Summary
Pseudofracture, een reproduceerbaar muizenmodel van steriele trauma van het bewegingsapparaat, maakt voor de evaluatie van late term post-traumatische immuunrespons. Dit artikel beschrijft de procedurele uitvoering van het model stap voor stap, met inbegrip van de mogelijkheid voor experimentele model combinaties te bestuderen van meerdere trauma mogelijk te maken.
Abstract
Na een trauma is er een begin van de hyper-reactieve ontstekingsreactie die kan leiden tot meerdere orgaandisfunctie en hoge sterfte bij traumapatiënten, deze reactie gaat vaak gepaard met een vertraagde immuunsuppressie dat de klinische complicaties van infectie voegt en kan de sterfte 1-9. Vele studies zijn begonnen om deze veranderingen te beoordelen in de reactiviteit van het immuunsysteem na een trauma. 10-15
Immunologische studies zijn sterk ondersteund door de grote verscheidenheid van transgene en knock-out muizen verkrijgbaar voor in vivo modellen;. Deze stammen hulp gedetailleerd onderzoek naar de moleculaire processen die betrokken zijn bij de immunologische respons te beoordelen 16-21
De uitdaging in de experimentele muizen trauma modellering is op lange termijn onderzoek, zoals fractuurfixatie technieken bij muizen, kan complex zijn en niet gemakkelijk reproduceerbaar. 22-30
Dit pseudofracture model, een gemakkelijk gereproduceerd trauma model, overwint deze moeilijkheden door immunologisch nabootsen van een extremiteit breuk omgeving, terwijl de vrijheid van beweging in de dieren en lange termijn te overleven zonder de voortdurende, langdurig gebruik van anesthesie. De bedoeling is om opnieuw de kenmerken van pijpbeenfracturen, gewond spier-en weke delen, worden blootgesteld aan beschadigd bot en beenmerg zonder het natuurlijk bot.
Het pseudofracture model bestaat uit twee delen: een bilateraal spier verpletteren letsel aan de achterbenen, gevolgd door injectie van een bot-oplossing in deze geblesseerde spieren. Het bot oplossing wordt bereid door het oogsten van de lange beenderen van beide achterpoten van een leeftijd-en gewicht gematchte syngene donor. Deze botten worden vervolgens vermalen en opnieuw gesuspendeerd in een fosfaat gebufferde zoutoplossing tot op het bot oplossing te creëren.
Bilaterale dijbeen breuk is een veelgebruikte en goed uitgewerkt model van de extremiteiten trauma, en was de vergelijkende model tijdens de ontwikkeling van het pseudofracture model. Onder de variëteit van beschikbare breuk modellen, hebben we gekozen voor een gesloten manier van breuk te gebruiken met weke delen letsel als onze vergelijking met de pseudofracture, want we wilden een steriele maar verhoudingsgewijs ernstige perifere weefsel trauma model. 31
Hemorragische shock is een veel voorkomende bevinding in de setting van ernstige trauma, en de wereldwijde hypoperfusie voegt een zeer relevant element om een trauma model. 32-36 De pseudofracture model kan eenvoudig worden gecombineerd met een hemorragische shock model voor een meervoudig trauma model van hoge ernst 37.
Protocol
1. Instrument en chirurgische veld Bereiding:
Alle experimentele procedures worden uitgevoerd met behulp van aseptische technieken. Voordat u begint, moet de experimentele gebied grondig worden gereinigd en gesteriliseerd. De benchtop moet worden ontsmet, mogen aan de lucht drogen en daarna afgeveegd met 70% alcohol. Plaats een chirurgische blauwe pad en steriele veld dressing in het experimentele werk gebied.
Alle materialen en instrumenten worden autoclaaf gesteriliseerd voor gebruik. Spuiten en naalden worden ontvangen steriel. De onderzoeker moet op passende wijze gekleed in het lab jas, chirurgisch masker, en steriele chirurgische handschoenen.
Onze chirurgische instrumenten zijn autoclaaf gesteriliseerd elke avond. Ze worden gewassen na de operatie met behulp van antibacteriële zeep en water. Ze mogen te drogen op een schone chirurgische blauwe pad. Vervolgens worden ze zorgvuldig geplaatst in een sterilisatie zakje en gesteriliseerd voor later gebruik.
