Name: rodent blood sampling methods
Uploaded: 2016-09-14T17:56:01.000Z
Duration: 6 min 32 s
Channel: JoVE

K12 Standards

Next Generation Science Standards

High School

Life Science

from-molecules-to-organisms-structures-and-processes

From Molecules to Organisms: Structures and Processes

HS-LS1-2

Blood Withdrawal II

1. Farelerde yüz damarı kanaması
<ol>
	<li>Ekipman
	<ol>
		<li>Kanın toplanması, bir kan tüpüne veya bir Eppendorf tüpüne serbest bir yakalamadan yapılır. Bazı durumlarda, kanın doğrudan hematokrit tüplerine alınması arzu edilir. </li>
		<li>Altın Başak neşterleri, yaş ve cinsiyete göre hayvan için uygun boyuta göre seçilecektir.
		<ol>
			<li>Lansetler, farelerin yaşına/boyutuna göre aşağıdaki gibi seçilir: 
			4 mm neşter: 3-4 haftalık fareler (vücut ağırlığı 15 gramın altında) 
			5 mm neşter: 10 haftanın altındaki dişi fareler (~ 20 gram vücut ağırlığının altında) 
			5mm neşter: 6 haftanın altındaki erkek fareler (~20 gram vücut ağırlığının altında) 
			5 mm neşter: tek damla numuneler için (kan yaymaları için) 
			5,5 mm neşter: 10 haftadan uzun dişi fareler (~20 gram vücut ağırlığından fazla) 
			5,5 mm neşter: 6 haftadan uzun erkek fareler (~20 gram vücut ağırlığından fazla) 
			5,5 mm neşter: büyük örnekler</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kısıtlama
	<ol>
		<li>Fareler, tırmalama tekniği kullanılarak kısıtlanır. </li>
		<li>Başın yan yana hareketinin en aza indirilmesi önemlidir. Bu, neşter ile doğru ve güvenli damar delinmesi sağlar. </li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kan alma
	<ol>
		<li>Uygun büyüklükteki lanset, cildin yüzeyine dik olarak tutulur. </li>
		<li>Lanset noktası, ucu buruna bakacak şekilde hafif açılıdır. </li>
		<li>Lanset bıçağı en iyi dikey konumda kullanılır. </li>
		<li>Fareyi kısıtlarken, lateral kantusun altındaki gözün uzunluğunu ve kaudal olarak gözün genişliğini ölçerek yüz damarının yaklaşık alanını bulun. </li>
		<li>Neşterin ucu ile çene kemiğinin bittiği noktayı nazikçe hissedin. </li>
		<li>Damarı delmede daha iyi doğruluk için, fareyi yanal yaslanma pozisyonunda konumlandırın. </li>
		<li>Bu noktada deriyi lansetin omzuna kadar delin. Bu, dart atmak gibi değil, sağlam bir itme ile yapılır. </li>
		<li>Neşterin çıkarılmasının ardından kan akmaya başlayacaktır. </li>
		<li>Kan akışına yardımcı olmak için, fareyi başı kalpten daha aşağıda olacak şekilde konumlandırın. </li>
		<li>Kanı istenen toplama kabında toplayın. </li>
		<li>Delinme bölgesini kurulayın ve hemostaz için tırnağa üzerindeki baskıyı serbest bırakın. </li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/10247/10247fig1.jpg"> 
Şekil 1. Farelerde yüz damarı kanaması. 
2. Farelerde submandibular kanama: Yüz damarı kanaması tekniğine çok benzemesine rağmen, bu kanama prosedüründe ekipmanda farklılıklar ve ince farklılıklar vardır. 
<ol>
	<li>Ekipman
	<ol>
		<li>Kanın toplanması, bir kan tüpüne veya bir Eppendorf tüpüne serbest bir yakalamadan yapılır. Bazı durumlarda, doğrudan hematokrit tüplerine toplanması arzu edilir. </li>
		<li>18-22 gauge iğneler, yaş ve cinsiyete göre hayvana uygun boyuta göre seçilir.
		<ol>
			<li>İğneler, farelerin yaşına/boyutuna göre aşağıdaki gibi seçilir: 
			22 gauge: 3-4 haftalık fareler (15 gram vücut ağırlığının altında) 
			20 gauge: 10 haftanın altındaki dişi fareler (~20 gram vücut ağırlığının altında) 
			20 gauge: 6 haftanın altındaki erkek fareler (~ 20 gram vücut ağırlığının altında) 
			20 gauge: tek damla numuneler için (kan yaymaları için) 
			18 gauge: 10 hafta boyunca dişi fareler (~ 20 gram vücut ağırlığından fazla) 
			18 gauge: 6 hafta boyunca erkek fareler (~ 20 gram vücut ağırlığından fazla) 
			18 ölçü: büyük örnekler</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kısıtlama
	<ol>
		<li>Fareler, tırmalama tekniği kullanılarak kısıtlanır. </li>
		<li>Başın yan yana hareketinin en aza indirilmesi önemlidir. Bu, iğne ile doğru ve güvenli damar delinmesi sağlar. </li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kan alma
	<ol>
		<li>İğne cildin yüzeyine dik olarak tutulur. </li>
		<li>Fareyi kısıtlarken, submandibular venin yaklaşık alanını, ağzın köşesinden gelen bir çizginin gözün lateral kantusundan bir çizgiyle kesiştiği noktaya kadar bulun. Bu, ağzın köşesine kadar kaudal bulunan ve çene çizgisinin biraz altında bulunan küçük, tüysüz bir çukurla çakışır. </li>
		<li>Damarı delmede daha iyi doğruluk için, fareyi yanal yaslanma pozisyonunda konumlandırın. </li>
		<li>Bu noktada iğnenin ucuyla cildi delin. Bu, dart atmak gibi değil, sağlam bir itme ile yapılır. </li>
		<li>İğne, eğimin ucunun ötesine sokulmaz. </li>
		<li>İğnenin çıkarılmasının ardından kan akmaya başlayacaktır. </li>
		<li>Kan akışına yardımcı olmak için, fareyi başı kalpten daha aşağıda olacak şekilde konumlandırın. </li>
		<li>Kanı istenen toplama kabında toplayın. </li>
		<li>Delinme bölgesini kurulayın ve hemostaz için entriye üzerindeki baskıyı serbest bırakın. </li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/10247/10247fig2.jpg"> 
Şekil 2. Farelerde submandibuler ven kanaması. 
3. Safen kanaması
<ol>
	<li>Ekipman
	<ol>
