Summary
지방 조직 (AT)는 강력한 면역 세포 활성화와 상호 작용의 사이트입니다. 면역 시스템의 거의 모든 세포는 AT의 존재와 그 비율은 비만에 의해 변경됩니다. 면역 세포 인구 AT의 적절한 분리, 정량 및 특성은 immunometabolic 질병에서 자신의 역할을 이해하는 데 중요하다.
Abstract
비만 설치류와 인간의 지방 조직의 증가 식세포 침윤 (AT)의 발견은 로컬 및 전신 인슐린 저항 면역 세포 공헌에 대한 관심 강화하게되었다. 엎드려서 비만 AT 다른 면역 세포 집단의 분리 및 정량 지금 immunometabolism 실험실에서 일반적으로 활용 기법, 아직 극도의주의를 얻을 데이터가 안정적이고 해석되도록 기질 혈관 세포의 분리 및 유동 세포 계측법 분석을 모두 수행해야 . 이 비디오에서 우리는, 말하다 소화와 면역 세포가 풍부한 기질 혈관 부분을 분리하는 방법을 보여줍니다. 그 후, 우리는 항체 라벨 식세포와 T 림프구 방법과 유동 세포 계측법 실험에서 그들에 제대로 게이트하는 방법을 보여줍니다. 저지방 먹이 엎드려서 고지방 먹이 비만 쥐에서 대표 유동 세포 계측법 플롯이 제공됩니다. 이 분석의 중요한 요소는 어떻게 항체를 사용하는 것입니다대 식세포 AT 자연 autofluorescent중인 채널뿐만 아니라, 적절한 보상 컨트롤의 사용 형광 없습니다.
Introduction
역사적으로, 지방 조직 (AT)는 에너지 균형에 대한 응답으로 신축 지질 스토리지의 불활성 기관으로 조회되었습니다. 우리는 지금 AT 적극적으로 직접 먹이 행동과 조직의 포도당 항상성에 영향을 미치는 호르몬의 숫자를 분비 동적 내분비 기관을 나타내는 것을 알 수 있습니다. 또한, 지난 10 년 동안 각막 혈관 분획 (SVF)뿐만 아니라 항상성에 그들의 공헌 AT에 거주하는 면역 세포의 다양한 인구에 대한 증가하는 감사가있다.
1964 1 Rodbell에 의해 설명 된 지방 세포와 SVF는 콜라게나 다이제스트를 사용하여 AT를 분리하는 기능은 차등 원심 분리에 의해 따랐다. 콜라게나 II는 대부분 지방 세포의 인슐린 수용체 1의 보수에 의한 지방 세포와 SVF 분리하는 데 사용됩니다. AT의 초기에, 효소 분획은 주로 adipo을 연구하기 위해 고용되었다신진 대사를 cyte 및 preadipocytes를 분리 할 수 있습니다. 더 최근에, 흐름 cytometers의 광범위한 가용성과 상업적으로 이용 가능한 형광 - 복합 항체의 계속 증가와 함께이 기술은 면역 세포 AT의 특성을 촉진했다.
AT 염증 면역 세포의 존재가 이전에이 설명되어 있었지만, 와이즈 버그 등으로 정액 논문. 그리고 쑤 하였다. 출판은 2003 년에 염증성 사이토 카인을 분비하고 AT 별 및 조직 인슐린 저항성 3,4와 연관 비만 식세포 AT의 축적 (현금 인출기)을 문서화하는 첫번째이었다. 이러한 관찰은 연구의 새로운 분야의 기초 최근에, "immunometabolism,"10 신조어로 제공하고 돌기 세포 6, 비만 세포 7, T 세포 8 등 다양한 면역 세포 인구를, 연루 연구에 의해 미행 당하고있다 -10, B 세포 11, NKT 세포 12, 호산구 13, 및 호중구 비만 관련 인슐린 저항의 개발에 14,15.
