Summary
Her beskriver vi et mikrodrevdesign, kirurgisk implantationsprocedure og postkirurgisk genopretningsstrategi, der giver mulighed for kronisk felt- og enkeltenhedsoptagelser fra flere hjerneområder samtidigt i unge og unge mus på tværs af et kritisk udviklingsvindue fra postnatal dag 20 (p20) til postnatal dag 60 (p60) og derefter.
Abstract
In vivo elektrofysiologi giver uovertruffen indsigt i kredsløbsdynamikken på sub-sekund-niveau i den intakte hjerne og repræsenterer en metode af særlig betydning for at studere musemodeller af menneskelige neuropsykiatriske lidelser. Sådanne metoder kræver imidlertid ofte store kranieimplantater, som ikke kan anvendes til mus på tidlige udviklingstidspunkter. Som sådan er der stort set ingen undersøgelser af in vivo-fysiologi blevet udført i frit opførte spædbarn eller unge mus, på trods af at en bedre forståelse af neurologisk udvikling i dette kritiske vindue sandsynligvis ville give unik indsigt i aldersafhængige udviklingsforstyrrelser som autisme eller skizofreni. Her beskrives et mikrodrevdesign, kirurgisk implantationsprocedure og postkirurgisk genopretningsstrategi, der giver mulighed for kronisk felt- og enkeltenhedsoptagelser fra flere hjerneområder samtidigt hos mus, når de ældes fra postnatal dag 20 (p20) til postnatal dag 60 (p60) og derover, et tidsvindue, der stort set svarer til menneskets alder fra 2 år til voksenalderen. Antallet af registreringselektroder og endelige registreringssteder kan let ændres og udvides, hvilket muliggør fleksibel eksperimentel kontrol af in vivo-overvågning af adfærds- eller sygdomsrelevante hjerneområder på tværs af udvikling.
Introduction
Hjernen gennemgår store ændringer i løbet af de kritiske udviklingsvinduer i barndommen og ungdommen 1,2,3. Mange neurologiske og psykiatriske sygdomme, herunder autisme og skizofreni, manifesterer sig først adfærdsmæssigt og biologisk i denne periode med ungdoms- og ungdomshjerneudvikling 4,5,6. Mens meget er kendt om de cellulære, synaptiske og genetiske ændringer, der opstår på tværs af tidlig udvikling, er forholdsvis lidt kendt om, hvordan kredsløbs- eller netværksniveauprocesser ændrer sig i løbet af dette tidsvindue. Det er vigtigt, at hjernefunktion på kredsløbsniveau, som i sidste ende ligger til grund for kompleks adfærd, hukommelse og kognition, er en ikke-forudsigelig, fremvoksende egenskab ved cellulær og synaptisk funktion 7,8,9,10. For fuldt ud at forstå hjernefunktionen på netværksniveau er det således nødvendigt direkte at studere neural aktivitet på niveau med et intakt neuralt kredsløb. For at identificere, hvordan hjerneaktiviteten ændres gennem udviklingen af neuropsykiatriske lidelser, er det desuden afgørende at undersøge netværksaktivitet i en gyldig sygdomsmodel i det specifikke tidsmæssige vindue, når sygdommens adfærdsmæssige fænotyper manifesterer sig og spore de observerede ændringer, når de fortsætter ind i voksenalderen.
En af de mest almindelige og kraftfulde videnskabelige modelorganismer er musen med et stort antal unikke genetiske stammer, der modellerer neuroudviklingsforstyrrelser med aldersafhængig debut af adfærdsmæssige og / eller mnemoniske fænotyper 11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21 . Selvom det er udfordrende at korrelere præcise udviklingstidspunkter mellem hjernen hos mennesker og mus, indikerer morfologiske og adfærdsmæssige sammenligninger, at p20-p21-mus repræsenterer de menneskelige aldre 2-3 år, og p25-p35-mus repræsenterer de menneskelige aldre 11-14 år, hvor mus sandsynligvis når udviklingsækvivalenten til en menneskelig 20-årig voksen med p603, 22. For bedre at forstå, hvordan den unge hjerne udvikler sig og for at identificere, hvordan hjernens neurale netværk bliver dysfunktionelle i sygdomme som autisme eller skizofreni, ville det være ideelt at overvåge hjerneaktivitet in vivo direkte hos mus i alderen 20 dage til 60 dage gamle.
En grundlæggende udfordring ved overvågning af hjerneaktivitet på tværs af tidlig udvikling hos mus er imidlertid den lille størrelse og relative svaghed hos unge mus. Den kroniske implantation af elektroder, som er nødvendig for langsgående undersøgelser af hjernens udvikling, kræver typisk store, omfangsrige huse for at beskytte de fine elektrodetråde og interfacekort23,24, og implantaterne skal være fast fastgjort til musekraniet, som er tyndere og mindre stift hos unge mus på grund af reduceret ossifikation. Således er stort set alle undersøgelser af in vivo gnaverfysiologi blevet udført hos voksne forsøgspersoner på grund af deres relative størrelse, styrke og kranietykkelse. Til dato er de fleste undersøgelser, der udforsker in vivo juvenil gnaverhjernefysiologi, blevet udført i vildtype unge rotter, hvilket nødvendigvis begrænser evnen til eksperimentelt at overvåge juvenil hjernefunktion i en frit opførte model af en menneskelig lidelse 25,26,27,28,29,30.
Dette manuskript beskriver nyt implantathus, en kirurgisk implantationsprocedure og en postoperativ genopretningsstrategi til kronisk undersøgelse af den langsigtede (op til 4 eller flere uger) in vivo-hjernefunktion hos unge mus over et udviklingskritisk tidsvindue (p20 til p60 og derover). Implantationsproceduren muliggør pålidelig, permanent fastgørelse af elektroderne til kranierne hos unge mus. Desuden er mikrodrevdesignet let, da dette mikrodrev vejer ~ 4-6 g, når det er fuldt samlet, og på grund af den minimale modvægt, der kræves for at kompensere implantatets vægt, påvirker det ikke adfærdspræstationen hos unge mus under typiske adfærdsparadigmer.
Protocol
Denne undersøgelse blev godkendt af University of Texas Southwestern Medical Center Institutional Animal Care and Use Committee (protokol 2015-100867) og udført i overensstemmelse med både institutionelle og National Institute of Health retningslinjer. C57/Bl6-han- og hunmus, der blev anvendt i denne undersøgelse, blev implanteret ved p20 (vægt 8,3-11,1 g på implantationstidspunktet).
1. Design og konstruktion af mikrodrev
- Digital design og udskrivning af mikrodrevet (figur 1)
- Download skabelonerne til mikrodrevmodellen (https://github.com/Brad-E-Pfeiffer/JuvenileMouseMicroDrive).
- Identificer de stereotaksiske placeringer af målhjerneområdet/-områderne i et passende stereotaxisk atlas.
- Brug tredimensionel computerstøttet designsoftware (3D CAD) til at indlæse skabelonmikrodrevkanylen (figur 1B).
- Hvis det er nødvendigt, skal du ændre udgangskanylens outputplaceringer på mikrodrevkanylemodellen for at målrette mod det eller de ønskede hjerneområder.
