vácuo do Open-Top Chip em uma amplitude que varia de 0 a -90 kPa e uma frequência de 0,2 Hz. Trata-se de um sistema sob medida, equivalente à Unidade de Deformação Flexcell disponível comercialmente anteriormente adotada e descrita em outros trabalhos25. Para mimetizar a deformação mecânica do tecido associada, por exemplo, ao movimento respiratório do pulmão ou ao peristaltismo do intestino, o atuador pneumático aplica ondas de vácuo/deformação sinusoidais cuja magnitude e amplitude podem ser ajustadas para corresponder ao nível fisiológico de deformação e frequência que as células humanas experimentam em seu tecido nativo.
Aqui, descrevemos um método eficiente e reprodutível para engenharia e cultivo de equivalentes de epitélio organotípico em um protótipo de plataforma Open-Top Chip. Permite a geração de modelos complexos de órgãos, como pele, alvéolo, vias aéreas e cólon, integrando fluxo de fluido vascular e alongamento mecânico. Descreveremos os principais aspectos técnicos que devem ser considerados na implementação dos princípios da engenharia de tecidos para a geração de modelos epiteliais complexos. Discutiremos as vantagens e possíveis limitações do desenho atual.
Uma visão geral das principais etapas utilizadas para alcançar a maturação dos tecidos e órgãos, incluindo os parâmetros de fluxo e estiramento, é relatada em: Figura 2 para a pele, Figura 3 para o alvéolo, Figura 4 para a via aérea e Figura 5 para o intestino. Informações adicionais sobre a composição dos meios e os reagentes utilizados para a cultura dos diferentes modelos de órgãos estão incluídas nas tabelas complementares (Tabela Suplementar 1 para a pele; Tabela Suplementar 2 para o alvéolo; Tabela Suplementar 3 para via aérea e Tabela Suplementar 4 para intestino).
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Protocolo
Os colonoides humanos foram obtidos de ressecções intestinais de acordo com as diretrizes do Comitê Institucional de Biossegurança do Hospital Infantil de Cincinnati (IBC 2017-2011).
1. Ativação de superfície
- Preparação do buffer de ativação
- Coloque o reticulante e os reagentes tampão de solvente sob a cabine de biossegurança (BSC) e deixe-os se equilibrar à temperatura ambiente (TR) por 10 minutos antes do uso.
- Reconstituir 5 mg de reticulante em 5 mL do tampão de solvente usando um recipiente estéril impermeável à luz ou um tubo cônico transparente de 15 mL envolto em folha de alumínio para proteger a solução de reticulante da exposição direta à luz.
- Vórtice a solução por 1 min para remover todos os aglomerados e, em seguida, pipete 50 μL da solução reticulante diretamente no canal inferior do cavaco e 150 μL na câmara de topo aberto.
- Remova qualquer excesso de solução de reticulação da superfície do cavaco usando um aspirador. Em seguida, pipetar 50 μL adicionais da solução de reticulação diretamente no canal inferior do cavaco e 150 μL na câmara de topo aberto para remover qualquer bolha de ar restante.
- Ativação com máquina de reticulação UV
- Retire delicadamente a tampa do cavaco sob o BSC e guarde-a em um recipiente estéril.
- Transfira os cavacos que contêm a solução de reticulante para uma placa de Petri, feche a placa de Petri para evitar contaminação e coloque a placa com os cavacos sob a máquina de reticulação UV.
NOTA: Remova a tampa da placa de Petri para maximizar a exposição aos raios UV. - Ajuste a máquina de reticulação UV com um comprimento de onda de pico de 365 nm a uma intensidade de 100 μJ/cm2 e ligue a luz UV por 20 minutos.
NOTA: Após 20 minutos de tratamento UV, a solução de reticulante ficará mais escura (marrom). - Traga os cavacos de volta sob o BSC e aspirar a solução de reticulante oxidado. Em seguida, enxágue todos os cavacos três vezes com o tampão de solvente e deixe os cavacos secar sob o BSC por 5-10 min para completar a funcionalização química da superfície do polidimetilsiloxano (PDMS).
2. Preparação do equivalente do estroma
- Preparo de tampão de reconstrução 10x (100 mL)
- Dissolver 2,2 g de bicarbonato de sódio em 75 mL de NaOH 0,067 M em água bidestilada.
- Adicionar 4,76 g de HEPES e elevar o volume para 100 mL com água bidestilada.
- Filtrar estéril a solução sob o BSC usando um filtro estéril descartável com membrana de 0,22 μm.
NOTA: A solução é estável durante cerca de 6 meses quando armazenada a 4 °C.
- Estimativa do volume da solução pré-gel
- Multiplique o número de chips necessários para o experimento por 150 μL (volume interno da câmara central de topo aberto) para estimar a quantidade de solução pré-gel necessária para o experimento:
Volume necessário = (Número de cavacos x 150) μL - Preparar a solução pré-gel de colagénio no gelo misturando: 1 volume de EMEM 10x contendo as células de escolha, 1 volume de tampão de reconstrução 10x (ver passo 2.1), 8 volumes de solução de colagénio I (10 mg/ml) e 1 μL de solução de NaOH 1 N para cada mg de colagénio I.
NOTA: Recomenda-se preparar um volume extra de +15% para contabilizar erros experimentais; O exemplo descrito na secção 2.2 fornece um procedimento passo a passo detalhado para preparar uma solução de pré-gel suficiente para 12 chips e um volume extra de 15%.
- Multiplique o número de chips necessários para o experimento por 150 μL (volume interno da câmara central de topo aberto) para estimar a quantidade de solução pré-gel necessária para o experimento:
- Preparação de solução de pré-gel para o equivalente estroma (para 12 chips)
- Traga as seguintes soluções sob o BSC no gelo: 10x EMEM; 10x Buffer de reconstrução (ver passo 2.1); Solução de colágeno I (10 mg/mL); e solução estéril de NaOH 1 N.
