Summary
Den etablerte teknikken for å vaksinere primære invasive ortotopiske blærekreft xenografts krever laparotomi og mobilisering av blæren. Denne prosedyren påfører betydelig sykelighet på mus, er teknisk utfordrende og tidkrevende. Vi har derfor utviklet en høy presisjon, perkutan tilnærming benytte ultralyd veiledning.
Abstract
Ortotopiske blærekreft xenografts er gullstandarden for å studere molekylære cellulære manipulasjoner og nye terapeutiske agenter i vivo. Egnede cellelinjer er inokulert enten ved intravesikal instillasjon (modell av nonmuscle invasiv vekst) eller utført injeksjon i blæreveggen (modell av invasive vekst). Begge fremgangsmåter er komplekse og svært tidkrevende. I tillegg har overflatemodell sine mangler på grunn av mangel på cellelinjer som er tumorigen følgende instillasjon. Intramural injeksjon, på den annen side, blir skjemmet av invasivitet av fremgangsmåten og den tilhørende sykelighet for verten mus.
Med disse svakhetene i tankene, vi endret tidligere metoder for å utvikle en minimal invasiv tilnærming for å skape ortotopiske blærekreft xenografts. Ved hjelp av ultralyd veiledning har vi vellykket utført perkutan inokulering av blærekreft cellelinjer UM-UC1, UM-UC3 og UM-UC13 inn 50 atymisk naken. Vi har vært i stand til å vise at denne tilnærmingen er tidseffektiv, presis og trygg. Med denne teknikken, er i utgangspunktet et mellomrom opprettet under blæren mucosa med PBS, og tumorceller blir deretter sprøytet inn i dette rommet i et andre trinn. Tumorvekst overvåkes regelmessig med Bioluminescens bildebehandling og ultralyd. De gjennomsnittlige tumorvolum økt jevnt i alle unntatt én av våre 50 mus i løpet av perioden.
I vår institusjon, denne romanen tilnærming, noe som gjør at blærekreft xenograft vaksinering i et minimalt-invasiv, rask og svært presis måte, har erstattet den tradisjonelle modellen.
Introduction
Cancer forskning er avhengig av dyremodeller av human cancer med bruk av cellelinjer avledet fra pasientens tumor for å utdype vår forståelse av tumorbiologi. For in vivo vekstanalyse under ulike behandlingsstrategier murine ortotopiske blærekreft modeller forbli referansen standard 1,2. Vaksinasjonen av menneskelige blære kreft celler hos immunsupprimerte mus (xenograft modell) avhengig av intravesikal instillasjon ("intravesikal modellen") 3,4,5 eller direkte injeksjon i blæreveggen ("egenutført modellen") 6,7. Begge teknikkene kan også utføres i rotter 8,9.
Intravesikal instillasjon induserer dannelsen av tumorer på uroteliale overflate av blæren som deretter er mottakelig for etterfølgende intravesikal instillasjon av nye behandlingsmidler. Imidlertid er antallet av cellelinjer som er pålitelig tumorigen når levert via denne metoden begrenset end en av disse cellelinjer, KU7, har nylig blitt vist å være HeLa 4,10. Intravesikal instillasjon også er tidkrevende på grunn av nødvendige holdetider, og det ofte induserer tumorvekst i naboelementer i urinveiene, inkludert urinrør, urinleder, og nyrebekken 11.. Videre fører intravesikal instillasjon ofte til tumorvekst på gulvet av blæren, hvor urinlederne går inn i blæren, og dette kan føre til overveier obstruksjon og samtidig nyresvikt.
Primære blærekreft xenografter som er egnet for systemisk behandling er laget ved direkte injeksjon av tumorceller inn i blæreveggen 12.. Selv om tallrike cellelinjene vokser tilstrekkelig i denne modellen, er ikke begrenset til dens invasivitet av modellen i forbindelse med behovet for en abdominal innsnitt 13.. Modellen er også utfordrende å lære på grunn av tekniske problemer av å injisere celler presist inn i muskelen veggenav blæren.
En ny tilnærming til å etablere ortotopiske primære blærekreft xenografts i mus har blitt utviklet i vår avdeling for å ivareta eksisterende mangler av "egenutført modellen". Vi var i stand til å optimalisere perkutan, ultralyd-styrt injeksjon av blærecancerceller inn i det fremre blæreveggen og dermed en ny teknikk for å erstatte den etablerte invasiv modell. Videre har vi potensielt forbedret nøyaktighet og reproduserbarhet av "utført modellen".