BEMÆRK: Hver kanylehulekstrudering skal være mindst 2 mm lang for at sikre, at tetroden kommer ud af kanylehullet rettet lige mod målet. Mikrodrevkanyleskabelonen er designet til bilateralt at målrette mod den forreste cingulate cortex (en tetrode pr. Halvkugle), hippocampus område CA1 (fire tetroder pr. Halvkugle) og hippocampus område CA3 (to tetroder pr. Halvkugle), med en referencetetrode pr. halvkugle placeret i den hvide substans over hippocampus område CA1. - Hvis det er nødvendigt, ændres mikrodrevhuset (figur 1A), så det passer til fastgørelsen af det elektroniske interfacekort (EIB).
- Udskriv mikrodrevhuset, kanylen, keglen og låget i høj opløsning på en 3D-printer (ideelt med en opløsning bedre end 25 μm), og forbered de trykte materialer i henhold til producentens protokoller. Brug printerharpikser med høj stivhed.
- Montering af brugerdefinerede skruer og tilbehør (figur 2A, B)
- Brug 3D CAD-software til at indlæse skruefastgørelsesmodellerne (figur 1E).
- Udskriv skrueredskaberne i høj opløsning på en 3D-printer (ideelt med en opløsning på mindst 25 μm), og forbered de trykte materialer i henhold til producentens protokoller. Brug printerharpikser med høj stivhed.
- Fastgør skruefastgørelserne til hver tetrodefremrykningsskrue (figur 1F) (tetrodefremrykningsskruer specialfremstilles på et maskinværksted inden konstruktion af mikrodrev).
- Fastgør to skruefastgørelser til hver skrue, med en over og en under ryggen. Sørg for, at bunden af hvert skruetilbehør kommer i kontakt med ryggen. Hold skruefastgørelserne sammen med gel cyanoacrylat.
- Når skruefastgørelserne er fastgjort, skal du sikre dig, at skruefastgørelserne ikke bevæger sig i skruens længdeakse, men roterer frit med minimal modstand.
- Montering af mikrodrevhuset (figur 2C, D)
- Brug en fin, skarp saks til at skære store polyimidslanger (udvendig diameter: 0,2921 mm, indvendig diameter: 0,1803 mm) i ~6 cm lange sektioner.
- Før de store polyimidsektioner gennem udgangshullerne på mikrodrevkanylen, så hvert rør strækker sig ud over bunden af kanylen med nogle få millimeter.
- Brug en ren 30 G nål til at fastgøre polyimidet til kanylen ved at påføre små mængder flydende cyanoacrylat. Pas på ikke at lade cyanoacrylatet komme ind i indersiden af polyimidrøret.
BEMÆRK: Drypning af flydende cyanoacrylat ned i kanylen gennem toppen af drivhuset kan fremskynde denne proces, men vil kræve genrensning af styrehullerne senere med et fintippet bor. - De store polyimidrør ledes fra toppen af mikrodrevkanylen gennem de passende store polyimidhuller i mikrodrevhuset.
- Skub langsomt mikrodrevkanylen og mikrodrevhuset sammen, indtil de støder op til hinanden, og kanylen/kropsfastgørelsesfanerne låses sammen. Pas på ikke at knække eller beskadige polyimidrørene i processen.
BEMÆRK: Hvert polyimidrør skal glat passere fra bunden af kanylen ud gennem toppen af mikrodrevhuset. Let bøjning er normal, men overdreven bøjning af polyimidrøret kan fordreje tetroden og forhindre den i at passere lige ind i hjernen. - Fastgør mikrodrevhuset og mikrodrevkanylen sammen ved hjælp af cyanoacrylat.
- Brug et nyt, skarpt barberblad til at afskære de store polyimidrørender, der ekstruderer fra bunden af kanylens udgangshuller. Sørg for, at snittet er nøjagtigt i bunden af kanylen, hvilket gør rørene og kanylebunden flugtende med hinanden.
- Brug en skarp saks til at klippe det store polyimidrør lige over kanten af drivlegemets indre kant i en ~45° vinkel.
- Ilægning af de samlede brugerdefinerede skruer (figur 2E)
- Skru hver samlet brugerdefineret skrue ind i de ydre huller i mikrodrevhuset. Sørg for, at skruestyrepinden passerer gennem det store hul i skruefastgørelserne. Før hver skrue helt frem, indtil den ikke går videre. Forsmøring af skruerne med mineralolie eller akselfedt anbefales.
- Brug ekstremt skarpe sakse til at skære små polyimidslanger (udvendig diameter: 0,1397 mm, indvendig diameter: 0,1016) i ~ 4 cm lange sektioner.
- Før de små polyimidsektioner gennem det store polyimidrør, der allerede er monteret i mikrodrevet. Sørg for, at overskydende små polyimidslanger stikker ud fra toppen og bunden af hvert stort polyimidrør.
- Fastgør de små polyimidrør til skruefastgørelserne via cyanoacrylat, og pas på, at cyanoacrylat ikke trænger ind i hverken de store eller små polyimidrør.
- Brug et nyt, skarpt barberblad til at afskære de små polyimidrørender, der ekstruderer fra bunden af kanylehullerne. Sørg for, at snittet er nøjagtigt i bunden af kanylen, og at snittet er rent, uden at noget blokerer polyimidrørhullet.
- Brug en skarp saks til at klippe toppen af det lille polyimid et par millimeter over toppen af skruefastgørelsen i en ~ 45 ° vinkel. Sørg for, at snittet er rent, uden at noget blokerer polyimidrørhullet.
- Indlæsning af tetroderne
- Forbered tetroderne (~ 6 cm i længden) ved hjælp af tidligere beskrevne metoder31.
- Brug keramisk eller gummispidset tang til forsigtigt at føre en tetrode gennem et af de små polyimidrør, så ~ 2 cm stikker ud fra toppen af det lille polyimidrør.
- Fastgør tetroden til toppen af det lille polyimidrør via flydende cyanoacrylat, og pas på ikke at fastgøre de små og store polyimidrør sammen i processen.
- Træk skruen tilbage, indtil den er nær toppen af drevet.
- Tag fat i tetrodetråden, der stikker ud fra bunden af drevet, og knæk den forsigtigt på det sted, hvor den kommer ud af kanylen.
- Før skruen helt tilbage i drevet.
- Brug en meget skarp saks til at klippe tetrodetråden lige over knækket. Under et mikroskop skal du sikre dig, at snittet er rent, og at metallet i alle fire tetroder er udsat.
- Træk skruen tilbage, indtil tetroden lige er fastgjort i kanylen.
- Gentag trin 1.5.2-1.5.8 for alle skruerne.
- Fastgør EIB til EIB's støtteplatform ved hjælp af små smykkeskruer.
- Tilslut hver elektrode i hver tetrode til den relevante port på EIB.
- Forberedelse af mikrodrevet til kirurgi
- Tetroderne forsynes elektrisk for at reducere den elektriske impedans ved hjælp af tidligere beskrevne metoder31.
- Efter plettering skal du sikre dig, at hver tetrode er anbragt i kanylen, således at spidsen af tetroden flugter med bunden af hvert kanylehul.
