Summary
Das Schicksal der replisome nach einer Kollision mit einem Kopf-an-RNA-Polymerase (RNAP) ist unbekannt. Wir finden, dass die replisome Stände beim Zusammenstoß mit einem Kopf-an RNAP, sondern nimmt Dehnung nach Verschieben der RNAP von DNA. Mfd fördert die Replikation starten durch Erleichterung der Verschiebung der RNAP nach der Kollision.
Abstract
In-vivo-Studien deuten darauf hin, dass Replikationsgabeln durch Begegnungen mit Kopf-auf die Transkription Komplexe verhaftet. Doch nach dem Schicksal der replisome und RNA-Polymerase (RNAP) eine Frontalkollision ist unbekannt. Hier finden wir, dass die E. coli replisome Stände beim Zusammenstoß mit einem Kopf-an-Transkription komplex, aber anstelle von zusammenbricht, bleibt das Replikationsgabel sehr stabil und schließlich wieder Dehnung nach Verschieben der RNAP von DNA. Wir finden auch, dass der Transkriptions-Reparatur Kopplungsfaktor, MFD, direkten Neustart der Gabel nach der Kollision durch die Erleichterung Verschiebung der RNAP fördert. Diese Ergebnisse zeigen die innere Stabilität der Replikation Apparat und eine neue Rolle für die Transkription gekoppelte Reparatur-Weg bei der Förderung der Replikation an einem RNAP zu blockieren.
Protocol
Diese Methode wurde in der Forschung in gemeldet verwendet Pomerantz und O'Donnell, Science 327, 590-592 (2010) .
1. Montage eines gestoppt RNAP Dehnung Komplex wurde wie folgt durchgeführt:
500 nM Endkonzentration von E. coli RNAP σ 70 hat er wurde mit 5 nM Endkonzentration von einem biotinylierten 3,6 kb DNA-Template enthalten, die T7A1 Promoter in 100 ul Puffer A (20 mM Tris-Cl (pH 7,5), 8 mM MgCl 2, 0,5 mM EDTA, 5 gemischt mM DTT, 10% Glycerin) für 10 min bei 37 ° C. 100 uM der APU und 40 uM jedes GTP, ATP und CTP wurden für weitere 10 min bei 37 ° C aufgenommen
2. Immobilisierung des gestoppt RNAP Dehnung Komplexes auf Streptavidinbeads wurde wie folgt durchgeführt:
200 ul Streptavidin-Magnetpartikel Kügelchen (Invitrogen) wurden, um die Reaktion über 10 min bei Raumtemperatur aufgenommen.
3. Die Reinigung der immobilisierten gestoppt RNAP Dehnung Komplex wurde wie folgt durchgeführt:
Die Perlen (von oben) wurden 5 mal mit 0,9 ml Puffer A mit 0,75 M NaCl, 200 ug / ml Heparin und 20 pg / ml ssDNA (Der Überstand wurde nach jedem Waschschritt durch magnetische Separation entfernt.) Anschließend die gewaschenen Perlen wurden 2 mal mit 0,9 ml Puffer A gewaschen
4. Die Bildung einer Replikationsgabel stromabwärts bezüglich der Kopf-an RNAP wurde wie folgt durchgeführt:
Die Perlen (von oben) wurden in 100 ul New England Biolabs Puffer 4 und 10 Einheiten von Sap I (New England Biolabs) resuspendiert wurde für 10 min bei 37 ° C. Die Perlen wurden 3 mal mit 0,9 ml Puffer A gewaschen und dann in 50 ul von Quick T4 Ligationsreaktion Puffer (New England Biolabs) resuspendiert. 2 ul von Quick T4-Ligase (New England Biolabs) wurde zusammen mit 6 nM Endkonzentration von pre-geglüht gespaltene DNA (RP10, RP22, RP25) für 10 min bei Raumtemperatur aufgenommen. Die Perlen wurden 3 mal mit 0,9 ml Puffer A gewaschen
5. Versammlung der replisome und Initiierung von führenden Strang-Synthese an der Replikationsgabel wurde wie folgt durchgeführt:
448 pmol der DnaB (als Hexamer) wurde mit den Beads 150 ul Puffer A (20 mM Tris-Cl (pH 7,5), 8 mM MgCl 2, 0,5 mM EDTA, 5 mM DTT, 10% Glycerin) für 30 s bei 23 ° C. 4,9 pmol des Pol III * (Pol III HE minus β), 15 pmol von β, 2 mM ATP und 60 uM dGTP und dATP wurden auf ein Volumen von 200 ul zugegeben und weitere 5 min bei 37 ° C. Replication wurde nach Zugabe von 10 pg SSB und 24 uM dATP und dTTP mit initiiert [α-32 P] dTTP und [α-32 P] dCTP (spezifische Aktivität, 3000-5000 cpm / pmol) auf ein Endvolumen von 250 ul. Die Reaktionen wurden nach 10 min nach Zugabe von 12 ul 500 mM EDTA beendet.
