O epitélio pigmentar da retina (EPR) atua como uma barreira crucial entre a coróide e a retina, promovendo a saúde e a função dos tipos de células da retina, como os fotorreceptores. Aqui, descrevemos um protocolo simples e eficaz para isolar e cultivar EPR murino adulto.
É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.
Artigo de método
Um método simplificado para isolamento e cultura de células epiteliais pigmentares da retina de camundongos adultos
Neste artigo
Resumo
Resumo
As células epiteliais pigmentares da retina (EPR) são críticas para o funcionamento adequado da retina. A disfunção do EPR está envolvida na patogênese de doenças retinianas importantes, como degeneração macular relacionada à idade, retinite pigmentosa e retinopatia diabética. Apresentamos uma abordagem simplificada para o isolamento de EPR de olhos adultos murinos. Em contraste com os métodos relatados anteriormente, essa abordagem permite o isolamento e a cultura de EPR altamente puro de camundongos adultos. Este método simples e rápido não requer muita habilidade técnica e é alcançável com ferramentas e reagentes científicos básicos. Os EPR primários são isolados de camundongos de fundo C57BL/6 com idade entre 3 e 14 semanas por enucleação do olho seguida pela remoção do segmento anterior. A tripsinização enzimática e a centrifugação são usadas para dissociar e isolar o EPR da ocular. Em conclusão, essa abordagem oferece um protocolo rápido e eficaz para a utilização do EPR no estudo da função e doença da retina.
Introdução
O epitélio pigmentar da retina (EPR) é uma monocamada celular especializada que reveste a membrana de Bruch localizada entre os fotorreceptores e a coróide1. As células RPE desempenham um papel crítico no funcionamento adequado da retina. As células RPE transportam glicose e vitamina A para os fotorreceptores, promovem a visão por re-isomerização de all-trans retinal em 11-cis retinal e mantêm segmentos externos do fotorreceptor através da fagocitose de segmentos externos derramados, removem a água do espaço sub-retiniano, formam a barreira hemato-retiniana externa através da presença de junções apertadas e secretam fatores de crescimento neurotrópicos (como o fator derivado do epitélio pigmentar, e Fator de Crescimento Básico de Fibroblastos) que suportam fotorreceptores2. A disfunção das células do EPR está envolvida na patogênese de várias retinopatias, incluindo degeneração macular relacionada à idade, retinite pigmentosa e retinopatia diabética 3,4,5. Estudos in vitro usando células RPE são essenciais para melhorar nossa compreensão da patogênese dessas doenças. As células primárias de EPR são muito preferidas para esses estudos, uma vez que as linhagens de células de EPR, embora prontamente disponíveis, carecem de características-chave das células primárias de EPR.
Enquanto várias espécies têm sido utilizadas como fontes de células primárias de EPR, os camundongos têm a vantagem de usar modificações genéticas para ajudar a entender a patogênese das retinopatias. Os protocolos descritos anteriormente para isolar células de EPR de roedores requerem o uso de animais neonatais, são demorados, exigem habilidade técnica ou não são adequados para cultura 6,7,8,9,10,11,12. Descrevemos um método simples e rápido para isolar células RPE de camundongos adultos que produzem culturas altamente puras dessas células.
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Protocolo
O uso de animais neste estudo foi aprovado pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da Case Western Reserve University.
1. Preparação de reagentes
- Prepare o meio tampão de lavagem suplementando a solução salina balanceada de Hank (HBSS), sem cálcio, sem magnésio, sem vermelho de fenol com solução tampão HEPES 10 mM. Manter a solução a 4 °C até à utilização.
- Prepare o meio RPE suplementando o meio de Eagle modificado de Dulbecco com 4,5 g/L de glicose, 1,25x suplemento GlutaMAX (concentração estoque 100x ou 200 mM; concentração final de 2,5 mM L-glutamina), com 10% de soro bovino fetal, 1% de penicilina/estreptomicina e 1x solução de aminoácidos não essenciais MEM (100x). Antes de usar, pré-aqueça o meio a 37 °C em banho-maria.
2. Extração de olho de rato
- Eutanasiar o camundongo, preferencialmente com idade entre 3 e 14 semanas, usando um método de eutanásia aprovado pela IACUC (luxação cervical sob anestesia usando um coquetel de cetamina/xilazina a 0,1 mL por 20 g de camundongo [87,5 mg/kg de cetamina e 12,5 mg/kg de xilazina] foi o método usado neste estudo).
NOTA: Olhos coletados de camundongos mais jovens facilitarão o aumento do rendimento de células epiteliais pigmentares da retina ao longo do tempo e estenderão a capacidade de passagens sucessivas. - Coloque o mouse de lado com o olho voltado para cima.
- Coloque o dedo indicador e o polegar acima e abaixo do olho, respectivamente. Aplique pressão suavemente na estrutura óssea ao redor do olho para induzir a protrusão do globo ocular.