		<li>Şeffaf plastik, esnek emniyet konileri fare veya sıçan için kullanılabilir. Fareler için, kısıtlama için modifiye edilmiş 50 mililitrelik plastik konik tüpler kullanılabilir. Sıçanlar için, arka bacağı uzatacak kadar geniş bir yuvaya sahip modifiye edilmiş Pleksiglas kısıtlama tüpleri kullanılabilir. </li>
		<li>Plastik koni kullanılırken, hayvanın vücut uzunluğuna göre ölçülür ve uyluk seviyesinde oval bir delik açılır. </li>
		<li>Bu kan toplama yöntemi için bir fare için konik bir tüp, bir solunum deliğine izin vermek için tüpün ucunu keserek değiştirilebilir. Tüpün kapak ucundan yaklaşık 1/2 inç genişliğinde ve 2 inç uzunluğunda bir yuva kesilir. Kenarlar bez bantla kaplanır veya hayvan güvenliği için düzeltilir. </li>
		<li>Turnike, 3 cc'lik bir şırınga ve 2-0 emilemeyen sütür uzunluğu kullanılarak üretilir. 3</li>
		<li>Üçlü antibiyotikli merhem veya beyaz vazelin, cilt üzerinde nem geçirmez bir bariyer olarak kullanılır. </li>
		<li>Damar delinmesi için tercih edilen boyut 22 gauge iğnedir. </li>
		<li>Kan doğrudan hematokrit tüplerine toplanır. </li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kısıtlama
	<ol>
		<li>Esnek plastik koniler
		<ol>
			<li>Fare veya sıçan önce koni burnuna yerleştirilir. </li>
			<li>Koninin ucu, hayvanın emniyet konisinden çıkmasını önlemek için küçük bir bağlayıcı klips kullanılarak katlanır ve kapatılır. </li>
			<li>Arka bacak oval açıklıktan kasıklara doğru nazikçe çekilir. </li>
		</ol>
		</li>
		<li>Fareler için konik tüp
		<ol>
			<li>Fare önce tüpün içine burun şeklinde yerleştirilir. </li>
			<li>Arka bacak nazikçe yuvaya yönlendirilir. </li>
			<li>Farenin tüpten çıkmasını önlemek için orta parmak tüpün ucunun üzerine yerleştirilir. </li>
			<li>İşaret parmağı ve başparmak farenin bacağını dengeler.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Sıçanlar için pleksiglas kısıtlama tüpü
		<ol>
			<li>Sıçan önce tüpün burnuna yerleştirilir. </li>
			<li>Arka bacak nazikçe yuvaya yönlendirilir. </li>
			<li>Tüpün ucu, farenin geri çekilmesini ve tüpten çıkmasını önlemek için sabitlenmiştir. </li>
			<li>İşaret parmağı ve başparmak farenin bacağını stabilize eder.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kan alma
	<ol>
		<li>Kıl, bacağın yan tarafından, dizden dikliğe kadar çıkarılır. Bu, kopararak, tıraş ederek veya tüy dökücü bir krem kullanarak yapılabilir. </li>
		<li>Saçlar alındıktan sonra, az miktarda merhem sürülür ve saçsız bölgeye çok ince bir tabaka halinde yayılır. </li>
		<li>Turnike mümkün olduğunca kraniyal olarak uygulanır ve sıkılaştırılır. </li>
		<li>Dizden ayak bileğine kadar bacağın dış yüzeyi boyunca uzanan safen damarı dolmaya başlayacak ve kabarık hale gelecek ve görüntülenmesi kolay hale gelecektir. </li>
		<li>İğne, doğrudan kan damarı üzerinde cildin yüzeyine dik olarak tutulur. Gemiyi delin. Kasın delinmesini veya kemiğe çarpmasını önlemek için iğneyi bacağın derinliklerine sokmamaya dikkat edin. </li>
		<li>Kan, hematokrit tüpü ile toplanmak üzere bacağın yüzeyine boncuklanacaktır. </li>
		<li>Kan toplandıktan sonra, turnikeyi gevşetin ve hemostaz için delinme üzerine baskı uygulayın. </li>
		<li>Kanama durduktan sonra, hayvanı kısıtlamadan çıkarın ve ev kafesine geri koyun. </li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/10247/10247fig3.jpg"> 
Şekil 3. Farelerde safen damar kanaması. 
4. Sıçanlar için femoral ven
<ol>
	<li>Ekipman
	<ol>
		<li>Kan bir hematokrit tüpüne toplanır. </li>
		<li>Cilt/saç ile kan damlası arasında bir bariyer oluşturmak için üçlü antibiyotikli merhem gereklidir. </li>
		<li>Damarı delmek için 22 gauge iğne kullanılır. </li>
		<li>Kılları bacaktan kesmek için yaklaşık 1 inç genişliğinde bıçağa sahip küçük, taşınabilir bir saç kesme makinesi kullanılır.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kısıtlama
	<ol>
		<li>Sıçanlar şeffaf, esnek bir plastik kısıtlama konisi kullanılarak kısıtlanır. </li>
		<li>Plastik koniler vücut uzunluğuna ve uyluk seviyesinde oval bir delik açılarak ölçülür. Koni, arka bacak damara erişim ile dışa açılabilecek şekilde kesilir. </li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kan alma
	<ol>
		<li>Kıllar bacağın iç yüzeyinden kasıktan dize kadar tıraş edilir. </li>
		<li>Üçlü antibiyotikli merhem, delinme bölgesinde ince bir tabaka halinde uygulanır. </li>
		<li>Kısıtlayıcı kişi damarı tıkar ve fareyi bacağın iç yüzeyi flebotomiste bakacak şekilde tutar. </li>
		<li>Damarı delmek için iğneyi kullanın. İğne kan damarına dik tutulur ve delme işlemi doğrudan damar üzerinde yapılır. </li>
		<li>Delinme, mümkün olduğunca dize yakın yapılır ve ilk kan alma bölgesinin önünde ek örnekleme yapılmasına izin verir. </li>
		<li>Gemi yüzeyseldir. Bu nedenle, delinmenin derinliği, iğnenin eğiminin uzunluğundan daha derin olmamalıdır. </li>
		<li>Kan akışına yardımcı olmak için, fareyi bacağı kalpten daha aşağıda olacak şekilde konumlandırın. </li>
		<li>Cilt yüzeyinde boncuklanırken hematokrit tüplerinde kanı toplayın. </li>
		<li>Bacağına baskı uygulayın ve hemostaz elde etmek için delinme bölgesine baskı uygulayın. </li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/10247/10247fig4.jpg"> 
Şekil 4. Sıçanlarda femoral ven kanaması.