Zet de hete kraal sterilisator om ervoor te zorgen het bij de juiste temperatuur - 300 tot 350 ° C vóór het begin van het experiment. Deze sterilisator zal worden gebruikt om instrumenten tussen experimentele procedures op de respectievelijke muizen schoon te maken. Hier krijg je een roestvrij stalen instrument lade en vul deze 1 / 3 van de weg met 70% ethanol. Er moet voldoende 70% ethanol om uw chirurgische instrumenten dekken. Zet de circulerende verwarming pad en plaats een chirurgische blauwe pad overheen en dan een steriel veld dressing op de top van dat. Deze kachel wordt gebruikt om adequate warmte van de muis te verzekeren tijdens de experimentele procedure en herstelperiode. Plaats alle steriele instrumenten, gaas, spuiten, naalden en een 1,5 ml microfugebuis op het steriele veld dressing. Wees voorzichtig bij het openen van een steriele instrumenten en andere voorwerpen, niet ze kunnen worden besmet door het aanraken van hen. Het beste is om steriele handschoenen te gebruiken bij het uitvoeren van deze installatie procedure.
2. Pseudofracture Model - experimentele procedures:
1. Inductie van anesthesie en de positionering van de muis.
Begin met het toedienen van een intraperitoneale injectie van Pentobarbitol (70mg/kg). Dit wordt bereikt door eerst het optillen van de muis uit zijn kooi met behulp van het proximale uiteinde van zijn staart. De muis moet vervolgens worden gewogen om de juiste dosering van narcose te berekenen. Plaats vervolgens het dier op de top van de kooi, terwijl nog steeds met zijn staart. Pak het nekvel van de muis met de duim en middelvinger aan beide zijden van de muis net achter de voorpoten. De wijsvinger wordt gebruikt om de huid terug te trekken op het hoofd / halsgebied en gedeeltelijk immobiliseren het hoofd. Van de muis staart is gehouden tussen de pink en de ringvinger, terwijl de ringvinger is gedrukt in de lumbale regio van de wervelkolom van de muis. De verdoving moet ten volle worden binnen ongeveer 5 minuten en dient te worden bevestigd met de reflex test.
Nadat het dier slaapt, plaatst u de muis in rugligging op een plexiglas bord en gebruik van een losse lus tape techniek om ze te immobiliseren door taping hun uiteinden. De losse lus techniek met zich meebrengt gewoon snijden van dunne stroken tape en verpakking van de tape losjes om het distale gedeelte van elk uiteinde. De tape is dan weer vast aan zichzelf en de overgebleven tape is bevestigd aan het bestuur. Hierdoor kan de experimentele manipulatie uit te voeren op een consequente manier en het waarborgen van de uiteinden van de muizen gaan uit van een meer natuurlijke positie. Van het dier buik, lies en dijbeen regio's worden dan geschoren met behulp van onze Oster A5 Tondeuse (maat 40 blad), om te helpen een steriel veld te behouden. Een 4x4 gaas is overgoten met betadine en de chirurgische gebied is vervolgens afgeveegd om te steriliseren. Een steriel veld verband wordt dan gevouwen en gedrapeerd over de muis om de blootstelling van alleen de onderste ledematen en het hoofd toe te staan.
Na immobilisatie en sterilisatie, plaats een neus met isofluraan over de neus van de muis een paar seconden voor het begin van de experimentele procedure. De neus kegel bestaat uit een 50cc conische buis gevuld met een gaasje. De helft van de onderkant van de buis is uitgesneden het creëren van een ruimte voor de neus van de muis in te passen in. Een cap (bodem van een weefsel opslag container wil zeggen rechte zijde brede mond pot) is geplaatst op het afgesneden uiteinde van de conische om ervoor te zorgen de isofluraan dampen blijven in de buis wanneer niet in gebruik. Een ml van isofluraan moet worden toegevoegd aan het gaas in de kegel. Nauwgezette aandacht moet worden besteed aan de muis tijdens het gebruik van anesthesie en in het bijzonder van isofluraan gebruik via de neus. Zodra het dier ademhaling begint te vertragen, kan het experiment beginnen, en de neus moeten worden verwijderd en gesloten.
