Summary
该协议描述了一种用于猪升主动脉束带的微创外科手术。
Abstract
心力衰竭的大型动物模型由于其大小和与人类的生理相似性，在开发新的治疗干预措施中起着至关重要的作用。人们一直致力于创建压力超负荷诱发的心力衰竭模型，以及升主动脉束带，同时仍然在冠状动脉上，而不是人类主动脉瓣狭窄的完美模拟，与人类状况非常相似。
本研究的目的是展示一种微创方法，通过放置主动脉束带来诱导左心室压力超负荷，主动脉束带使用经皮引入的高保真压力传感器进行精确校准。该方法代表了外科手术 （3Rs） 的改进，导致均匀的跨狭窄梯度并减少了组内变异性。此外，它还可以快速、顺利地恢复动物，从而将死亡率降至最低。在整个研究过程中，采用经胸超声心动图和压力-容积环分析，对动物进行长达 2 个月的随访。但是，如果需要，可以实现更长的随访期。这种大型动物模型被证明对测试新药很有价值，特别是那些针对肥大以及与左心室压力超负荷相关的结构和功能改变的新药。
Introduction
心力衰竭 （HF） 是一种危及生命的疾病，影响着全球数百万人，造成重大的社会和经济影响1.其重要病因之一是主动脉瓣疾病或主动脉瓣狭窄 （AS）。主动脉瓣狭窄在高龄患者中更为普遍，是美国第二常见的瓣膜病变。在欧洲，AS相关死亡率也有所增加，特别是在无法获得近期介入手术的国家2。鉴于心衰的复杂性和治疗创新的稀缺性，迫切需要可靠的动物模型来复制人类状况并促进新干预措施的测试3。虽然啮齿动物模型的数量多于大型动物模型，但后者由于其大小和生理相似性而具有多种优势，可以测试供人类使用的药物剂量和医疗设备。
该方法的目的是建立一个可重复的升主动脉束带 （AAB） 模型，适用于生物医学研究中使用的大多数大型动物物种。在这项研究中，该程序使用微创方法在猪身上进行演示，遵循 3R 原则（替换、还原和改进4）。这种方法确保了精确的压力梯度的产生，从而实现了高可重复性（可能减少了所需动物的数量）。此外，与胸骨切开术和更大的开胸手术等更具侵略性的方法相比，小手术切口（2-3 厘米）最大限度地减少了手术损伤，改善了动物的健康状况5 （细化）。此外，提供该方法的视频演示以及文献中的详细描述，可能会减少对仅用于训练目的（替换）的动物的需求，从而进一步减少动物的使用。该模型适用于具有不同生长速率的不同猪品系/品种，并诱导持续的压力超负荷，导致随访 1 或 2 个月后显着肥大。
目前的方法采用固定狭窄6，不考虑动物大小变化，或使用充满液体的压力读数7计算梯度，其可靠性不如高保真压力传感器，并且容易受到信号阻尼的影响8。另一种方法使用狭窄远端的单次压力测量 5。然而，使用经皮输送的高保真压力传感器通过同时发出近端和远端压力信号来校准狭窄代表了对方案的实质性优化，从而改善了组的同质性。通过直观地演示这种方法，其他研究人员应该能够在没有重大障碍的情况下复制它，从而提高该模型的可用性，同时促进 3R 原则的应用。
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Protocol
动物实验在波尔图大学心血管研究与发展中心（UnIC，葡萄牙波尔图）的实验外科实验室进行。机构动物伦理委员会根据国家动物卫生局（Direcção-Geral de Alimentação e Veterinária， DGAV， Ref： 2021-07-30 011706 0421/000/000/2021）批准了这项研究。实验者要么获得许可（相当于FELASA的实验动物科学授权），要么是心胸外科医生或麻醉师。这项工作中使用的动物是来自长白 x Pietrain 背景的雄性，是从 DGAV 许可的饲养员那里获得的 （PTAH03）。动物的起始体重为20-25公斤，最多可随访2个月（70-80公斤， 图1）。由于动物的大量生长，更长的跟踪期受到影响，而我们的基础设施无法处理。
1. 麻醉和生命体征监测