- Skub mikrodrevkeglen rundt om det færdige mikrodrev. Fastgør mikrodrevlåget til mikrodrevkeglen ved at skubbe keglefastgørelsesstangen ind i lågporten.
- Vend keglen, så EIB-konnektorerne passerer frit gennem EIB-forbindelsesgennemløbshullerne, når låget er lukket, og lim keglen på plads med cyanoacrylat placeret rundt om keglens bund, idet du passer på ikke at lade cyanoacrylat komme ind i nogen af kanylens udgangshuller. Fjern låget.
- Fyld forsigtigt hvert kanylehul med steril mineralolie for at forhindre kropsvæsker i at komme ind i polyimidhullerne efter kirurgisk implantation.
- Overtræk forsigtigt kanylens bund med steril vaselin. Dette vil tjene som en barriere for at forhindre kemiske agenser (f.eks. Tandcement) i at komme ind i den udsatte hjerne under operationen.
- Vej det fuldt monterede mikrodrev, låg og skruer med fire ben for at forberede en modvægt med samme vægt.
- Eventuelt ekstruderer tetroderne før operationen i en afstand, der er passende for at nå målhjerneområderne, når drevet flugter med kraniet.
BEMÆRK: Før kirurgisk implantation steriliseres implantatet via gassterilisering i ethylenoxid (500-1200 mg / L, 2-4 timer). Alle knogleskruer og kirurgiske instrumenter skal steriliseres via autoklave (121 °C, 30 minutter).
2. Kirurgisk implantation
- Bedøvelse af musen og montering i stereotaxisk apparat
- Placer musen i en lille kasse med tilstrækkelig plads til at bevæge sig, og bedøm musen med 3% -4% isofluran.
BEMÆRK: Andre bedøvelsesmidler kan anvendes, men forsigtighed bør anvendes på grund af alder, størrelse og vægt af den unge museperson. - Når musen ikke reagerer (intet svar på haleklemme, en ventilationshastighed på ~ 60 vejrtrækninger pr. Minut), skal du fjerne den fra kassen og hurtigt montere den på det stereotaksiske apparat.
- Placer hurtigt den stereotaksiske maske over musens snude og hold anæstesi ved 1-3% isofluran. Anvend enhver veterinærgodkendt smertelindring, såsom buprenorphin med vedvarende frigivelse (0,05-0,5 mg / kg subkutan) eller antiinflammatoriske midler, såsom carprofen (5-10 mg / kg subkutan), før indledende kirurgisk snit.
- Fastgør musens hoved fuldt ud i det stereotaksiske apparat ved hjælp af ørestænger. Sørg for, at kraniet er plant og ubevægeligt uden at lægge unødigt pres på musens øregange. På grund af den begrænsede nedbrydning af unge kranieknogler er det muligt at forårsage permanent skade under hovedfiksering.
- Placer musen i en lille kasse med tilstrækkelig plads til at bevæge sig, og bedøm musen med 3% -4% isofluran.
- Forbereder musen til operation og udsætter kraniet
- Beskyt musens øjne ved at placere en lille mængde syntetisk tåregel på hvert øje og dække hvert øje med et autoklaveret folieplaster.
BEMÆRK: De syntetiske tårer holder øjnene fugtige, mens folien forhindrer enhver lyskilde i at forårsage langvarig skade. Tykkere syntetiske tåreopløsninger foretrækkes, da de også kan tjene som en barriere for utilsigtet introduktion af andre potentielt toksiske kirurgiske opløsninger (ethanol, dental akryl osv.) - Brug sterile vatpinde med bomuldsspids til at anvende hårfjerningscreme over det kirurgiske område for at fjerne håret fra hovedbunden. Pas på ikke at få cremen nær øjnene. Efter fjernelse af håret skal du placere et sterilt drapering over hovedbunden for at sikre det kirurgiske område.
- Brug sterile vatpinde med bomuldsspids til at rengøre hovedbunden via tre på hinanden følgende vaske af povidon-jod (10%) opløsning efterfulgt af isopropylalkohol (100%).
- Brug en steril skalpel eller fin saks til at fjerne hovedbunden.
- Brug sterile vatpinde med bomuldsspids og sterile opløsninger af saltopløsning (0,9% NaCl) og hydrogenperoxid til at rengøre kraniet grundigt.
- Identificer bregma, og brug det stereotaksiske apparat til omhyggeligt at markere måloptagelsesstederne på kraniet med en permanent markør.
- Beskyt musens øjne ved at placere en lille mængde syntetisk tåregel på hvert øje og dække hvert øje med et autoklaveret folieplaster.
- Åbning af kanylehullet og fastgørelse af knogleankre
- Fjern kraniet, der ligger over optagelsesstederne. # På grund af kraniets tyndhed i denne alder skal du skære kraniet med et skalpelblad; Dette fjerner behovet for at bruge en boremaskine, som kan beskadige den underliggende Dura. Hold den udsatte dura fugtig ved anvendelse af steril saltopløsning (0,9% NaCl) eller steril mineralolie. Fjern eller punktere ikke dura på dette stadium, da det er tilstrækkeligt tyndt i unge mus til, at tetroderne kan passere igennem i fremtidige trin.
- Bor forsigtigt pilothuller til fire knogleskruer.
- Placer knogleskruerne i de yderste laterale og rostrale eller kaudale dele af kraniet, hvor knoglen er tykkest, og knogleskruerne er tilstrækkeligt langt væk fra mikrodrevimplantatet. Til knogleskruerne skal du bruge sterile, fine smykkeskruer (f.eks. UNM 120 gevind, 1,5 mm hoved).
- Vind en knogleskrue tæt med en tynd, meget ledende ledning, der fungerer som jord og fastgøres til EIB i trin 2.4.6.
- Brug et skalpelblad eller omhyggeligt ved hjælp af et bor til at score kraniet nær knogleskruehullets placeringer. Scoring er vigtig for at give en tilstrækkelig ru overflade til, at det flydende cyanoacrylat kan binde i trin 2.3.5.
- Brug en steril skruetrækker og steril skrueklemme til at trække hver steril knogleskrue på plads, og pas på ikke at gennembore den underliggende dura.
- Brug en steril 30 G nål til at placere flydende cyanoacrylat omkring hver knogleskrue. Dette fortykker effektivt kraniet, hvor knogleskruerne er fastgjort. Pas på ikke at lade cyanoacrylat trænge ind i den eksponerede dura over optagelsesstederne.
- Sænkning og tilslutning af mikrodrevet (figur 2G)
- Monter det færdige mikrodrev på det stereotaksiske apparat for forsigtigt at blive sænket ned på musekraniet. Sørg for, at mikrodrevkanylen er ved de korrekte koordinater, når den sænkes.
- Sænk mikrodrevet langsomt og bevæg dig kun i dorsal / ventral retning. Sænk mikrodrevet med tetroderne allerede avanceret ud af kanylehullerne (trin 1.6.6) for at visualisere deres indtræden i hjernen; Enhver medial / lateral eller rostral / kaudale bevægelse, når tetroderne rører musen, kan bøje tetroderne og få dem til at gå glip af deres endelige destination.
