Summary
Denne artikkelen skisserer en trinnvis prosedyre for å etablere en musmodell med en oronasal fistel. Den oronasale fistel ble opprettet ved å benytte oppvarmet oftalmologisk cautery for å skade midtlinjen delen av den harde ganen, noe som resulterer i dannelsen av en åpning mellom munnhulen og nesehulen.
Abstract
Denne studien presenterer en metode som benytter oppvarmet oftalmologisk kauteri for å utvikle en levedyktig modell for å undersøke oronasale fistler. C57BL/6-mus ble brukt til å etablere modellen for oronasal fistel (ONF). For å lage ONF ble musene bedøvet, immobilisert og deres harde ganer ble utsatt. Under det kirurgiske inngrepet ble det indusert en 2,0 x 1,5 mm slimhinneskade i midtlinjen av den harde ganen ved hjelp av oftalmologisk kauteri. Det var avgjørende å kontrollere størrelsen på ONF og minimere blødning for å sikre suksessen til eksperimentet. Verifikasjon av ONF-modellens effektivitet ble utført 7. dag etter operasjonen, og omfattet både anatomiske og funksjonelle vurderinger. Tilstedeværelsen av neseseptum i munnhulen og utstrømningen av sterilt vann fra neseborene ved injeksjon i munnhulen bekreftet vellykket etablering av ONF-modellen. Modellen viste en praktisk og vellykket oronasal fistel, karakterisert ved lav dødelighet, signifikante vektendringer og minimal variasjon i ONF-størrelse. Fremtidige studier kan vurdere å vedta denne metoden for å belyse mekanismene for gane sårheling og utforske nye behandlinger for oronasale fistler.
Introduction
Oronasal fistel (ONF), en unormal åpning mellom munn- og nesehulen, manifesterer seg klinisk som en defekt i et strukturelt område fra alveolarprosessen til drøvelen, som vanligvis oppstår som en komplikasjon etter ganespaltereparasjon1. Pasienter med ONF opplever matrefluks, artikulasjonsforstyrrelser og nedsatt velofaryngeal funksjon, som påvirker livskvaliteten betydelig 2,3,4. Frekvensen av postoperativ ONF varierer fra 2,4% til 55% på grunn av faktorer som spaltbredde, Veau-type og kirurgisk metode 5,6,7,8. I tillegg er gjentakelsesraten etter ONF-reparasjon høy, fra 0% til 43%9.
Flere nye behandlinger har nylig vist løfte innen ONF, inkludert forskjellige materialer, medisiner og nye teknikker 10,11,12,13,14,15,16,17. Nøyaktig evaluering av terapeutiske effekter er viktig da det gir grunnlag for valg og videreutvikling av ONF-behandlinger. Det er imidlertid utfordrende å få en gyldig vurdering på kort sikt for andre terapeutiske effekter enn kirurgi, da egenskapene til ONF varierer mellom ulike pasienter. Derfor er det nødvendig å etablere en ONF-sykdomsmodell for å verifisere effektiviteten av disse behandlingsmetodene.
I flere tiår har forskere generert oronasal fistel (ONF) -modellen i forskjellige dyrearter, inkludert rotter18,19, gris 20,21, minigriser22 og hunder 23, da disse artene har en betydelig hard gane egnet for kirurgisk manipulasjon. Imidlertid har mus en genetisk sekvens og hele genom som ligner på mennesker, noe som gjør dem til en viktig modell for forskning og utvikling av nye stoffer24,25,26. Videre gir mus liten variasjon fra batch til batch, noe som gjør dem til et gunstig valg for å etablere ONF-modellen12,13,27.