이 문서의 목적은 SVF AT의 세포를 분리하고 현금 인출기의 특성 및 유동 세포 계측법을 통해 T 세포 AT에 사용되는 콜라 다이제스트 기술에 대한 자세한 설명을 제공하는 것입니다. 이 프로토콜은 AT 마우스에 최적화되어 있지만, 시청자는 16 AT 인간이 기술의 최적화에 대한 광범위한 세부 정보를 제공하는 우수한 기사를 읽고 혜택을 누릴 수 있습니다. 이 문서의 대상은 제한된 경험 AT 마우스 작업 및 유동 세포 계측법을 수행하기에 수사관을 포함합니다. 시간과 자원을 가진 세포 수율과 생존의 균형을위한 몇 가지 실제적인 고려 사항은 면역 세포 인구 AT 특성화뿐만 아니라 최적의 유동 세포 계측법 컨트롤로 표시됩니다. 우리의 프로토콜뿐만 아니라, 독자 referr 있습니다적절한 컨트롤과 보상 17를 포함하는 유동 세포 계측법의 기술적 측면의 일부 훌륭한 토론 바수 등.의 최근 조브 기사에 에드.
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Protocol
1. 시약 및 소모품
앞서 실험 프로토콜을 시작하려면 다음 시약을 준비 :
- 70 % 에탄올
- 1X PBS
- 1X DPBS은 (칼슘과 마그네슘 제외) 0.5 % BSA가 첨가
- FACS 버퍼 : 1X DPBS (칼슘과 마그네슘 제외), 2 mM의 EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산), 1 % FCS
- ACK 버퍼 : 150 MM의 NH 4 망할 CIA, 10 MM KHCO 3, 물에 0.1 밀리미터 나 2 EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산)
2. 지방 조직의 수확 및 준비
- 각 기관에 특정한 IACUC 승인 된 절차에 따라 쥐를 안락사.
- 철저하게 70 % 에탄올로 모피 젖은.
- 검상 돌기 프로세스의 수준 (흉골의 하부)에서 절개를하고 모든 주요 혈관을 절단되지 않도록주의, 심장을 노출 흉강을 엽니 다.
참고 :이 시점에서만큼 진동판이 그대로 유지하는 것도 도움이 그 것이다가능한 혈액을 허용하고 흉강에서 흘러 관류하는 흉곽의 오른쪽의 노치를 잘라합니다.
- 혈액을 허용하고 순환 시스템을 탈출하기 위해 관류하는 우심방 클립.
참고 : AT 비만 쥐, 과도한 심낭을 처리 할 때 심장에 대한 액세스를 허용하기 위해 제거해야 할 수도 있습니다.
- 집게와 함께 마음을 잡고 조심스럽게 정점을 통해 좌심실에 바늘을 삽입합니다. 천천히 15 ML 멸균 PBS와 마우스를 붓는다.
참고 : 폐 작성하고 확장하기 시작하면 혈류의 속도를 줄입니다.
- 복강을 열고있는 성선 조직을 피하기 위해주의를 사용하여 perigonadal 지방 패드를 제거합니다.
- 지방 패드를 배치하는 것은 0.5 % BSA가 첨가 2 ML 1X DPBS을 (마그네슘 또는 칼슘없이) 포함 얼음에 보트를 달아 정밀한 조각으로 AT를 말하다.
참고 : 당 AT의 양을 제한 1.2 g에 배를 무게. AT의 양이 1.2 g을 초과하는 경우, 두 개의 무게 보트 사이에 균등하게 나눕니다.
- 얼음에 샘플 AT 유지하고 0.5 % BSA, 10 MM 염화칼슘 2, 4 MG / ML 콜라, 유형 II와 보충 1X DPBS로 구성된 샘플을 당 ML 콜라 다이제스트 솔루션을 준비합니다.
3. 콜라게나 소화
- 균질를 따르고, 1 ML의 DPBS (0.5 % BSA) 3 ML 콜라 II 다이제스트 솔루션 보트의 무게를 세척하여 50 ML 원뿔 튜브로 전송할 수 있습니다.
- 20 분 37 회전 흔드는 (200 RPM) ° C에서 균질 품다.