Kan alma yöntemi, numunenin analizinde bir değişikliğe neden olabilir. Numune toplama işlemini gerçekleştiren teknisyenin beceri düzeyi, numunenin kalitesi ve hayvanın refahı üzerinde etkilidir. Anestezik kullanımı da numune kalitesini etkileyebilir. Burada açıklanan yöntemlerin tümü anestezi kullanılmadan gerçekleştirilmiştir, böylece bu değişken ortadan kaldırılmıştır. Ayrıca, tüm bu teknikler, hayvana minimum rahatsızlık vererek seri örnekleme için kullanılabilir.

kan alma ii

Kaynak: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Notre Dame Üniversitesi, IN
Analiz için farelerden ve sıçanlardan kan toplanması çeşitli yöntemlerle yapılabilir. Her toplama yönteminin, gerekli kısıtlama türü, prosedürün invazivliği ve genel anestezinin gerekliliği açısından farklılıkları vardır. 1Tarihsel olarak, retro-orbital sinüs boşluğunun kullanımı kullanılmıştır, ancak tartışmasız değildir. Retroorbital kanamaların neden olduğu potansiyel doku hasarı ve hatta körlük ile ilgili tartışmalar, farelerde fasiyal ve submandibuler ven kanama yöntemlerinin geliştirilmesine yol açmıştır. Hem farelerde hem de sıçanlarda safen damarından kan alınması, geliştirilen başka bir tekniktir. Bu prosedürler anestezi gerektirmez ve bu nedenle anestezik kullanımının kan sonuçlarını veya diğer verileri karıştırabileceği durumlarda uygundur.

Kan Alma II

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
The collection of blood from mice and rats for ...