Protocol
Alle dyr prosedyrer ble utført i henhold til retningslinjene i den kanadiske Council on Animal Care (CCAC). Protokollen ble godkjent av Animal Care komité ved University of British Columbia (Protokoll Nummer: A10-0192).
En. Fremstilling av cellelinjer
- Bekrefte identiteten til de respektive menneskelig blærekreft cellelinjer ved DNA fingerprinting 7.
- For vekstanalyse av xenografttumorer etter bioluminescens, transfektere cellelinjer med en lentiviral konstruere bærer ildflueluciferase genet tre.
- Smelte og utvide det eksisterende cellelinjer i Dulbeccos modifiserte Eagles medium (DMEM) med 10% fetalt bovint serum (FBS) ved 37 ° C i en fuktet 5% CO2 atmosfære. Passage cellene minst 3x men unngå kultur ganger overstiger tre måneder.
2. Fremstilling av cellesuspensjon
- Tine Matrigel. Hold temperaturen under4 ° C for å unngå økt viskositet av gelen.
- Trypsinize cellene ved en sammenfletting av 70% og suspendere i normale vekstmediet.
- Telle celle nummer med en hemocytometer eller automatisk celleteller.
- Spin cellesuspensjonen i 5 min ved 200 x g. Fjern supernatanten.
- Tilsett passende volum av DMEM (10% FBS) og Matrigel (1:1) for å oppnå den ønskede cellekonsentrasjon som er avhengig av den benyttede cellelinje og ønsket vekstkinetikk (8-15 x 10 6 / ml). Den injiserte volumet av svulst celle suspensjon vil være 40 mL.
- Bland godt med pipettering opp og ned (P1000), unngå å skape luftbobler i suspensjon.
Tre. Fremstilling av dyr
Merk: På grunn av den potensielle behovet for transurethral kateterisering i trinn 4.7, hunnmus er den foretrukne kjønn i denne dyremodell.
- Hus mus i henhold til institusjonelle og nasjonale dyr omsorg guidelines. Skaffe etikkomité godkjenning for alle eksperimenter med mus.
- Anesthetize mus med 3% isofluran / oksygen blanding. Bekreft riktig anesthetization av dyr (f.eks manglende respons til tå klyper).
4. Eksperimentell Setup
- Skjær blæren stabilisering av noen form for flat stivt plastmateriale [Figur 2 I]. Inspisere nøye stroppen og fjern eventuelle skarpe kanter før søknad til musene.
- Monter dyret på den oppvarmede bildebehandling tabellen [Figur 1 I] av små dyr bildebehandling plattform med kontinuerlig overvåking av vitale tegn. Fest beina med en gummistrikk [Figur 1 III].
- Desinfiser magen med 2% klorheksidinglukonat og tørk huden med en steril bomullstupp.
- Immobilisere blæren med blæren stabiliseringsstropp [Figur 2 II]. Således, en omgåelseav blæren under utført injeksjon i trinn 5.6 blir unngått.
- Påfør steril ultralyd gel til nedre del av magen.
- Sakte nærme seg ultralyd-soren (frekvens 40 MHz) [Figur 1 IV] til huden (langsgående med en cranial vinkel på 45-70 °) og visualisere blæren på ultralydskjermen [Figur 3 I].
- Dersom blæren er tom, fylles den med 50 pl steril, varm fosfatbufret saltløsning (PBS) gjennom en transuretral 24 G angiocatheter.
5. Separasjon av blæreveggen Layers
- Fest en 1,0 ml sprøyte fylt med PBS og koblet til en 30 G, ¾ i nålen (skrå rettet anteriort) til sprøyteklemmen.
- Plassere nålen mot huden like over skambenet i en 30-45 ° vinkel (80 til 90 ° i forhold til lengdeaksen av ultralyd-soren [Fig. 1]).
- Oppdage nålenpå ultralydskjermen.
- Sakte gjennomhulle huden og bukveggen muskler [Figur 3 II].
- Snu nålen skrått 180 ° (nå rettet baktil).
- Sett tuppen av nålen inn i blæreveggen uten å trenge inn i slimhinnen [Figur 3 III]
- Sakte injisere 50 pl PBS mellom muskellaget og mucosa for å skape en kunstig plass [Figur 3 IV].