- Cultivar células mesenquimais tecido-específicas conforme indicado pelos provedores até 80%-90% confluentes e, em seguida, dissociar as células usando tripsina ou outros métodos, conforme recomendado pelo provedor de células. Recolher as células num pellet por centrifugação a 250 x g durante 5 min a 24 °C.
- Ressuspender o pellet de células em 225 μL de EMEM 10x gelado e adicionar 225 μL de tampão de reconstrução 10x gelado (ver passo 2.1). Misture a solução pipetando suavemente para cima e para baixo e, em seguida, adicione 1.800 μL de solução de colágeno I gelada.
- Pipetar para cima e para baixo 5-6 vezes, evitando bolhas para misturar a solução de pré-gel enquanto estiver no gelo.
- Incorporação do equivalente estroma no cavaco (para 12 chips)
- Neutralizar a solução pré-gel com 18 μL de NaOH 1N. Misture suavemente pipetando para cima e para baixo 5-6 vezes e, em seguida, pipete 150 μL de hidrogel carregado de células para a câmara central do Open-Top Chip evitando bolhas.
NOTA: Se a micropadronização for necessária, passe para a próxima etapa (seção 3). - Agrupar os cavacos em placas de Petri separadas, incluindo uma tampa de tubo de centrífuga preenchida com 2 mL de ddH 2 O estéril em cada placa de Petri, e incubar a(s) placa(s) de Petri na incubadora a 37 °C, 5% CO2.
NOTA: Após 90 min, o hidrogel carregado de células será completamente polimerizado.
- Neutralizar a solução pré-gel com 18 μL de NaOH 1N. Misture suavemente pipetando para cima e para baixo 5-6 vezes e, em seguida, pipete 150 μL de hidrogel carregado de células para a câmara central do Open-Top Chip evitando bolhas.
3. Micropadronização de superfície (opcional)
- Realizar micropadronização de superfície do hidrogel estromal após pipetar o hidrogel de colágeno neutralizado (ainda em seu estado líquido) usando carimbos impressos em 3D.
NOTA: Os selos impressos em 3D podem ser obtidos em vários desenhos personalizáveis, conforme descrito anteriormente em outro artigo24. - Pipetar 20 μL da solução pré-gel de colágeno I neutralizado na superfície padronizada de um carimbo estéril impresso em 3D e inserir o carimbo dentro (em cima) da câmara de topo aberto enquanto o hidrogel estromal ainda estiver na forma líquida.
- Remova qualquer resíduo do hidrogel que possa derramar do topo da câmara aberta usando um aspirador (ou uma pipeta). Agrupe todos os chips em placas de Petri separadas e inclua uma tampa de tubo cônico de 15 mL de centrífuga preenchida com 2 mL de ddH2O estéril em cada placa de Petri.
- Incubar todas as placas de Petri a 37 °C, 5% CO2 por 90 min, e então trazer os cavacos de volta sob o BSC e remover suavemente os carimbos usando pinças de precisão para reduzir o risco de danificar o hidrogel.
4. Revestimento da superfície epitelial e vascular com proteínas tecido-específicas da MEC
- Revestimento da câmara microfluídica vascular com proteínas da matriz extracelular
- Multiplique o número de chips necessários para o experimento por 20 μL (volume do canal vascular) para estimar o volume de solução de revestimento de ECM vascular necessário para o experimento:
Volume necessário = (Número de chips x 20) μL
NOTA: Recomenda-se preparar um volume extra de 15% para contabilizar erros experimentais. - Prepare a solução de revestimento vascular ECM para todos os chips (por exemplo, 300 μL por 12 chips) usando PBS ou HBSS gelados.
NOTA: Consulte a tabela de protocolo de órgão específico na seção de materiais complementares (Tabela Suplementar 1 para a pele; Tabela Suplementar 2 para o alvéolo; Tabela Suplementar 2 para via aérea e Tabela Suplementar 4 para intestino) para identificar os reagentes específicos e a composição recomendada da MEC. - Pipetar 20 μL da solução de revestimento vascular da MEC para o canal vascular de cada chip.
- Multiplique o número de chips necessários para o experimento por 20 μL (volume do canal vascular) para estimar o volume de solução de revestimento de ECM vascular necessário para o experimento:
- Revestimento da superfície apical do equivalente estromal com proteínas da matriz extracelular
- Multiplique o número de chips necessários para o experimento por 50 μL (volume do canal vascular) para estimar o volume de solução de revestimento epitelial de MEC necessário para o experimento:
Volume necessário = (Número de cavacos x 50) μL
NOTA: recomenda-se preparar um volume extra de 15% para contabilizar erros experimentais. - Prepare solução de revestimento ECM suficiente para todos os cavacos (por exemplo, 750 μL por 12 chips) em PBS ou HBSS gelado e transfira 50 μL de solução de revestimento ECM epitelial diretamente sobre a superfície do hidrogel.
NOTA: Consulte a tabela de protocolo de órgão específico na seção de materiais complementares (Tabela Suplementar 1 para a pele; Tabela Suplementar 2 para o alvéolo; Tabela Suplementar 2 para via aérea e Tabela Suplementar 4 para intestino) para identificar os reagentes específicos e a composição recomendada da MEC. - Agrupar os cavacos em placas de Petri separadas, incluindo uma tampa de tubo cônico de 15 mL de centrífuga preenchida com 2 mL de ddH 2 O estéril em cada placa de Petri, e incubar a(s) placa(s) de Petri na incubadora a 37 °C, 5% CO 2 por2h antes de prosseguir com a semeadura de células epiteliais.
- Multiplique o número de chips necessários para o experimento por 50 μL (volume do canal vascular) para estimar o volume de solução de revestimento epitelial de MEC necessário para o experimento:
5. Semeando células epiteliais no equivalente estromal
- Cultura de células epiteliais
- Cultura de células epiteliais tecido-específicas conforme orientação dos profissionais até 80%-90% confluentes.