- 随意 用水禁食选定的动物过夜。
- 称量有意识的动物（让它在动物秤上行走），或使用基于到达体重和预期生长率的估计值。
- 在连接到延长线（100 cm）的20 mL Luer Lock注射器中制备氯胺酮（15 mg / kg），咪达唑仑（0.5 mg / kg）和氮哌酮（4mg / kg）的混合物，然后是21 G针头（参见 材料表）。确保有足够的麻醉剂来解释注射管的死体积。
- 将猪隔离在平静安全的环境中（如果可能的话，通常是空的动物维护室），并通过颈部或后腿肌肉注射麻醉动物（遵循机构协议）。确保动物处于安静和黑暗的地方，并确保它在失去卧位时不会伤害自己，这应该需要 10-15 分钟。
注意： 使用延长线避免了束缚动物的需要。 - 一旦动物卧位，将麻醉的动物放在担架上，然后将动物运送到手术室（如果无法选择有意识的称重，此时测量动物的体重）。
- 根据要插管的耳朵将动物放置在右侧或左侧侧卧位。用氯己定和酒精打圈清洁耳朵数次。然后，使用 20 G 静脉导管插管边缘耳静脉，并使用无纺布粘合剂将其固定（参见 材料表）。将静脉导管连接到预先用生理盐水冲洗的 3 端口旋塞阀歧管。
注意：或者，与标准静脉输液管（滴注管）相比，输液泵可以精确调节流速 （2 mL/kg/h）。 - 将透皮芬太尼贴剂（50μg/ h）（见 材料表）置于对侧耳中。
- 将动物放在放射性透明手术台上，背卧，在温暖的床垫上，并将其固定到位（将爪子固定在手术台上的带子）。
- 将异丙酚灌注管连接到 3 端口旋塞阀歧管。麻醉维持将通过安装在注射器灌注泵上的 50 mL 注射器（参见 材料表）以 10-20 mg/kg/h 的速率施用丙泊酚来提供。
- 推注异丙酚（4mg/kg）和芬太尼（10μg/kg）（见 材料表）以诱导呼吸暂停并允许插管。
注意：从这一刻起，动物将处于呼吸暂停状态，必须建立机械通气。在继续之前，请确保氧气源可用，并且呼吸机（见 材料表）已校准并准备好通气。 - 在确保失去反应性后，一名用户张开猪的嘴，同时将舌头向外拉，使用带有 4 号米勒刀片的喉镜（见 材料表）识别并轻轻活动会厌，获得声带的视图。直接引入气管插管，或先将气管插管推进。一些无创伤性肠钳可以帮助动员软腭并进入会厌。
- 给气管插管袖带充气并将其连接到麻醉机/呼吸机。将通气参数调整为 8-10 mL/kg 潮气量，呼吸频率为每分钟 15-25 次呼吸，PEEP 为 5 cm H2O（呼气末正压）。调整通气参数，将呼气末 CO2 维持在 35 至 45 mmHg 之间。
- 将 SpO2 传感器放在舌头或耳朵上（获得最佳信号的地方），放置食管温度探头，并连接 ECG 电极（参见 材料表）。
- 涂抹无菌眼科润滑软膏，防止角膜损伤。
2.动脉插管
- 在没有睑反射和稳定的心率和血压的情况下确保适当的麻醉深度后，用氯己定和酒精以圆周运动彻底清洁和消毒腹股沟区域。用开窗无菌窗帘覆盖动物（见 材料表），孔位于股动脉区域（先前通过触诊或超声确认）。给予头孢唑林（25mg / kg）作为抗生素预防。
- 如果该手术涉及动物恢复（主动脉绑扎术），请从现在开始使用无菌技术。
注意：如果是终端程序（PV Loop 分析），则不需要严格的无菌技术。然而，以无菌方式工作有利于避免可能影响血流动力学测量的感染。 - 确定穿刺部位并用皮下注射 1% 利多卡因浸润该区域。
- 使用血管探头识别股总动脉（见 材料表），并确认超声标记的位置和正确的深度。
注意：股动脉穿刺可以使用短轴、长轴或两种技术的组合进行，在某些系统中使用双平面模式。然而，我们的团队更频繁地采用短轴方法。 - 在组装之前，用肝素盐水冲洗引入器和扩张器，准备引入器护套（参见 材料表）。确保导引器侧端口中的 3 通旋塞阀处于朝向动物的关闭位置，以避免在取下扩张器时失血。
- 将动脉针（最好是回声针，见 材料表）推进到股动脉中，同时使用超声监测其轨迹。一旦到达动脉腔，这可以通过脉动动脉血液从针枢纽出来确认，将 J 型针尖导丝推进动脉。导丝的正确引入可以通过超声波确认。