Imidlertid ble de detaljerte trinnene for å lage ONF ikke beskrevet, og stabiliteten til ONF-størrelsen ble ikke tatt i betraktning. I tillegg baserte verifikasjonen av ONF-dannelse seg utelukkende på observasjon28, uten å sikre direkte kommunikasjon mellom munn- og nesehulen. Det ble ikke demonstrert på andre måter, for eksempel musens tap av kroppsvekt på grunn av vanskeligheter med å spise forårsaket av ONF. Videre ble normal variasjon i sårstørrelse ikke vurdert, noe som er avgjørende for studier på legemidler eller materialer som fremmer eller hemmer sårtilheling. Derfor er det et sterkt behov for å etablere en stabil og validert ONF-modell.
Målet med denne studien var å utvikle en praktisk ONF-modell som adresserer de nevnte problemene, med håp om at denne protokollen vil tjene som grunnlag for fremtidig forskning på mekanismene for palatal sårheling og nye behandlinger for ONF.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dyreprosedyrer i denne studien ble gjennomgått og godkjent av den etiske komiteen ved West China School of Stomatology, Sichuan University. Voksne C57BL/6-mus (hunner) ble brukt i denne studien.
1. Kirurgisk forberedelse
- Samle de nødvendige kirurgiske instrumentene for prosedyren: germinator, oftalmologisk kauteri, mikrokirurgisk saks, mikrokirurgisk pinsett, sprøyter og nåler (26 g x 0,63 tommer) (figur 1A,B) (se materialfortegnelse).
MERK: Før den kirurgiske prosedyren, autoklav de kirurgiske instrumentene, inkludert oftalmologisk kauteri, mikrokirurgisk pinsett og mikrokirurgisk saks, ved 102,9 kPa (1,05 kg / cm2) og 121 ° C i 20 minutter. - Samle de nødvendige kirurgiske forsyninger: kirurgiske gardiner, latexhansker, steril bomull, sterile ark, steril metallfolie, skumplate som kirurgisk plattform, gummibånd (som kan oppnås ved å rive en medisinsk latexhanske) og tape (figur 1C) (se materialfortegnelse).
MERK: Bruk et separat sett med forsyninger for hver mus, inkludert sprøyter og sterile ark for det kirurgiske feltet. - Rengjør operasjonsområdet og apparatet (lyskilde, skumplate og temperaturvedlikeholdsenhet, se materialfortegnelse) med spritservietter. Dekk knottene og håndtakene på instrumenter som kan være nødvendige under prosedyren med steril metallfolie.
- Åpne de enkelte instrumentene aseptisk og plasser dem forsiktig i operasjonsområdet. Aktiver spiren (se materialfortegnelse) og lysene for bruk under prosedyren. Plasser den oftalmologiske kauterien i spiren og varm den opp til 250 °C i 20 minutter.
2. Kirurgisk prosedyre
- Utfør fiksering av musen og åpne munnhulen ved å følge trinnene nedenfor.
- Velg en kvinnelig C57BL/6J mus som veier 20-25 g og i alderen 8-12 uker. Hus musen i 7 dager før du utfører noen prosedyrer.
- Bedøv musen ved intraperitoneal injeksjon av Zoletil50 (80 mg/kg) og xylazin (5 mg/kg) (se materialfortegnelse). Påfør oftalmisk øyesalve på musens øye. Vent til det ikke er noen tå-klype-respons.
MERK: Musen er klar for prosedyren når den ikke kan snu seg uavhengig. - Fest musen til et skumbrett foret med sterile ark. Bruk tape til å binde musen til operasjonsplattformen i liggende stilling (figur 2A).
- Åpne musens munnhule. Plasser to nåler (26 g x 0,63 tommer) foran det orbitale øreplanet og to til bak det. Plasser et gummibånd rundt nålene og kryss fortennene for å holde munnen åpen. Bruk mikrokirurgisk pinsett for å åpne munnvikene (figur 2B).
MERK: Sørg for at den harde ganen er tydelig eksponert. Fest tungen under gummibåndet for å forhindre hindring av synsfeltet og brenning under påfølgende eksperimenter.
- Lag den oronasale fistel (ONF) på den harde ganen (figur 3A-F).