- Dissociar as células usando procedimentos enzimáticos proteolíticos conforme recomendado pelo provedor de células.
NOTA: Para melhores resultados, colher células epiteliais em baixa passagem (P1-P2) durante a fase de crescimento ativo quando atingem entre 70%-90% de confluência. - Uma vez dissociadas, centrifugar as células e coletá-las como um pellet.
- Ressuspender as células epiteliais até a densidade de células/fragmentos apropriada, conforme indicado na tabela de protocolos de órgãos específicos.
OBS: Neste estudo, utilizou-se solução celular na densidade de 3 x 10 6 células/mL para a pele, 1 x 10 6 células/mL para o alvéolo, 6 x 10 6 células/mL para a via aérea e 8 x 10 6 fragmentos/mL para o intestino.
- Semeadura de células epiteliais
- Transfira os cavacos da incubadora para o BSC. Aspirar a solução de revestimento do canal vascular e lavar o canal microfluídico vascular três vezes com 50 μL de meio de cultura de células endoteliais fresco.
- Aspirar a solução de revestimento da superfície do hidrogel e enxaguar a superfície do estroma três vezes com 100 μL de meio de cultura de células epiteliais fresco para remover qualquer excesso de solução de revestimento.
- Aspirar o meio ascendente e semear a superfície do hidrogel com 50 μL da suspensão de células epiteliais usando densidade celular apropriada, conforme indicado nas tabelas suplementares, e então transferir os cavacos de volta para a incubadora por 2 h (ou durante a noite para colonoides).
- Enxaguar suavemente a superfície do hidrogel com o meio de cultura celular duas vezes para remover os detritos celulares. Finalmente, renove o meio autoclavando em recipientes autoclaváveis selados e conecte os cavacos à bomba peristáltica.
6. Conectando chips ao fluxo
- Preparação das peças fluídicas
- Corte 2 polegadas de tubulação de transferência de elastômero termoplástico (TPE) à base de polipropileno biocompatível (Tabela de Materiais) para preparar a tubulação microfluídica curta necessária para conectar os cavacos aos reservatórios de mídia.
- Corte 7,5 polegadas de tubo de transferência TPE biocompatível para produzir a tubulação microfluídica longa.
- Prepare conectores metálicos suficientes de 18 G e 19 G (Tabela de Materiais).
NOTA: Recomenda-se preparar e esterilizar a tubulação e os conectores descritos nas etapas 6.1.1 e 6.1.2 pelo menos 1 dia antes de conectar os chips de topo aberto às bombas peristálticas. - Perfurar a tampa de cada reservatório médio com uma agulha hipodérmica de 4 polegadas (Tabela de Materiais).
- Desgaseificação média
- Permitir que o meio de cultura celular se equilibre à temperatura ambiente (TR).
- Transfira o volume de meio necessário para um tubo de filtragem cônico.
- Aplicar uma pressão de vácuo negativa de -20 PSI para desgaseificar o meio (filtração a vácuo).
NOTA: Se um vácuo não estiver disponível, o meio de cultura celular pode ser deixado para se equilibrar na incubadora durante a noite para alcançar resultados semelhantes.
- Prepare o Chip de topo aberto para o fluxo de fluido
- Traga os cavacos e as peças fluídicas estéreis sob o BSC e alinhe a tampa (parte superior) do Open-Top Chip para selar o protótipo do Open-Top Chip antes de iniciar o fluxo de fluido.
- Pipetar 200 μL do meio de cultura celular desgaseificado (ver tabelas específicas de órgãos) para a porta de entrada dos canais superior e inferior do chip, prestando atenção para evitar bolhas.
- Pipetar 300 μL do meio de cultura para dentro da tubulação microfluídica curta para preparar a superfície interna dos tubos e conectar a tubulação curta às entradas dos canais superior e inferior do cavaco.
- Conecte e prima as superfícies microfluídicas
- Posicione os reservatórios médios no rack da fazenda, conecte a agulha hipodérmica à entrada inferior dos cavacos e, finalmente, acomode todos os cavacos no(s) portador(es) da carcaça dentro da incubadora.
- Conecte os chips à bomba peristáltica e, em seguida, inspecione todos os conectores para garantir que todos os chips estejam conectados corretamente e que não haja vazamento visível de mídia de cultura celular.
- Use o botão Purge na bomba e segure-o por cerca de 15 s ou até que as gotículas do meio de cultura celular apareçam no final da tubulação de saída.
- Use o sistema de controle na bomba para definir a vazão de chip de órgão apropriada (Figura 2, Figura 3, Figura 4 e Figura 5).
7. Manutenção de cavacos
- Manutenção de chips de órgãos
- Preparar meio de cultura de células frescas para o epitélio e/ou endotélio e realizar as etapas de desgaseificação (conforme descrito anteriormente na etapa 6.2).
- Pause a bomba peristáltica, desconecte cuidadosamente os cavacos da bomba e extraia o(s) portador(es) da carcaça do chip. Transfira os cavacos da incubadora para o BSC e retire o volume de meio deixado nos reservatórios.
- Substitua o meio de cultura celular para os reservatórios de entrada superior e inferior por 5 mL de meio de cultura de células fresco e coloque o(s) carcaça(s) de cavaco de volta na incubadora. Conecte os cavacos à bomba peristáltica e reinicie o fluxo.
NOTA: Recomenda-se usar a função Purge para refrescar rapidamente o meio para o compartimento vascular e reduzir o risco de bolhas de ar. - Repita as etapas 7.1.1-7.1.3 a cada dois dias, conforme Figura 2, Figura 3, Figura 4 e Figura 5.
- Estabelecimento de interface ar-líquido (ALI)
- Pause a bomba peristáltica, desconecte cuidadosamente os cavacos da bomba e extraia o(s) portador(es) da carcaça do chip. Transfira os cavacos da incubadora para o gabinete de biossegurança e retire o volume de meio deixado no reservatório superior.
