Summary
Numerosi studi che utilizzano modelli di ratto di bypass gastrico sono stati recentemente condotti per scoprire i meccanismi fisiologici alla base di Roux-en-Y operazioni di bypass gastrico. Questo articolo mira a dimostrare e discutere i dettagli tecnici e sperimentale del nostro modello di ratto pubblicato bypass gastrico per capire vantaggi e limiti di questo strumento sperimentale.
Abstract
Attualmente, la terapia più efficace per il trattamento dell'obesità patologica per indurre significativi e mantenuto la perdita di peso corporeo con un beneficio sulla mortalità provata è di 1,2 chirurgia bariatrica. Di conseguenza, si è registrato un costante aumento del numero di operazioni effettuate obesi in tutto il mondo negli ultimi anni, con la Roux-en-Y bypass gastrico (bypass gastrico) è la più comunemente eseguita funzionamento 3. In questo contesto, è importante comprendere i meccanismi fisiologici con cui bypass gastrico induce e mantiene la perdita di peso corporeo. Questi meccanismi non sono ancora pienamente compreso, ma possono includere la fame ridotti e una maggiore sazietà 4,5, l'aumento della spesa di energia 6,7, la preferenza per il cibo modificato ad alto contenuto di grassi e zuccheri 8,9, il sale e il trattamento dell'acqua alterata del rene 10 come così come alterazioni della flora intestinale 11. Tali cambiamenti osservati dopo bypass gastrico può almeno in parte derivano dal modo in cuila chirurgia altera l'ambiente ormonale bypass gastrico perché aumenta il rilascio postprandiale di peptide-YY (PYY) e glucagone-simile-peptide-1 (GLP-1), ormoni che vengono rilasciati dall'intestino in presenza di sostanze nutritive e che riducono mangiare 12.
Negli ultimi due decenni numerosi studi utilizzando ratti sono stati eseguiti per investigare ulteriormente cambiamenti fisiologici dopo bypass gastrico. Il bypass gastrico modello di ratto ha dimostrato di essere uno strumento prezioso, non sperimentale, almeno per quanto imita da vicino il profilo temporale e l'entità della perdita di peso umano, ma anche permette ai ricercatori di controllare e manipolare critici fattori anatomici e fisiologici, compreso l'uso di controlli adeguati. Di conseguenza, esiste una vasta gamma di modelli di ratto di bypass gastrici disponibili in letteratura recensione altrove in dettaglio 13-15. La descrizione della tecnica chirurgica esatta di questi modelli varia ampiamente e differisce per esempio in termini di dimensioni sacchetto, artolunghezze, e la conservazione del nervo vagale. Se riferito, i tassi di mortalità sembrano variare da 0 a 35% 15. Inoltre, la chirurgia è stata effettuata quasi esclusivamente in ratti maschi di ceppi differenti ed età. Diete pre-e post-operatorio varia anche in modo significativo.
Variazioni tecniche e sperimentali in modelli di bypass gastrico di ratto pubblicato complicare il confronto e l'identificazione dei potenziali meccanismi fisiologici coinvolti nel bypass gastrico. Non vi è alcuna chiara evidenza che uno di questi modelli è superiore, ma c'è un bisogno emergente per la standardizzazione delle procedure per ottenere dati omogenei e comparabili. Questo articolo si propone quindi di riassumere e discutere i dettagli tecnici e sperimentale del nostro modello validato e pubblicato rat bypass gastrico.
Protocol
1. Cura preoperatoria
- Togliere gli alimenti dal ratto durante la notte prima dell'intervento.
- Indurre l'anestesia in camera con il 4-5% del flusso isoflurano e O2 di 2 l / min.
- Shave addome da sterno al bacino con rasoio elettrico.
- Mettere ratto anestetizzato in posizione supina sul pad riscaldamento isotermico.
- Applicare una pomata oculare (Vitagel) prima di mettere il muso dei ratti in dell'ogiva.
- Mantenere l'anestesia con isoflurano concentrazione del 2-3% e il flusso O2 di 2 l / min.
- Disinfettare la cute con Betadine-Solution.
- Confermare la profondità dell'anestesia, con un pizzico pinze tra le dita della zampa posteriore.
- Somministrare 5,7 mg / kg per via intraperitoneale Enrofloxacin come profilassi antibiotica perioperatoria, e 1 mg / kg Flunixin per l'analgesia.