Farelerden ve sıçanlardan kan toplanması çok çeşitli bilimsel çalışmalar için gereklidir ve araştırmacılar belirli deneysel hedeflere ulaşmak için farklı yöntemler geliştirmişlerdir. İlk bölümde, genel kan alma düşüncesini tartıştık ve retro-orbital göz kanaması, kuyruk kırpıntıları ve çentiklerin yanı sıra intrakardiyak kan alma yöntemlerini gözden geçirdik. Burada, yüz, submandibular, safen ve femoral damarlardan kan alma prosedürlerini özetleyeceğiz. Bu yöntemler daha az invazivdir ve anestezi gerektirmez, bu da anestezik kullanımının kan sonuçlarını veya diğer verileri karıştırabileceği durumlarda onları tercih edilen yöntemler haline getirir. Bir murin yüz damarından kan örneği alma prosedürü ile başlayalım. Farenin üzerinde, yanak boyunca uzanan kolay erişilebilir bir yüz damarı vardır. Prosedür için uygun ekipmanı seçerek başlayın. Temel olarak, kan alma için küçük bir santrifüj tüpüne ve farklı boyutlarda mevcut olan bir neştere ihtiyacınız vardır. Doğru lanset seçimi, hayvanın yaşına, cinsiyetine ve vücut ağırlığına ve toplanacak numunenin boyutuna bağlıdır. Lanset seçimiyle ilgili ayrıntılar için metin protokolüne bakın. Tırmalama tekniğini kullanarak hayvanı kısıtlayarak işleme başlayın. Uygun kısıtlama, başın yan yana hareketini en aza indirir ve neşter ile doğru ve güvenli damar delinmesinin sağlanmasına yardımcı olur. Kavrama çok sıkıysa, kan akışı kısıtlanabilir ve bu da toplanan hacmin azalmasına neden olabilir. Hayvan zapt edildikten sonra, lateral kantusun altındaki gözün uzunluğunu ve kaudal olarak gözün genişliğini ölçerek yüz damarının yaklaşık alanını bulun. Lansetin ucu ile çene kemiğinin bittiği noktayı nazikçe hissedin. Damarı delmede daha iyi doğruluk için fareyi yan yatırmak isteyebilirsiniz. Şimdi, yerleştirme yerinde, lanseti cilt yüzeyine dik olarak, ucu hafifçe buruna bakacak şekilde tutun. Bu çok önemlidir, çünkü neşter ucu kaudal olarak yönlendirilirse, kulak kanalı delinir ve kulaktan kanamaya neden olur. Damarı delmek için sıkı bir itme uygulayın ve cildi neşter omzuna kadar delin. Çıkarıldıktan sonra kan akmaya başlayacaktır. Akışa yardımcı olmak için, hayvanı başı kalpten daha aşağıda olacak şekilde konumlandırın. Kanamayı durdurmak için, hemostaz elde etmek ve aşırı kan kaybını önlemek için delinme bölgesini kurulayın. Son olarak, tırnağın üzerindeki baskıyı bırakın ve hayvanı kafesine geri koyun. Toplama hacimlerinin değişeceğini unutmayın, ancak hayatta kalma kan alımı için maksimum hacmi aşmamak zorunludur. Önerilen maksimum toplama hacmiyle ilgili ayrıntılar için Blood Extraction One videosunun metin protokolüne bakın. Kullanılan taraf değiştirilerek seri numuneler alınabilir. Her iki taraf da 5-7 günde bir defadan daha sık kullanılmamalıdır. Şimdi submandibuler ven kanaması yöntemini gözden geçirelim. Bu, yüz damarı kanaması tekniğine çok benzese de, ekipmanda farklılıklar ve kanama prosedüründe ince farklılıklar vardır. Submandibular ven, farenin alt çenesi boyunca uzanır ve yüz veni ile juguler ven içine birleşir. Neşter yerine bu yöntem iğneler kullanılarak gerçekleştirilir. Ancak neşterlere benzer şekilde, iğne ölçer seçimi yaş, cinsiyet ve hayvanın ağırlığına ve numune boyutuna bağlıdır - ayrıntılar için metin protokolüne bakın. Başlamak için, hayvanı yüz damarı kanaması ile aynı şekilde tırmalayın, böylece başın yan yana minimum hareketi olur. Hatırlama - aşırı sıkı tutuş kan alma hacmini azaltabilir. Fareyi kısıtlarken, ağzın köşesinden yüz boyunca bir çizgi ve gözün yan kantusundan bir çizgi hayal edin. Bu çizgilerin kesişme noktası, submandibular venin yaklaşık alanıdır. Bu, ağzın köşesinde ve çene çizgisinin biraz altında kaudal bulunan küçük tüysüz bir çukurla çakışır. Daha iyi doğruluk için, hayvanı yanal yaslanma pozisyonuna getirin (3.6.1). Ardından, iğneyi cildin yüzeyine dik tutun ve sıkıca iterek yerleştirin. İğneyi eğim ucunun ötesine SOKMAYIN, çünkü bundan daha büyük yerleştirme derinliği baş, boyun ve ağız boşluğundaki kaslarda, sinirlerde ve diğer damarlarda travmaya neden olabilir. İğnenin çıkarılmasından sonra kan akmaya başlayacaktır. Yüz damar kanamasında olduğu gibi, kan akışına yardımcı olmak için fareyi başı kalpten daha aşağıda olacak şekilde konumlandırın. Son olarak, hemostaz elde etmek için delinme bölgesini kurulayın ve hayvanı kafesine geri döndürmek için tırnağa üzerindeki baskıyı serbest bırakın. Şimdi, safen damarından nasıl kan alınacağını öğrenelim. Bu damar, tarsal eklem boyunca dorsal ve daha sonra yanal olarak uzanan yüzeysel bir damardır. Bu prosedür için ihtiyacınız olan ekipman, sıçanlar için esnek bir plastik olabilen bir kısıtlama cihazı içerir veya fareler için modifiye edilmiş 50 mililitrelik plastik konik bir tüp kullanılabilir. Tüp ucunun bir solunum deliğine izin verecek şekilde kesildiğini ve kapak ucundan yarım inç genişliğinde ve 2 inç uzunluğunda bir yuva kesildiğini unutmayın. Hayvanın güvenliği için kenarlar pıhtı bandı ile kaplanmıştır. Bu prosedür aynı zamanda 3 cc'lik bir şırınga ve 0-2 emilemeyen sütür uzunluğunda, bir çubukla