- Aspirar suavemente todo o meio do canal microfluídico superior e prender o tubo microfluídico curto conectado às entradas superiores usando clipes aglutinantes para reduzir a evaporação do meio e a manutenção do ALI.
- Coloque o Chip Open-Top no(s) portador(es) da carcaça de volta para a incubadora e reconecte os chips à bomba peristáltica.
NOTA: Recomenda-se usar a função Purge para refrescar rapidamente o meio para o compartimento vascular e reduzir o risco de bolhas de ar. - Retome o fluxo ligando a bomba peristáltica.
- Alongamento (Opcional)
- Pause a bomba peristáltica e conecte as portas de vácuo dos chips ao módulo de vácuo usando dois longos tubos microfluídicos por chip.
- Use o módulo de vácuo para ajustar o ajuste de alongamento à condição recomendada para cada órgão, conforme especificado nas tabelas de protocolo do órgão: Tabela Suplementar 1 para a pele; Tabela Suplementar 2 para o alvéolo; Tabela Suplementar 2 para via aérea; e Tabela Suplementar 4 para o intestino.
- Inspecione visualmente as conexões do tubo para se certificar de que todos os chips estão conectados corretamente e não há gotículas visíveis de gotejamento médio.
- Retome o fluxo ligando a bomba peristáltica.
8. Semeando células endoteliais no compartimento vascular
- Preparar células e chips para semeadura de células vasculares
- Cultivar as células endoteliais tecido-específicas conforme orientação dos profissionais até 80%-90% confluentes. Dissociar as células usando um procedimento enzimático proteolítico (conforme recomendado pelo provedor) e, finalmente, ressuspender as células endoteliais em uma solução de 3 x 106 células/mL.
NOTA: Para melhores resultados, colher as células endoteliais em baixa passagem (P2-P4) durante a fase de crescimento ativo quando atingirem entre 70%-90% de confluência. - Pause a bomba peristáltica. Transfira os cavacos da incubadora para o BSC, desconecte os cavacos dos reservatórios de mídia e de qualquer tubulação conectada e, em seguida, agrupe os cavacos em placas de Petri separadas.
- Atualizar o meio de cultura celular do compartimento epitelial com meio de cultura de células epiteliais fresco. Enxaguar o canal vascular com meio de cultura de células endoteliais fresco duas vezes e, em seguida, aspirar o meio do compartimento vascular.
- Cultivar as células endoteliais tecido-específicas conforme orientação dos profissionais até 80%-90% confluentes. Dissociar as células usando um procedimento enzimático proteolítico (conforme recomendado pelo provedor) e, finalmente, ressuspender as células endoteliais em uma solução de 3 x 106 células/mL.
- Semeadura de células endoteliais
- Semeando o canal inferior (vascular) com 25 μL de suspensão de células endoteliais (3 x 106 células/mL), vire os chips de cabeça para baixo para permitir que as células endoteliais se fixem à superfície superior da câmara microfluídica.
NOTA: Adicionar 50 μL da suspensão celular por chip (600 μL por 12 chips). - Agrupe as batatas fritas em placas de Petri. Colocá-los novamente na incubadora a 37 °C, 5% CO2, e deixar as células endoteliais se fixarem por 1 h.
- Após 1 h, transfira os cavacos da incubadora para o BSC. Enxaguar o canal vascular com meio de cultura de células endoteliais duas vezes para remover debris celulares.
- Repetir os passos 8.2.1-8.2.2 para semear novamente o canal vascular com células endoteliais e colocar os chips planos para facilitar a adesão das células endoteliais à superfície inferior do canal vascular.
- Semeando o canal inferior (vascular) com 25 μL de suspensão de células endoteliais (3 x 106 células/mL), vire os chips de cabeça para baixo para permitir que as células endoteliais se fixem à superfície superior da câmara microfluídica.
- Reconecte o chip ao fluxo
- Preencher o reservatório do meio vascular com o meio de cultura de células vasculares desgaseificado sob o BSC.
- Coloque os cavacos de volta dentro da(s) carcaça(s) de cavacos e reconecte os chips aos reservatórios médios de uma extremidade à bomba peristáltica na outra extremidade.
NOTA: Recomenda-se usar a função Purge para refrescar rapidamente o meio para o compartimento vascular e reduzir o risco de bolhas de ar. - Inspecione visualmente as conexões microfluídicas para se certificar de que todos os chips estão conectados corretamente e não há gotículas visíveis de gotejamento médio. Em seguida, retome o fluxo de fluido ligando a bomba peristáltica.
9. Ensaios de desfechos comuns
- Desconectar chips para ensaios de endpoint
- Pause a bomba peristáltica, desconecte cuidadosamente os cavacos da bomba e extraia o(s) portador(es) da carcaça do chip. Transfira o(s) portador(es) da carcaça do chip da incubadora para o BSC e libere os chips.
- Lavar suavemente a câmara central do Open-Top Chip com o meio de cultura de células epiteliais e o canal vascular com o meio de cultura endotelial duas vezes para remover quaisquer debris celulares.
- Remova a tampa do chip de topo aberto para acessar o compartimento apical do chip usando uma pinça.
- Imunomarcação para microscopia de fluorescência
- Proceder com a fixação convencional da amostra, permeabilização e bloqueio.
OBS: Neste estudo, as amostras foram fixadas em 200 μL de paraformaldeído (PFA) a 4% por 1 h seguido de enxágue com PBS, permeabilização em Triton X-100 0,1% por 40 min e bloqueio em albumina de soro bovino a 1% por 1 h. - Incubar os chips com anticorpos primários (Tabela de Materiais) a 4 °C durante a noite. e, em seguida, lavar os compartimentos epitelial e endotelial dos chips com 200 μL de PBS duas vezes. Em seguida, prossiga com os anticorpos secundários apropriados por 2 h.