- 얼음에 원뿔 튜브와 장소에 10 ML의 DPBS를 (0.5 % BSA)를 추가합니다.
- 10 ㎖ 혈청 피펫을 사용하여 여러 번 균질 씹다, 새로운 50 ML 원뿔 관에 100 μm의 필터를 통해 세포 현탁액을 전달합니다.
- 4 & D에서 10 분 500 XG에서 세포 현탁액을 원심 분리기예를 들어, C.
- 가만히 따르다 뜨는을 Resuspend SVF 세포 펠렛 3 ML ACK 버퍼에 적혈구의 오염을 용해합니다.
- 4시 10 분 500 XG에 12 ML의 FACS 버퍼와 원심 분리기 세포 현탁액을 추가 ° C.
- FACS 버퍼에서 가만히 따르다 뜨는을 Resuspend SVF 세포 펠렛.
참고 : 세포 펠렛은 50 ML 원뿔 튜브의 바닥을 커버하는 경우, 0.5 ML 외과 버퍼를 사용 인치 resuspend을하는 방법에 많은 FACS 버퍼에 대한 가이드로 세포 펠렛의 크기를 사용하고, 그렇지 않은 경우 0.25-0.5에 resuspend을 ML.
- 장소 얼음 샘플 및 혼합 40 μL FACS 버퍼 50 μL 판 블루 용액 (0.2 %), 10 μL 세포 현탁액으로 세포 계수에 대한 각 시료 1:10으로 희석 분주을 준비합니다.
- 판 블루 배제에 따라 가능한 세포를 계산하고 5-10 X 10 6 세포 / ML의 최종 농도로 세포 현탁액을 희석.
4. 세포 표면 항원 염색
참고 : 예를 들어, F4/80 및 CD11b, 다음과 같은 보상 및 FMO 컨트롤에 따라 현금 인출기의 비율을 정량화 할 때하는 준비를해야합니다 :
- 흠 (세포)
- DAPI 또는의 propidium 요오드화 물의 (PI) 단일 얼룩 (세포, 단계 5.1까지 생존 염료를 추가하지 마십시오)
- F4/80 APC 얼룩 하나 (세포 나 보상 비즈)
- CD11b FITC (얼룩 단일 세포 또는보상 비즈)
- FMO 1 (셀) : 쥐 IgG2a κ 이소 타입 제어 APC + CD11b FITC + 생존 염료 (단계 5.1에 추가)
- FMO 2 (셀) : F4/80 APC + 쥐 IgG2b κ 이소 타입 제어 FITC + 생존 염료 (단계 5.1에 추가)
- (시약 및 재료의 표 참조) 적절한 농도에서 형광 - 복합 일차 항체 및 / 또는 이소 타입의 컨트롤을 추가합니다.
- 30 분 동안 4 ° C에서 빛과 부화에서 샘플을 보호합니다.
- 4시 5 분 500 XG에 2 ㎖의 FACS 버퍼와 원심 분리기 세포 현탁액을 추가 ° C.
- 2 ㎖ FACS 버퍼에서 가만히 따르다 뜨는을 Resuspend SVF 세포 펠렛.
- ≥ 400 μL FACS 버퍼에 5 ° C에서의 분, 및을 Resuspend SVF 세포 펠렛을 위해 세포 현탁액 500 XG에 원심 분리기.
- 35 μm의 셀 스트레이너 관 정상을 갖춘 12 X 75mm의 폴리스티렌 원형 바닥 튜브에 샘플을 전송합니다.
- 4에 빛 및 저장 샘플로부터 보호 ° C를 FACS 분석까지.
참고 : 최적의 결과를 세포 immeadiately 분석해야하지만,이 프로토콜 FACS 분석을 성공적으로 4 ℃에서 1-2 시간 동안 FACS 버퍼에 저장된 라벨 세포에서 수행되었다 세포는 저장 시간이 증가하도록 수정해야 할 경우, 레이블이 세포는 FACS 분석을하기 전에 24 시간 동안 4 2 % 파라 포름 알데히드 ° C로 고정 할 수 있습니다. 항체 회사라는 세포가 1 주일로 저장할 수 있습니다하는 것이 좋습니다 있지만, 이것은이 절차의 컨텍스트 내에서 테스트되지 않았습니다.