Als er extra verdoving nodig is gedurende enige deel van het experiment kunnen aanvullende pentobarbital worden geïnjecteerd of isofluraan toegediend. Alternatieve methoden van isofluorane administratie beschikbaar zijn en geactualiseerde richtsnoeren aanbevelingeinde wordt het gebruik van een precisie vaporizer tot een betere controle van de anesthesie toe te staan, indien mogelijk. Er moet echter veel aandacht aan de respiratoire fysiologie van de muis worden gegarandeerd met een van deze methoden.
2. Pseudofracture experiment.
Pseudo-breuk is een combinatie van zacht weefsel letsel, gevolgd door bot oplossing injectie om de gewonde spier en is bilateraal uitgevoerd om de achterpoten. Het bot oplossing moet worden voorbereid voordat een experimentele manipulatie van de ontvanger muizen begint.
3. Bone oplossing voorbereiding.
Het bot-oplossing bereid uit een donor muis zal genoeg zijn voor drie ontvangende muizen. Een syngene donor muis moet worden gebruikt dat is leeftijd en gewicht afgestemd op de ontvanger experimentele muis.
De donor muis zal worden gedood met geïnhaleerde isofluraan. De donor zal dan worden geplakt om het plexiglas bord met aandacht voor tape de onderste extremiteiten alleen op het puntje van de voet. De onderste extremiteiten moet zorgvuldig worden geschoren en grondig bedekt met betadine, en daarna afgeveegd met alcohol voor steriliteit. Dan is de femur en de tibia zal operatief worden verwijderd in een steriele manier van beide onderste ledematen. Voor het verwijderen van de lange botten van de onderste ledematen, maken een incisie in de huid in de liesstreek, en blijven op de huid snijden langs de lengte van het uiteinde, tot aan de enkel. Trek de huid, en ontleden het weg uit de subcutane fascia en spier zowel op de mediale en laterale aspecten voor maximale blootstelling. Plaats een blad van de schaar onder de spieren die leugen anterior en lateraal van de tibia (tibialis anterior, extensor digitorum longus, extensor hallicus longus, peroneus longus, peroneus brevis) en schuif het blad proximaal en distaal van de spieren lift netjes uit de buurt van de onderliggende bot. Herhaal deze techniek op de achterste en mediale onderzijde van de tibia naar de spieren los onder de tibia (gastrocnemius, soleus, plantaris, tibialis posterior, flexor digitorum longus, flexor hallicus longus). Een minimale extra inspanning moet worden gebruikt op de achterzijde bij het glijden distaal, om de fibula snap uit de buurt van het scheenbeen. Aan het proximale einde van deze beenspieren snijden de pezen zo dicht mogelijk bij hun inserties mogelijk en distaal trekken de spieren, terwijl u op de spier groep bij elkaar in een neerwaartse manier een kleine sleepboot zal de distale bijlagen van deze spieren los van het enkelgewricht. Het enkelgewricht kunnen worden gesneden door direct met de schaar. Niet los van de tibia van het dijbeen op dit punt! Deze verbinding geeft extra leverage die zal helpen bij de dissectie van het dijbeen van het heupgewricht. Volgen een gelijkaardige techniek voor de vrijgave van de spieren van het dijbeen en het uitvoeren van dit achterzijde en zowel mediaal en lateraal ook als dat nodig is. Snijd de distale aanhechting van deze spiergroepen om ze te bevrijden van het kniegewricht. Ga verder met de dissectie en volg onder de spieren tot het einde van het dijbeen uit het heupgewricht ontleden. Om te helpen in deze dissectie, dient de huid incisie verlengd worden voor zover nodig is om een adequate blootstelling te bereiken. Beweging van het dijbeen in het heupgewricht kan helpen bij het opsporen van de proximale uiteinde van het dijbeen tijdens de dissectie.