- Insira a ponta da tesoura ligeiramente aberta embaixo do olho e gire suavemente o pulso para longe do olho 90° até que o olho se desprenda da órbita.
NOTA: Não feche a tesoura para cortar o olho ou o nervo óptico, pois isso dificultará a dissecção da ocular. - Coloque imediatamente e role o olho em etanol a 70% por no máximo 5 s antes de transferi-lo para um meio tampão de lavagem mantido em gelo.
- Sob um microscópio de dissecação, transfira um olho de cada vez para uma placa de Petri cheia de tampão de lavagem e tiras de gaze embebida.
- Estabilize o olho segurando o nervo óptico com uma pinça. Faça suavemente uma incisão ao nível da ora serrata usando uma faca cirúrgica de 3,00 mm 45° ou lâmina de barbear de 0,009".
- Usando uma tesoura Vannas, insira suavemente a tesoura na incisão e corte ao redor da circunferência da ora serrata até que o segmento anterior e o vítreo possam ser removidos e descartados.
- Retire suavemente a retina da ocular usando uma pinça amarrada, com cuidado para não perturbar a camada de EPR.
NOTA: Para facilitar a remoção da retina, encha uma pipeta de transferência com meio tampão de lavagem e aplique-a cuidadosamente nas bordas da ocular para levantar suavemente a retina. - Por fim, remova o nervo óptico e o excesso de tecido conjuntivo da ocular usando uma tesoura. Tenha cuidado para não perfurar a ocular.
3. Isolamento do EPR primário
- Transfira a ocular para um tubo de microcentrífuga de 1,5 mL contendo 1 mL de tripsina a 0,25% + EDTA a 0,02%.
NOTA: Duas oculares podem ser adicionadas a uma alíquota de tripsina-EDTA para aumentar o rendimento do RPE cultivável. - Transferir os tubos de microcentrífuga para um banho-maria regulado para 37 °C e incubar durante 10 min. A cada 2 min, remova os tubos do banho-maria e bata firmemente o fundo do tubo 40 vezes na bancada.
- Após 10 min, interrompa suavemente a ocular mecanicamente usando um P1000 ou uma pipeta sorológica de 2 mL, pipetando para cima e para baixo no máximo 3 vezes.
NOTA: A fragmentação das folhas de EPR é essencial, pois as folhas grandes não aderem corretamente. - Neutralize a tripsina imediatamente colocando as folhas de EPR destacadas, mas não a ocular, em 0,5 mL de soro fetal bovino (FBS) em um tubo cônico de 15 mL.
- Além disso, dilua a tripsina colocando 3 mL de mídia RPE gota a gota nas camadas de folhas FBS e RPE.
- Centrifugue o RPE a 340 x g por 3 min.
- Descarte o sobrenadante e ressuspenda as células em uma quantidade adequada de meio RPE para uma placa de 24 poços (1,9 cm2 / poço) ou uma placa de 48 poços (0,75 cm2 / poço).
NOTA: O ERP pode ser plaqueado em placas de poço revestidas com proteínas da matriz extracelular, especificamente laminina, colágeno IV ou fibronectina, para aumentar a adesão11. O EPR também pode ser ressuspenso em 1 mL de meio RPE e colocado em camadas em um gradiente de separação de densidade de 40% para isolar ainda mais as células de EPR puro. Além disso, girar a placa a 340 x g por 3-5 min pode aumentar a adesão celular13. - Incubar a 37 °C a 5% de CO2.
4. Cultura de EPR
- Não interrompa o EPR isolado por pelo menos 3 dias. Após 72 h, remova cuidadosamente o meio antigo e substitua-o por um meio novo e pré-aquecido.
- Troque o meio a cada 48 h após os primeiros 3 dias.
- Assim que as células atingirem a confluência, passe as células usando 0,25% de tripsina + 0,02% de EDTA e reduza o FBS no meio RPE para 2%.
NOTA: Anteriormente, foi relatado que o EPR primário iniciava a desdiferenciação após 5-7 passagens e começaria a perder sua forma hexagonal e pigmentação14.
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Resultados
O protocolo descrito foi usado em camundongos de fundo C57BL / 6. O gênero não parece alterar a capacidade de cultivar EPR. Camundongos com menos de 6 semanas produzem folhas de EPR limitadas em comparação com camundongos mais velhos, e mais olhos podem ser necessários para alcançar a confluência ideal. Após o isolamento, as células RPE levam cerca de 3 dias para se estabilizar e se ligar à placa de cultura de células. Aproximadamente 24 h após o isolamento, células redondas e pigmentadas que parecem anucleadas começaram...
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Discussão
Neste artigo, descrevemos um protocolo simplificado para o isolamento e cultura do epitélio pigmentar da retina murina. As células RPE isoladas dos olhos de camundongos adultos expressaram um marcador específico de RPE, RPE65, e um marcador de junção intercelular, ZO-1. Além disso, as células cultivadas se desenvolveram em folhas hexagonais pigmentadas em cultura.