Merk: Hvis slimhinnene er et uhell perforert under trinn 5.6, sakte trekke tilbake nålen og injisere 50 mL PBS etter at slimhinnelaget har snudd tilbake over nålespissen. - Trekk nålen.
6. Utført Inokulering av blærekreft celler
- Fest en andre 1,0 ml sprøyte (fylt med kreftceller suspendert i Matrigel) med en 30 G, ¾ i nålen til sprøyten klemmen.
- Stikk enden av nålen til den sammePBS-fylt plass som ble opprettet i trinn 5.7.
- Injiser 40 ul av cellesuspensjonen inn i dette mellomrom [Fig. 3 V og VI].
- Trekk nålen.
7. Post-intervensjons palliative
- Demonter musen fra bildebehandling plattformen.
- Hold dyret i en varm og behagelig miljø under kontinuerlig overvåking når du gjenoppretter fra narkosen.
- Etter å gjenvinne bevissthet og gjenoppta normal bevegelse og plasserer dyret tilbake i sitt hjem buret.
Representative Results
Utført injeksjon av tre forskjellige tumorcellelinjer (UM-UC1 Luc, UM-UC3 LUC og UM-UC13 LUC) ble utført i 50 dyr under ultralyd-veiledning på tre påfølgende dager. Vaksinasjonen ble utført effektivt (mean time 5,7 min / dyr) og var ikke forbundet med noen intra-eller post-intervensjons komplikasjoner.
Overvåking av tumorvekst ble utført av billeddiagnostikk og Bioluminescens. På dag nr. 3 en tumor kan detekteres ved hjelp av ultralyd i fremre blæren for alle 50 dyr [Figur 4 I]. 98% av mus viste konstant tumorvekst i løpet av oppfølgingsperioden [Tall 4 og 5]. Etter vaksinasjonen av UM-UC3 luc, utviklet en mus intraperitoneal tumor formidling og svulsten involuted etter dag nr. 7 i en andre dyr [Tabell 1]. Dette var den første gruppen av mus inokulert med denne nye teknikk.
nt "> Musene ble ofret på dag nr. 24, nr. 28 og # 37 etter inokulering av UM-UC3 luc, UM-UC1 luc og UM-UC13 luc, henholdsvis. xenografttumorer ble høstet og undersøkt på hematoxylin og eosin (H & E ) seksjoner. Alle tumorer ble muskelen invasiv og noen infiltrert i perivesical fett, men ingen invasjon i tilstøtende organer ble observert [Figur 6 I]. 60% av mus med UM-UC13 luc tumorer og 20% av mus med UM-UC3 luc svulster utviklet retroperitoneale lymfeknutemetastaser som ble bekreftet av H & E flekker [Figur 6 II].
Figur 1. Bilde-og skjematisk illustrasjon av det eksperimentelle oppsett. Musen er montert på den oppvarmede operasjonsbordet (I) og holdt under anestesi (<strong> II) med 3% isofluran / oksygen blanding. De nedre lemmer er festet med en gummistrikk (III). Etter nærmer ultralyd sen-soren (IV) til huden (langsgående innretting med en cranial vinkel på 45 til 70 °) i blæren (V) blir visualisert på ultralydskjermen. En sprøyte med en 30 G-nål (VI) blir ført til huden i en vinkel på 30-45 ° (80 til 90 ° i forhold til lengdeaksen av ultralyd-soren).
Figur 2. Immobilisering av blæren. Dimensjoner og illustrasjon for å konstruere blæren stabiliseringsbelte (I) Stroppen er festet til den nedre del av magen og immobiliserer blæren (II). Dermed en omgåelse av blæren under egenutført injeksjon unngås.
Figur 3. Utført inokulering av tumorceller. Visualisering av blæren på ultralydskjermen (I). Perforering av huden og bukveggen muskler (II). Nål innsetting i blæreveggen, uten penetrering av slimhinner (III). PBS (50 pl) mellom muskellaget og mucosa etter langsom injeksjon (IV). Tumor-celler suspendert i Matrigel i utført kunstig skapt mellomrom (V, VI).
1123fig4.jpg "/>
Figur 4. . Oppfølging av ultralyd Kontinuerlig oppfølging av ultralyd viste signifikant økning i tumorvolum (jeg: day # 3, II: day # 7, III: day # 13).