- 取出针头，保持穿刺部位的压力以避免额外出血，并将导引器 + 扩张器（尺寸 6 Fr，10 厘米长）组件推进到动脉中。取下扩张器并通过从其侧端口吸气并依次用无菌盐水冲洗来确认引入器的位置。
- 将动脉压管连接到股动脉导引器的侧端口以监测血压。确保压力传感器高度与右心房齐平，并且大气压力为零。
- 用无菌布盖住导引器，直至左心室导管插入术。
3. 升主动脉束带（准备）
- 将动物的位置调整到轻微的右侧褥疮，并抬高左前爪。
- 使用心脏超声换能器定位升主动脉的位置（见 材料表）并标记切口部位，然后用氯己定和酒精以圆周运动对动物的胸部进行彻底消毒。
- 用无菌窗帘盖住动物。
- 给予芬太尼推注（10μg/ kg）以确保充分镇痛。为了确认麻醉和镇痛的深度，观察第一次切口时没有睑反射，心率或血压没有变化。
- 在第 3/4肋 间隙的水平上做一个 2-3 厘米的皮肤切口，并解剖下面的筋膜和肌肉层，直到到达肋间空间。
- 在没有PEEP的情况下，在动物被迫呼气时，使用钝剪刀进入胸部，以避免损伤肺部。
- 增加切口，允许将牵开器刀片放置到最大 3 厘米。
- 缩回肋骨并可视化底层结构。如果切口在正确的位置，肺动脉应该很容易看到。主动脉将位于其后部。
- 使用微创心脏手术镊子和剪刀，打开心包，使用湿无菌纱布缩回左心房和任何覆盖主动脉视野的肺组织。
注意：避免过度操作左心房，因为这会导致心房颤动。如果发生这种情况并且不能自发消退，请应用电复律。 - 小心地将主动脉与肺动脉分开，直到到达横向心包窦。这将是捆扎材料通过的通道。
注意：对于升主动脉的绑扎，可以使用多种材料，具体取决于动物的大小和随访时间。对于生长受限和/或随访期短的动物，可以使用尼龙电缆扎带（更便宜的选择），而对于生长较快和/或随访时间较长的动物，可以使用用钛夹固定的血管假体移植物（更昂贵的选择），避免束带内化（在下面的章节中详细讨论）（见 材料表）。 - 选项 1（尼龙电缆扎带）：
- 切割一段 ~10 厘米的无菌塑料管，管腔足够小，可以紧贴尼龙带的尖端。
注意：无菌管和尼龙带事先通过环氧乙烷灭菌或浸没在甲醛中至少 24 小时进行灭菌。 - 使用 90° 弯曲镊子将塑料管（作为尼龙带的无创伤导向器）穿过主动脉周围的路径，从主动脉和肺动脉之间的空间（近端）向主动脉和右心房之间的空间（远端）穿过。用手指触诊可以帮助引导镊子通过正确的路径。
- 注意不要对肺动脉或右心房施加太大的压力，因为这会导致血流动力学不稳定。在此步骤中密切注意生命体征，以避免长时间的全身性低血压。
- 一旦在远端看到塑料导板，用组织镊子抓住它，小心地将其拉到主动脉周围，带上尼龙带。连接尼龙带的两端，不要收缩主动脉。
- 切割一段 ~10 厘米的无菌塑料管，管腔足够小，可以紧贴尼龙带的尖端。
- 选项 2（膨体聚四氟乙烯接枝）
- 切割 5 mm 40 cm 长移植物的 ~10 cm 无菌 ePTFE 移植物。
- 使用 90° 弯曲镊子处理移植物并将其穿过主动脉。请参阅步骤 3.11.2 和 3.11.3。
- 在绑扎区放置一个不透射线的标记物（见 材料表），以促进主动脉导管插入术。
- 用湿纱布和无菌窗帘覆盖肋间隙。
4. 左心室（LV）/主动脉导管插入术
- 施用肝素（200 U.kg-1）。
注意：血管内手术与血栓形成和远端栓塞的风险有关，而肝素给药会导致手术进入主动脉期间出血过多。因此，左心室/主动脉导管插入术在进入主动脉并放置束带到位后进行。 - 将双止血瓣适配器或星形止血瓣连接到 6 Fr MP1 导管（参见 材料表）并用肝素盐水冲洗。用 260 cm 0.035 in J 型导丝预加载导管。通过股动脉鞘引入该组件。