2. La laparotomia mediana
- Eseguire un'incisione mediana con bisturi a partire proprio sotto processo xifoideo (lama n ° 10).
- Mobilitare la pelle circonferenzialmente da Sottolinying muscoli addominali con le forbici Metzenbaum.
- Aprire cavità addominale.
- Installare divaricatori per facilitare l'esposizione ottimale del campo operatorio.
3. Biliopancreatica e arti Alimentare
- Identificare dove duodeno o del digiuno prossimale passa sotto il colon.
- Transetto del piccolo intestino di circa 10 cm aborally da qui e legare entrambe le estremità del budello (PDS 5-0).
- Posizionare moncone prossimale delle due estremità in quadrante superiore sinistro dell'addome come sarà successivamente usate per formare la parte biliopancreatica di Roux-en-Y ricostruzione.
- Posizionare moncone distale delle due estremità in quadrante superiore destro dell'addome come sarà successivamente usate per formare la parte alimentare di Roux-en-Y ricostruzione.
4. Jejuno-digiunostomia
- Identificare con valvola ileocoecal cieco e l'ileo.
- Seguire ileo per via orale per circa 25 cm. Il Jejuno-digiunostomia verrà inserito qui come punto di partenzadel canale comune di Roux-en-Y ricostruzione.
- Recuperare arto biliopancreatica dal quadrante superiore sinistro dell'addome e posizionarla vicino al canale comune dove si prevede di eseguire Jejuno-digiunostomia.
- Biliopancreatica arto sicura e canale comune con ritenzione punto (PDS 6-0).
- Incidere entrambi i cicli più di circa 10 mm con micro con le forbici.
- Creare Jejuno-digiunostomia eseguendo da lato a lato anastomosi con suture interrotte PDS (6-0).
- Primo lato dorsale e completa poi il lato ventrale della anastomosi.
5. Tasca gastrica
- Identificare giunzione gastro-esofagea.
- Mobilitare questa area dissezione gastro-epatiche e gastro-splenica legamenti con le forbici Metzenbaum.
- Spostare a sinistra dell'arteria gastrica e fibre vagali di sinistra para-esofagea fascio lateralmente per evitare sanguinamenti maggiori e danni del nervo vagale quando piccola tasca gastrica è stato creato.
- Esporre gastro-esofageo junction mettendo un batuffolo di cotone retro-oesophageally.
- Coagulare piccoli vasi dello stomaco frontale mediante dispositivo di cauterizzazione disponibile in commercio - anche per prevenire emorragie.
- Transetto stomaco circa 5 mm al di sotto gastro-esofageo giunzione creando tasca gastrica di una dimensione non superiore al 2-3% della dimensione originale utilizzando stomaco delicati, forbici curve.
- Chiudi gastrico residuo (PDS 5-0).
6. Gastro-digiunostomia
- Recuperare arto alimentare dal quadrante superiore destro dell'addome e posizionarla vicino al tasca gastrica.
- Creare Gastro-digiunostomia eseguendo end-to-side anastomosi (PDS 7-0).
- Prima lato posteriore completa e poi il lato anteriore di anastomosi.
7. Chiusura addominale
- Ridurre l'anestesia, riducendo la concentrazione isoflurano a 1,5%.
- Primo strato muscolare della parete addominale con suture continue PDS (4-0).
- Somministrare 100 pl di 0,3 mg / mlsoluzione di buprenorfina per via sottocutanea per analgesia.
- Inoltre ridurre la concentrazione di isoflurano fino a 1%.
- Chiudere la pelle con punti staccati Vicryl (4-0).
8. Cura postoperatoria
- Fermare isoflurano e continuare con O2.
- Somministrare 5 ml di soluzione salina calda per la sostituzione del fluido in tre depositi sottocutanei.
- Rat posizione sotto la luce rossa fino al recupero completo.
- Ritorna il ratto alla gabbia a casa.
9. Risultati rappresentativi
Animali e abitazioni
Ratti maschi Wistar (Harlan Laboratories Inc., Prugnolo, UK;. Elevage Janvier, Le-Genest-St Isola, Francia) di peso compreso tra 350 e 500 g sono stati alloggiati individualmente sotto un h 12/12 h ciclo luce-buio a temperatura ambiente di 21 ± 2 ° C. Acqua e standard di chow erano disponibili ad libitum, salvo diversa indicazione. Tutti gli esperimenti sono stati eseguiti sotto una licenza rilasciata dalla Casa Office, UK (PL70-6669) o approvati dal veterinario del Cantone di Zurigo, Svizzera. Tutti i ratti hanno dato una settimana di ambientamento prima di essere randomizzati a bypass gastrico o sham-operation. Dopo l'intervento chirurgico, i ratti hanno ricevuto una dieta liquida per 3 giorni prima l'accesso alla normalità Chow è stato reinstallato.