Figur 5. Oppfølging av Bioluminescens. Kontinuerlig oppfølging av bioluminescens viste konstant økning i luminescens i løpet av perioden.
Figur 6. Histologi av xenograft tumor og lymfeknutemetastaser. In toto H & E-delen av en representant xenograft tu mor demonstrerer invasiv vekst inn i muskelen uten invasjonen i tilstøtende organer (I). 60% av mus peiling UM-UC13 LUC svulster og 20% hos mus med UM-UC3 LUC svulster som presenteres retroperitoneale lymfeknutemetastaser (II).
| Inokulert cellelinje | UM-UC1 luc | UM-UC3 luc | UM-UC13 luc | |
| Antall mus | 20 | 15 | 15 | |
| Volum injisert, mL | idth: 64px; ">40 | 50 | 50 | |
| Legemer, absolutte | 3,6 x 10 5 | 6 x 10 5 | 5,5 x 10 5 | |
| Tid per dyr, min | 3,4 (± 1,6) | 7,7 (± 3,7) | 6,8 (± 2,9) | |
| Svulstforekomsten | 49 (98%) | |||
| 20 (100%) | 14 (93%) | 15 (100%) | ||
| Lymfeknutemetastaser | 0 | 3 (20%) | 9 (60%) | |
| Oppfølging (dager) | 28 | 22 [før behandling] | 28 [før behandling] | |
| Tumor volum (ul) | dag 4 | 11,6 (± 1,3) | 12,5 (± 1,7) | 14,4 (± 1,3) |
| ende av | 394,6 (± 72.4) | 288,7 (± 66.1) | 78,3 (± 13,4) | |
| oppfølging | ||||
| Tumor luminescens (Fotoner / sek) | dag 4 | 4,6 x 10 8 | 2,0 x 10 8 | 5,8 x 10 8 |
| (± 9,4 x 10 7) | (± 3,7 x 10 7) | (± 1,3 x 10 8) | ||
| ende av | 1,9 x 10 10 | 1,4 x 10 10 | 1,5 x 10 10 | |
| oppfølging | (± 4,0 x 10 9) | (± 2,3 x 10 9) | (± 1,9 x 10 9) | |
Tabell 1. Ultralydveiledet svulst celle injeksjon - prosedyre og resultater.
Discussion
Nesten alle store fremskritt innen kreftbehandlingen vil kreve testing i dyremodeller før oppstart av kliniske studier. Dyremodeller av kreft er viktige verktøy som gjør forskerne å studere tumorbiologi in vivo. Ortotopiske xenograft modeller fortsatt gullstandarden 1,2 og fortsette å tilby den mest fleksibilitet (i form av valg av cellelinjer) og har mest praktisk nytte.
Den illustrerte fremgangsmåten er en minimal invasiv modifikasjon av orthotopic modell som tidligere beskrevet av Dinney et al. 12. Vi etablerte xenograft tumorer ved ultralyd styrt perkutan injeksjon av tre forskjellige cellelinjer med et teknisk suksessrate på 100%. Under kontinuerlig oppfølging, viste 98% av mus konstant økning i tumorvolum.
Ved å utføre et minimalt-invasiv teknikk var vi i stand til å løse eksisterende begrensninger av egenutført modell. Foruten respecting dyrevelferd, redusert invasivitet av dette bidrar også til reproduserbarhet av in vivo eksperimenter ved å redusere antall kirurgiske komplikasjoner. Det er svært tidsbesparende å unngå en abdominal laparotomi og tilhørende behov for lukking av sår. Vi var i stand til å redusere i betydelig grad den prosedyre tid per dyr til 3,4 min (± 1,6). Imidlertid er den viktigste fordelen med vår ny tilnærming dens nøyaktighet. Høyoppløselig ultralyd tillater oss å visualisere plass opprettet av saltvann injeksjon under slimhinnen i blæreveggen. Dette første trinnet injeksjon forenkler svulst celle injeksjon i et andre trinn, og minimerer risikoen for tumorcelle søl. Dette står i kontrast til den teknikken for egenutført injeksjon etter laparotomi, der det er umulig å visualisere nål plassering, og det er alltid et element av usikkerhet med hensyn til nøyaktig dybde av injeksjon. Også, som vi inokulere tumorceller strengt i den fremre blæreveggen, tumor growtt på den bakre blæreveggen unngås. Deretter hastigheten av hindrende komplikasjoner på grunn av tumorvekst i nærhet av urinleder munninger er meget sjeldne. Dette medfølgende effekt tillater lengre vekst og behandlingsperioder.