注意： 将两个高保真压力传感器 （HFPS） 推进到标准横切止血阀时，可能存在出血风险。另一种方法是使用两个单独的引导导管，但这需要第二个动脉通路部位。为了解决出血问题和对额外通路部位的需求，可以选择双通止血阀或星形止血阀。这些替代方案解决了出血问题，并消除了对额外接入点的需求。一旦引导导管穿过动脉鞘，重要的是要注意鞘的侧端口将不允许测量血压。要测量血压，有必要将动脉管路连接到导管止血阀适配器的侧端口。 - 推进导丝，在透视引导下将导管引导至升主动脉。确定主动脉瓣后，小心地用导丝穿过它，并将导导管引入左心室。如果需要，使用造影剂来促进解剖定位。检查压力走线以确认 LV 定位。
- 将导导管留在 LV 中时取下导丝。 吸气后冲洗导管并确保导管中不存在气泡。
- 将已校准的 HFPS 通过双止血阀的一个端口推进到 LV 中。可以在导管主体上放置一个带有无菌笔的标记，以了解它何时从引导导管尖端出来。或者，确认清晰的心室压力信号是退出引导导管的征兆（当 HFPS 在引导导管内时观察到信号干扰）。
- 通过双止血阀的另一个端口推进第二个 HFPS 并进入 LV。
- 将引导导管拉回升主动脉远端，直至放置在绑扎部位的不透射线标记物，同时将其中一个 HFPS 留在 LV 中。 使用压力迹线确认导管位置。
注意： HFPS 应连接到记录系统并在使用前放置在无菌盐水中至少 30 分钟，以使压力传感器平衡。在将 HFPS 引入引导导管之前，请确保将传感器放置在无菌盐水表面，从而将压力归零。 - 用无菌布覆盖血管通路部位，然后移动到胸部以收缩主动脉。
5.升主动脉束带（收缩）
- 轻轻拉动尼龙带（选项 1）或 ePTFE 移植物（选项 2）以确保 HFPS 正确定位 - 左心室压力应升高，而带状远端的主动脉压力（不透射线标志物）不应增加。
- 如果导管定位不正确，请调整 HFPS 的位置，以确保清楚地记录收缩部位的近端和远端压力。
- 选项 1：关闭尼龙带，直到它紧贴主动脉周围。
- 一次关闭尼龙带一次 ， 同时密切监测压力。每次点击后，让压力稳定下来。
- 逐渐关闭尼龙带，直到达到所需的压力梯度。目标是大约 100 mmHg 的梯度，同时确保左心室舒张末压不超过 25 mmHg。
注意： 如果达到的梯度略低于 100 mmHg（即 90-95 mmHg 之间），请避免进一步收紧尼龙带。在这种情况下，不要过度拧紧至关重要。但是，如果尼龙带在手术过程中或稳定后不小心过度收紧，可以使用切骨机（见 材料表）切割尼龙带，然后重复前面的程序（步骤 3.11 和步骤 5.3）重新调整并达到适当的压力梯度。 - 在尼龙带末端放置一根无菌塑料管，以避免对周围结构造成任何意外损坏。
- 选项 2：近似 ePTFE 末端并使用 45° 镊子收缩束带，同时监测压力，以估计收缩的相对位置。
- 将钛血夹放在镊子位置（夹紧膨体聚四氟乙烯移植物的两端会在其上留下痕迹，用于引导血夹位置）。
- 检查压力梯度。如果梯度最佳，则通过在前一个血夹的正上方放置第二个血夹来确认前一个血夹位置（这不会增加收缩，但会避免夹子的任何远端滑动）。
- 如果梯度不够，则在前一个夹子下方放置一个额外的夹子（进一步收缩主动脉）。这样做，直到梯度达到最佳状态。如果渐变太大，请使用夹子应用器移除夹子，然后在更远的位置放置另一个夹子。
- 修剪膨体聚四氟乙烯移植物的末端，以避免胸部有过多的移植物材料，并使用 5.0 缝合线将移植物缝合到主动脉近端（参见 材料表），以避免移植物的远端移动。
- 放置条带后等待 15 分钟以稳定压力并确定梯度是否保持最佳状态，或者是否会安装失代偿和急性失效。如果发生低血压而没有自发消退，则很可能是左心室失代偿，需要缓解束带性。
- 使用 3-0 PDS II 缝合线闭合心包（参见 材料表）。
- 放置胸腔引流管并将其连接到手术抽吸器。将 PEEP 增加到 10 cmH2O，开始募集任何患有肺不张的肺。
- 使用 3-0 PDS II 缝合线分层闭合胸壁。