Zodra het dijbeen (met tibia bevestigd) wordt verwijderd van de donor muis leg ze op een steriele 4x4gauze. De twee botten kan worden gescheiden van het kniegewricht door simpelweg te grijpen elk bot in een aparte hand en voorzichtig te draaien / draaien van de twee botten in tegenovergestelde richting langs de lange as. Gentle dissectie en behandeling van deze twee botten wordt aanbevolen als zij gemakkelijk kunnen worden gebroken met een overbelasting van de handmatige manipulatie. Voor het verwijderen van de resterende peesaanhechtingen van de lange botten, gebruik dan een droge steriele stukje 4x4 gaas rond de lengte van het bot. Strak Pak dit gaas tegen het bot een trek hem de volle lengte van het bot meerdere keren, zal dit schrapen de resterende weefsels van het oppervlak van het bot, omdat zij zich aan het gaas en zijn snel en gemakkelijk weggetrokken uit de botten. De verzamelde botten moet dan direct worden geplaatst in een steriele 1,5 ml microfugebuis en op ijs geplaatst voor transport.
Deze vier donor beenderen zal worden genomen om een biologische veiligheid kabinet voor de voorbereiding op het bot oplossing. De kap moet grondig worden gedesinfecteerd voor gebruik, plaats een steriel veld dressing over het werkgebied in de motorkap. Plaats een steriel mortier en een stamper, steriele en steriele tube 8 ml fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) in het werkgebied. Een 1 ml pipetteman, en respectieve tips beschikbaar moeten zijn binnen de kap.
Een steriele pincet moet worden gebruikt om de geoogste botten te verwijderen in een steriele wijze uit de 1,5 ml microfugebuis en geplaatst in de mortier, de stamper zal dan gebruikt worden om voorzichtig te verpletteren de botten. Phosphaten gebufferde zoutoplossing wordt het voertuig gebruikt om de botfragmenten voor injectie mengen. Pipetteer 1 ml PBS in de mortel en blijven de resterende fragmenten te verpletteren, met extra cirkelvormige bewegingen om volledige resuspensie te verzekeren. Voeg vervolgens nog een 1 ml PBS en blijven verpletterende om de 'bone-oplossing' te creëren. De oplossing moet een roze tint, en er zal worden gelaten resten op de bodem van de mortel die niet volledig kan worden opgebroken. Giet langzaam de oplossing uit de mortel in de 8 ml buis, om het maximale volume te vangen, terwijl het waarborgen van de grotere restanten achterblijven in de mortel. Dit bot oplossing moet blijven op ijs totdat het experimenteel gebruik en zal worden overgedragen aan 1 ml spuiten voor injectie. Een twintig gauge naald zal later worden toegevoegd aan de 1 ml spuit met het bot-oplossing om het administer de muis. Deze grote breinaalden is gekozen om ervoor te zorgen dat alle botfragmenten de regio in te voeren na de injectie en niet blokkeren van de naald.
Vóór injectie aan ontvanger muis, een daling van het bot oplossing is geplaatst op een MacConkey agarplaat voor cultuur (incubatie van 24-48 uur). Dit is om ervoor te zorgen steriliteit van het bot oplossing. De pH van het bot oplossing ook moet worden gecontroleerd om een neutrale pH-waarde te verzekeren.
4. Weke delen letsel.
Deze weke delen letsel is een bilaterale achterbeen verpletteren letsel. De initiële positionering van de muis, met de achterpoten iets ontvoerd en lateraal gedraaid, helpt in de toegankelijkheid van het juiste spiergroep, de knie flexoren (biceps femoris, semitendinosus en semimembranosus spieren). Een grote 18cm hemostat zal gebruikt worden om de crush letsel uit te voeren. De kracht verdeling van deze toegepaste hemostats werd geanalyseerd en bleek te zijn met behulp van 270psi Topaq Pressure Analyse Systeem door Sensor Products Inc De hemostat moet worden geklemd rond het achterste dij spieren, middelpunt langs het dijbeen, met de bolle curve naar het dijbeen. De hemostat moet dan worden die gesloten om de eerste klik enige, en blijven gedurende 30 seconden. Aandacht voor de plaatsing van deze hemostat is van belang - het moet niet worden vastgeklemd over het dijbeen, om ervoor te zorgen is het niet gebroken. Dit is dient te worden uitgevoerd op een consistente wijze telkens tot een reproduceerbare letsel tussen muizen te garanderen. Deze crush wordt uitgevoerd op beide onderste ledematen.
5. Bone oplossing injectie.
De ontvanger experimentele muis zal worden verdoofd en bereid zoals eerder beschreven, en zal hebben ondergaan weke delen letsel voorafgaand aan deze bot injectie.