NOTA: Diluir os anticorpos primários e os anticorpos secundários em PBS + 1% BSA numa diluição de 1:100 (anticorpo primário) e 1:200 (anticorpo secundário).
- Proceder com a fixação convencional da amostra, permeabilização e bloqueio.
- Imuno-histoquímica
- Extrair os equivalentes estromais da câmara principal do Open-Top Chip usando uma pinça, coletá-los em um tubo de 1,5 mL preenchido com formalina tamponada neutra a 10% e incubar por pelo menos 24 horas.
- Transfira o estroma fixo equivalente ao processador de tecido e siga as etapas abaixo para obter a desidratação ideal da amostra.
- Submergir o hidrogel em etanol 70% por 90 min.
- Retire o etanol 70% e submerja o hidrogel em etanol 80% por 90 min.
- Retire o etanol 80% e submerja o hidrogel em etanol 95% por 90 min.
- Retire o etanol 95% e submerja o hidrogel em etanol 100% por 90 min duas vezes.
- Retire o etanol 100% e submerja o hidrogel em uma solução de xileno por 120 min duas vezes.
- Remover a solução de xileno e infiltrar os equivalentes estromais processados em cera de parafina por 120 min (~2 h) duas vezes.
- Incorpore os equivalentes estromais infiltrados em blocos de parafina seccionados.
- Nesse ponto, os equivalentes estromais podem ser seccionados como blocos de parafina em micrótomo e processados de acordo com técnicas histológicasconvencionais26.
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Resultados
Micropadronização de superfície
A micropadronização da matriz extracelular (MEC) pode ser usada para replicar a configuração espacial da interface das criptas intestinais. A configuração do Open-Top Chip pode ser modificada para integrar carimbos micropadronizados projetados especificamente para mimetizar a topografia natural da interface epitélio-estroma colônico (Figura 6A,B) e as criptas intestinais em escala micrométrica (Figura 6C-E<...
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Discussão
O Open-Top Chip representa uma plataforma capacitadora para investigar a complexa interação celular que ocorre entre endotélio, estroma e epitélio em um microambiente controlado, em tempo real. Essa tecnologia oferece vantagens críticas sobre as culturas organotípicas e organoides convencionais, como a integração de pistas físicas e bioquímicas relevantes para a reconstituição do microambiente tecidual humano, incluindo cisalhamento fluídico (fluxo), estiramento cíclico e reconstrução da topografia da superfície epitelia...
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Divulgações
Os autores declaram os seguintes interesses financeiros/relações pessoais, que podem ser considerados como potenciais interesses concorrentes: Varone Antonio é um ex-funcionário da Emulate Inc.
Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| 10x EMEM | Lonza | 12-684F | Médio; Agulha Stroma |
| 18 Gauge | MicroGroup | 316H18RW | Tubo de aço inoxidável 316 soldado, 18RW Totalmente Duro |
| Agulha de calibre 19 | MicroGroup | 316H19RW | Tubo de aço inoxidável 316 soldado, 19RW Totalmente Rígido |
| 2-Stop PharMed BPT | Cole-Palmer | EW-95723-12 | Tubo, 0,25 mm, 12/pacote |
| 70% etanol e lenços umedecidos | - | - | Para esterilização de superfícies |
| 8-Bromoadenosina 3′,5′-sal de sódio monofosfato cíclico (8-Br-cAMP) | Sigma | B7880 | Suplemento médio |
| A-83-01 | Tocris | 2939 | |
| Adenine | Sigma | A9795 | |
| Advanced DMEM/F12 | Thermo | 12634010 | |
| Células Epiteliais das Vias Aéreas | Lifeline Cell Technology | FC-0016 | |
| Folha de alumínio | - | - | - |
| Células Alveolares | Cell Biologics | H6621 | |
| Anti-ABCA3 | ABCAM | ab24751 | Anticorpo monoclonal de camundongo [3C9] |
| Anti-Aquaporina5 Alexa Fluor 647 | ABCAM | ab215225 | Anticorpo monoclonal de coelho [EPR3747] |
| Anti-Aquaporina5 | ABCAM | ab92320 | Anticorpo monoclonal de coelho [EPR3747] |
| Tubulina anti-beta IV | ABCAM | ab11315 | Anticorpo monoclonal de camundongo [ONS.1A6] |
| Anti-CD31 (PECAM-1) | ABCAM | ab9498 | Anticorpo monoclonal de camundongo [JC/70A] |
| Anti-CK5 | ABCAM | ab75869 | Coelho monoclonal recombinante [AY1E6] |
| Anti-Citoqueratina 10 | ThermoFisher | MA5-13705 | Anticorpo monoclonal de camundongo (DE-K10) |
| Anti-citoqueratina 14 | ABCAM | ab7800 | Anticorpo monoclonal de camundongo |
| Anti-E-Caderina | ABCAM | ab1416 | Anticorpo monoclonal de camundongo |
| Anti-filagrina | ThermoFisher | PA5-79267 | Anticorpo policlonal de coelho |
| Anti-HTI-56 | Terraço Biotech | TB-29AHT1-56 | Anticorpo monoclonal de camundongo (IgG1) |
| Anti-HTII-280 | Terraço Biotech | TB-27AHT2-280 | Anticorpo monoclonal de camundongo (IgM) |