5. FACS 분석
- 이전 FACS 분석에 죽은 / 라이브 셀 차별을 허용하도록 샘플 및 적절한 컨트롤에 생존 염료를 추가합니다.
참고 : 많은 가능성 염료 상업적으로 사용할 수 있지만, DAPI 및 PI는 여기 / 방출 교수에 따라 추천형광 - 복합 항체의 레스가 사용되고있다. DAPI와의 propidium 요오드화물은 0.2 밀리그램 / ML의 최종 농도에서 각각의 샘플에 추가됩니다.
- 관심의 세포 인구 (들) 규모가되도록 측면 산란 (SSC) 앞으로 분산 형 (FSC)를 조정하는 실험 샘플과 같은 조직에서 고립 된 흠없는 대조군 샘플, 바람직 세포를 사용합니다.
참고 : SVF 세포 AT의 분석을 위해, 그것은 SSC는 리니어 스케일에 FSC 대 로그 스케일로 표시하는 것이 좋습니다. 종종 매우 크고 세분화되어 현금 인출기를 분석 할 때 SSC에 대한 로그 스케일의 사용은 특히 중요합니다.
- 분석되고 셀 (들)의 유형에 따라 초기 빛의 산란 문을 그리고 흠없는 세포까지 (약 10 2)를 중심으로 단일 매개 변수 히스토그램의 왼쪽에 위치하도록 광전 튜브 (PMT)는 게인 조정 해당 채널. </ 리>
주 : 림프구와 대 식세포 (또는 다른 골수 세포) 때문에자가 형광의 차이에 개별적으로 분석하는 것이 좋습니다.
- 멀티 컬러 보정을 수행하는 하나의 스테인드 컨트롤이나 항체 캡처 보상 비즈를 사용하고 있습니다.
참고 : 보상 구슬의 사용이 권장되지만, 각 항체의 호환성을 보장해야합니다. 예를 들어, 보상 비즈 고립 된 세포가 적절한 하나의 얼룩 제어를 얻기 위해 요구되는 경우에 토끼 항체와 교차 반응하지 않을 수 있습니다.
- 수정 FMO 컨트롤에 따라 실험 게이트를 설정합니다.
- 그 인구의 보급에 따라 이벤트의 해당 번호를 수집하고 실험 데이터를 기록하는 흐름 cytometer에 설정합니다.
- 수출 FCS 데이터를 오프라인 분석을 위해 파일. 흐름 cytometr 가능한 많은 프로그램이 있습니다Y 데이터 분석. 우리는 Cytobank, investigatores 인터넷 액세스 18와 함께 모든 컴퓨터에서 그림을 저장하고 분석 데이터 및 생성 할 수있는 웹 기반의 플랫폼을 권장합니다. 또한, Cytobank 데이터 공개에 액세스 할 수 있도록하거나 공동 작업자에 대한 액세스를 제한 할 수있는 기능을 제공합니다.