- Hent det oftalmologiske kauteriet, som har blitt oppvarmet til 250 °C i 20 minutter. Plasser cautery spissen 1 mm vekk fra skjæringspunktet mellom ganens midtlinje og linjen til den første premolaren, og skaper en full tykkelse slimhinneskade på den harde ganen i midtlinjen.
MERK: Unngå å skålde musens tunge. - Etter noen sekunder, fjern den oftalmologiske kauterien når slimhinnen rundt kauteryspissen blir hvit.
- Plasser den oftalmologiske kauterien i spireovnen og fortsett å varme den opp til 250 °C i 10 minutter. Gjenta forrige trinn for å forstørre såret rundt kantene til det når en lengde på 2,0 mm og en bredde på 1,5 mm.
MERK: Hver forlengelse skal følge kanten av den siste skaden. Bruk en vernier tykkelse for å måle lengden og bredden på skaden. Skaden skal dekke 10% av ganen. - Bruk mikrokirurgisk saks for å fjerne overflødig denaturert bløtvev rundt såret. Bruk steril bomull for å stoppe blødning og forhindre innånding av musen. Mål såret for å sikre at det danner en full tykkelse hard gane slimhinneskade som måler 2,0 x 1,5 mm i midtlinjen.
- Hent det oftalmologiske kauteriet, som har blitt oppvarmet til 250 °C i 20 minutter. Plasser cautery spissen 1 mm vekk fra skjæringspunktet mellom ganens midtlinje og linjen til den første premolaren, og skaper en full tykkelse slimhinneskade på den harde ganen i midtlinjen.
3. Postoperativ behandling
- Administrer meloksikam til mus ved postoperativ oppvåkning, i en dose på 5 mg/kg/dag i 3 dager, subkutant29.
- Plasser musen på en temperaturvedlikeholdsenhet til den helt gjenvinner bevisstheten.
MERK: Forsikre deg om at musen er plassert på en måte som letter pusten. Roter musene hver 10-15 min for å forhindre blodansamling eller kollaps av lungelapper. Når musen har varmet opp, sett den tilbake i buret. Gi steril gelé og bestrålt fôr på bunnen av buret for musene å konsumere.
4. Verifikasjon av opprettelsen av oronasal fistel
MERK: Suksessen til opprettelsen av oronasal fistel (ONF) vurderes den 7. dagen etter den kirurgiske prosedyren.
- Forbered nødvendige kirurgiske forsyninger: gummibånd, tape, sprøyter, kirurgiske gardiner, latexhansker, sterile ark, steril metallfolie og skumbrett.
- Bruk kirurgiske gardiner og sterile hansker for å opprettholde aseptiske forhold. Desinfiser skumbrettet, lyskilden og temperaturvedlikeholdsanordningen med alkohol.
- Indusere generell anestesi ved intraperitoneal injeksjon av Zoletil50 (80 mg/kg). Vent til det ikke er noen tå-klype-respons. Bruk samme metode som beskrevet i trinn 2.1.3 og 2.1.4 for å immobilisere musen og eksponere den harde ganen.
- Utfør anatomisk strukturell verifikasjon ved å sikre at septum fortsatt er synlig på sårstedet, noe som indikerer vellykket ONF-opprettelse (figur 4A,B).
- Utfør funksjonell verifisering: lukk munnhulen til musen og injiser sterilt vann i munnhulen ved hjelp av en steril sprøyte. Den vellykkede opprettelsen av ONF bekreftes når væske strømmer fra musens nesebor.
- Plasser musen på temperaturvedlikeholdsenheten (37 °C) til den gjenvinner bevisstheten helt. Roter musene hver 10-15 min for å forhindre blodansamling eller kollaps av lungelapper.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
For å vurdere gjennomførbarheten og stabiliteten til denne eksperimentelle metoden ble samme prosedyre utført på ti mus, og observasjoner ble gjort angående dødelighet, endringer i sårstørrelse, kroppsvekt og histologisk analyse. Musene ble avlivet på dag 7.