- Når mikrodrevet er helt sænket, skal du sikre dig, at kanylens bund bare kommer i kontakt med kraniet/duraen. Laget af vaselin og / eller mineralolie vil tjene som en barriere for at dække den udsatte dura. Tilsæt om nødvendigt steril vaselin eller steril knoglevoks for at dække overskydende udsat dura.
- Mens du holder mikrodrevet på plads med det stereotaksiske apparat, skal du belægge kraniet med tandcement for at fastgøre mikrodrevbasen til de implanterede knogleskruer.
BEMÆRK: Tandcementen skal helt omslutte alle knogleskruerne og skal dække tandcementankerafsatsen på mikrodrevkanylen. - Mens tandcementen sætter sig, skal du omhyggeligt forme den for at forhindre skarpe hjørner eller kanter, der kan skade musen eller beskadige mikrodrevet. Sørg for, at der er tilstrækkelig tandcement til at holde mikrodrevet, men fjern overdreven tandcement, der tilføjer unødvendig vægt.
- Træk forsigtigt jordledningen gennem mikrodrevet, og fastgør den til den relevante plads på EIB.
- Når tandcementen er helt indstillet, skal du forsigtigt løsne mikrodrevet fra det stereotaksiske apparat. Placer låget på mikrodrevet.
- Rens musen med en steril vatpind med bomuldsspids og sterilt saltvand.
- Med en steril vatpind med bomuldsspids påføres et tyndt lag antibiotikasalve på enhver udsat hovedbund nær implantatstedet.
- Fjern folien fra musens øjne.
- Fjern musen fra det stereotaksiske apparat, og sørg for at understøtte mikrodrevets ekstra vægt, når musen transporteres til et rent bur.
3. Genopretning efter operationen
- Øjeblikkelig genopretning
- Før operationen skal du forberede modvægtssystemet ved at forbinde et PVC-rør med en diameter på 0,75, som vist i figur 2G. Systemets ene arm passerer gennem huller, der er boret ind i burets låg, den anden arm hviler oven på burlåget, og den tredje arm strækker sig over og ud over buret. Den øverste arm er lukket.
- Fastgør forsigtigt mikrodrevet til modvægtsystemet (figur 2G-I), og brug en modvægt, der er identisk med vægten af mikrodrevet og knogleskruerne. Før en stærk tråd eller fiskeline fra et stik, der er fastgjort til EIB over modvægtsystemets tre arme, til modvægten, der hænger over den øverste arm.
- Sørg for, at modvægten er stærkt forbundet med mikrodrevet EIB, og at der er tilstrækkelig linje til at give musen fuld adgang til hele buret.
- Giv næringsrig gel i buret sammen med fugtet normal gnaverchow for at sikre rehydrering og genopretning.
- Overvåg musen, indtil den fuldt ud genopretter fra den kirurgiske anæstesi.
- Langsigtet genopretning
- Når mikrodrevet ikke er tilsluttet kontrolapparatet, skal det altid sikres, at mikrodrevet understøttes af modvægtssystemet. Reducer modvægten over tid, men fjern den aldrig helt for at undgå uventet belastning af musen eller drejningsmoment til knogleskruerne.
- For at forhindre beskadigelse af implantatet og modbalancesystemet skal du huse musen uden mulighed for direkte interaktion med andre mus i eksperimentets varighed.
- Giv næringsrig gel i mindst 3 dage efter operationen, hvorefter fast mad alene vil være tilstrækkelig.
- På grund af modvægtsystemets overheadkrav må du ikke sørge for mad og vand i et luftledningsnet; Placer maden på burgulvet, og sørg for vand gennem siden af buret. For at forhindre ødelæggelse skal du udskifte maden helt dagligt.
- Sørg dagligt for, at musen har fri adgang til hele buret, og at modvægten er robust og stærkt fastgjort til mikrodrevet.
Representative Results
Den ovenfor beskrevne protokol blev brugt til at registrere lokale feltpotentielle signaler og enkeltenheder fra flere hjerneområder samtidigt i mus, med daglige optagelser udført i de samme mus fra p20 til p60. Her rapporteres repræsentative elektrofysiologiske optagelser fra to mus og histologi efter eksperimentet, der demonstrerer de endelige optagelsessteder.
Kirurgisk implantation af mikrodrevet i p20-mus
Et mikrodrev (figur 1) blev konstrueret (figur 2) og kirurgisk implanteret i en p20-mus som beskrevet ovenfor. Umiddelbart efter operationen blev musen fastgjort til modvægtssystemet (figur 2G-I) og fik lov til at komme sig. Når musen var fuldt mobil, blev mikrodrevet tilsluttet et in vivo elektrofysiologioptagelsessystem. Kablerne, der forbinder mikrodrevet med optageudstyret, blev ophængt over musen. Elektrofysiologiske optagelser (32 kHz) blev opnået på tværs af alle kanaler i 1 time, mens musen opførte sig naturligt i sit hjemmebur. Efter optagelsen blev musen frakoblet optagesystemet, genmonteret til modvægtssystemet og returneret til vivarium med fri adgang til vand og chow.
Daglig registrering af neural aktivitet
Elektrofysiologiske optagelser blev opnået dagligt i flere uger for at muliggøre kronisk overvågning af det samme hjerneområde på tværs af de kritiske udviklingsvinduer i p20-p60. Prøverå lokale feltpotentialer (LFP) fra tværs af de kroniske optagelser er vist i figur 3A,C. Isolerede enkeltenheder blev opnået samtidigt fra flere tetroder (figur 3B). Enheder med lignende bølgeformer blev identificeret over flere dage (figur 3B, mellem og højre), men på grund af optageelektrodens potentielle drift var det ikke muligt definitivt at hævde, at den samme enhed blev identificeret over dage. I en separat mus implanteret ved p20 og registreret dagligt i flere uger blev neural aktivitet undersøgt på en tetrode rettet mod dorsalområdet CA1. Krusninger med stor amplitude og velisolerede enkeltenheder blev identificeret på hver dag i optagelsen (figur 4). Disse data indikerer, at stabile in vivo elektrofysiologiske optagelser af høj kvalitet kunne være fra den samme mus på tværs af tidlig udvikling.
Histologisk bekræftelse af registreringsstederne og udviklingsvirkningen af kronisk implantation
Efter den sidste optagedag blev musen grundigt bedøvet via isofluranbedøvelse efterfulgt af en dødelig injektion af pentobarbitalnatrium, og en strøm blev ført gennem elektrodespidserne for at producere små læsioner på registreringsstederne. Post-eksperiment histologisk sektionering af musehjernen tillod visualisering af de endelige registreringssteder (figur 5A, B). I en separat kohorte blev tre han- og tre hunmus kirurgisk implanteret ved p20 som beskrevet ovenfor. Lige mange kuldkammerater blev efterladt uimplanteret og vedligeholdt under identiske boligforhold. Musene blev ofret på p62 (6 uger efter operationen for den implanterede kohorte). Kranierne blev omhyggeligt rengjort, og der blev foretaget eksterne målinger af afstanden fra bregma til lambda (figur 5C, øverst til venstre) og den ydre maksimale kraniebredde ved lambda (figur 5C, øverst til højre). Et snit blev lavet langs kraniets midterlinje, og halvdelen af kraniet blev fjernet for at skære hjernen til massemåling (figur 5C, nederst til højre). Højden af kraniehulrummet ved bregma blev målt fra den intakte kraniehalvdel (figur 5C, nederst til venstre). Ingen måling var signifikant forskellig mellem de implanterede og ikke-implanterede kohorter (Wilcoxon rangsumstest), hvilket indikerer, at langvarig implantation, der starter ved p20, ikke har nogen bruttoindvirkning på den naturlige udvikling af kraniet eller hjernevolumen.