| Anti-Involucrina | ThermoFisher | MA5-11803 | Anticorpo monoclonal de camundongo (SY5) |
| Anti-Isoformas TA p63-&alfa;, -β, -&gama; | Biolengend | 618902 | Anticorpo policlonal de coelho |
| Anti-Ki67 | ABCAM | ab8191 | Anticorpo monoclonal de camundongo [B126.1] |
| Anti-LAMP3 | ABCAM | ab111090; | Anticorpo policlonal de coelho |
| Anti-Maduro SP-B | Sete Colinas | WRAB-48604 | Anticorpo policlonal de coelho |
| Anti-MUC5AC | ThermoFisher | PA5-34612 | Anticorpo policlonal de coelho |
| Anti-Mucin-2 | SantaCruz Biotechnology | sc-7314 | Anticorpo monoclonal de camundongo (IgG1) |
| Anti-p63 | Dako | GA662 | Anticorpo monoclonal de camundongo p63 Protein (Dako Omnis) Clone DAK-p63 |
| Anti-PCNA | ThermoFisher | PA5-32541 | Anticorpo policlonal de coelho |
| Anti-Podoplanina (AT-1&alfa;) | ABCAM | ab128994 | Anticorpo policlonal de coelho |
| Anti-Pro + Surfactante Maduro Proteína B | ABCAM | ab40876 | Anticorpo policlonal de coelho |
| Anti-Surfactante C | Sete Colinas | WRAB-9337 | Anticorpo policlonal de coelho |
| Anti-Uteroglobina/SCGB1A1 | Hycult Biotech | HM2178 | Anticorpo monoclonal de camundongo [AY1E6] |
| Anti-VE-caderina | ABCAM | ab33168 | Anticorpo policlonal de coelho |
| Anti-ZO-1 | ThermoFisher | 33-9100 | Anticorpo monoclonal de camundongo [1A12] |
| Ácido ascórbico | Sigma | A4544 | |
| Pipetas de aspiração | Corning / Falcon | 357558 | 2 mL, poliestireno, embalado individualmente |
| Pontas de aspiração | - | - | Estéril (autoclavado) |
| B27 | Thermo | 17504044 | |
| Blocker BSA (10X) em solução PBS | ThermoFisher | 37525 | Agente bloqueador |
| Cloreto de Cálcio | Sigma | C7902 | |
| CHIR 99021 | Tocris | 4423 | |
| Colágeno I | Advanced Biomatrix | 5133 | 10 mg/mL (Estroma) |
| Colágeno I | Advanced BioMatrix | 5005 | 3 mg/mL (ECM Vascular) |
| Colágeno IV | Sigma | C5533 | |
| Colágeno-IV | Sigma | C5533-5MG | Colágeno da placenta humana, 5 mg em pó, reconstitui em 1 mg/mL |
| Fibroblastos colônicos | Cell Biologics | H6231 | |
| Células endoteliais microvasculares do cólon | Cell Biologics | H6203 | |
| Tubos cônicos | - | - | 15 mL e 50 mL polipropileno, estéril |
| Reticulador (ER-1) | Emular | 10461 | 5 mg em pó |
| DAPI (4',6-Diamidino-2-Fenilindol, Dilactato) | ThermoFisher | D3571 | Sonda de DNA |
| Fibroblastos dérmicos | ATCC | PCS-201-010 | |
| Células endoteliais microvasculares dérmicas | ATCC | CRL-3243 | |
| Dexametasona | Sigma | D4902 | |
| DMEM | ThermoFisher | 11054020 | |
| DMEM/F-12 | GIBCO | ||
| DMEM/F-12, GlutaMAX | GIBCO | 10565-018 | Meio basal para meio ALI |
| Burro Anti-Rato IgG H& L (Alexa Fluor 488) | ABCAM | ab150105 | Anticorpo secundário Anti-Rato de Burro |
| Burro Anti-Rato IgG H& L (Alexa Fluor 568) | ABCAM | ab175472 | Anticorpo secundário Anti-Rato de Burro |
| Burro Anti-Rato IgG H& L (Alexa Fluor 647) | ABCAM | ab150107 | Anticorpo secundário Anti-Rato de Burro |
| Burro Anti-Coelho IgG H& L (Alexa Fluor 488) | ABCAM | ab150073 | Anticorpo secundário Anti-Rato de Burro |
| Burro Anti-Coelho IgG H& L (Alexa Fluor 568) | ABCAM | ab175470 | Anticorpo secundário Anti-Rato de Burro |
| Burro Anti-Coelho IgG H& L (Alexa Fluor 647) | ABCAM | ab150075 | Anticorpo secundário Anti-Rato de Burro |
| Dulbecco' s PBS (DPBS-/-) (sem Ca2+, Mg2+) | Corning | 21-031-CV | 1x |
| Fator de Crescimento Epidérmico (EGF) humano, recombinante em E. coli | PromoCell | C-60170 | Suplemento médio |
| Presunto F-12' s | Invitrogen | 21700-108 | Para ECM vascular |
| FibriCol | BioMatrix Avançada | 5133-20ML | Solução de colágeno-I (10 mg/mL) |
| Fibronectina | Corning | 356008 | |
| Fibronectina, Humana, Natural, | Corning | 47743-654 | fibronectina plasmática humana |
| Pinças de precisão de ponta fina | Aven | 18056USA | Pinças de aço inoxidável de precisão Technik Style 5B-SA |
| Glutamax | Invitrogen | 21700-108 | |
| Glutamax | Invitrogen | ||
| IgG H& do Anti-rato da cabra L (Alexa Fluor 594) | ABCAM | ab150080 | Anticorpo secundário anti-camundongo de cabra |
| Cabra Anti-Rato IgG H & L (Alexa Fluor 647) | ABCAM | ab150115; | Anticorpo secundário anti-camundongo de cabra |
| Cabra Anti-Rato IgG H & L (FITC) | ABCAM | ab6785 | Anticorpo secundário anti-camundongo de cabra |
| Anti-Rato de Cabra IgG1 Alexa Fluor 568 | ThermoFisher | A-21124 | Anticorpo secundário IgG1 anti-camundongo de cabra |
| IgM Anti-Rato de Cabra Alexa Fluor 488 | ThermoFisher | A-21042 | Anticorpo secundário IgM anti-camundongo de cabra |
| Aspirador de pó portátil | Corning | 4930 | - |
| Soro HyClone FetalClone II Inativado por Calor (FCS) | GE Healthcare Life Sciences | SH30066.03 | |