Peso corporeo
I dati del nostro modello bypass gastrico ratto sono coerenti con i precedenti risultati che la chirurgia di bypass gastrico è efficace per ridurre il peso corporeo e in particolare per mantenere la perdita di peso corporeo (Figura 2). Media pre-operatoria di peso corporeo di ratti utilizzati per il bypass gastrico e sham-operazioni è stata simile (sham: 433,4 ± 8,3 g vs bypass: 420,7 ± 8,4 g, p = 0,28). Cinque giorni dopo l'intervento sham comandi azionati pesato significativamente più rispetto ai ratti di bypass gastrico (sham: 422,2 ± 8,3 g vs bypass: 374,7 ± 7,6 g, p <0,001). Il giorno postoperatorio 60, la differenza del peso corporeo era quasi 170 g (sham: 533,2 ± 8,1 g vs bypass: 366,2 ± 10,8 g, p <0,001).
Assunzione di cibo
L'assunzione di cibo andamento simile come peso corporeo e ridotta nei ratti bypass gastrico rispetto al sham azionati ad libitum ratti alimentati. Figura 3 mostra il consumo medio giornaliera cibo per entrambi i gruppi (postoperatoria giorni 1-60). L'assunzione di cibo giornaliera è stata costantemente inferiore dopo bypass gastrico (sham: 29,9 ± 0,2 g vs bypass: 25,7 ± 0,3 g, p <0,001).
Gut ormoni
Sangue da tutti i ratti sono stati raccolti il giorno del termine dello studio 8,16. Gli animali avevano ad libitum l'accesso al cibo la sera prima e sono stati decapitati all'inizio del ciclo di luce giorno post-operatorio 60. Il sangue è stato ottenuto, immediatamente centrifugati a 3000 rpm per 10 minuti a 4 ° C, e conservato a -20 ° C fino a quando i campioni sono stati analizzati in duplicato in un unico passaggio. PYY immunoreattività simile era meavati con un saggio radioimmunologico specifico e sensibile, che misura, sia la lunghezza (PYY1-36) e il frammento (PYY3-36). GLP-1 è stata misurata mediante stabilito in-house radioimmunologici 17,18. Le differenze di assunzione di cibo può essere in parte spiegato da un aumento dei livelli plasmatici postprandiali di peptide YY (PYY) e il peptide glucagone-simile 1 (GLP-1) come ratti di bypass gastrico hanno mostrato livelli significativamente più elevati per PYY (Sham: 26 ± 2 pmol / L vs . bypass: 141 ± 14 pmol / L, p <0,001) e GLP-1 (sham: 40 ± 5 pmol / L vs bypass: 215 ± 23 pmol / L, p <0,001; Figura 4).
Figura 1. Anatomia di bypass gastrico. Schema di anatomia piccolo intestino prima (A) e dopo (B) un'operazione di bypass gastrico. Le diverse sfumature di rosso rappresentano approssimativamente corrispondenti segmenti del piccolo intestino con il rosso che rappresenta il mezzo di foregut(Esofago, stomaco, duodeno e digiuno prossimale), la luce rossa che rappresenta il midgut (digiuno prossimale e media, ileo prossimale) ed il rosso scuro che rappresenta la hindgut (ileo, cieco).
Figura 2. . Perdita di peso corporeo dopo chirurgia di bypass gastrico nei ratti cambio del peso del corpo per un gruppo rappresentativo di ratti dopo bypass gastrico (-) (n = 52) e sham-operati ratti (-) (n = 52) durante un periodo di osservazione 60 giorni. I dati sono stati raccolti da pubblicazioni precedenti 6,8-10 e sono mostrati come valori medi ± SEM (*** = p <0,001).
Figura 3. Assunzione di cibo media dopo l'intervento chirurgico di bypass gastrico nei ratti. Media giornaliera di alimenti di un gruppo rappresentativo di ratti dopo bypass gastrico (nero, n = 52) e sham-operati ratti (bianco, n = 52) per tutta laperiodo post-operatorio di 60 giorni. I dati sono stati raccolti da pubblicazioni precedenti 6,8-10 e sono mostrati come valori medi ± SEM.