Prosedyren viste lav dødelighet. Den oftalmologiske kauterien og spiratoren, avbildet i figur 1A-C, var nøkkelinstrumentene som ble brukt i dette eksperimentet. ONF-modellen ble opprettet i henhold til den angitte protokollen. Blant de ti musene som ble operert, utløp bare én den 7. dagen etter operasjonen. Den totale dødeligheten gjennom hele forsøket var ca. 10%.
Resultatene viste bemerkelsesverdig variabilitet i størrelsen på ONF generert ved hjelp av den beskrevne metoden. På operasjonsdagen viste alle musene ovalformede sår som måler 2,0 mm i lengde og 1,5 mm i bredde. Ved vurdering av ONF-dannelse den 7. dagen etter operasjonen ble det observert en signifikant variasjon i ONF-størrelse (P = 0,0085) (figur 5A,B).
Tilstedeværelsen av ONF kan føre til komplikasjoner som matrefluks og spisevansker, noe som potensielt kan føre til endringer i vekt. Derfor ble også kroppsvekten til musene tatt i betraktning. Musene ble veid på operasjonsdagen (dag 1) og på den 7. dagen (dag 7) da ONF-dannelsen ble undersøkt. En signifikant vektreduksjon ble observert på dag 7 sammenlignet med dag 1 (P < 0,001) (figur 6A,B). Tapet på kroppsvekten var 25,16%.
For histologisk analyse ble både såret og normalt vev høstet fra musene på dag 7. Isolerte ganer ble brukt som prøver for histologisnitting. De ble plassert i vevsinnebyggingsbokser og festet ved hjelp av 4% paraformaldehyd og 10% maursyreavkalkningsreagens. Vevet ble deretter innstøpt i parafin, snittet i 7 μm skiver langs koronale plan, og farget med hematoksylin og eosin (H&E). Histologisk analyse av ONF viste tap av hard ganeslimhinne, denudert ben og ONF-dannelse (figur 7). Det ble utført histologi i lungene, og det ble ikke påvist noe avvik mellom normale mus og ONF-mus.
Figur 1: Kirurgiske instrumenter og forsyninger . (A) Germinatoren som brukes til oppvarming av oftalmologisk kauteri. (B) Kirurgiske instrumenter: oftalmologisk kauteri, mikrokirurgisk saks, mikrokirurgisk pinsett, sprøyter og nåler (26 g x 0,63 tommer). (C) Kirurgiske forsyninger: kirurgiske gardiner, sterile hansker, steril bomull, sterile ark, steril metallfolie, skumplate, gummibånd og tape. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Fiksering av musen og åpning av munnhulen . (A) Forbenene til musen ble teipet for å sikre den. (B) Sprøytenåler ble satt inn i skumbrettet, og et gummibånd ble plassert over nålene. Musens munnhule ble åpnet ved hjelp av en gummistrikk og mikrokirurgisk pinsett. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3 Opprettelse av oronasal fistel. (A) Eksponering av munnhulen. (B) Plassering av spissen av oftalmologisk cautery på midtlinjen delen av den harde ganen. (C) Fjerning av oftalmologisk kauteri. (D) Fjerning av overflødig bløtvev rundt såret ved hjelp av mikrokirurgisk saks. (E) Stoppe blødning ved bruk av steril bomull. (F) Endelig dannet palatal sår. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4 Undersøkelse av palatalsåret 7. dag etter operasjon. (A) Palatal sår på dag 1. (B) Palatal sår på dag 7. Hvite piler indikerer oronasal fistel (ONF). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Størrelse på palatalsåret dag 1 og dag 7. (A) Gjennomsnittsverdier for mus på dag 1 og 7. (B) Signifikant forskjell verifisert ved bruk av parede prøver t-test. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 6: Vekt av musene på dag 1 og dag 7. (A) Gjennomsnittsverdier for mus på dag 1 og dag 7. (B) Signifikant forskjell verifisert ved bruk av parede prøver t-test. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 7: Histologisk observasjon. Histologisk analyse av ONF viser tap av hard ganeslimhinne, denudert bein og ONF-dannelse. (A) Oronasal fistel på dag 7, forstørrelse: 4x. (B) Oronasal fistel på dag 7, forstørrelse: 10x. (C) Ingen skadekontroll, forstørrelse: 4x. (D) Ingen skadekontroll, forstørrelse: 10x. Svart pil viser plasseringen av ONF. Skala barer: A, C = 200 μm; B,D = 100 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Forskere har utforsket ulike materialer, stoffer og nye teknikker for behandling av ONF 10,11,12,13,14,15,16,17. Med fremskritt i kirurgiske prosedyrer har forekomsten og tilbakefallet av ONF blitt redusert. På grunn av sykdommens unike egenskaper er imidlertid antall ONF-pasienter i klinikken begrenset, noe som nødvendiggjør en standardisert modell for å studere potensielle behandlinger. Mens flere metoder for å lage ONF-modeller har blitt beskrevet 18,19,20,21,22,23, var de ofte korte og manglet detaljert diskusjon av eksperimentell metode. Dannelsen av ONF er verifisert gjennom mikroskopiske og histologiske studier som beskriver de histopatologiske egenskapene12,13,27. Denne protokollen hadde som mål å etablere en reproduserbar musemodell av ONF for å lette forskningen.
Å oppnå enhetlig ONF-opprettelse utgjorde en utfordring. For å sikre reproduserbarhet var det avgjørende å skade musens ganer jevnt. Å kontrollere diameteren til ONF, minimere sårheling og effektivt stoppe blødning var viktige trinn i å skape ONF. Mikrokirurgisk saks ble brukt til å fjerne overflødig bløtvev rundt såret etter bruk av oftalmologisk cautery, og dermed minimere endringer i sårdiameter i helbredelsesfasen. Imidlertid bar bruk av mikrokirurgisk saks for å fjerne overflødig vev risikoen for betydelig blødning og til og med død av musene, noe som bidro til høyere dødelighet observert i andre eksperimenter12,13,27. I denne protokollen ble kombinasjonen av mikrokirurgisk saks og et hemostatisk oftalmisk kauteri brukt til å denaturere og fjerne overflødig vev, mens steril bomull ble brukt til å kontrollere blødning. Denne metoden reduserte blødningen betydelig eller til og med oppnådde fullstendig hemostase på grunn av den cauterizing effekten av den oppvarmede oftalmiske kauterien.
En alternativ metode for å lage ONF-modellen hos mus har blitt rapportert, med bruk av en biopsistans13,27. Selv om denne metoden ga bedre kontroll over sårdiameteren på grunn av den konsistente størrelsen på stansen, hadde den en høy feilrate og utgjorde utfordringer med å håndtere den nødvendige kraften, noe som potensielt førte til musens død. Å kontrollere dybden og styrken av ONF-opprettelse med denne metoden var vanskelig, og å avgjøre om neseseptum var nådd, var utfordrende. I tillegg var kontroll av blødning problematisk, og mus var i fare for kvelning på grunn av alvorlig blødning under forsøket.