Vários métodos para isolamento de EPR em roedores foram publicados anteriormente 6,7,8,9,10,11,1...
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Divulgações
Não há divulgações financeiras ou não financeiras relevantes.
Agradecimentos
A pesquisa relatada nesta publicação foi apoiada pelo NIH Grants R01EY018341 and R01EY019250 (CSS), NIH Grant F31EY035156 (AH) e P30 EY011373. A organização financiadora não teve nenhum papel no desenho ou condução desta pesquisa.
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| 0,009 RD Lâminas de borda única | Personna | 941202 | |
| Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM) | Corning | 10-013-CV | com 4,5 g/L de glicose, L-glutamina, piruvato de sódio |
| Soro bovino fetal | Corning | 35010CV | |
| GlutaMAX, 100x | Gibco | 35050061 | |
| Hank's Balanced Salt Solution | Gibco | 14175095 | sem cálcio, sem magnésio, sem solução tampão HEPES vermelho de fenol |
| (1M) | Gibco | 15630106 | |
| MEM Aminoácidos não essenciais, 100x | Gibco | 11140050 | |
| Faca Micro-Unitome | BVI Beaver | 377546 | |
| Solução de Penicilina-Estreptomicina, 100x | Microplacas | 30-002-CI | |
| Falcon | 08-772-1 | 24 ou 48 Poços | |
| Corning | 35-010-CV | ||
| Tripsina-EDTA (0,25%) | Gibco | 25200056 | com tesoura vermelha de fenol |
| Vannas | Ferramentas de Belas Ciências | 10091-12 |
Referências
- Strauss, O. The retinal pigment epithelium in visual function. Physiol Rev. 85 (3), 845-881 (2005).
- Lakkaraju, A., et al. The cell biology of the retinal pigment epithelium. Prog Retin Eye Res. 100846, (2020).
- Lambros, M. L., Plafker, S. M. Oxidative stress and the Nrf2 anti-oxidant transcription factor in age-related macular degeneration. Adv Exp Med Biol. 854, 67-72 (2016).
- Ferrari, S., et al. Retinitis pigmentosa: genes and disease mechanisms. Curr Genomics. 12 (4), 238-249 (2011).
- Xia, T., Rizzolo, L. J. Effects of diabetic retinopathy on the barrier functions of the retinal pigment epithelium. Vision Res. 139, 72-81 (2017).
- Edwards, R. B. Culture of rat retinal pigment epithelium. In Vitro. 13 (5), 301-304 (1977).
- Mayerson, P. L., Hall, M. O., Clark, V., Abrams, T. An improved method for isolation and culture of rat retinal pigment epithelial cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 26 (11), 1599-1609 (1985).
- Chang, C. W., Roque, R. S., Defoe, D. M., Caldwell, R. B. An improved method for isolation and culture of pigment epithelial cells from rat retina. Curr Eye Res. 10 (11), 1081-1086 (1991).
- Wang, N., Koutz, C. A., Anderson, R. E. A method for the isolation of retinal pigment epithelial cells from adult rats. Invest Ophthalmol Vis Sci. 34 (1), 101-107 (1993).
- Sakagami, K., et al. A rapid method for isolation of retinal pigment epithelial cells from rat eyeballs. Ophthalmic Res. 27 (5), 262-267 (1995).
- Heller, J. P., Kwok, J. C., Vecino, E., Martin, K. R., Fawcett, J. W. A method for the isolation and culture of adult rat retinal pigment epithelial (RPE) cells to study retinal diseases. Front Cell Neurosci. 9, 449(2015).
- Shen, J., He, J., Wang, F. Isolation and culture of primary mouse retinal pigment epithelial (RPE) cells with Rho-Kinase and TGFbetaR-1/ALK5 inhibitor. Med Sci Monit. 23, 6132-6136 (2017).
- Hood, E. M. S., Curcio, C., Lipinski, D. Isolation, culture, and cryosectioning of primary porcine retinal pigment epithelium on transwell cell culture inserts. STAR Protoc. 3 (4), 101758(2022).
- Naylor, A., Hopkins, A., Hudson, N., Campbell, M. Tight Junctions of the outer blood retina barrier. Int J Mol Sci. 21 (1), 211(2019).
- Ban, B., Rizzolo, L. J. A culture model of development reveals multiple properties of RPE tight junctions. Mol Vis. 3, 18(1997).
- Fernandez-Godino, R., Garland, D. L., Pierce, E. A. Isolation, culture and characterization of primary mouse RPE cells. Nat Protoc. 11 (7), 1206-1218 (2016).
- Yang, S., Zhou, J., Dengwen, L. Functions and diseases of the retinal pigment epithelium. Front Pharmacol. 12, 727870(2021).
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Reimpressões e permissões