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Representative Results
차등 원심 분리 한 다음 AT의 콜라 소화 저지방 (지방에서 10 % 킬로 칼로리) 또는 높은 지방 (지방 60 %의 킬로 칼로리) 다이어트 (LFD 및 HFD을 공급 수컷 C57BL/6J 마우스의 부고환 지방 패드에서 SVF를 분리하는 데 사용되었다 각각) 16 주. SVF의 세포는 다음 FACS 분석을 통해 가능한 ATM 기기 (그림 1)과 T 세포 (그림 2) AT 비율을 정량화하는 형광 - 복합 일차 항체로 표지 하였다. 빛의 산란, 쌍으로 차별과 생존 게이트 등의 초기 게이트는 그림 1A와 2A에 묘사되어 있습니다. 이 그림 2A의 초기 빛의 산란 게이트 autofluorescent 골수 세포를 포함하여 방지하기 위해 림프구 인구로 제한됩니다 것을 강조해야한다. 수정 FMO를 사용하는 예제는 그림 1B에 묘사되어 실험 게이트를 설정하는 제어합니다. 이 예에서, F4/80 (왼쪽 열)와 CD11b (오른쪽 열) 항체는자가 형광과 비 특정 바인딩에 대한 계정에 적절한 이소 타입 컨트롤로 대체됩니다. 상한 게이트 다음 확인을 그려 가능한 ATM 기기 (F4/80 + CD11b +). CD4 +와 T 세포 AT CD8 +에 대한 게이트는 그림 2B에 표시됩니다. 림프구 AT 가능한이 TCRβ에 대한 첫 번째 문이다 (왼쪽 열). 그 후, TCRβ + AT T 세포는 CD4와 CD8 (오른쪽 열)에 대한 게이트입니다.
그림 1. 지방 조직 대 식세포. SVF는 수컷 C57BL/6J 마우스의 AT 부고환에서 분리 된이 콜라게나 다이제스트 프로토콜을 사용하여 16주을위한 저지방 또는 고지방 음식을 먹이. Subsequently, SVF 세포는 F4/80 및 CD11b에 대한 염색되었고, FACS 분석은 현금 인출기를 식별하는 흐름 cytometer에를 사용하여 수행 하였다. (A) 초기 빛의 분산과 생존 게이트. (B) 수정 FMO는 F4/80 및 CD11b에 대한 이소 타입의 항체를 통합하는 사분면 문을 정렬하는 데 사용 된 제어합니다. (C)의 AT 저지방 고지방 먹이 생쥐 F4/80 + CD11b + 현금 인출기의 비율 비교. 큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오 .
그림 2. 지방 조직의 T 세포. SVF는 남성 C57BL/6J 마우스의 부고환 지방 조직에서 분리 된이 t를 사용하여 16주에 대한 저지방 또는 고지방 음식을 먹이그는 콜라게나 다이제스트 프로토콜입니다. 그 후, SVF 세포는 TCRβ, CD4에 대한 염색되었고, CD8a 및 FACS 분석은 T 세포 AT 특성을 흐름 cytometer에를 사용하여 수행 하였다. (A) 초기 빛의 분산과 생존 게이트. 의 비율 (BC) 비교 TCRβ + T 세포 (왼쪽 열)과 CD4의 +와 CD8 (B) 저지방 (C) 높은 지방 자란 생쥐의 AT.에서 + T 세포 (오른쪽 열) 를 여기를 클릭 큰 그림을 보려면 .
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Discussion
비만의 신진 대사 결과에서 면역 체계의 역할에 대한 관심의 증가는 AT의 면역 세포를 특성화 유동 세포 계측법의 광범위한 사용하게되었다. 정확한 프로토콜은 자신의 경험과 장비를 사용할 기준으로 실험실 사이에 다를 수 있지만, 중요한 단계는 콜라 소화, 차등 원심 분리하고, 세포 표면 항원 라벨 (가) 있습니다. 본 문서의 목적은 AT 및 / 또는 유동 세포 계측법을 수행하는 작업에 대한 경험을 가진 수사관 SVF AT의 분리에 대한 자세한 프로토콜과 실용적인 가이드를 제공하는 것입니다.