Figura 4. Postprandiale PYY e GLP-1 i livelli sierici dopo l'intervento chirurgico di bypass gastrico post-prandiale nei ratti. PYY e il livello di GLP-1 nel siero per i ratti di bypass gastrico (nero, n = 18) e sham-operati ratti (bianco, n = 22). I dati sono stati raccolti da pubblicazioni precedenti 8,16 e sono mostrati come valori medi ± SEM.
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Discussion
La Roux-en-Y bypass gastrico procedura per l'uomo è stato descritto da Mason nel 1967 e modificato nella sua forma attuale Torres nel 1983 19. Attualmente, la procedura consiste in una piccola tasca gastrica e il bypass dell'intestino prossimale di piccole dimensioni. Una illustrazione schematica dell'anatomia pre-e post-operatoria è riportato in figura 1.
Il bypass gastrico nell'uomo induce e mantiene la perdita di peso corporeo di circa il 15-30% 2. La maggior parte del peso corporeo si perde durante i primi mesi dopo l'intervento chirurgico in parte a causa di ridotta assunzione di cibo, preferenze alimentari alterati e al dispendio energetico presumibilmente aumentate 4-6,8-10. Analogamente a quanto è stato osservato negli esseri umani, il nostro modello di ratto bypass gastrico induce una significativa riduzione dell'assunzione di cibo e il peso corporeo. Al contrario, i modelli di bypass gastrico degli altri visualizzare un peso costante parallelo riguadagnare il peso corporeo di sham comandi azionati poco dopo gastricobypass senza differenze nel consumo di alimenti tra sham-operati di by-pass gastrico e gestito topi 20.
Postoperatorie variazioni nel corso del peso corporeo e di assunzione di cibo tra modelli di ratto pubblicati può essere parzialmente riconducibile a differenze nelle dimensioni tasca gastrica. Dimensioni sacca di grandi dimensioni sono stati segnalati per causare la perdita di peso insufficiente o riacquisto del peso negli esseri umani 21. La creazione di una piccola tasca gastrica nel ratto è tecnicamente fattibile, ma impegnativo e una varietà di tecniche diverse è stato descritto 15. La dimensione sacchetto di modelli di bypass gastrico in letteratura ratto varia da <5% a oltre il 20% della dimensione dello stomaco iniziale 15. Mentre utilizzare forbici microchirurgia curve, la maggior parte degli autori transetto stomaco mediante dispositivi di pinzatura umani risultanti in un sacchetto conservato gastrica di almeno il 20% del volume originale 7,15,20,22-24 stomaco. Questo è in contrasto come la procedura di bypass gastrico è Usually eseguiti nell'uomo in cui almeno il 90% dello stomaco è bypassato 25 e molti chirurghi riferiscono che solo 1-2% dello stomaco è lasciato contigua con il piccolo intestino 26. Il modello di ratto di bypass gastrico pertanto imita la procedura chirurgica utilizzata nell'uomo creando una tasca gastrica molto piccola costituito <5% del volume dello stomaco originale 27. Così, nel nostro modello di ratto e in pazienti umani, cibo si sposta direttamente nel digiuno piuttosto che essere diluito nel sacchetto di altri prodotti alimentari liquidi e prima che sia quindi più lentamente trasportata nel digiuno. Quindi, se lasciato troppo grande, la tasca gastrica può mantenere una certa capacità di storage, di conseguenza, risultando in un diverso stato fisiologico rispetto al bypass gastrico umano. Pertanto, ratti bypass gastrico con una dimensione di sacchetto 20% o più delle dimensioni dello stomaco originale hanno dimostrato di mantenere ancora ingerito mezzo di contrasto in bustina tempo dopo l'ingestione è fermato 7. Interessante, differences nella dimensione tasca gastrica hanno anche dimostrato di influenzare la perdita di peso nell'uomo 21. Pertanto, le differenze nelle dimensioni tasca gastrica possono influenzare il tempo di transito del cibo verso l'intestino tenue, che a sua volta potrebbe avere un impatto sulla assunzione di cibo e le preferenze alimentari dopo bypass gastrico.