- 关闭最后的肌线，同时移除胸腔引流管，并在呼气结束时用高压停止通气（手动调整至20-30 cmH2O）。
- 用碘聚维酮冲洗手术伤口后，恢复正常通气并使用皮内模式的 3-0 PDS II 缝合线闭合皮肤。
- 取下 Mikro-caths（参见 材料表）并检查表面压力以考虑手术过程中的压力漂移。
- 拔下导管。
- 取下导引器护套并手动按压以关闭动脉切开术。对访问部位施加压缩至少 10 分钟。通过缓慢解除压力并确认没有出血或血肿形成来评估止血部位。
- 如果需要，使用可吸收缝合线在穿刺部位缝合。
注意：如果需要，此时快速经胸超声心动图可以帮助确定心脏功能是否良好，并允许估计主动脉压力梯度。虽然不是必需的（因为压力梯度是用高保真压力传感器测量的），但可以使用回波衍生梯度将模型与临床数据进行比较。请注意，由于手术，图像质量会受到影响。 - 一旦检测到自主通气，停止麻醉并拔管动物。断开动物与呼吸机的连接，并确保通过气管插管感觉到适当的气流，并且外周氧合不受影响。
- 如有必要，拔管并放置 Guedel。
- 拔除外周静脉导管。
- 监测动物至少 15 分钟，同时监测心电图/心率和外周血氧合。
- 如果稳定，将动物带到环境温度升高的干净恢复栏。使用便携式生命体征设备（见 材料表）持续监测心率和饱和度，直到动物恢复意识。
- 在所需时间内跟踪动物并进行经胸超声心动图或压力-容积环分析以确定心脏功能。
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Representative Results
在模型的初始开发过程中，死亡率约为 30%，动物在绑扎和手术并发症后死于急性心力衰竭。然而，在建立模型后，手术并发症变得不那么常见，死亡率下降到15%左右。发生的两例死亡是由于夹层过程中的主动脉破裂。
使用高保真压力传感器可以获得高质量的压力信号（图 2），从而可以实时准确地校准狭窄。这确保了所有手术的动物都经历相似程度的左心室压力超负荷，从而减少了组内的变异性。此外，导管本身有一个 2.3 F 的轴，与较大的充满液体的导管相比，它对血流阻塞的影响最小。在初始投资后，导管可以多次重复使用，如果需要灭菌，可以使用环氧乙烷（通常通过与医院外科部门合作获得）。
跨狭窄梯度可由软件实时计算，该软件可测量左心室（近端压力）和远端主动脉（远端压力）之间的压差。每个收缩步骤之间有几分钟的稳定时间，确保左心室有时间适应。在确定所需的收缩程度后，应应用15分钟的稳定期，以确保绑带度保持稳定并且动物得到补偿（图2A）。
这种方法优于其他方法，这些方法不能实时测量经狭窄梯度，并且缺乏所有动物之间具有相似梯度的均匀性（92.3 ± 2.3 mmHg，7 只手术动物的平均值和标准误差）和密切监测左心室压力。此外，这种方法避免了与对猪进行经胸超声心动图相关的困难，特别是在某些品种中，如越南大肚猪，其胸骨更明显突出。
经胸超声心动图可以在手术后立即和随访期间确认主动脉束带（图3）。束带手术导致主动脉明显狭窄，伴有湍流，可以使用连续波多普勒进行定性评估或量化。 图 2 显示了 2 个月随访超声心动图的代表性图像，显示明显的主动脉瓣狭窄（上行）和左心室向心性肥厚（中行和下行）。绑扎两个月后，动物出现明显的心脏肥大。肉眼评估显示心脏较大，左心室壁较厚（图4）。两个月的随访期是根据使用过的动物的生长速度确定的，因为较长的随访期会导致动物太大而无法由我们的基础设施处理。
图 1：主动脉绑扎方案示意图。 在收到 20-25 公斤的公猪后，这些动物将接受为期 1 周的检疫期。在手术当天，对动物进行麻醉，对左心室和主动脉进行导管插入，并放置高保真压力传感器，然后进行主动脉绑扎和动物恢复。整个过程一旦掌握，将持续约2小时。手术两个月后，对动物进行最终评估，包括收集样本和测量生理变量。AB主动脉束带，Ao主动脉，左心室左心室，PV压力容积，RHC-右心导管插入术，超声。 请点击这里查看此图的较大版本.