모든 실험 기법으로, 또는 현저하게 원하는 결과에 영향을 미치지 않을 수도 있습니다 많은 차이가 있습니다. 우리의 경험을 바탕으로, 프로토콜 상세한 여기에 시간, 자원, 세포 수율 및 세포 생존 능력 사이의 가장 효율적인 균형을 나타냅니다. 예를 들어, 우리는 그 증가를 발견했습니다콜라게나 비슷한 농도에서 교원질 II 소화 기간을만큼 60 분 셀룰러 수율에 영향을 거의 미치지있다, 따라서 우리는 콜라 노출의 길이를 줄이기 위해 20 분 소화를 사용합니다. 콜라게나 II는 지방 조직 digestions에 가장 일반적으로 사용되는 콜라입니다. 다른 collagenases과 기본 용도의 모든 설명은 시그마의 웹 사이트에서 찾을 수 있습니다. 위의 프로토콜에서 전형적인 세포 수율 2~3아르 × 10 6 4-5 생쥐의 6 셀 / G에 대한 저지방 (지방에서 10 % 킬로 칼로리)와 높은 지방 (지방 60 %의 킬로 칼로리) 음식을 먹이 × 10 16주, 각각. 콜라 다이제스트 시간을 변화뿐만 아니라,식이 치료를 포함하여, 사용되는 실험 모델에 따라 현재의 프로토콜에 대한 잠재적 인 수정의 숫자가있다. 첫째, 콜레스테롤이나 포화 지방산 풍부한 음식을 먹이 생쥐 AT 수확 할 때, 때문에 닦지에 얼음 샘플을 사전 지키는 것을 피하는T는 응고와 닦지 어렵게 만들 것입니다. 둘째, 우리의 프로토콜은 적혈구 용해 단계 (3.6)를 포함하지만, 성공적인 초기 관류는 종종이 단계가 필요합니다. 셋째, 치료는 콜라게나 다이제스트 용액 (10 mM의 최종 농도)에 염화칼슘보다 10 밀리미터를 추가하지주의해야한다, 큰 칼슘 농도는 인산 칼슘 침전물의 형성을 초래할 수 있습니다. 이 침전물은 초기 원심 분리 단계 (3.5)에 따라 형성되면 침전물을 제거하는 적혈구 용해 단계 이전에 20 ML 외과 버퍼 (EDTA를 포함하는) 두 세척 단계를 추가합니다. 넷째, 우리는 SVF를 분리 할 때 연구자들은 적어도 하나의 전체 perigonadal 지방 패드를 사용하는 것이 좋습니다. 우리는하지 때문에 세포 수율 제한이 권장 사항을 만들지 만, 다양한 세포 인구는 19 서로 다른 지역 분포를 표시하기 때문입니다. perigonadal 지방 패드의 일부만이 우리 때 따라서, 결과가 편향 될 수있다ED는 AT에 거주하는 면역 세포를 분리하는 방법에 대해 설명합니다. 전체 지방 패드가 1.2 그램보다 큰 경우, 꼬리 끝에 주동이의 세로 방향으로 지방 조직을 나눕니다. 절반이 방법으로 나눌 경우 각 반은 세포의 대표적인 인구를 제공해야하며, 일반적으로 1.2 그램 이하이어야한다. 그러나 경우에이 여전히 이상 1.2 그램입니다, 우리는 별도의 튜브에 1.2 그램 세그먼트의 콜라 digestions을 수행하는 것이 좋습니다, 그리고 유동 세포 계측법에 대한 SVF 세포의 결합. 또한, 야윈 쥐를 위해, 그것은 유세포 분석을위한 충분한 SVF 세포를 얻기 위해 2 ~ 3 마우스에서 지방 패드를 결합 할 필요가있다. 추가 마우스에 대한 필요성이 실험을 설계 할 때 고려되어야한다. 마지막으로, 데이터를 표시하는 또 다른 방법은 조직의 그램 당 세포의 수입니다. 세포 밀도가 필요한 경우, AT는 닦지 소화하기 전에 무게해야합니다.