Het bot-oplossing wordt vervolgens geïnjecteerd in de geplette dij spieren van de ontvanger in de muis bilateraal. Met behulp van een 20 gauge naald, 0.15mL van deze oplossing wordt geïnjecteerd in de achterste spieren van elke dij. Voer de naald door de huid ongeveer 2 ~ 3 mm en let op de afstand van het inbrengen van de naald - je voelt als het topje van de schuine net raakt tegen het dijbeen, deze positie is ideaal. Nu Injecteer het bot oplossing. Trek de naald en snel een steriele gehandschoende vinger op de injectieplaats op een terugstromen van het bot te stoppen oplossing uit de wond. Houd er deze vinger een paar seconden.
De muis zal dan geplaatst worden terug in de kooi en liet volledige bewegingsvrijheid direct als verdoving afneemt. Juiste pijnbestrijding moet worden toegediend als de muis ontwaakt.
6. Post-operative/recovery periode.
De losse lus tape is verwijderd en de dieren worden geplaatst in een schone kooi, die is gehouden op een circulerende verwarming pad voor een paar uur na herstel. Juiste warmte dient te worden gewaarborgd met een extra warmtelamp indien nodig.
Voedsel en water worden direct beschikbaar zijn.
Pijnstillende moet worden toegediend als de dieren beginnen te ontwaken uit de narcose om volledig te kunnen beheren pijn. Buprenorfine (0.1mg/kg) wordt subcutaan geïnjecteerd als de dieren beginnen fysieke activiteit, maar niet eerder, om niet te ademhalingsfunctie compromis.
Muizen moeten voortdurend worden gevolgd tijdens de anesthesie, tot herstel van verdoving of experimentele eindpunt. Muizen moeten ook heel zorgvuldig te worden gecontroleerd in de postoperatieve periode en eventueel de benodigde extra pijn medicatie moet worden toegediend als dat nodig is. Monitor dier fysieke activiteit, respiratoire status, voedsel en water inname en eventuele tekenen van angst (moeilijke ademhaling, pijn, veranderingen in eet-en drinkgewoonten) moeten dienovereenkomstig worden aangepakt.
Plaats uw chirurgische instrumenten in 70% alcohol en veeg ze met een steriel gaasje leg ze in de microbeads sterilisator voor ~ 20 seconden voor sterilisatie tussen de dieren. Verwijder de chirurgische instrumenten en spuit ze met 70% alcohol om hen te helpen af te koelen. Leg ze op de sterile veld dressing. Zorg ervoor dat er geen alcohol links op de instrumenten die terug komt in de volgende dieren.
3. Vergelijkende Bilaterale dijbeen Fracture Model - experimentele procedures:
De experimentele muis zal worden verdoofd en bereid zoals oorspronkelijk beschreven. Een grote 18cm hemostat moet worden geklemd rond het achterbeen ongeveer 2-3mm boven het kniegewricht met de bolle kant naar de knie. Plaats uw duim op de top van de geklemde hemostaat en je wijsvinger tussen de hemostaat en heup. Zorg ervoor dat u het dijbeen te voelen voordat draaien, zodat u weet waar u bent breken. Dan draai hemostat tegen de klok in draaien, terwijl je andere hand met de klok mee.
Herhaal de procedure met contralaterale been.
4. Meerdere Trauma Model - Experimentele Procedure voor Combinatie van Pseudofracture met hemorragische Shock:
Ontvanger muis zal worden verdoofd en bereid zoals oorspronkelijk beschreven. Muizen die moeten hemorrhagische shock ondergaan in combinatie met de pseudo-fractuur hebben dijbeenslagader cannulatie voor de pseudofracture procedure en vervolgens zal worden hemorrhaged van deze katheter zodra de pseudo-fractuur is voltooid.
5. Geheimen voor succes:
Algemeen:
- Zorg ervoor dat u de extra inspanning te blijven zo steriel mogelijk.
- Nauwgezette aandacht moet worden besteed aan de algemene fysiologische toestand van de muis, zoals ademhaling, tijdens de toediening van anesthesie en in het bijzonder isofluraan via de neuskegel.
Bone oplossing voorbereiding:
- Zachte manipulatie van de botten - als kan gemakkelijk worden gebroken met over-inspanning tijdens eenvoudige handmatige manipulatie!