Det er imidlertid begrensninger for denne eksperimentelle metoden. For det første kan ikke sårets størrelse kontrolleres med samme fistelstørrelse i hver mus sammenlignet med en biopsistans med fast diameterstørrelse. Og måleverktøy bør brukes til å maksimere størrelsen på hver fistel. Størrelsen på palatalsåret er kritisk for forsøket, da forsinket helbredelse av såret er sentralt for ONF-dannelse. Derfor er det viktig å bestemme en passende størrelse for palatalsåret. Hvis såret er for lite, kan det gro raskt, og ikke oppfylle tidskravene for påfølgende eksperimenter. Omvendt, hvis den er for stor, kan mus dø av overdreven blodtap under operasjonen eller oppleve problemer med å spise etter operasjonen, noe som fører til sult. Derfor er det nødvendig å utforske den optimale størrelsen på palatalsåret. Ikke desto mindre ble størrelsen (2,0 mm x 1,5 mm) som ble brukt i det nåværende eksperimentet ansett som passende. I denne protokollen bruker vi bare hunnmus, men enten hunn- eller hannmus kan velges i henhold til studiedesignet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av forsknings- og utviklingsprogrammet, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University (RD-02-202107), Sichuan Province Science and Technology Support Program (2022NSFSC0743) og Sichuan Postdoctoral Science Foundation (TB2022005) stipend til H. Huang.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Germinator | Electron Microscopy Sciences | 66118-20 | Heating and disinfection equipment |
| Latex gloves | Allmed | or similar | |
| Lights | Olympus | A1813 | |
| Meloxicam | MedChemExpress | HY-B0261 | crushed; 5 mg/kg |
| Microsurgical instruments (scissors and tweezers) | Jiangsu Tonghui Medical Devices Co. | M-Y-0087 | Surgical instrument |
| Ophthalmologic cautery | Suqian Wenchong Medical Equipment Co. | 1.00234E+13 | Surgical instrument |
| Sterile cotton, | Yancheng Begu Technology Co. | or similar | |
| Sterile metal foil | Biosharp | or similar | |
| Sterile sheets | 3M | XH003801129 | or similar |
| Surgical drapes | Yancheng Begu Technology Co. | or similar | |
| Syringes | Yancheng Begu Technology Co. | S-015301 | or similar |
| Tape | Bkmamlab | or similar | |
| Temperature maintenance device | Harvard Apparatus | LE-13-2104 | |
| Zoletil50 | Virbac | 80 mg/kg |
References
- Alonso, V., et al. Three-layered repair with a collagen membrane and a mucosal rotational flap reinforced with fibrine for palatal fistula closure in children. International Journal of Pediatric Otorhinolaryngology. 127, 109679 (2019).
- Garg, R., Shah, S., Uppal, S., Mittal, R. K. A statistical analysis of incidence, etiology, and management of palatal fistula. National Journal of Maxillofacial Surgery. 10 (1), 43-46 (2019).
- Mahajan, R. K., Kaur, A., Singh, S. M., Kumar, P. A retrospective analysis of incidence and management of palatal fistula. Indian Journal of Plastic Surgery. 51 (3), 298-305 (2018).
- Huang, H., et al. Validation of the Chinese Velopharyngeal Insufficiency Effects on Life Outcomes Instrument. Laryngoscope. 129 (11), E395-E401 (2019).
- Sakran, K. A., et al. Evaluation of Postoperative Outcomes in Two Cleft Palate Repair Techniques without Relaxing Incisions. Plastic and Reconstructive Surgery. , (2023).
- Sakran, K. A., et al. Evaluation of late cleft palate repair by a modified technique without relaxing incisions. Journal of Stomatology, Oral and Maxillofacial Surgery. 124 (4), 101403 (2023).
- Sakran, K. A., et al. The Sommerlad-Furlow modified palatoplasty technique: postoperative complications and implicating factors. Laryngoscope. 133 (4), 822-829 (2023).
- Sakran, K. A., et al. Early cleft palate repair by a modified technique without relaxing incisions. The Cleft Palate-Craniofacial Journal. , (2022).
- Chen, J., Yang, R., Shi, B., Xu, Y., Huang, H. Obturator manufacturing for oronasal fistula after cleft palate repair: a review from handicraft to the application of digital techniques. Journal of Functional Biomaterials. 13 (4), 251 (2022).