Alterati livelli di ormoni intestinali dopo bypass gastrico negli esseri umani sono stati sempre dimostrato 4,5,28, mentre alcuni, ma non tutti i modelli di ratto pubblicato di bypass gastrico riportato alterazioni nei livelli di ormoni intestinali 15. Se indagato, elevati livelli di PYY e GLP-1 sono stati trovati in sia a digiuno che ratti nutriti dopo bypass gastrico 15 che è in accordo con le conclusioni di cui il nostro modello di bypass gastrico 8,16,27. Elevati livelli di PYY e GLP-1 sono stati precedentemente dimostrato per aumentare la sazietà e la riduzione della fame in parte mediata attraverso azioni sul nucleo arcuato dell'ipotalamo e del nucleo paraventricolare, rispettivamente 29 </ Sup>, ma anche in parte attraverso afferenti vagali 30. Tuttavia, non è chiaro se bypassando il duodeno ormonalmente attiva e digiuno prossimale o se aumentare la fornitura di bile e di cibo non digerito non diluito al piccolo intestino distale, o entrambi, stimolare la enteroendocrine L-cellule a secernere ormoni intestinali più come PYY e GLP -1 dopo bypass gastrico 31,32. L'effetto della chirurgia di bypass gastrico sui livelli di ormone intestinale è stata sistematicamente recensione altrove 33.
L'impatto delle diverse lunghezze degli arti intestinali in termini di perdita di peso corporeo negli esseri umani è ancora controverso dibattuto 34-36, e ci sono anche notevoli differenze nella lunghezza degli arti attraverso i modelli disponibili di bypass gastrico di ratto con una lunghezza degli arti alimentare varia tra 10 cm e 50 cm, la lunghezza degli arti biliopancreatica compresa tra 10 cm e 40 cm e un canale comune tra 18 cm e 34 cm 15. A c relativamente breveCOMUNE canale di 25-30 cm caratterizza il nostro modello di bypass gastrico che può suggerire che la perdita di peso corporeo osservata può in parte essere il risultato di malassorbimento calorico, tuttavia, crediamo che malassorbimento calorico non è un meccanismo importante di perdita di peso corporeo nel nostro modello di ratto perché calorimetria bomba non ha evidenziato differenze nella fresca massa fecale e contenuto calorico tra bypass gastrico e sham-operati ratti di controllo, quando nutriti normale basso contenuto di grassi chow 6. Tuttavia, altri hanno segnalato un piccolo grado di malassorbimento dei grassi nei modelli di bypass gastrico con un canale più comune (~ 50 cm) quando i ratti hanno ricevuto una dieta ricca di grassi 7. Così, malassorbimento calorico può riguardare più il contenuto di grasso alimentare che alla lunghezza degli arti.
Ad oggi, la rilevanza del nervo vagale per la perdita di peso corporeo dopo bypass gastrico non è completamente nota. Abbiamo quindi separare e legare selettivamente i vasi gastrica sinistra nel nostro modello di bypass gastrico per due motivi: primo,per evitare sanguinamenti maggiori e in secondo luogo, per preservare le fibre vagali nel tronco vagale dorsale. Siamo stati in grado di dimostrare che questa tecnica porta alla perdita selettiva del corpo maggiore e più duratura del peso nei ratti di bypass gastrico che suggeriscono che la conservazione delle fibre vagali del tronco vagale dorsale durante le operazioni di bypass gastrico può essere importante 27. Questa osservazione è coerente con relazioni precedenti mostrano che l'ablazione della vagale-tronco-ipotalamico percorso attenua gli effetti inibitori di PYY e GLP-1 sulla assunzione di cibo e 30 che specifica deafferentazione vagale abolisce l'effetto inibitorio di mangiare iniettato per via intraperitoneale GLP-1 37 . Tuttavia, mentre la minore interferenza con lo stomaco presumibilmente causare meno danni al nervo vago, fino a che punto sono danneggiate afferenti vagali da modelli con una tasca gastrica superiore al nostro modello deve ancora essere testato in modo esplicito 27.
Il bypass gastrico legato mortalità del nostro modello è circa il 15% 27. I tassi di mortalità dopo le operazioni di bypass gastrico nei ratti sono raramente dichiarato dagli autori, ma sembrano variare da 0 a 35% 15. Nelle nostre mani, la mortalità era prevalentemente a causa di perdite o stenosi del tratto gastro-anastomosi digiunale, sanguinamento dopo resezione dello stomaco, complicazioni della ferita, incidenti anestesiologici e persistente, eccessiva perdita di peso che porta al benessere degli animali compromesso 15.