图 2：主动脉束带期间的压力测量。 （A） 主动脉束带期间左心室和主动脉（束带远端）压力的代表性迹线。放大 （B） 收缩前和 （C） 收缩后左心室和主动脉压，显示梯度的产生（收缩压峰值左心室和主动脉压之间的差值）。（D） 心室压力传感器的拉出，从主动脉近端过渡到束带的远端主动脉。AP-动脉压，LVP-左心室压，MC-高保真压力传感器。 请点击这里查看此图的较大版本.
图3：经胸超声心动图。 术后 2 个月的随访显示主动脉明显狭窄（黑色箭头，上行）。左心室肥大在 2D（白色箭头，中间行）和 M 模式下都很明显，M 模式也表现出同心肥大（白色箭头，底行）。垂直条对应于 3 cm，2D PSAX 图像是在 15 cm 深度采集的。 请 点击这里查看此图的较大版本.
图4：死后心脏的宏观分析。 主动脉束带导致心脏扩大，左心室壁明显肥大。心形切片从左到右依次为基部、中腔和顶端。心包粘连可见于整个心外膜。比例尺表示 1 厘米（上行）和 4 厘米（下行）。 请点击这里查看此图的较大版本.
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Discussion
近年来，一些研究利用外科主动脉束带作为左心室压力超负荷和心力衰竭（降主动脉 9 到升主动脉10）的模型，使研究人员能够获得适合其特定需求的各种表型。尽管使用此类模型需要昂贵的设备和专业知识，但它们提供的信息是无价的。猪，由于其大小和与人类心脏的相似性，作为理想的模型11，作为异种移植的器官捐献者获得了伦理上的认可。
该方法的主要关键步骤是解剖主动脉并在其周围放置绑带材料（尼龙电缆或膨体聚四氟乙烯移植物）。在此步骤中，可能会出现多种并发症，包括周围结构或主动脉本身的撕裂伤或破裂。如果可以控制出血以正确观察伤口，则可以通过在孔上放置带有钉子的绳索缝合线或带有钉子的床垫缝合线来实现控制此类并发症。强烈建议由心胸外科医生进行手术，这样可以显着降低并发症和死亡率。
另一个关键步骤是主动脉收缩，这应该按顺序进行，中间有稳定期。密切关注全身外周压至关重要，因为持续严重的低血压（平均动脉压低于 60 mmHg）可能是由于左心室无法应对当前的狭窄所致。如果不解决，特别是当心室压力也开始下降时，急性心力衰竭将导致动物死亡。当低血压不能自发消退时，必须移除尼龙电缆或钛夹。
然而，该模型和许多主动脉束带模型的主要局限性是束带相对于冠状动脉口的位置。冠状动脉上束带放置并不完全模仿主动脉瓣狭窄，并可能导致冠状动脉循环中的血压升高，这可能是保护性的12。有限的证据表明，猪的冠状动脉下和冠状动脉上主动脉束带术之间没有差异13，这表明与冠状动脉下束带手术相关的并发症增加可能不值得。
根据使用的动物菌株和随访时间，条带内化可能会成为一个问题。虽然主要在啮齿动物14中描述，但在猪15的肺动脉中也观察到了它。使用膨聚四氟乙烯接枝段可显著增加接触面积并消除条带内化的发生。然而，膨体聚四氟乙烯移植物更昂贵，当使用生长缓慢的品种时，如越南大肚猪，使用尼龙扎带时，带内化不是问题。研究人员应根据所使用的动物品种选择他们的方法。
对于快速生长的品种，由于动物体型（足以处理>100公斤动物的基础设施和设备的可用性）和高昂的维护成本，长期随访可能具有挑战性。
该模型以及所有需要心包间隙通路的模型的另一个局限性是手术后存在明显的心包粘连。我们的经验表明，在放置束带后闭合或不闭合心包切口没有区别。虽然它不会影响功能，但解剖心脏和识别不同的结构变得更加耗时，如果心包完全分离，心外膜可能会受损。
这种微创方法代表了典型外科手术的显着改进，导致平安无事和更快的恢复。使用两根高保真导管同时进行压力测量和实时梯度测量，可显著提高手术的准确性和模型的可重复性，从而减少所需的动物数量。该模型可应用于研究针对左心室肥厚的新治疗干预措施或设备，以及确定与左心室压力超负荷相关的新病理生理机制。
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Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
这项工作得到了QREN项目2013/30196、“la Caixa”银行基金会、Fundação para a Ciência e Tecnologia（FCT）项目、LCF/PR/HP17/52190002的支持和资助。JS 和 EB 得到了欧盟地平线 2020 研究和创新计划的支持，该计划位于 Marie Sklodowska-Curie 赠款协议第 813716 号下。PdCM得到了Stichting Life Sciences Health（LSH）-TKI项目MEDIATOR（LSHM 21016）的支持。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3-0 PDS II suture | Ethicon | Z683G | Aorta banding |
| 5-0 prolene | Ethicon | 7472H | Aorta banding |
| ACUSON NX2 Ultrasound System | Siemens | (240)11284381 | Vascular Access and Echocardiography |
| Arterial Extension 200 cm | PMH | 303.0666 | Anesthesia Maintenance |
| Atlan A300 Ventilator | Draeger | 8621300 | Ventilation |
| Bone cutters | Fehling | AMP 367.00 | Aorta banding |
| Cefazolin 1000 mg | Labesfal | 100063 | Antibiotic |
| Chlorhexidine 4% Wash Solution | AGA | 19110008 | Cleaning |
| Doyen Intestinal Forceps | Aesculap | EA121R | Intubation |
| Echogenic Introducer Needle | Teleflex | AN-04318 | Vascular Access |
| Endotracheal tube | Intersurgical | 8040070 | Intubation |
| ePTFE vascular graft (5 mm x 40 cm) | GORE-TEX | S0504 | Aorta banding |
| Extension line 100 cm | PMH | 303.0394 | Anesthesia Induction |