- Fibula verwijdering uit het scheenbeen moet worden gewaarborgd bij de dissectie.
- Begin door het breken van botten eerst zachtjes - om alle fragmenten te houden binnen de mortel!
- In eerste instantie toe te voegen maar 1 mL PBS en blijft het breken van de resterende botfragmenten, ooit een goede vering heeft gevormd, voeg de resterende 1 ml.
- Alleen de oplossing uit de mortier en een stamper moeten worden verzameld - zonder de grotere overige weefsels die niet volledig kon worden afgebroken - deze worden geblokkeerd kunnen / komen te zitten in de naald bij injectie in de ontvanger muis.
Weke delen letsel:
- Zorgvuldige plaatsing van deze hemostat is belangrijk - niet over het dijbeen of het zou zijn gebroken. Klem de hemostaat over de juiste spieren (achterste dij - knie flexoren) voor reproduceerbare letsel.
Bone oplossing injectie:
- Bij het injecteren van de oplossing, let dan op de afstand van het inbrengen van de naald - je voelt als het topje van de schuine net raakt tegen het dijbeen, deze positie is ideaal.
- Trek de naald en snel een vinger op de injectieplaats op een terugstromen van het bot te stoppen oplossing uit de wond. Houd er vinger gedurende enkele seconden.
6. Post-operatieve Betreft:
- Te controleren op infecties in het been.
- Controleer het bot oplossing cultuur.
- Dier zou kunnen hebben problemen met het gebruik achterste ledematen als gevolg van de experimentele manipulatie en bijbehorende ontsteking. Passende wijze te beheren pijn.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Pseudofracture, een reproduceerbaar muizenmodel van steriele trauma van het bewegingsapparaat, maakt voor de evaluatie van post-traumatische immuunrespons. Het pseudofracture model bootst immunologisch een extremiteit breuk milieu door recreatie van de kenmerken van een pijpbeenfracturen: gewond spieren en weke delen, worden blootgesteld aan beschadigd bot en beenmerg zonder het natuurlijk bot 38,39 A bifasisch immuunrespons kan worden waargenomen na. pseudofracture trauma die bestaat uit een vroege hyperinflammatory reactie die kan worden gezien als piek op 6 uur, gevolgd door een tweede component van vertraagde immunosuppressie afgebeeld als een trog rond 48u. Dit model helpt bij het overwinnen enkele van de uitdagingen van de experimentele muizen trauma modellering, zoals fractuur-fixatie, die kan complex zijn en niet gemakkelijk reproduceerbaar. In het bijzonder dit model toelaat late termijn studie van post-traumatische immuunreacties als het zorgt voor de lange termijn te overleven in de dieren zonder breuk van de inheemse bot.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Experimenten op dieren werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen en voorschriften uiteengezet door de Institutional Animal Care en gebruik Comite en het onderzoek uit te voeren en Compliance Office van de Universiteit van Pittsburgh, een AALAS / AAALAC geaccrediteerde instelling in te stellen. Dierlijke bronnen zijn onder andere Jackson Laboratories en Charles Rivers Laboratories. Alle dieren ondergaan uitgebreide gezondheid zekerheid door elke leverancier en de Universiteit van interne diergezondheid Pittsburgh monitoringprogramma's. Dit onderzoek wordt uitgevoerd in overeenstemming met de Amerikaanse regering opdrachtgevers voor het gebruik van gewervelde dieren. Het programma is geregistreerd bij de USDA, en heeft een brief van zekerheid met de Public Health Service Bureau van Laboratory Animal Welfare.