- Yussif, N., Wagih, R., Selim, K. Propylene mesh versus acrylic resin stent for palatal wound protection following free gingival graft harvesting: a short-term pilot randomized clinical trial. BMC Oral Health. 21 (1), 208 (2021).
- Miron, R. J., et al. Platelet-rich fibrin and soft tissue wound healing: a systematic review. Tissue Engineering Part B: Reviews. 23 (1), 83-99 (2017).
- Ballestas, S. A., et al. Improving hard palate wound healing using immune modulatory autotherapies. Acta Biomaterialia. 91, 209-219 (2019).
- Ferreira, C. L., et al. Electrical stimulation enhances early palatal wound healing in mice. Archives of Oral Biology. 122, 105028 (2021).
- Lindley, L. E., Stojadinovic, O., Pastar, I., Tomic-Canic, M. Biology and Biomarkers for Wound Healing. Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3 Suppl), 18s-28s (2016).
- Xu, Y., et al. Rapid Additive Manufacturing of a Superlight Obturator for Large Oronasal Fistula in Pediatric Patient. Laryngoscope. 133 (6), 1507-1512 (2022).
- Leenstra, T. S., Kuijpers-Jagtman, A. M., Maltha, J. C. The healing process of palatal tissues after palatal surgery with and without implantation of membranes: an experimental study in dogs. Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 9 (5), 249-255 (1998).
- In de Braekt, M. M., van Alphen, F. A., Kuijpers-Jagtman, A. M., Maltha, J. C. Wound healing and wound contraction after palatal surgery and implantation of poly-(L-lactic) acid membranes in beagle dogs. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 50 (4), 359-365 (1992).
- Suragimath, G., Krishnaprasad, K. R., Moogla, S., Sridhara, S. U., Raju, S. Effect of carbonated drink on excisional palatal wound healing: A study on Wistar rats. Indian Journal of Dental Research. 21 (3), 330-333 (2010).
- Zhu, T., Park, H. C., Son, K. M., Yang, H. -C. Effects of dimethyloxalylglycine on wound healing of palatal mucosa in a rat model. BMC Oral Health. 15 (1), 60 (2015).
- Kirschner, R. E., et al. Repair of oronasal fistulae with acellular dermal matrices. Plastic and Reconstructive Surgery. 118 (6), 1431-1440 (2006).
- Rohleder, N. H., et al. Repair of oronasal fistulae by interposition of multilayered amniotic membrane allograft. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (1), 172-181 (2013).
- Kesting, M. R., et al. Repair of oronasal fistulas with human amniotic membrane in minipigs. British Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 48 (2), 131-135 (2010).
- Ayvazyan, A., et al. Collagen-gelatin scaffold impregnated with bFGF accelerates palatal wound healing of palatal mucosa in dogs. Journal of Surgical Research. 171 (2), e247-e257 (2011).
- Takao, K., Miyakawa, T. Genomic responses in mouse models greatly mimic human inflammatory diseases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (4), 1167-1172 (2015).
- Rongvaux, A., et al. Development and function of human innate immune cells in a humanized mouse model. Nature Biotechnology. 32 (4), 364-372 (2014).
- Shan, L., Flavell, R. A., Herndler-Brandstetter, D. Development of humanized mouse models for studying human NK cells in health and disease. Methods in Molecular Biology. 2463, 53-66 (2022).
- Keswani, S. G., et al. Role of salivary vascular endothelial growth factor (VEGF) in palatal mucosal wound healing. Wound Repair and Regeneration. 21 (4), 554-562 (2013).
- Amanso, A. M., et al. Local delivery of FTY720 induces neutrophil activation through chemokine signaling in an oronasal fistula model. Regenerative Engineering and Translational Medicine. 7 (2), 160-174 (2021).
- Antiorio, A. T. F. B., et al. Administration of meloxicam to improve the welfare of mice in research: a systematic review (2000 - 2020). Veterinary Research Communications. 46 (1), 1-8 (2022).