| Hemocitômetro | - | - | - |
| Sal de heparina sódica da mucosa intestinal suína | Sigma | H3149 | |
| HEPES | Thermo | 15630080 | |
| Human [Leu15] - Gastrina | Sigma | G9145 | |
| Colonoides humanos | Obtidos de ressecções | Obtidos de ressecções clínicas | |
| Proteína recombinante EGF humana | Thermo | PHG0311L | |
| fator de crescimento epitelial humano | Termo | ||
| HyClone FetalClone II Serum (EUA) | GE Healthcare | SH30066.02HI | FBS estéril inativado pelo calor |
| Sal de sódio de hidrocortisona 21-hemisuccinato | Sigma | H4881 | |
| Hidrocortisona | PromoCell | C-64420 | Suplemento médio |
| Balde de gelo | - | - | - |
| Ismatec IPC-N | Cole-Palmer | EW-78000-41 | ; q24-Channel (1 por 12 Chips) |
| ITES | BioWhittaker | 17-839Z | |
| Fator de Crescimento de Queratinócitos (KGF), também conhecido como Fator de Crescimento Básico de Fibroblastos 7 (FGF-7), humano, recombinante em HEK | PromoCell | C-63821 | |
| Queratinócitos | ATCC | PCS-200-010 | |
| Laminina | Biolamina | CT521-0501 | |
| Laminina, 521 CTG (CT521) | Biolamina | CT521-0501 | laminina recombinante humana 521 |
| Células de Fibroblastos de Pulmão | Celulares Biologics | H6013 | |
| de Vida | Fibroblastos de Pulmão | FC-0049 | |
| Células endoteliais microvasculares de pulmão | Lonza | CC-2527 | |
| Células de músculo liso de | pulmão Tecnologia de Célula de Linha de Vida | FC-0046 | |
| Contador manual | - | - | - |
| Tubo de Transferência Masterflex (TPE) | Cole-Palmer | FV-96880-02 | PharMed BPT, 1/32" ID x 5/32" OD |
| Médio 199, sem vermelho de fenol | Thermo | ||
| Tubo de microcentrífuga | - | - | 1,5 mL, estéril |
| Microscópio (com câmera) | - | - | Para imagens de campo claro |
| N2 | Sigma | 17502001 | |
| N-acetilcisteína | Sigma | A5099 | |
| Noggin (HEK293T meio condicionado) | Sigma | N17001 | |
| Soro de Cabra Normal | ThermoFisher | 50062Z | Solução de bloqueio |
| O-fosforiletanolamina | Sigma | P0503 | |
| (4% em peso/vol) | EMS | 15710 | Agente de fixação |
| Penicilina estreptomicina | GIBCO | 15140122 | |
| Penicilina-estreptomicina | Sigma | P4333 | 10.000 U/mL; 10 mg/mL |
| Ponteiras de pipeta | - | - | P20, P200 e P1000 Pipeta estéril e de baixa adesão |
| Gilson | F167380 | P20, P200 e P1000 | |
| Substituição de Soro PluriQ (ou alternativamente substituição de Soro KO) | AMSBIO (ou Thermo) | N/A (ou C1910828010) | |
| Lâminas de vidro de microscópio revestidas com Poli-L-Lisina | Sigma | P0425 | Lâminas de vidro |
| Primocin | InvivoGen | ant-pm-1 | |
| Progesterona | Sigma | P8783 | |
| ProLong Gold | ThermoFisher | Pág. 36931 | Montagem Antidesbotamento com DAPI |
| Ácido Retinóico | Inibidor de ROCK Sigma | R2625 | |
| (Y27632) | Tocris | TB1254-GMP/10 | |
| R-spondin (meio condicionado HEK293T) | Suplementos Sigma | SCC111 | |
| SAGM SingleQuots | Lonza | CC-4124 | |
| SAGMTM Pequenas Vias Aéreas Crescimento de Células Epiteliais Médio BulletKitTM | Lonza | CC-4124 | Suplementos médios |
| SB2001190 | Tocris | 1264/10 | |
| - | - | 2 mL, 5 mL, 10 mL e 25 mL de baixa endotoxina, estéril | |
| Meio de crescimento de células epiteliais de pequenas vias aéreas (SAGM) | Lonza | CC-4124 | |
| Tampão de solvente (ER-2) | Emular | 10462 | Garrafa de 25 mL |
| Steriflip-HV | Tubo cônico de filtragem estéril | Millipore | SE1M003M00 |
| Placas de Petri quadradas Sterilin 100 mm | Thermo | 103 | Estéril, 1 por 6 chips |
| Frascos T25 | - | - | - |
| Frascos T75 | - | - | - |
| Tri-iodotironina | Sigma | T5516 | |
| Triton X-100 (0.3% (vol/vol) | Sigma | T8787 | Agente de permeabilização |
| Azul tripano | Sigma | 93595 | Solução a 0,4% |
| Solução TrypEE | Sigma | 12604013 | Solução de desprendimento de células |
| TWEEN-20 | Sigma | Pág. | Agente de permeabilização |
| Forno de luz UV (frequência de pico 365nm, intensidade de 100 e micro; J/cm2) | VWR | 21474-598 | UVP, UV de longo alcance, 365 nm 60Hz Modelo CL-1000L |
| Configuração de vácuo | - | - | Pressão mínima: -70 kPa |
| Fator de Crescimento Endotelial Vascular 165 (VEGF-165) humano, recombinante em E. coli | PromoCell | C-64420 | |
| VEGF-165 | PromoCell | C-64420 | Suplemento médio |
| Fator de Von Willebrand conjugado FITC | ABCAM | ab8822 | Anticorpo policlonal de ovelha |
| Banho-maria (ou contas) | - | - | Definido como 37 &graus; C |
| Wnt3A (meio condicionado L-Wnt3A) | ATCC | CRL-2647 |
Referências
- Van Norman, G. A. Limitations of animal studies for predicting toxicity in clinical trials: Is it time to rethink our current approach. JACC: Basic to Translational Science. 4 (7), 845-854 (2019).