Acknowledgments
Financiering Bron / Aantal Moleculaire Biologie van hemorragische Shock GM053789
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Surgical blue pad | Fisher Scientific | 50-7105 | |
| Sterile Field dressings | Fisher Scientific | NC9517505 | |
| Circulating heating pad 18"x26" | Harvard Apparatus | py872-5272 | |
| Hot bead instrument sterilizer | VWR international | 11156-002 | |
| Stainless steel tray 8" x 11" | VWR international | 62687-049 | |
| Plexiglass boards (10x15x0.5cm) | University of Pittsburgh Machine shop | ||
| Tape rolls 1" | Corporate Express | MMM26001 | |
| 50cc conical tube | Any Supplier | ||
| Straight side wide mouth jars (used as cap for nose cone) | VWR international | 159000-058 | |
| Oster A5 clippers w. size 40 blade | VWR international | 10749-020 | |
| Surgical scissors (straight – 12cm) | Fine Science Tools | 14068-12 | |
| Hemostats curved -18cm | Harvard Apparatus | 81331718 | |
| Forceps (0.8mm-tip, curved-10cm) | Fine Science Tools | 11050-10 | |
| Gauze 4"x4" | Any Supplier | ||
| 1.5cc microfuge tube | Any Supplier | ||
| Ice bucket | Any Supplier | ||
| Mortar and Pestle | Fisher Scientific | 12-961AA | |
| 1cc syringe w/ 25G needle | Fisher Scientific | 14-826-88 | |
| 20G needle | Any Supplier | ||
| 1mL pipetteman | Any Supplier | ||
| 1mL pipette tips | Any Supplier | ||
| Falcon polystyrene 8ml tubes | VWR international | 60819-331 | |
| Sterilization pouch 3"x8" | VWR international | 24008 | |
| Sterilization pouch 5"x10" | VWR international | 24010 | |
| MacConkey II Agar plate | BD Biosciences | 221172 | |
| Ethyl Alcohol - 200 proof | Pharmco-AAPER | [70%] | |
| Pentobarbital Sodium (Nembutol Sodium Solution) | OVATION Pharmaceuticals | 70mg/kg | |
| Aerrane (Isoflurane) | Baxter Internationl Inc. | 99.9% | |
| Triadine Povidone Iodine (Betadine) | Triad disposables | ||
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | |||
| Buprenorphine HCl | Bedford Laboratories | 0.1mg/kg |
References
- DeCamp, M. M., Demling, R. H.
- Deitch, E. A. Multiple organ failure. Pathophysiology and potential future therapy. Ann Surg. 216, 117-134 (1992).
- Carrico, C. J., Meakins, J. L., Marshall, J. C.
- Hauser, C. J., Joshi, P., Jones, Q. Suppression of natural killer cell activity in patients with fracture/soft tissue injury. Arch Surg. 132, 1326-1330 (1997).
- Faist, E., Baue, A. E., Dittmer, H. Multiple organ failure in polytrauma patients. J Trauma. 23, 775-787 (1983).
- Baker, C. C., Oppenheimer, L., Stephens, B.
- Faist, E., Kupper, T. S., Bakeer, C. L. Depression of cellular immunity after major injury its association with posttraumatic complications and its reversal with immunomodulation. Arch Surg. 121, 1000-1005 (1986).
- Lenz, A., Franklin, G. A., Cheadle, W. G.
- Flohe, S., Flohe, S. B., Schade, F. G. Immune response of severely injured patients--influence of surgical intervention and therapeutic impact. Lang Arch Surg. 392, 639-648 (2007).
- Ayala, A., Wang, P., Ba, Z. F. Differential alterations in plasma IL-6 and TNF levels after trauma and hemorrhage. Am J Physiol. 260, R167-R171 (1991).
- Kalicke, T., Schlegel, U., Printzen, G. Influence of a standardized closed soft tissue trauma on resistance to local infection. An experimental study in rats. J Ortho Res. 21, 373-378 (2003).
- Kobbe, P., Vodovotz, Y., Kaczorowski, D. J. The role of fracture associated soft tissue injury in the induction of sytemic inflammation and remote organ dysfunction after bilateral femur fracture. J Ortho Trauma. 22, 385-390 (2008).
- Kobbe, P., Vodovotz, Y., Kaczorwoski, D. J. Pattern of cytokine release and evolution of remote organ dysfunction after bilateral femur fracture. Shock. 30, 43-47 (2008).
- Flohe, S. B., Flohe, S., Schade, F. U. Deterioration of the immune system after trauma: signals and cellular mechanisms. Inn. Immun. 14, 333-344 (2008).
- Maier, B., LeFering, R., Lhenert, M. Early versus late onset of multiple organ failure is associated with differing patterns of plasma cytokine biomarker expression and outcome after severe trauma. Shock. 28, 668-674 (2007).
- Mestas, J., Hughes, C. W. Of mice not men: differences between mouse and human immunology. J. Immunol. 172, 2731-2738 (2004).