유동 세포 계측법, 두 가지를 통해 SVF 세포 AT 특징에 관해서점을 강조해야한다. 첫째, 모든 형광 - 복합 일차 항체는 SVF 세포 AT와 함께 사용하도록 검증되어야하고, 제대로 적정. 우리는 구슬로 보상을 증명하지만, 우리는 이전에 SVF AT와 함께이 항체를 적정했다. 대식 세포의 특성을 때, 우리는 이러한 염료 복합 항체를 사용하는 경우 우리는 현금 인출기가 아닌 특정 바인딩에 대하여 혼합 된 결과를 가지고 것처럼, (예를 들어, PE-Cy7) 탠덤 염료의 사용을 반대하는 것이 좋습니다. 또, PE 및 FITC와 같은 형광 물질은 위에서 설명한대로주의 적정 후 사용되어야한다. 우리가 일반적으로 권장 농도와 함께 SVF 세포 AT 특성화하는 데 사용되는 특정 항체의 목록은 표 1에에서 찾을 수 있습니다. 높은 농도에서 사용되는 경우 ATM 기기 전시회 강한자가 형광 항체의 숫자가 아닌 특정 바인딩의 낮은 수준을 표시하기 때문에 둘째로, 우리는 수정 FMO의 사용은 실험 게이트를 설정하는 제어 좋습니다.FMO 컨트롤은 실험 시료에게 20 레이블을 지정하는 데 사용되는 항체의 모든하지만 하나 컨트롤 샘플 세트를 염색에 의해 생성됩니다. 우리는 적절한 형광 - 복합 이소 타입 컨트롤보다는 단순히 그것을 제거하여 항체를 대체하기 위해 프로토콜 FMO 컨트롤을 수정했습니다. 실제로, 그것은 긍정적이고 부정적인 집단 사이의 탁월한 분리를 제공하는 항체 FMO 컨트롤을 포기하는 것이 허용 될 수 있습니다. 이러한 컨트롤 이외에, 당신은 앞으로 측면 산란에 따라 림프구와 대식 세포의 인구에 대한 그 항체에 게이팅하기 전에, 우리는 사전 선택을주의 할 것이다. 같은 FITC와 탠덤 염료 형광와 림프구 인구를 분석 할 때이 autofluorescent 대식 세포의 검출을 제거합니다.
자세한 프로토콜은이 문서의 범위를 벗어나 있지만, 설명 분리 기술은 charac을 목표로 다양한 기술을위한 중요한 첫 단계로 제공AT에 거주하는 면역 세포를 terizing. 예를 들어, 위의 격리 및 염색 프로토콜의 mRNA는 유전자 발현을 분석하기 위해 격리 될 수있는 특정 집단의 정렬을 쉽게 할 수 있습니다. 또한, 프로토콜에 대한 간단한 수정의 ATM 생체 치료를 허용 할 수 있습니다. 이러한 변경은 다음 두 번 세척하고 적절한 세포 배양 배지에서 현탁 될 SVF를 얻기 위해 무균 기술을 활용 포함됩니다. 오히려 세포 표면 항원을 염색하는 형광 - 복합 항체를 추가하는 대신이 또한 고착 할 수있다 섬유 아세포와 preadipocytes로 순수한 인구 주장 할 수 있지만, SVF는 (플라스틱 준수를 통해 ATM을위한 풍성하게 처리하지 않은 조직 배양 플레이트에 추가 할 수 있습니다 ). 이것은 배양하여 37 ~ 4 시간 동안 SVF을 수행 할 수 있습니다 ° C 비 부착 세포를 제거하는 두 가지 세척 단계가 따랐다. 현금 인출기는 그에 따라 치료와 EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산) 기반의 세포 분리 등등을 사용하여 수확 할 수있다유동 세포 계측법 또는 각각 RNA 또는 단백질의 분리에 대한 TRIZOL 또는 RIPA 버퍼에 용해 용 lution. 에 관계없이 다운 스트림 응용 프로그램, 1964 1 Rodbell에 의해 설명 지방 세포와 SVF 세포를 분리하는 콜라게나 다이제스트 기술은 면역 세포와 비만의 신진 대사 결과에 기여 AT의 특성에 대한 귀중한 도구가되고 있습니다.
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Disclosures
우리는 공개 아무것도 없어.