üçlü antibiyotik merhem kullanılarak üretilen bir turnike gerektirir - cilt ile kan damlası, saç kesme makinesi, damar delinmesi için 22 gauge iğne ve kan toplama için hematokrit tüpü. Bir fareyi dizginlemek için, önce burnu olacak şekilde tüpe yerleştirin. Ardından, arka bacağınızı nazikçe yuvaya yönlendirin ve işaret parmağı ve başparmağınızı kullanarak sabitleyin. Daha sonra, saçları bacağın yan yönünden dizden dikmeye kadar tıraş edin. Daha sonra, üçlü antibiyotik merhemin çok ince bir tabakasını saçsız bölgeye sürün. Bunu takiben, turnikeyi mümkün olduğunca kraniyal olarak uygulayın ve sıkın. Dizden ayak bileğine kadar dış yüzey boyunca uzanan safen damarı dolmaya başlayacak ve kabarık hale gelecek ve görüntülenmesi kolay hale gelecektir. Ardından, 22 gauge bir iğneyi doğrudan kan damarının üzerinde ve cildin yüzeyine dik olarak tutun. Ve iğneyi çok derine sokmamaya ve kas veya kemiği delmemeye dikkat ederek damarı delin. Kan, bir hematokrit tüpüne toplanmak üzere bacağın yüzeyine boncuklanacaktır. Kan toplandıktan sonra, turnikeyi gevşetin ve hemostaz için delinme üzerine baskı uygulayın. Kanama durduktan sonra, hayvanı kısıtlamadan çıkarın ve kafesine geri koyun. Bu yöntemle toplanan hacimler 10 ile 150 ? L, örnekleme sıklığına bağlı olarak. Ve doku ürünleri içerebileceğinden numune kalitesi değişkendir. Aynı bacaktan 24 saatlik bir süre içinde en fazla 4 kan örneği alınmalıdır.Son olarak, bir sıçanda kan almak için başka bir seçenek olan femoral venden nasıl kan alınacağını öğreneceğiz. Femoral ven, arka bacağın medial yönü üzerinde kasıktan diz eklemine kadar uzanır ve dizi geçmeden önce lateral safen ven haline gelir ve kolayca erişilebilir hale gelir. Femoral ven kanamasının avantajı, safen veninden daha büyük bir hacmin daha kolay toplanmasıdır. Dezavantajı, bilinçli bir hayvanda bu prosedürün iki kişi gerektirmesidir. Bu prosedür için gerekli ekipman, turnike gerektirmemesi ve tercih edilen kısıtlama cihazının esnek bir koni olması dışında safen ven yöntemine benzer. Doğru koniyi seçmek için, hayvanın vücut uzunluğuna göre ölçün ve ardından uyluk seviyesinde oval bir delik açın. Hayvanı dizginlemek için, önce burnu olan tüpe yerleştirin. Ardından, koninin ucunu katlayın ve hayvanın çıkmasını önlemek için küçük bir bağlayıcı klips kullanarak kapatın. Şimdi femoral ven'e erişmek için arka bacağınızı oval açıklıktan çekin. Hematom oluşumunu şiddetlendirebileceği için çok sıkı tutmayın. Daha sonra, bacağın iç yüzeyini kasıktan dizine kadar tıraş edin ve tüysüz bölgeye ince bir tabaka üçlü antibiyotik merhem sürün. Daha sonra, kısıtlayıcı kişi femoral veni tıkamalı ve bacağın iç yüzeyi kan alacak kişiye bakacak şekilde fareyi kavramalıdır. 22 gauge iğneyi kan damarına dik tutarak, damarı doğrudan delin ve kanı cilt yüzeyinde boncuklanırken hematokrit tüplerinde toplayın. Delinme, bu bölgenin önünde gelecekteki örneklemeye izin vermek için dize mümkün olduğunca yakın olmalıdır. Ayrıca, delinme derinliğinin iğnenin eğiminin uzunluğundan daha derin olmadığından emin olun. Kan akışına yardımcı olmak için, fareyi bacağı kalpten daha aşağıda olacak şekilde konumlandırın. Son olarak, bacak üzerindeki baskıyı serbest bırakın ve hemostaz elde etmek ve aşırı kan kaybını önlemek için delinme bölgesine baskı uygulayın. Bu prosedür kullanılarak önemli ölçüde daha fazla miktarda kan toplanabileceğini unutmayın. Kan alma tekniklerinin temellerini tartıştıktan sonra, bu prosedürlerin bilimsel araştırmalar için neden yararlı olabileceğine dair bazı örnekleri gözden geçirelimAşı geliştirme sırasında bağışıklık tepkisini doğrulamak için kan genellikle analiz edilir. Burada, araştırmacılar mesane kanserinden muzdarip hayvanlara bir peptit aşısı verdiler. Daha sonra, submandibular ven yoluyla kan topladılar ve aşı etkinliğinin göstergesi olarak hizmet eden farklı sitokinlerin seviyelerini tespit etmek için serumu ayırdılar. Kan alımı, diyabetteki glikoz seviyeleri gibi insan hastalığının biyobelirteçlerini inceleyerek bir tedavinin etkinliğini test etmek için de yaygın olarak yapılır. Bu araştırmacılar, diyabetik hayvanlarda kuyruk damarı yoluyla verilen yeni bir gen terapisinin etkinliğini test etmekle ilgileniyorlardı. Enjeksiyonu takiben, bu araştırmacılar, farklı tedavi protokollerinin kan şekeri seviyesi üzerindeki etkisini analiz etmek için birkaç zaman noktasında safen damarından kan topladılar. Son olarak, bazı deneyler için, iltihaplanma veya stres seviyeleri gibi hayvanın temel durumunu bilmek önemlidir. Bu örnekte, stresli bir olaydan önce ve sonra bir sıçandan kan plazması toplandı. Ve gördüğünüz gibi, kortikosteron veya stres hormonu seviyesi, stresli olaydan on dakika sonra hayvanlarda daha yüksektir. JoVE'nin fareler ve sıçanlar için kan alma teknikleri üzerine ikinci bölümünü izlediniz. Bu videoların her ikisini de izledikten sonra, bu hayvanlardan kan alma hususlarını ve prosedürlerini ve günümüzde biyomedikal araştırmalarda nasıl kullanıldıklarını daha iyi anlamalısınız. Her zaman olduğu gibi, izlediğiniz için teşekkürler!