| F.O. Laryngoscope | Luxamed | E1.317.012 | Intubation |
| F.O. Miller Blade 4 204 x 17 mm | Luxamed | 3 | Intubation |
| Fenestrated Sterile Drape | Bastos Viegas | 4882-256 | Aseptic Technique |
| Fentanyl 0.5 mg/10 mL | B.Braun | 5758883 | Anesthesia / Analgesia |
| Guidewire 260 cm J-tip | B.Braun | J3 FC-FS 260-035 | Left Ventricle catheterization |
| Infusomat Space Infusion Pump | B.Braun | 24101800 | Fluids / Drug administration |
| Intercostal retractor | Fehling Surgical | MRP-1 | Thoracotomy |
| Introcan Certo IV Catheter 20G | B.Braun | 4251326 | Fluids / Drug administration |
| Isotonic Saline Solution 0.9% | B.Braun | 5/44929/1/0918 | Fluids / Drug administration |
| Ketamidor 100 mg/mL | Richter pharma | 1121908AB | Anesthesia Induction |
| L10-5v Linear Transducer | Siemens | 11284481 | Vascular Access |
| Midazolam 15 mg/3 mL | Labesfal | PLB762-POR/2 | Anesthesia Induction |
| Mikro-cath | Millar | 63405(1) | Pressure recording |
| MP1 guide catheter 6 Fr | Cordis | 67027000 | Left Ventricle catheterization |
| Needle Holder | Fehling Surgical | ZYY-5 | Aorta banding |
| Non-woven adhesive | Bastos Viegas | 442-002 | Fluids / Drug administration |
| P4-2 Phased Array Transducer | Siemens | 11284467 | Echocardiography |
| Perfusor Compact Syringe Perfusion Pump | B.Braun | 8717030 | Fluids / Drug administration |
| Pressure Signal Conditioner | ADinstruments | PCU-2000 | Pressure recording |
| Propofol Lipuro 2% | B.Braun | 357410 | Anesthesia Maintenance |
| Radifocus Introducer II Standard Kit B - Introducer Sheath | Terumo | RS+B60K10MQ | Vascular Access |
| Radiopaque marker | Scanlan | 1001-83 | Aorta banding |
| Scissors | Fehling Surgical | Thoracotomy | |
| Skinprep (Chlorhexidine 2% / 70% Isopropyl alcohol) | Vygon | SKPC015ES | Disinfection |
| Stopcock manifold (3 ports) | PMH | 310.0489 | Fluids / Drug administration |
| Straight forceps | Fehling Surgical | ZYY-1 | Thoracotomy |
| Stresnil 40 mg/mL | ecuphar | 572184.2 | Anesthesia Induction |
| Syringe Luer Lock 20 cc | Omnifix B.Braun | 4617207V | Anesthesia Induction |
| Syringe Luer Lock 50 cc | Omnifix B.Braun | 4617509F | Anesthesia Maintenance |
| Transdermal fentanyl Patch 50 mcg/h | Mylan | 5022153 | Analgesia |
| Ultravist | Bayer | KT0B019 | Angiography |
| Universal Hemostasis Valve Adapter | Merit Medical | UHVA08 | Left Ventricle catheterization |
| Velcro Limb Immobilizer | PMH | SU-211 | Animal stabilization |
| Venofix A, 21 G | B.Braun | 4056337 | Anesthesia Induction |
| Vista 120S Patient Monitor | Draeger | MS32997 | Monitoring |
| Weck titanium clip | Teleflex | 523760 | Aorta banding |
| Weck titanium clip applier | Teleflex | 523166 | Aorta banding |
| Zhiem Vision | Iberdata | N/A | Fluoroscopy |
References
- Savarese, G., et al. Global burden of heart failure: a comprehensive and updated review of epidemiology. Cardiovascular Research. 118 (17), 3272-3287 (2023).
