Electrotaxis Assay: A Method to Observer Locomotion in C. elegans Electrotaxis Assay: A Method to Observer Locomotion in C. elegans Electrotaxis Assay: A Method to Observer Locomotion in C. elegans Electrotax

Overview

Les chercheurs peuvent déclencher des mouvements à la demande chez C. elegans en appliquant un champ électrique qui détecte les vers et y répond.  Cette vidéo introduit un comportement électrotaxique et montre un protocole d’échantillon qui se fait dans un dispositif microfluidique.

Protocol

Ce protocole est un extrait de Tong et coll., Electrotaxis microfluidique pour l’analyse quantitative à la demande de Caenorhabditis elegans' Locomotion, J. Vis. Exp. (2013).

1. Expérience d’électrotaxis

1. Placez le microcanal sur la scène (de préférence XY-mobile) d’un microscope avec une caméra montée reliée à un moniteur (Figure 1).
2. Connectez l’alimentation électrique ou les fils de sortie de l’amplificateur aux électrodes du microcanal. Une alimentation simple de DC est suffisante si seulement un signal de CD est désiré, mais un amplificateur relié à un générateur de fonction permet l’application des signaux pulsés de DC et d’AC aussi bien.
3. Fixez le tube de sortie du microcanal à une seringue jetable. Submerger la bouche du tube d’entrée dans le tampon physiologique M9 et aspirer doucement le liquide dans le canal en appliquant une pression négative à l’intérieur de la seringue (manuellement ou à l’aide d’une pompe à seringues). Lorsque l’entrée et les tubes de sortie sont tous deux remplis de M9, déconnecter la seringue du tube. Niveler les deux tubes à la même hauteur pour éviter le débit hydrostatique.
4. Appliquez une tension DC sur le canal et assurez-vous que la résistance (R= V/I) est d’environ 0,6 MΩ (pour un microcanal de 50 mm de long, 0,3 mm de large et ~0,1 mm de profondeur).
5. Si vous êtes satisfait de l’intégrité du canal, suivez les étapes ci-dessus pour charger les vers d’une suspension diluée dans le canal.
6. Déconnecter la seringue et manipuler hydrostatiquement le débit en ajustant la hauteur relative des tubes. Utilisez cette méthode pour placer un ver au centre du canal, puis mentez les deux tubes à plat à la même altitude.
7. Réglez l’alimentation électrique à la tension appropriée : 4-12 V/cm pour les animaux de stade L3, 4-10 V/cm pour les L4, et 2-4 V/cm pour les jeunes adultes. Activez le signal électrique et laissez 1 min de pré-exposition pour que le ver s’acclimate au champ. Le ver doit commencer à se déplacer vers la cathode. Lorsque la minute est passée, utilisez la caméra pour commencer l’enregistrement.
8. Pour les expériences AC et pulsé DC, le champ électrique réactif maximum peut être adopté d’en haut et la fréquence et le cycle de service du signal peuvent être modulés comme vous le souhaitez.
9. Lorsque l’expérience est terminée, retirer tout le liquide (et les vers) du canal, le rincer avec dH₂0, et laisser l’appareil sur une plaque chaude à 125 °C pour sécher.
10. Extraire manuellement les données locomotrices des vidéos enregistrées à l’aide de NIH ImageJ(http://rsbweb.nih.gov/ij/)ou d’un logiciel personnalisé de suivi des vers basé sur MATLAB.

Representative Results

Figure 1. Schéma de plate-forme de criblage microfluidique pour l’essai d’électrotaxis de nématode.