Education

JoVE Science Education

Basic Biology

Temel Biyoloji

Lab Animal Research

Laboratuvar Hayvanı Araştırmaları

Rodents

Kemirgenler

rodent blood sampling methods

Blood collection from mice and rats can be done with several methods. The choice depends on the restraint needed, how invasive the procedure is, and whether a general anesthetic is required. These factors help determine which method is best for a given analysis.

One older method uses the retro-orbital sinus cavity, which is located behind the eye. This approach has been debated because it may cause tissue damage or even blindness. For that reason, facial vein and submandibular vein bleeding methods were developed in mice.

Another option is blood collection from the saphenous vein. This technique can be used in both mice and rats. It does not require anesthesia, so it can be useful when anesthetics might change blood results or affect other data.

Rodent Blood Sampling Methods

rodent handling and restraint techniques

Minimizing Stress in Mouse and Rat Handling

Mouse and rat handling can create stress, even when the procedure is brief. Cage changing and other noninvasive tasks can raise heart rate, blood pressure, and serum corticosterone levels. These changes may last for several hours. Restraint for injections and blood withdrawal can also affect the animals and may influence scientific data. Because of this, proper training is needed when working with mice and rats. The goal is to reduce the effect of handling on the animals as much as possible. <br...

basic care procedures

Caring for Research Mice and Rats

Research mice and rats need careful housing, feeding, and handling. These animals make up over 90% of the animals used for biomedical research, so their care can strongly affect experiment results. Both immunocompetent animals, which have a normal immune response, and immunocompromised animals need proper support during studies. Some research animals have weakened immune systems and need extra steps to stay healthy. Common examples include naturally occurring immunocompromised mice and mice...

fundamentals of breeding and weaning

Mouse and Rat Breeding Methods

Mouse and rat breeding methods are used in biomedical research to supply animals for laboratory studies. Many research facilities buy mice from commercial breeders, but some also breed mice and rats in-house. In-house breeding can reduce costs and give researchers more options for their studies. Breeding animals in the facility also lets researchers manage genetics and timing. They can plan pregnancies to match research needs and work with embryos and newborns when needed. Mice and rats can be...

rodent identification i

Mice and Rats: Ear Tags and Punch Codes

Proper identification of laboratory mice and rats is important in biomedical research. The right animal must be used for each procedure and for data collection. Clear identification helps keep research records accurate and reliable. This page focuses on permanent identification methods for mice and rats. These methods include ear tags, ear punch codes, microchip implantation, tail tattoos for adult mice, and toe tattoos for neonates. Temporary methods such as dyes and marking pens can also be...

rodent identification ii

Rodent ID Methods for Accurate Records

Accurate rodent identification supports reliable animal records and data collection. Research animal records may include simple cage cards or a detailed database with full information on each animal. Individual identification is the key part of keeping those records correct. Mice and rats can be identified by several methods. These include tattooing, microchip placement, and temporary identification methods. Each method serves a different need in research animal management. The procedure also...

compound administration i

Rodent Injection Routes and Restraint

Rodent injection routes and restraint methods are key parts of compound administration in mice and rats. When a substance must be injected into an animal, the delivery route and the amount of compound must be chosen with care. The right choice helps match the dose to the protocol. Several factors guide the route of administration. These include the pH of the solution, the volume needed for the desired dose, and the viscosity of the solution. Viscosity means how thick or resistant to flow a...

compound administration ii

Choosing the Right Route for Compound Delivery

Compound delivery is a key part of many animal studies. The route used to give the compound can change how it is absorbed. Careful planning helps make sure the compound is delivered correctly. The substance itself also matters when a route is chosen. Its pH, viscosity, and concentration can all affect which method is best. These properties help guide the choice of administration route in a study.

compound administration iii

Specialized Injection Routes in Mice and Rats

Specialized injection routes in mice and rats are sometimes used when standard compound administration methods are not enough. Some study protocols call for less common routes such as intradermal, intranasal, and intracranial injections. These methods are used in laboratory animals and require careful technique. Intradermal injections place a compound into the skin. Intranasal injections deliver a compound through the nose. Intracranial injections are given into the brain. Because these...

compound administration iv

Specialized Injection Routes in Rodents

Specialized injection routes in laboratory mice and rats include intracardiac, footpad, and retro-orbital administration. These methods are used when a protocol calls for a route that is less common than standard compound delivery methods. Each route requires specialized training to perform correctly. Intracardiac injections deliver into the heart, footpad injections target the paw area, and retro-orbital injections are given around the eye region. Because these procedures are more technical,...

blood withdrawal i

Rodent Blood Collection Methods

Blood collection in mice and rats is a common part of research studies. The method used depends on how much blood is needed, how often samples must be taken, the animal's health, and the technician's skill level. This topic includes three blood withdrawal methods: retro-orbital sinus bleeds, initial tail snip bleeds, and intracardiac bleeds. Each method requires general anesthesia, which means the animal is made unconscious before the procedure begins.

blood withdrawal ii

Blood collection from mice and rats can be done with several methods. The choice depends on the restraint needed, how invasive the procedure is, and whether a general anesthetic is required. These factors help determine which method is best for a given analysis. One older method uses the retro-orbital sinus cavity, which is located behind the eye. This approach has been debated because it may cause tissue damage or even blindness. For that reason, facial vein and submandibular vein bleeding...

anesthesia induction and maintenance

Laboratory Anesthesia and Pain Control

Laboratory anesthesia and pain control are important parts of veterinary care for research animals. The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals says that pain assessment and pain relief must be part of that care. Anesthesia means the loss of feeling or sensation.

considerations for rodent surgery 

Aseptic Steps in Rodent Survival Surgery

Aseptic technique is essential for rodent survival surgery. It is used to keep the surgical site as clean as possible and to reduce contamination during the procedure. This approach includes patient preparation, surgeon preparation, and sterilization of instruments and other supplies. It also depends on a clean, controlled environment. Careful planning before surgery helps set up these steps for success. During the operation, animals need close monitoring. After the surgery, postoperative...

diagnostic necropsy and tissue harvest

Rat Necropsy for Tissue Collection

Rat necropsy is a key step for collecting organs and tissues at the end of many animal studies. These final samples are used for data collection time points and later testing. Because the samples are used for analysis, the way they are taken can affect sample quality. Careful collection methods help preserve the organs and tissues for testing. The method of euthanasia, or the procedure used to humanely end the animal's life, can also affect sample quality. This article outlines proper necropsy...

sterile tissue harvest

Aseptic Organ Collection in Rats and Mice

Aseptic organ collection in rats and mice is used to keep harvested tissues free from contamination. The process is important when tissues will be used for cell and tissue cultures. It also supports later protein and RNA analysis, as well as metabolic profiling of tissues. The transcript connects this work to the 3 R's, which were introduced in 1959 by W.M.S. Russell and R.L. Burch in The Principles of Humane Experimental Technique. The 3 R's are replacement, reduction, and refinement in the...

early intervention and pain management

Erken Müdahale ve Ağrı Yönetimi

Burada açıklanan tüm hayvan prosedürleri, kurumsal hayvan etiği yönergeleri doğrultusunda yürütülmeli ve IACUC tarafından onaylanmalıdır. Tüm prosedürler, 3R ilkeleri - Değiştirme, Azaltma ve Rafine Etme - çerçevesinde yürütülmeli ve eğitimli personel tarafından gerçekleştirilmelidir.  Hayvanları Ağrı ve Sıkıntı Belirtileri İçin İzleme Ağrının erken belirtilerini tanımak, etik hayvan araştırmaları için esastır. Hayvanlar, genel refahı yansıtan davranışsal, fiziksel ve fizyolojik parametreler...