- Hartley, A., et al. Trends in mortality from aortic stenosis in Europe: 2000-2017. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 748137 (2021).
- Silva, K. A. S., Emter, C. A. Large Animal models of heart failure: a translational bridge to clinical success. Journal of the American College of Cardiology: Basic to Translational Science. 5 (8), 840-856 (2020).
- Brink, C. B., Lewis, D. I. The 12 Rs framework as a comprehensive, unifying construct for principles guiding animal research ethics. Animals (Basel). 13 (7), 1128 (2023).
- Choy, J. S., Zhang, Z. D., Pitsillides, K., Sosa, M., Kassab, G. S. Longitudinal hemodynamic measurements in swine heart failure using a fully implantable telemetry system. PLoS One. 9 (8), 103331 (2014).
- Ishikawa, K., et al. Increased stiffness is the major early abnormality in a pig model of severe aortic stenosis and predisposes to congestive heart failure in the absence of systolic dysfunction. Journal of the American Heart Association. 4 (5), 001925 (2015).
- Emter, C. A., Baines, C. P. Low-intensity aerobic interval training attenuates pathological left ventricular remodeling and mitochondrial dysfunction in aortic-banded miniature swine. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 299 (5), H1348-H1356 (2010).
- Brito, J., Raposo, L., Teles, R. C. Invasive assessment of aortic stenosis in contemporary practice. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 9, 1007139 (2022).
- Tan, W., et al. A Porcine model of heart failure with preserved ejection fraction induced by chronic pressure overload characterized by cardiac fibrosis and remodeling. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 677727 (2021).
- Bikou, O., Miyashita, S., Ishikawa, K. Pig model of increased cardiac afterload induced by ascending aortic banding. Methods in Molecular Biology. 1816, 337-342 (2018).
- Lelovas, P. P., Kostomitsopoulos, N. G., Xanthos, T. T. A comparative anatomic and physiologic overview of the porcine heart. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 53 (5), 432-438 (2014).
- Tian, L., et al. Supra-coronary aortic banding improves right ventricular function in experimental pulmonary arterial hypertension in rats by increasing systolic right coronary artery perfusion. Acta Physiologica (Oxf). 229 (4), 13483 (2020).
- Sorensen, M., Hasenkam, J. M., Jensen, H., Sloth, E. Subcoronary versus supracoronary aortic stenosis. An experimental evaluation. Journal of Cardiothoracic Surgery. 6, 100 (2011).
- Lygate, C. A., et al. Serial high resolution 3D-MRI after aortic banding in mice: band internalization is a source of variability in the hypertrophic response. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 8-16 (2006).
- Jalal, Z., et al. Unexpected Internalization of a Pulmonary Artery Band in a Porcine Model of Tetralogy of Fallot. World Journal for Pediatric and Congenital Heart Surgery. 8 (1), 48-54 (2017).