6. Reinigung und Konzentrierung der radioaktiv markierten DNA-Produkte wurde wie folgt durchgeführt:
Die Perlen (von oben) gekocht wurden nach der Reaktion wurde beendet, um die DNA aus den Perlen zu entfernen. Ein verbleibender DNA übrigen an der Perlen wurde durch die Behandlung der Perlen mit Proteinase K in einem Volumen von 10 ul für 30 min bei 50 ° C entfernt Die Perlen wurden dann gekocht und der Überstand wurde durch magnetische Separation entfernt. Der kombinierte Überstand, der die DNA wurde unter Verwendung des Qiagen PCR Cleanup Kit. Gereinigtes radioaktiv markierten DNA-Produkte wurden dann in einem alkalischen Agarosegel analysiert.
* Replication in der Abwesenheit von einem Kopf-an RNAP gestoppt Dehnung komplex wie oben ausgeführt wurde, aber σ 70 wurde weggelassen.
Repräsentative Ergebnisse:
Collision der replisome mit einem Kopf-an RNAP führt in der Regel zwei Produkten von 2,5 kb und 3,6 kb Länge. Die 2,5 kb Produkt ist die Länge der DNA aus der Gabel, die gestoppt RNAP und Ergebnisse aus replisome Abwürgen beim Zusammenstoß mit der RNAP. Das 3,6 kb Produkt stellen in voller Länge DNA und Ergebnisse aus entweder unvollständig Belegung des Promotors durch RNAP oder teilweise replisome Durchlesen durch den Kopf-an RNAP. Ein gutes oder genaues Ergebnis zeigt, dass ca. 50% in voller Länge DNA hergestellt wird. Doch in einigen Fällen weniger Belegung des Promotors durch RNAP auftritt und einen höheren Prozentsatz von Volllängen-DNA ist, da eine größere Population von replisomes beobachtet nicht begegnen einem Kopf-an RNAP. Replikation in Abwesenheit eines gestoppt RNAP Ergebnisse in nur voller Länge DNA (3,6 kb).
Abbildung. 1 Die replisome wird von einem Kopf-an RNAP behindert.
(A) Versuchsaufbau. A E. coli RNAP gestoppt Dehnung Komplex auf einem biotinylierten DNA mit den T7A1 Promoter wie zuvor beschrieben (9) montiert wurde. Kurz gesagt wurde ein Stillstand Dehnung Komplex 20 bps stromabwärts vom Promotor durch Inkubation RNAP-Holoenzym mit biotinylierten DNA für 10 min durch Zugabe von APU, GTP, ATP und CTP für weitere 10 min, gefolgt gebildet. Streptavidin Beads wurden für weitere 10 min dann die Kügelchen wurden fünfmal mit je 0,9 ml Puffer mit 0,75 M NaCl, 200 mg / ml Heparin und 100 nM Einzelstrang-DNA zu instabilen RNAP-DNA-Komplexe und überschüssige NTPs entfernen hinzugefügt . Die DNA wurde dann mit SAPI verdaut, gewaschen und ligiert, um ein Pre-geglüht gespaltene DNA. Die Perlen wurden erneut vor der Montage des replisome gewaschen. Der Veranstalter ist 2,5 kb aus der Gabel liegt und orientiert sich an die Transkription auf die Gabel. (B) DnaB wurde hinzugefügt, dann replisome montiert wurde und die Replikation wurde entweder in der Gegenwart begonnen werden (Spur 2) oder Abwesenheit (Spur 1) eines Kopf-an RNAP.
Disclosures
Das Waschen des gestoppt Dehnung Komplex gebunden an die Perlen mit hohem Salz ist, um jede instabile oder nicht-spezifisch gebundene RNAP Molekülen zu entfernen kritisch. RNAP hat eine extrem hohe Affinität für die Primer-Template-Typ von DNA-Strukturen. So ist es notwendig, solche unspezifischen RNAP-DNA-Komplexe zu entfernen, um die Replikation von der Primer-Template durchführen. Konzentration des radioaktiv markierten DNA-Produkte mit dem Qiagen PCR Purification Kit ist ebenfalls entscheidend, um eine ausreichend hohe radioaktive Signal, dass im Gel beobachtet werden zu erhalten.