Figur 1: Komponenter til mikrodrev. Tredimensionelle gengivelser af (A) mikrodrevhuset, (B) kanylen, (C) kegle, (D) låget, (E) skruefastgørelser og (F) tetrodefremrykningsskruen. De kritiske træk ved hver komponent er angivet. Måledetaljer kan udtrækkes fra de modelfiler, der er tilgængelige på https://github.com/Brad-E-Pfeiffer/JuvenileMouseMicroDrive/. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Konstruktion af mikrodrev . (A) Set fra siden og (B) set ovenfra af den tetrodefremrykkende skrue med de øverste og nederste skruefastgørelser tilsluttet. (C) Set fra siden og (D) set ovenfra mikrodrevet med kroppen og kanylen fastgjort og det store polyimidrør, der løber gennem hvert kanylehul og trimmet til bunden af kanylen. E) Set fra siden af mikrodrevet med skruer og små polyimidslanger på plads. Toppen af de små polyimidrør trimmes umiddelbart før tetrodebelastning. F) Færdiggjort mikrodrev, der er fastgjort til stereotaksapparatet. Den beskyttende kegle, der normalt ville omgive mikrodrevet, er blevet fjernet til visualiseringsformål. Bemærk, at nogle af skruefastgørelserne blev trykt i en sort harpiks til dette mikrodrev. (G) Modvægtsstøttesystem. h) Set fra siden og (I) set ovenfra af et musebur med modvægtsstøttesystemet monteret. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Repræsentative elektrofysiologiske registreringer. En p20-mus blev implanteret med et mikrodrev som beskrevet ovenfor. Fra p21 og hver dag derefter i 2 uger blev musen fastgjort til optageapparatet, og neural aktivitet blev registreret i mindst 1 time. (A) Rå lokalt feltpotentiale (LFP) optagelser fra de bilaterale (L = venstre; R = højre) forreste cingulate cortex (ACC), hippocampus område CA3 (CA3) og hippocampus område CA1 (CA1). Dataene blev indsamlet hver dag; For klarhedens skyld vises kun data fra ulige dage. Alle spor blev taget i perioder med immobilitet i hjemmeburet. Skalabjælke: 1 mV, 2 s. (B) Repræsentative enkeltenheder isoleret fra hippocampusområdet CA3 (venstre) og CA1 (højre) for optagelserne i panel A. Alle de rå bølgeformer på hver elektrode er vist i sort; Gennemsnittet er i rødt. Skalabjælke: 50 μV, 0,2 ms. (C) Repræsentative rå LFP-spor for hver 10. dag indtil den sidste registreringsdag ved p60 for en anden mus implanteret ved p20. Dataene blev indsamlet hver dag; For klarhedens skyld vises kun data fra hver 10. dag. Alle spor blev taget i perioder med immobilitet i hjemmeburet. Vægtstang: 1 mV, 2 sek. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 4. Stabilitet af de kroniske optagelser. En p20-mus blev implanteret med et mikrodrev som beskrevet ovenfor. Fra p21 og derefter i 4 uger blev musen fastgjort til optageapparatet, og neural aktivitet blev registreret i mindst 1 time. Vist er data fra tetroderne rettet mod dorsal hippocampus CA1. (A) Rå (øverst) og krusningsfiltreret (nederst) LFP for identificerede krusningshændelser ved p21, p30 og p40. For at identificere krusningshændelser blev den rå LFP båndpasfiltreret mellem 125 Hz og 300 Hz, og krusningshændelserne blev identificeret som forbigående stigninger i krusningsbåndets effekt større end 3 standardafvigelser over gennemsnittet. Starten og slutningen af hver krusning blev defineret som det punkt, hvor krusningsbåndets kraft vendte tilbage til middelværdien. De identificerede krusninger er vist med rødt. Skalabjælke: 100 ms, top-til-bund: 1.000 μV, 140 μV, 1.800 μV, 180 μV, 9.000 μV, 1.200 μV, 10.000 μV, 1.000 μV. (B) En repræsentativ enkelt enhed fra hver dag fra den CA1-målrettede tetrode til optagelserne i panel A. Alle rå bølgeformer på hver elektrode er vist i sort; Gennemsnittet er i rødt. Skalabjælke 0,2 ms, top-til-bund: 50 μV, 100 μV, 100 μV. (C) Autokorrelogram af alle pigge til enkelte enheder i panel B. Disse data viser stabil elektrodeplacering i hippocampale pyramidelaget over flere uger. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 5: Repræsentativ histologi og indvirkning på kraniets udvikling. En p20-mus blev implanteret med et mikrodrev som beskrevet ovenfor. Efter den sidste optagedag på p60 blev der produceret elektrolytiske læsioner på optagelsesstederne, og hjernen blev perfuseret med 4% paraformaldehyd. For at identificere optagelsesstederne blev der produceret 50 μm sektioner. (A) læsioner i CA1 og CA3 i hippocampus. Pilespidsen angiver CA3-optagelsesstedet; dobbeltpilespidsen angiver CA1-optagelsesstedet. Skalastang: 0,5 mm. (B) Læsioner i den bilaterale ACC. Pilespidserne angiver ACC-optagelsesstederne. Skalabjælke: 0,5 mm. (C) Kraniestørrelse og hjernemassemålinger af p62-mus implanteret med et mikrodrev ved p20 (grå) og uimplanterede kuldkammerater (hvid). P-værdien af Wilcoxons rangsumstest rapporteres for hver måling. Klik her for at se en større version af denne figur.
Discussion
Moderne eksperimenter, der udforsker in vivo neurale kredsløbsfunktion hos gnavere, bruger ofte ekstracellulær elektrofysiologi via permanent implanterede elektroder til at overvåge aktiviteten af individuelle neuroner (dvs. enkeltenheder) eller lokale populationer (via lokale feltpotentialer, LFP), men sådanne metoder anvendes sjældent på unge mus på grund af tekniske udfordringer. Dette manuskript beskriver en metode til opnåelse af in vivo elektrofysiologiske optagelser i mus på tværs af de udviklingskritiske vinduer i p20 til p60 og derover. Denne metode involverer en fremstillingsproces til udskrivning og konstruktion af et mikrodrevimplantat, en kirurgisk implantationsprocedure og en postoperativ genopretningsstrategi, som alle er specielt skræddersyet til brug i unge mus. Flere overvejelser var indflydelsesrige i udviklingen af denne protokol, herunder den lille størrelse og relative svaghed hos unge mus sammenlignet med deres voksne kolleger, samt den reducerede ossifikation af det unge musekranium, som mikrodrevet skulle fastgøres på.