- Hoth, J. J., Wells, J. D., Brownlee, N. A. Toll like receptor 4-dependent responses to lung injury in a murine model of pulmonary contusion. Shock. 31, 376-381 (2009).
- Matsutani, T., Samy, A. nantha, Rue, T. S., W, L. Transgenic prolactin-/- mice: effect of trauma-hemorrhage on splenocyte functions. Am J Physiol Cell Physiol. 288, 1109-1116 (2005).
- Matsutani, T., Samy, A. nantha, Kang, T. S., S-C, Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage. Cytokine. 30, 168-117 (2005).
- Tsukamoto, T., Pape, H. C. Animal models for trauma research: What are the options. Shock. 31, 3-10 (2008).
- DeMaria, E. J., Pellicane, J. V., Lee, R. B. Hemorrhagic shock in endotoxin resistant mice : Improved survival unrelated to deficient production of tumor necrosis factor. J Trauma. 35, 720-724 (1993).
- Jamsa, T., Jalovaara, P., Peng, Z. Comparison of three-point bending test and peripheral quantitative computed tomography analysis in the evaluation of the strength of mouse femur. Bone. 23, 155-161 (1998).
- Bounarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. J Ortho Res. 2, 97-101 (1984).
- Holstein, J. H., Menger, M. D., Culemann, U. Development of a locking femur nail for mice. J Biomech. 40, 215-219 (2007).
- Holstein, J. H., Garcia, P., Histing, T. Advances in the establishment of defined mouse models for the study of fracture healing and bone regeneration. J Orthop Trauma. 23, Suppl 5. S31-S38 (2009).
- Histing, T., Garcia, P., Matthys, R. An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model. J Orthop Research. 28, 397-402 Forthcoming.
- Manigrasso, M. B., O'Connor, J. P. Characterization of a closed femur fracture model in mice. J Ortho Trauma. 18, 687-695 (2004).
- Mark, H., Bergholm, J., Nilsson, A. An external fixation method and device to study fracture healing in rats. Acta Orthop Scand. 74, 476-487 (2003).
- Bhandari, M., Shanghnessy, S. A minimally invasive percutaneous technique of intramedullary nail insertion in an animal model of fracture healing. Arch Orthop Trauma Surg. 121, 591-593 (2001).
- Sonanis, S. V., Lampard, A. L., Kamat, N. A simple technique to remove a bent femoral intramedullary nail and broken interlocking screw. J Trauma. 63, 435-438 (2007).
- Kobbe, P., Kaczorwoski, D. J., Vodovotz, Y. Local exposure of bone components to injured soft tissue induces Toll-like receptor 4-dependent systemic inflammation with acute lung injury. Shock. 30, 686-691 (2008).
- Bumann, M., Henke, T., Gerngross, H. Influence of haemorrhagic shock on fracture healing. Lang Arch Surg. 388, 331-338 (2003).
- Santry, H. P., Alam, H. B. Fluid resuscitation: past, present, and the future. Shock. 33, 229-241 (2010).
- Hierholzer, C., Billiar, T. R. Molecular mechanisms in the early phase of hemorrhagic shock. Lang Arch Surg. 386, 302-308 (2001).
- Chaudry, I., Ayala, A., Ertel, W. Hemorrhage and resuscitation: immunological aspects. Am J Physiol. 259, 63-678 (1990).
- Kawasaki, T., Hubbard, W. J., Choudhry, M. A. Trauma-hemorrhage induces depressed splenic dendritic cell functions in mice. J Immunol. 177, 4514-4520 (2006).
- Kohut, L., Darwiche, S. S., Frank, A. M., Brumfield, J. M., Billiar, T. R. Fixed volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhgaic Shock. J Vis Exp. , (2010).
- Menzel, C. L., Pfeifer, R., Darwiche, S. S. Models of lower extremity damage in mice: time course of organ damage and immune response. J Surg Res. 166, e149-e156 (2011).
- Pfeifer, R., Kobbe, P., Darwiche, S. S. Role of hemorrhage in the induction of systemic inflammation and remote organ damage: Analysis of combined pseudo-fracture and hemorrhagic shock. J Orthop Res. 29, 270-274 (2011).