Acknowledgments
JSO는 NIH 루스 L. 키르 NRSA (F32 DK091040)에 의해 지원됩니다, AK는 미국 당뇨병 협회 (7-10-MI-05)에서 박사후 원정대에 의해 지원되며, AHH는 미국 심장 협회 설립 탐정 수상에 의해 지원됩니다 (12EIA8270000). 유동 세포 계측법 실험은 VMC 유동 세포 계측법 공유 리소스에서 수행 하였다. VMC 유동 세포 계측법 공유 리소스는 밴더빌트 소화기 질환 연구 센터 (DK058404)에 의해 지원됩니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| DPBS (no Ca or Mg) 10 x 500 ml | Life Technologies | 14190-250 | |
| DAPI | Life Technologies | D3571 | |
| BSA | Sigma | A2153-100G | |
| collagenase | Sigma | C6885-5G | |
| propidium iodide solution | Sigma | P4864-10 ml | |
| stable stack 20 microliter | Rainin | SS-L10 | |
| 20 microliter filter tips | Rainin | SRL10F | |
| stable stack 250 microliter tips | Rainin | SS-L250 | |
| 1000 microliter tips | Rainin | GPS-L1000 | |
| 1000 microliter filter tips | Rainin | GP-L1000F | |
| 250 microliter Filter Tips | Rainin | SR-L200F | |
| FC Block | BD Biosciences | 553142 | |
| fisher 100mn strainers | Fisherbrand | 22-363-549 | |
| medium weigh dish | Fisherbrand | 02-202B | |
| aluminum foil | Fisherbrand | 1213100 | |
| mincing scissors | Fisherbrand | 089531B | |
| Vortex | Fisherbrand | 2215365 | |
| 50 ml conical tubes | BD Falcon | 14-959-49A | |
| filter top FACS tubes | BD Falcon | 352235 | |
| 10 ml pipette case 200 | BD Falcon | 1367520 | |
| round bottom tubes | BD Falcon | 352058 | |
| 5 ml syringe | BD Falcon | 309646 | |
| V Bottom Plates | Costar | 07-200-107 | |
| transfer bulb pipette | Thermo Scientific | 13-711-22 | |
| Shaker | Thermo Scientific | 11 676 071 | |
| Adhesive mat | Thermo Scientific | 1368750 | |
| Cell Culture Centrifuge | Sorvall | 75253839 | |
| Adapters | Sorvall | 75003723 | |
| Rat anti-mouse CD16/CD32 | BD Biosciences | 553142 | Concentration: 0.5 - 1 μg/ 106 cells |
| Rat anti-mouse F4/80 | eBioscience | 17-4801 | Fluorophore conjugate: APC Concentration: 0.2 μg/ 106 cells Isotype control catalog number: 17-4321 |
| Rat anti-mouse CD11b | eBioscience | 11-0112 | Fluorophore conjugate: FITC Concentration: 0.5 μg/ 106 cells Isotype control catalog number: 11/1/4031 |
| Armenian Hamster anti-mouse CD11c | eBioscience | 12-0114 | Fluorophore conjugate: PE Concentration: 0.8 μg/ 106 cells Isotype control catalog number: Dec-88 |
| Goat anti-mouse MGL1/2 | R&D Systems | FAB4297P | Fluorophore conjugate: PE Concentration: 0.1 μg/ 106 cells Isotype control catalog number: IC108P |
| Goat anti-mouse CD206 | R&D Systems | FAB2535P | Fluorophore conjugate: PE Concentration: 0.1 μg/ 106 cells Isotype control catalog number: IC108P |
| Rat anti-mouse CCR2 | R&D Systems | FAB5538P | Fluorophore conjugate: PE Concentration: 0.1 μg/ 106 cells Isotype control catalog number: IC013P |
| Armenian Hamster anti-mouse TCRβ | BD Biosciences | 553174 | Fluorophore conjugate: APC Concentration: 0.2 μg/ 106 cells Isotype control catalog number: 553956 |
| Rat anti-mouse CD8a | BD Biosciences | 552877 | Fluorophore conjugate: PE-Cy7 Concentration: 0.8 μg/ 106 cells Isotype control catalog number: 552784 |
| Rat anti-mouse CD4 | BD Biosciences | 557956 | Fluorophore conjugate: Alexa Fluor 700 Concentration: 0.2 μg/ 106 cells Isotype control catalog number: 557963 |
Table 1. List of Materials and Reagents. |
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References
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