To primære metoder, der almindeligvis anvendes til at udføre in vivo elektrofysiologi, er arrays af elektroder (fx tetroder) og siliciumprober. Siliciumsonder er lette, kan give et stort antal registreringssteder pr. vægtenhed og er tidligere blevet brugt til unge rotter25. Siliciumsonder er dog relativt dyre pr. Enhed. I modsætning hertil kan mikrodrevet, der er beskrevet i dette manuskript, konstrueres ved hjælp af mindre end $ 50 USD i råmaterialer, hvilket gør det til en omkostningseffektiv mulighed for in vivo-optagelse. Derudover skal siliciumprober ofte implanteres i faste linjer, hvilket forbyder optagelse af rumligt forskellige hjerneområder. I modsætning hertil anvender mikrodrevdesignet beskrevet i dette manuskript uafhængigt justerbare tetroder til at rumme samtidige optagelser på op til 16 forskellige steder med praktisk talt ingen begrænsning af det rumlige forhold mellem disse steder. Dette mikrodrevdesign kan nemt ændres, så det bliver muligt at målrette mod andre placeringer end dem, der er beskrevet her, ved at flytte kanylehullets ekstrudering til enhver ønsket anterior/posterior og medial/distal placering. Når man målretter mod alternative hjerneområder, er det vigtigt at bemærke, at mens tetroderne ofte vil rejse lige, er det muligt for disse tynde ledninger at afbøje lidt, når de forlader mikrodrevkanylen. Jo mindre eller mere ventral en hjerneregion er, jo mere udfordrende vil det være at målrette området med tetroder.
Mikrodrevimplantatet, der er beskrevet i dette manuskript, ligner grundlæggende flere tidligere tetrodebaserede mikrodrevdesign 23,32,33,34,35, idet de enkelte tetroder er fastgjort til skruer, som muliggør fin kontrol af optagedybden for hver tetrode. Mens flere funktioner i det nuværende mikrodrevdesign er unikke, herunder den lette målretning af rumligt distribuerede hjerneområder, er den primære nyhed i det nuværende manuskript beskrivelsen af kirurgiske implantations- og postkirurgiske genopretningsstrategier, som giver mulighed for kroniske undersøgelser af netværksaktivitet hos stadig udviklende unge mus. Faktisk kunne de kirurgiske og restitutionsmetoder, der er beskrevet her, tilpasses til at understøtte andre implantater i unge mus.
For at opretholde en ensartet optagelse over flere dage skal ledningerne eller sonderne være stift fastgjort til kraniet. Mens musekraniets overordnede struktur kun gennemgår mindre ændringer efter p20, tykner kraniet betydeligt mellem alderen p20 og p4536. Faktisk er kraniet ved p20 ikke tilstrækkeligt stift til at understøtte et vedhæftet implantat uden at blive beskadiget. For at overvinde denne biologiske begrænsning fortykker denne protokol kunstigt kraniet via cyanoacrylat under implantationsoperationen. Implantation i mus yngre end p20 er sandsynligvis mulig ved hjælp af denne strategi, men musekraniet gennemgår betydelige størrelses- og formændringer indtil ca. p2036. Således anbefales implantation i længere perioder hos mus yngre end p20 ikke, da cyanoacrylatet og faste knogleskruer i det stadig udviklende kranium kan påvirke kraniets naturlige vækst og den underliggende hjernevævsudvikling betydeligt. Det er vigtigt, at der i denne undersøgelse ikke blev observeret nogen indvirkning på de grove målinger af kraniet eller hjernestørrelsen efter kronisk implantation startende ved p20 (figur 5C).
Et kritisk trin i metoden beskrevet i dette manuskript er genopretningsstrategien efter operationen; Ifølge denne strategi skal implantatets vægt kontinuerligt udlignes, efterhånden som musen modnes og gennemgår muskel- og muskuloskeletalsystemudvikling. Tidligt efter implantationen er mus ikke i stand til at bære implantatets vægt uden modvægten, hvilket fører til underernæring og dehydrering, da musen ikke i tilstrækkelig grad kan nå føde- og vandkilderne i sit bur. Modvægtssystemet er let og billigt at konstruere, trivielt at implementere og giver mus i enhver implanterbar alder mulighed for frit at udforske hele deres hjemmebur og dermed sikre tilstrækkelig ernæring og hydrering. Når mus bliver ældre, kan mængden af modvægt mindskes, indtil den helt kan fjernes hos voksne mus; Imidlertid anbefales fortsat anvendelse af modvægtssystemet i eksperimentets varighed med mindst en nominel modvægt knyttet til enhver tid. Mens en voksen mus kan være i stand til at bære mikrodrevets størrelse og vægt over tid, producerer fortsat naturlig bevægelse under fri adfærd uden forbedrende modvægt drejningsmoment og skærekraft på knogleskruerne, der forankrer mikrodrevet på kraniet, hvilket gør det mere og mere sandsynligt, at det løsner sig, især under længere kroniske eksperimenter.
To vigtige begrænsninger er værd at bemærke for den aktuelle undersøgelse. For det første blev flere kohorter af mus ofret efter langvarig implantation (figur 5C) for at vurdere virkningen af implantation ved p20 på kraniet og hjernens udvikling (figur 5C). Mens disse analyser ikke afslørede nogen signifikant indvirkning af implantation på kraniehulens størrelse eller hjernemasse (figur 5C), undersøgte den aktuelle undersøgelse ikke kraniestørrelsen eller hjernemassen på flere tidspunkter i hele den tidlige udviklingsperiode af p20-p60. Mens tidligere arbejde viser, at udviklingen af hjernehulen er afsluttet med p2036, er det muligt, at implantation i dette tidlige vindue kan producere uventede ændringer, der korrigeres eller kompenseres af de voksne aldre, der blev evalueret her. For det andet var eksperimenterne, der producerede de elektrofysiologiske data vist i figur 3 og figur 4 , ikke designet til at maksimere celleudbyttet. Mens de data, der præsenteres her, viser stabile, kroniske optagelser og velisolerede enkeltenheder, bør de således ikke tages som repræsentative for det maksimale potentielle udbytte for denne enhed.