Acknowledgments
Wir sind besonders dankbar, dass Seth Darst für die Bereitstellung von RNAP und MFD Proteine und Expressionsvektoren. Wir sind auch danken Sergei Borukhov für die Bereitstellung von Greb und Dan Zhang für den technischen Support. Diese Arbeit wurde durch ein Stipendium der National Institutes of Health (MOD) und durch ein Marie-Josée und Henry Kravis Fellowship an der Rockefeller University (RTP) unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dynabeads M-270 | Invitrogen | 653.05 | |
| SapI | New England Biolabs | R0569S | |
| T4 Quick Ligase | New England Biolabs | M2200S | |
| PCR Purification Kit | Qiagen | 28104 |
References
- Rudolph, C. J., Dhillon, P., Moore, T., Lloyd, R. G. Avoiding and resolving conflicts between DNA replication and transcription. DNA Repair (Amst). 6, 981-98 (2007).
- Vilette, D., Ehrlich, S. D., Michel, B. Transcription-induced deletions in plasmid vectors: M13 DNA replication as a source of instability. Mol Gen Genet. 252, 398-398 (1996).
- Trautinger, B. W., Jaktaji, R. P., Rusakova, E., Lloyd, R. G. RNA polymerase modulators and DNA repair activities resolve conflicts between DNA replication and transcription. Mol Cell. 19, 247-247 (2005).
- McGlynn, P., Lloyd, R. G. Modulation of RNA Polymerase by (p)ppGpp Reveals a RecG-Dependent Mechanism for Replication Fork Progression. Cell. 101, 35-35 (2000).
- McGlynn, P., Guy, C. P. Replication forks blocked by protein-DNA complexes have limited stability in vitro. J Mol Biol. 381, 249-249 (2008).
- Labib, K., Hodgson, B. Replication fork barriers: pausing for a break or stalling for time. EMBO Rep. 8, 346-346 (2007).
- Bidnenko, V., Ehrlich, S. D., Michel, B. Replication fork collapse at replication terminator sequences. Embo J. 21, 3898-3898 (2002).
- Pomerantz, R. T., O'Donnell, M. Replisome mechanics: insights into a twin DNA polymerase machine. Trends Microbiol. 15, 156-156 (2007).
- Pomerantz, R. T., O'Donnell, M. The replisome uses mRNA as a primer after colliding with RNA polymerase. Nature. 456, 762-762 (2008).
- Heller, R. C., Marians, K. J. Replication fork reactivation downstream of a blocked nascent leading strand. Nature. 439, 557-557 (2006).
- Yuzhakov, A., Turner, J., O'Donnell, M. Replication fork reactivation downstream of a blocked nascent leading strand. Cell. 86, 557-557 (1996).
- Hinkle, D. C., Ring, J., Chamberlin, M. J. Replisome assembly reveals the basis for asymmetric function in leading and lagging strand replication. J Mol Biol. 70, 197-197 (1972).
- Kaplan, D. L., O'Donnell, M. Studies of the binding of Escherichia coli RNA polymerase to DNA. V. T7 RNA chain initiation by enzyme-DNA complexes. Mol Cell. 15, 453-453 (2004).
- Park, J. S., Marr, M. T., Roberts, J. W. Twin DNA pumps of a hexameric helicase provide power to simultaneously melt two duplexes. Cell. 109, 757-757 (2002).
- Hanawalt, P. C., Spivak, G. E. coli Transcription repair coupling factor (Mfd protein) rescues arrested complexes by promoting forward translocation. Nat Rev Mol Cell Biol. 9, 958-958 (2008).
- Hanawalt, P. C. Transcription-coupled DNA repair: two decades of progress and surprises. Science. 266, 1957-1957 (1994).
- Selby, C. P., Sancar, A. Transcription-coupled repair and human disease. J Biol Chem. 270, 4882-4882 (1995).
- Liu, B., Alberts, B. M. Structure and function of transcription-repair coupling factor. I. Structural domains and binding properties. Head-on collision between a DNA replication apparatus and RNA polymerase transcription complex. Science. 267, 1131-1131 (1995).
- George, D. L., Witkin, E. M. Slow excision repair in an mfd mutant of Escherichia coli B/r. Mol Gen Genet. 133, 283-283 (1974).