- Wange, R. L., Brown, P. C., Davis-Bruno, K. L. Implementation of the principles of the 3Rs of animal testing at CDER: Past, present and future. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 123, 104953(2021).
- Mosig, A. S. Organ-on-chip models: New opportunities for biomedical research. Future Science OA. 3 (2), (2017).
- Alépée, N., et al. State-of-the-art of 3D cultures (organs-on-a-chip) in safety testing and pathophysiology. Altex. 31 (4), 441-477 (2014).
- MacArron, R., et al. Impact of high-throughput screening in biomedical research. Nature Reviews Drug Discovery. 10 (3), 188-195 (2011).
- Hughes, J. P., Rees, S. S., Kalindjian, S. B., Philpott, K. L. Principles of early drug discovery. British Journal of Pharmacology. 162 (6), 1239-1249 (2011).
- Kitaeva, K. V., Rutland, C. S., Rizvanov, A. A., Solovyeva, V. V. Cell culture based in vitro test systems for anticancer drug screening. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 322(2020).
- Mao, P., et al. Human alveolar epithelial type II cells in primary culture. Physiological Reports. 3 (2), 12288(2015).
- Zaitseva, M., Vollenhoven, B. J., Rogers, P. A. W. In vitro culture significantly alters gene expression profiles and reduces differences between myometrial and fibroid smooth muscle cells. Molecular Human Reproduction. 12 (3), 187-207 (2006).
- Singh, A., Brito, I., Lammerding, J. Beyond tissue stiffness and bioadhesivity: Advanced biomaterials to model tumor microenvironments and drug resistance. Trends in Cancer. 4 (4), 281-291 (2018).
- Nawroth, J. C., et al. Stem cell-based Lung-on-Chips: The best of both worlds. Advanced Drug Delivery Reviews. 140, 12-32 (2019).
- Jensen, C., Teng, Y. Is it time to start transitioning from 2d to 3d cell culture. Frontiers in Molecular Biosciences. 7, 33(2020).
- Kapałczyńska, M., et al. 2D and 3D cell cultures - a comparison of different types of cancer cell cultures. Archives of Medical Science. 14 (4), 910-919 (2018).
- Sutherland, R. M., Inch, W. R., McCredie, J. A., Kruuv, J. A multi-component radiation survival curve using an in vitro tumour model. International Journal of Radiation Biology. 18 (5), 491-495 (1970).
- Chandra, P., Lee, S. J. Synthetic extracellular microenvironment for modulating stem cell behaviors. Biomarker Insights. 10, 105-116 (2015).
- Nicolas, J., et al. 3D extracellular matrix mimics: Fundamental concepts and role of materials chemistry to influence stem cell fate. Biomacromolecules. 21 (6), 1968-1994 (2020).
- Brassard, J. A., Lutolf, M. P. Engineering stem cell self-organization to build better organoids. Cell Stem Cell. 24 (6), 860-876 (2019).
- Lutolf, M. P., Gilbert, P. M., Blau, H. M. Designing materials to direct stem-cell fate. Nature. 462 (7272), 433-441 (2009).
- Mantha, S., et al. Smart hydrogels in tissue engineering and regenerative medicine. Materials. 12 (20), 3323(2019).
- Langhans, S. A. Three-dimensional in vitro cell culture models in drug discovery and drug repositioning. Frontiers in Pharmacology. 9, 6(2018).
- Li, H., et al. Biomechanical cues as master regulators of hematopoietic stem cell fate. Cellular and Molecular Life Sciences. 78 (16), 5881-5902 (2021).
- Donoghue, L., Nguyen, K. T., Graham, C., Sethu, P. Tissue chips and microphysiological systems for disease modeling and drug testing. Micromachines. 12 (2), 139(2021).
- Ma, C., Peng, Y., Li, H., Chen, W. Organ-on-a-chip: A new paradigm for drug development. Trends in Pharmacological Sciences. 42 (2), 119-133 (2021).
- Varone, A., et al. A novel organ-chip system emulates three-dimensional architecture of the human epithelia and the mechanical forces acting on it. Biomaterials. 275, 120957(2021).
- Hassell, B. A., et al. Human organ chip models recapitulate orthotopic lung cancer growth, therapeutic responses, and tumor dormancy in vitro. Cell Reports. 21 (2), 508-516 (2017).
- Sadeghipour, A., Babaheidarian, P. Making formalin-fixed, paraffin embedded blocks. Biobanking. 1897, 253-268 (2019).
- Grant, J., et al. Simulating drug concentrations in PDMS microfluidic organ chips. Lab on a Chip. 21 (18), 3509-3519 (2021).
- Barrile, R., et al. Organ-on-chip recapitulates thrombosis Induced by an anti-CD154 monoclonal antibody: Translational potential of advanced microengineered systems. Clinical Pharmacology & Therapeutics. 104 (6), 1240-1248 (2018).
- Jain, A., et al. Primary human lung alveolus-on-a-chip model of intravascular thrombosis for assessment of therapeutics. Clinical Pharmacology & Therapeutics. 103 (2), 332-340 (2018).
- Campbell, S. B., Wu, Q., Yazbeck, J., Liu, C., Okhovatian, S., Radisic, M. Beyond polydimethylsiloxane: Alternative materials for fabrication of organ-on-a-chip devices and microphysiological systems. ACS Biomaterials Science and Engineering. 7 (7), 2880-2899 (2021).
- Pun, S., Haney, L. C., Barrile, R. Modelling human physiology on-chip: Historical perspectives and future directions. Micromachines. 12 (10), 1250(2021).
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Reimpressões e permissões