Mange menneskelige neurologiske og psykiatriske lidelser manifesterer sig i perioder med tidlig udvikling eller på tværs af ungdomsårene, herunder autisme og skizofreni. Imidlertid er der lidt kendt om dysfunktion på kredsløbsniveau, der kan ligge til grund for disse sygdomme, på trods af den overflod af tilgængelige musemodeller. Identifikationen af disse indledende netværksændringer er afgørende for at skabe tidlige påvisningsstrategier og behandlingsparadigmer. På grund af tekniske udfordringer er det dog stadig uklart, hvordan netværksfunktionen forstyrres på tværs af udviklingen i musemodeller af neuropsykiatriske sygdomme. Den mikrodrevs- og genopretningsstrategi, der beskrives her, er designet til at understøtte undersøgelser af multiregional hjernenetværksudvikling i musehjernen og dermed give forskere mulighed for at måle sund hjerneudvikling samt identificere ændringer i denne udvikling i musemodeller for sygdom.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Dette arbejde blev støttet af National Institutes of Health R01 NS104829 (B.E.P.), R01 MH117149 (L.J.V.) og F99NS12053 (L.D.Q.) og UT Southwestern GSO Endowment Award (R.J.P. og L.D.Q.). Forfatterne takker Jenny Scaria (Texas Tech University Health Sciences Center School of Pharmacy) for teknisk assistance og Dr. Brendon Watson (University of Michigan) for metodologiske forslag.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10 V video tracking LEDs | Neuralynx | HS-LED-Red/Green-omni-10V | For use with headstage pre-amplifiers that contain LED sockets for movement tracking purposes |
| 16TT EIB Board | Neuralynx | EIB-36-16TT | Electronic interface board- omnetics connector |
| 16TT headstage pre-amplifier | Neuralynx | HS-36-LED | Omnetics 44 socket signal amplifier between EIB board and tether cable for recording applications; includes connectors for headstage LEDs for movement tracking purposes |
| Baby-Mixter hemostat | FST | 13013-14 | Fine curved hemostat |
| Bone anchor screw | Stoelting | 51457 | Used to attach EIB board to main drive body |
| Burpenorphine | ZooPharm | Lot #BERLAB0.5-221207 | Burpenorphine (0.5 mg/mL) 5mL quantity |
| Cable tether | Neuralynx | HS-36 Litz Tether | Lightweight shielded wire tether for omnetics headstages; length options of 1 m/2 m/3 m/5 m |
| Carprofen/Rimadyl | Bio-Serve | MD150-2 | Post-operative anti-inflammatory agent |
| Clear resin v4 | Formlabs | FLGPGR04 | Liquid resin that is photopolymerized by 3D printer during the 3D printing process |
| Custom (shuttle) screw | Advanced Machining and Tooling, Inc. | Custom | Machined and threaded custom screws |
| Dental acrylic liquid component | Teets denture material | Lot# 329801 | liquid component of denture material (see above) |
| Dental acrylic powder component | Teets denture material | Lot# 583987 | "cold cure" denture material, methyl methacrylate; mixed with liquid component for application to secure recording device in place |
| DietGel Boost | ClearH2O | 72-04-5022 | High calorie dietary supplement for young/recovering mice |
| Digital Lynx 16SX | Neuralynx | DigitalLynx 16SX Base | Main recording apparatus with 16 combo board slots for up to 512 recording channels |
| Dissector scissors- heavy blades | FST | 14082-09 | Various |
| Dumont #5 ceramic coated forceps | FST | 11252-50 | Tetrode handling/threading/pinning |
| Dumont #5SF forceps | FST | 11252-00 | Multipurpose assembly use |
| Dumont #5SF forceps | FST | 11252-00 | Multipurpose surgical use |
| Dumont #7 fine forceps (curved) | FST | 11274-20 | Various |
| Dumont #7 fine forceps (curved) | FST | 11274-20 | Multipurpose surgical use |
| EIB-36 plating adapter | Neuralynx | EIB-36 plating adapter | Plating/assembly use |
| EIB-36 plating adapter | Neuralynx | EIB-36 plating adapter | Stereotactic accessory for lowering drive onto skull during surgery |
| Euthasol | Virbac | 710101 | Pentobarbital sodium for euthanasia |
| Extra fine Bonn scissors | FST | 14083-38 | Various |
| Extra fine graefe forceps | FST | 11150-10 | Small straight serrated forceps |
| Extra fine graefe forceps | FST | 11150-10 | Small straight serrated forceps |
| Fine hemostats | FST | 13006-12 | Fine hemostats |
| Fine scissors- CeramaCut | FST | 14958-09 | Tetrode cutting |
| Fine scissors- ToughCut | FST | 14058-09 | Various |
| Form 3+ | Formlabs | PKG-F3-P-WS-SVC-BASIC | 3D printer for fabrication of all printed parts/materials; low-force stereolithography 3D printer (LFS) |
| Gel super glue | Loctite | 1363589 | Various steps |
| Graefe forceps | FST | 11049-10 | Small angled serrated forceps |
| Ground wire | A-M Systems | Lot# 582335 | Stainless steel bare wire, .005" diameter, annealed, 100 feet |
| Hair removal gel | Generic | Commercially available | For pre-op removal of hair from top of mouse head |
| Heat gun | Dewalt | D26960K | Tetrode fusion following spinning |
| High temperature cautery kit | FST | 18010-00 | For use with bone wax if applicable |
| Hot bead sterilizer | FST | 18000-45 | Electrical sterilization apparatus for ad hoc instrument sterilization during surgical procedures |
| Isoflurane | Covetrus | 11695067771 | Standard isoflurane liquid anesthsia for use in isoflurane vaporizer to max 5% |
| Isopropyl alcohol 91% | Generic | Commercially available | For standard pre-operative sterilization procedure |
| Jewelry screw (bone screws for juvenile mice) | Component supply co. | MX-000120-02SFL | S/S machine screw #000-120 x 1/8'' filister head, slotted drive |
| LaGrange scissors | FST | 14173-12 | Various |
| Large polyimide tubing | Nordson medical | Lot # 13564 | Polyimide tubing- inner diameter 0.0071"; outer diameter 0.0115"; length 36" |
| Liquid super glue | Loctite | 1365882 | Various steps |
| Micro drill | Foredom | K.1070 | K.1070 high speed rotary micromotor kit; with control box, 3/32" collet, variable speed foot control, handpiece cradle; stereotactically fittable; 100–115 V use |
| Micro drill burr (0.5 mm+) | FST | 19007-05/07/09 | Craniotomy |
| Mineral oil | Sigma | Pcode 1002076577; M5904-500mL | Various steps |
| Mineral oil | Sigma | Pcode 1002076577; M5904-500mL | For use keeping craniotomy holes open |
| Miniature flathead screwdriver | FST | 30051-10 | Insertion/tightening of bone screws |
| Neosporin Triple Antibiotic Ointment | Johnson & Johnson | 512373700 | Antibiotic ointment |
| Omnetics 44 socket nano connector | Neuralynx | Neuralynx part #A70427-801 | NONSTANDARD ITEM- omnetics 44 socket (female) dual row straight leg nano connector with 2 guide pins (male) for use with custom-made counterbalance apparatus |
| Platinum 10% iridium wire | California fine wire | MO# M374710 | Fine recording wire spun into tetrodes for use during recording by use of the terode assembly station and spinner 2.0 (see below); HML NATRL VG BOND COAT; SIZE .0007 X 200FT |
| Platinum black plating solution | Neuralynx | Platinum black plating solution | Plating |
| Polycarbonate cage bottom | Thomas Scientific/Maryland plastics | 1113M35; mfr. No. E0270 | Standard cage bottom; can be fitted with wire mesh apparatus over top that contains chow+water bottle for unimplanted mice |
| Polycarbonate cage top with N10 micro filter | Ancare | N/A | Standard cage top to be modified with PVC pipe for counterbalance apparatus |
| Povidone iodine 10% | Generic | Commercially available | For standard pre-operative sterilization procedure |
| PVC pipe | Charlotte pipe | N/A | 1/2" x 600 PSI schedule 40 white PVC pipe; for use/assembly into counterbalance apparatus during mouse recovery |
| Scalpel blades- #4 | FST | 10060-00 | Incision use |
| Scalpel handle- #4 gross anatomy | FST | 10060-13 | Incision use |
| Self-holding pin and bone screw forceps | FST | 26100-00 | Holder for bone and ground screws while inserting into skull |
| Small EIB pins | Neuralynx | Small EIB pins | Attachment of tetrode wires to EIB board |
| Small polyimide tubing | Nordson medical | Lot # 19102423 | Polyimide tubing- inner diameter 0.004''; outer diameter 0.0044''; length 36" |
| SolidWorks | Dassault Systemes | SolidWorks | 3D CAD program for micro-drive design |
| Spatula and probe | FST | 1090-13 | Applicator for petroleum jelly/mineral oil + optional use for ad hoc tetrode straightening |
| Spring scissors- 8 mm | FST | 15024-10 | Scissors for cranial tissue incisions |
| Spring scissors- 8 mm | FST | 15024-10 | Initial incisions |
| Standard pattern forceps | FST | 11000-12 | Large serrated forceps |
| Surgical scissors- sharp-blunt | FST | 14001-12 | Various |
| Surgical scissors- ToughCut | FST | 14054-13 | Various |
| Tetrode assembly station | Neuralynx | Tetrode assembly station | Tetrode Assembly |
| Tetrode spinner 2.0 | Neuralynx | Tetrode spinner 2.0 | Tetrode Assembly |
| Two-part epoxy | Gorilla brand | 4200102 | Various steps |
References
- Konrad, K., Firk, C., Uhlhaas, P. J.