Siamo consapevoli del fatto che il nostro modello di bypass gastrico porta varie limitazioni. In primo luogo, anche se noi sosteniamo fortemente la formazione di una piccola tasca gastrica, mancanza di prove formali che la busta contiene ancora mucosa gastrica è stata ancora presa. Inoltre, l'impatto effettivo della dimensione tasca gastrica come una singola variabile non è stata analizzata. In secondo luogo, l'elevata domanda tecnica della tecnica piccolo sacchetto nel nostro modello in confronto alla tecnica cucitrice utilizzata da altri può limitare la sua disponibilicapacità di gruppi di ricerca che dispongono di un operatore adeguatamente formato e qualificato alla loro disponibilità. In terzo luogo, molti gruppi di ricerca si concentrano sui cambiamenti nella omeostasi del glucosio dopo l'intervento chirurgico di bypass gastrico. Tuttavia, finora, non abbiamo usato il nostro modello per studiare il glucosio post-operatorio o profili lipidici, di conseguenza, l'idoneità del nostro modello per rispondere a queste domande rimane sconosciuto. Infine, la maggior parte dei nostri esperimenti sono stati condotti in animali nutriti con una dieta a basso tenore di grassi chow.
In conclusione, esiste una grande varietà di modelli di ratto di bypass gastrici. Diversi componenti che agiscono di concerto conducono ai cambiamenti osservati fisiologici dopo bypass gastrico, ma il contributo relativo di questi componenti e la loro interazione rimane sconosciuto. La varietà nei modelli pubblicati ratto di bypass gastrico complica l'identificazione di specifici meccanismi fisiologici coinvolti nella perdita di peso corporeo dopo bypass gastrico. Quindi, vi è una necessità emergente di standardizzazione della procedura ad unaChieve dati coerenti e comparabili. Finora non vi è alcuna prova che nessuno dei modelli è superiore.
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Disclosures
Non ci sono conflitti di interesse dichiarati.
Acknowledgments
Marco Bueter e Florian Seyfried sono stati sostenuti dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG). Thomas A Lutz è stato sostenuto dal Fondo nazionale svizzero per la ricerca (FNS). Marco Bueter e Thomas Lutz A ulteriore beneficiare di un finanziamento dal National Institute of Health (NIH) e dal Centro Zurigo Integrativa Fisiologia Umana (ZIHP). Carel Le Roux W è stata sostenuta da un Dipartimento di Salute premio scienziato medico. Imperial College di Londra riceve il sostegno del regime di finanziamento NIHR Biomedical Research Centre.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Enrofloxacin | Baytril 2.5% | Provet AG | 1036 |
| Flunixin | Finadyne | Graeub | 908040 |
| Buprenorphin | Temgesic | Reckitt Benckiser | 138976 |
| Isoflurane | IsoFlo | Graeub | 902035 |
| Vitamin A | Vitagel | Bausch & Lomb | 690 |
| Iodine solution | Betadine Puredue Pharma | Mundipharma | 111141 |
| NaCl 0.9% | NaCl 0.9% | B. Braun | 534534 |
| Table 1. Drugs. | |||
| PDS II | 4-0 | Ethicon | Z924H |
| PDS II | 5-0 | Ethicon | Z925H |
| PDS II | 6-0 | Ethicon | PUU2971E |
| PDS II | 7-0 | Ethicon | Z1370E |
| Vicryl | 4-0 | Ethicon | V451H |
| Table 2. Sutures. | |||
| Scalpel handle No. 3 | Aesculap | BB073R | |
| Scalpel blades No. 10 | Swann-Morton | 0301 | |
| Needle holder | Aesculap | BM124R | |
| Tissue forceps | Aesculap | BD555R | |
| Metzenbaum scissors, straight | Aesculap | BC022R | |
| Metzenbaum scissors, curved | Aesculap | BC023R | |
| Delicate scissors, curved | Aesculap | BC061R | |
| Artery forceps, curved | Aesculap | BH109R | |
| Artery forceps, curved, 1x2 teeth | Aesculap | BH121R | |
| Probe, double-ended | Aesculap | BN113R | |
| Micro needle holder | Aesculap | FM 541R | |
| Micro forceps | Aesculap | FM571R | |
| Micro scissors | Aesculap | FM470R | |
| Disposable eye cautery | John Weiss International | 0111122 | |
| Cotton buds | Hartmann AG | 9679369 | |
| Table 3. Surgical equipment. | |||
References
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