humane euthanasia and confirmation of death in rodents

Kemirgenlerde İnsani Öldürme ve Ölüm Onayı

Burada açıklanan tüm hayvan prosedürleri, kurumsal hayvan etiği yönergeleri ve IACUC tarafından onaylanmış şekilde yürütülmelidir. Tüm prosedürler, 3R prensiplerini -Değiştirme, Azaltma ve Rafine Etme- takip etmeli ve eğitimli personel tarafından gerçekleştirilmelidir. Kemirgenlerde insancıl son noktalar, hayvanın önemli ağrı, sıkıntı veya sağlık durumu kötüleşmesi yaşadığını gösteren önceden tanımlanmış klinik, davranışsal veya fizyolojik belirtilerdir. Bu belirtilerin gözlendiği durumlarda,...

habituation and positive reinforcement for rodent handling

Kemirgenlerin Elle Çalışması için Alışkanlık Oluşturma ve Olumlu Takviye

Burada açıklanan tüm hayvan prosedürleri, kurumsal hayvan etiği yönergelerine uygun olarak yürütülmeli ve IACUC tarafından onaylanmalıdır. Tüm prosedürler, 3R ilkelerini –Değiştirme, Azaltma ve Rafine Etme– takip etmeli ve eğitimli personel tarafından gerçekleştirilmelidir. Alışma ve pozitif pekiştirme, kemirgenlerde rutin kullanım ve deneysel prosedürler sırasında stresi azaltmaya yardımcı olan rafine etme stratejileridir. Bu yaklaşımlar hayvan refahını iyileştirir, gönüllü işbirliğini teşvik...

breeding management in rodent studies

Kemirgen Çalışmalarında Üreme Yönetimi

Burada açıklanan tüm hayvan prosedürleri, kurumsal hayvan etiği yönergelerine uygun olarak yürütülmeli ve IACUC tarafından onaylanmalıdır. Tüm prosedürler, 3R—Değiştirme, Azaltma ve Rafine Etme—ilkelerine uymalı ve eğitimli personel tarafından gerçekleştirilmelidir. Üreme yönetimi, gereksiz hayvan üretimini en aza indirerek ve yalnızca bir çalışma için gereken hayvan sayısının üretilmesini sağlayarak 3R'leri destekler. Etkili üreme stratejileri, fazla hayvanları azaltmaya ve bilimsel hedefleri...

transport and acclimatization of rodents for research

Araştırma Amaçlı Kemirgenlerin Taşınması ve İklimlendirilmesi

Burada açıklanan tüm hayvan prosedürü, kurumsal hayvan etiği yönergeleri doğrultusunda yürütülmeli ve IACUC tarafından onaylanmalıdır. Tüm prosedürler, 3R ilkeleri—Değiştirme, Azaltma ve Rafine Etme—ilkelerine uygun olarak gerçekleştirilmeli ve eğitimli personel tarafından yapılmalıdır. Araştırma amacıyla kemirgenlerin taşınması, stresi en aza indirgemek ve deneysel sonuçlar üzerindeki etkiyi en aza indirgemek için hayvan refahını koruyan prosedürler gerektirir. Taşıma kafesleri, yeterli...

environmental enrichment for rodents

Kemirgenler İçin Çevre Zenginleştirme

Burada açıklanan tüm hayvan prosedürleri, kurumsal hayvan etiği yönergelerine uygun olarak yürütülmeli ve IACUC tarafından onaylanmalıdır. Tüm prosedürler, 3R'lerin-Yerine Koyma, Azaltma ve İyileştirme-ilkelerine uygun olarak gerçekleştirilmeli ve eğitimli personel tarafından yapılmalıdır. Çevresel zenginleştirme, laboratuvar kemirgenlerinde doğal davranışları teşvik eden, psikolojik refahı artıran ve daha iyi refahı destekleyen nesneler ve uygulamaları içerir. Çevresel zenginleştirme, kemirgen...

rodents

Compare common blood collection methods in mice and rats, including retro-orbital, facial, submandibular, and saphenous vein techniques, and when anesthesia is avoided.

Rodent Blood Sampling Methods | JoVE K12

new-york-state-science-learning-standards

New York State Science Learning Standards

Structure and Function

HS-LS1-2.

HS-LS1-3.

Kay Stewart

Valerie A. Schroeder

University of Notre Dame

Overview

Submandibular (Facial) Vein Bleed

Saphenous Vein Bleed

Applications

Summary

Characteristics of Life

Biology is a natural science that studies life and living organisms, including their structure, function, development, interactions, evolution, ...

https://cloudfront.jove.com/files/media/science-education/science-education-thumbs/10647.jpg

Cell Structure

Background
Cells represent the most basic biological units of all organisms, whether it be simple, single-celled organisms like bacteria, or large, ...

Visualizing Onion and Cheek Cells
ExpandImmediately before the experiment, wash and peel onion bulbs for the class.
Remove the entire brown outer skin and ...

Visualizing Onion and Human Cells
ExpandIn this experiment you will prepare different types of cells from a plant and animal, onion and human ...

What are Cells?

Cell Diversity

The concept of a cell started with microscopic observations of dead cork tissue by Robert Hooke in 1665. Hooke coined the term &#34;cell&#34; based on the ...

Cytoplasm

The cytoplasm consists of organelles and a framework of protein scaffolds called the cytoskeleton suspended in an aqueous solution, the cytosol. The ...

The Nucleus

The nucleus is a membrane-bound organelle that acts as a control center in a eukaryotic cell. It contains chromosomal DNA, which controls gene expression ...