- Silbereis, J. C., Pochareddy, S., Zhu, Y., Li, M., Sestan, N. The cellular and molecular landscapes of the developing human central nervous system. Neuron. 89 (2), 248-268 (2016).
- Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Progress in Neurobiology. 106-107, 1-16 (2013).
- Volk, L., Chiu, S. -L., Sharma, K., Huganir, R. L. Glutamate synapses in human cognitive disorders. Annual Review of Neuroscience. 38, 127-149 (2015).
- Lord, C., et al.
- McCutcheon, R. A., Reis Marques, T., Howes, O. D.
- Hopfield, J. J. Neural networks and physical systems with emergent collective computational abilities. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 79 (8), 2554-2558 (1982).
- Heeger, D. J.
- Pouget, A., Dayan, P., Zemel, R. Information processing with population codes. Nature Reviews Neuroscience. 1, 125-132 (2000).
- Averbeck, B. B., Latham, P. E., Pouget, A. Neural correlations, population coding and computation. Nature Reviews Neuroscience. 7 (5), 358-366 (2006).
- Bey, A. L., Jiang, Y. -H. Overview of mouse models of autism spectrum disorders. Current Protocols in Pharmacology. 66, 1-26 (2014).
- Kazdoba, T. M., et al. Translational mouse models of autism: Advancing toward pharmacological therapeutics. Current Topics in Behavioral Neurosciences. 28, 1-52 (2016).
- Mendoza, M. L., Quigley, L. D., Dunham, T., Volk, L. J. KIBRA regulates activity-induced AMPA receptor expression and synaptic plasticity in an age-dependent manner. iScience. 25 (12), 105623 (2022).
- Bernardet, M., Crusio, W. E. Fmr1 KO mice as a possible model of autistic features. The Scientific World Journal. 6, 1164-1176 (2006).
- Weaving, L. S., Ellaway, C. J., Gécz, J., Christodoulou, J. Rett syndrome: Clinical review and genetic update. Journal of Medical Genetics. 42 (1), 1-7 (2005).
- Krawczyk, M., et al. Hippocampal hyperexcitability in fetal alcohol spectrum disorder: Pathological sharp waves and excitatory/inhibitory synaptic imbalance. Experimental Neurology. 280, 70-79 (2016).
- Jaramillo, T. C., et al. Altered striatal synaptic function and abnormal behaviour in Shank3 exon4-9 deletion mouse model of autism. Autism Research. 9 (3), 350-375 (2016).
- Suh, J., Foster, D. J., Davoudi, H., Wilson, M. A., Tonegawa, S. Impaired hippocampal ripple-associated replay in a mouse model of schizophrenia. Neuron. 80 (2), 484-493 (2013).
- Altimus, C., Harrold, J., Jaaro-Peled, H., Sawa, A., Foster, D. J. Disordered ripples are a common feature of genetically distinct mouse models relevant to schizophrenia. Molecular Neuropsychiatry. 1 (1), 52-59 (2015).
- Marcotte, E. R., Pearson, D. M., Srivastava, L. K. Animal models of schizophrenia: A critical review. Journal of Psychiatry and Neuroscience. 26 (5), 395-410 (2001).
- Makuch, L., et al. Regulation of AMPA receptor function by the human memory-associated gene KIBRA. Neuron. 71 (6), 1022-1029 (2011).
- Dutta, S., Sengupta, P. Men and mice: Relating their ages. Life Sciences. 152, 244-248 (2016).
- Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: Drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), e1094 (2009).
- Buzsáki, G.
- Farooq, U., Dragoi, G. Emergence of preconfigured and plastic time-compressed sequences in early postnatal development. Science. 363 (6423), 168-173 (2019).
- Langston, R. F., et al. Development of the spatial representation system in the rat. Science. 328 (5985), 1576-1580 (2010).
- Wills, T. J., Cacucci, F., Burgess, N., O'Keefe, J. Development of the hippocampal cognitive map in preweanling rats. Science. 328 (5985), 1573-1576 (2010).
- Bjerknes, T. L., Moser, E. I., Moser, M. B. Representation of geometric borders in the developing rat. Neuron. 82 (1), 71-78 (2014).
- Bjerknes, T. L., Dagslott, N. C., Moser, E. I., Moser, M. -B. Path integration in place cells of developing rats. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (7), E1637-E1646 (2018).
- Jansen, N. A., et al. Impaired θ-γ coupling indicates inhibitory dysfunction and seizure risk in a Dravet syndrome mouse model. Journal of Neuroscience. 41 (3), 524-537 (2021).
- Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: Tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), e1098 (2009).
- Voigts, J., Siegle, J., Pritchett, D. L., Moore, C. I. The flexDrive: An ultra-light implant for optical control and highly parallel chronic recording of neuronal ensembles in freely moving mice. Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 8 (2013).
- Voigts, J., Newman, J. P., Wilson, M. A., Harnett, M. T. An easy-to-assemble, robust, and lightweight drive implant for chronic tetrode recordings in freely moving animals. Journal of Neural Engineering. 17 (2), 026044 (2020).
- Guardamagna, M., et al. The Hybrid Drive: A chronic implant device combining tetrode arrays with silicon probes for layer-resolved ensemble electrophysiology in freely moving mice. Journal of Neural Engineering. 19 (3), (2022).
- Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).
- Vora, S. R., Camci, E. D., Cox, T. C. Postnatal ontogeny of the cranial base and craniofacial skeleton in male C57BL/6J mice: A reference standard for quantitative analysis. Frontiers in Physiology. 6, 417 (2016).