The Central Dogma

The DNA Helix

Nucleic Acids

DNA as a Genetic Template

Structure of a Gene

A gene is the fundamental unit of heredity. Every individual has two copies of each gene, one inherited from each parent. Although most people contain the ...

Chromosome Structure

Base-pairing and DNA Repair

What is Gene Expression?

A gene is a stretch of DNA that serves as the blueprint for functional RNAs and proteins. Since DNA is comprised&#160; of nucleotides and proteins are ...

RNA Structure

The basic structure of RNA consists of a string of ribonucleotides attached by phosphodiester bonds. Although most RNA is single-stranded, it can form ...

Protein Families

Types of RNA

Three main types of RNA are involved in protein synthesis: messenger RNA (mRNA), transfer RNA (tRNA), and ribosomal RNA (rRNA). These RNAs perform diverse ...

Conservation of Protein Domains

Transcription

Transcription is the synthesis of RNA from a DNA sequence by RNA polymerase. It is the first step in producing a protein from a gene sequence. ...

Globular and Fibrous Proteins

Translation

Translation is the process of synthesizing proteins from the genetic information carried by messenger RNA (mRNA). Following transcription, it constitutes ...

Intrinsically Disordered Proteins

Ribosomes

Ribosomes translate genetic information encoded by messenger RNA (mRNA) into proteins. Both prokaryotic and eukaryotic cells have ribosomes. Cells that ...

Protein Complex Assembly

Protein and Protein Structures

Conjugated Proteins

Proteins: From Genes to Degradation

Amyloid Fibrils

What are Proteins?

Proteins are polymers of amino acids linked together by peptide bonds. Proteins and polypeptides are interchangeably used to refer to long chains of amino ...

Ligand Binding Sites

Protein Organization

Proteins are polymers of amino acid residues. They are versatile and responsible for different cellular functions, including DNA replication, molecular ...

Protein-Protein Interfaces

Protein Folding

Proteins are chains of amino acids linked together by peptide bonds. Upon synthesis, a protein folds into a three-dimensional conformation, critical to ...

Conserved Binding Sites

Cofactors and Coenzymes

Enzymes are proteins made of amino acids. The functional group of each constituent amino acid catalyzes a wide variety of chemical reactions via ionic ...

Cooperative Allosteric Transitions

Protein Kinases and Phosphatases

GTPases and their Regulation

Covalently Linked Protein Regulators

protein-complexes-with-interchangeable-parts

Protein Complexes with Interchangeable Parts

Mechanical Protein Function

Structural Protein Function

Protein Networks

Construct an explanation based on evidence for how the structure of DNA determines the structure of proteins, which carry out the essential functions of life through systems of specialized cells. [Assessment Boundary: Assessment does not include identification of specific cell or tissue types, whole body systems, specific protein structures and functions, or the biochemistry of protein synthesis.]

HS-LS1-1

Levels of Organization

Biological organization is the classification of biological structures, ranging from atoms at the bottom of the hierarchy to the Earth&#x27;s biosphere. ...

Animal and Plant Cell Structure

Animal and plant cells not only differ in their structure, function, and mode of nutrition but also in how they reproduce, specialize, and organize into ...

structural-organization-of-the-human-body-an-overview

Structural Organization of the Human Body: An Overview

It is convenient to consider the body&#39;s structures in terms of fundamental levels of organization that increase in complexity: subatomic particles, ...

Overview of Human Digestion

The human body contains a monogastric digestive system. In a monogastric digestive system, the stomach only contains one chamber in which it digests food. ...

Anatomy of the Intestines

Although digestion of proteins, carbohydrates, and lipids may begin in the stomach, it is completed in the intestine. The absorption of nutrients, water, ...

Accessory Organs

Accessory organs are those that participate in the digestion of food but do not come into direct contact with it like the mouth, stomach, or intestine do. ...

Lipid Digestion

Lipids are large molecules that are generally not water-soluble. Since most of the digestive enzymes in the human body are water-based, there are specific ...

Protein Digestion

Protein digestion begins in the stomach, where the highly acidic environment can easily disrupt protein structure by exposing the peptide bonds of ...

Carbohydrate Digestion

Carbohydrate digestion and metabolism break down simple and complex carbohydrates from food into saccharides (i.e., sugars) for the body to use as energy. ...

What is a Nervous System?

Overview

The nervous system is the collection of specialized cells responsible for maintaining an organism&rsquo;s internal environment and coordinating ...

The Parasympathetic Nervous System

Overview

The parasympathetic nervous system is one of the two major divisions of the autonomic nervous system. This parasympathetic system is responsible ...

The Sympathetic Nervous System

Overview

The sympathetic nervous system&mdash;one of the two major divisions of the autonomic nervous system&mdash;is activated in times of stress. It ...

Oogenesis

In human women, oogenesis produces one mature egg cell or ovum for every precursor cell that enters meiosis. This process differs in two unique ways from ...

What is a Sensory System?

Sensory systems detect stimuli&mdash;such as light and sound waves&mdash;and transduce them into neural signals that can be interpreted by the nervous ...

Fertilization

During fertilization, an egg and sperm cell fuse to create a new diploid structure. In humans, the process occurs once the egg has been released from the ...

What is the Skeletal System?

Overview

The adult human skeleton comprises 206 bones that are connected through cartilage, tendons, and ligaments. The skeleton provides a rigid ...

Develop and use a model to illustrate the hierarchical organization of interacting systems that provide specific functions within multicellular organisms. [Clarification Statement: Emphasis is on functions at the organism system level such as nutrient uptake, water delivery, and organism movement in response to neural stimuli. An example of an interacting system could be an artery depending on the proper function of elastic tissue and smooth muscle to regulate and deliver the proper amount of blood within the circulatory system.] [Assessment Boundary: Assessment does not include interactions and functions at the molecular or chemical reaction level.]

Rodent Blood Sampling Methods

Description

Transcript

Tags

More videos by Standards