Den viktigste begrensning av ultralyd-styrt svulst inokulering er behovet for tilfredsstillende teknisk utstyr. Derfor resultatene av denne prosedyren vil trolig være begrenset til sentrene som er spesialisert i dyremodeller av menneskelig kreft. Dette bør oppmuntre samarbeid mellom forskningsgrupper utenfor disse institusjonene og de konsern med ekspertise i en slik roman dyr modell.
Selv avhengig av kjennskap til ultralydavbildning og noen fingerferdighet, er denne modellen lett å lære etter kompetent instruksjon. Nøkkelen trinn i prosedyren er etableringen av en kunstig plass submucosally i blæreveggen med saltvann. Når denne plassen er opprettet uten perforering of slimhinnelaget, forblir den stabil i flere minutter. Den veiledning av den andre nål inn i dette mellomrom for å inokulere tumorcellene er relativt enkel. Den viktigste komplikasjon under opprettelsen av submukøst plass er perforering av nålen inn i blæren lumen. Opprettelsen av en submukøst plass, men er fortsatt mulig. Nålen har til å bli trukket langsomt inn i blæreveggen og saltvann injisert bare når slimhinnen vendes over tuppen av nålen. Etter denne manøveren den submucosal mellomrom er mindre stabile (saltvann vil unnslippe til blæren lumen innen 30-60 sekunder) og injeksjon av tumorcellene har til å bli utført raskt. Søl av tumorceller inn i blæren lumen kan forekomme i slike tilfeller med perforering av mucosa. Selv om tapet av kreftceller fra egenutført plass kan føre til en redusert tumor volum under oppfølging, har vi aldri observert noen intravesikal svulst opptak.
En annen potensiell complication er utslippet av tumorceller i bukhulen gjennom injeksjonskanalen. Vi observerte bare en intraperitoneal svulst celle spredning i 50 dyr, og dette skjedde i en av våre første forsøk. Vi tilskriver dette til injeksjon av en for stor tumorcellesuspensjon volum. Dette ble støttet av det faktum at det å redusere volumet 50-40 pl resulterte i ingen ytterligere intraperitoneal søl.
Denne minimalt invasive inokulering av murine orthotopic blærekreft xenograft representerer en innovativ endring av eksisterende "egenutført modellen", fordeler både etterforsker og dyrene likt. Fordelene med denne modellen og stimulere en tilpasning til andre organer slik som nyre, prostata og leveren for å etablere ortotopiske xenograft tumorer i et minimalt-invasiv måte.
Disclosures
Åpen tilgang til denne video-artikkelen er sponset av FUJIFILM VisualSonics, Inc.
Acknowledgments
Forfatterne ønsker å takke Eliana Beraldi for å utføre viral transduksjon av tumorcellelinjer og Ben Deeley for sin instruksjon om bruk av små dyr ultralydavbildning plattform.
Dette prosjektet ble støttet av den tyske stiftelsen System (DFG, JA 2117/1-1: 1), den kanadiske Cancer Society Research Institute og en mentor Lege Scientist Award fra Vancouver Coastal Health Research Institute. Den ultralydavbildning plattformen ble finansiert av den kanadiske Foundation for innovasjon.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Chlorhexidine gluconate (2%) | Aplicare | 82-319 | |
| Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM) | Thermo Scientific | SH3008101 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Thermo Scientific | SH3007103 | |
| Isoflurane | Baxter Corporation | 402-069-02 | |
| Trypsin (0.25%) | Thermo Scientific | SH3004202 | |
| Syringe (1 ml) | BD Bioscience | 309659 | |
| Hypodermic needle (30 G; ¾ in) | Kendall | 830340 | |
| Angiocatheter (24 G) | BD Bioscience | 381112 | |
| Vevo 770 small animal imaging platform | VisualSonics | ||
| RMV 706 ultrasound scanhead | VisualSonics | ||
| IVIS Lumina III | Caliper Life Science |
References
- Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. Mouse orthotopic models for bladder cancer research. BJU Int. 104, 1286-1291 (2009).
- Kubota, T. Metastatic models of human cancer xenografted in the nude mouse: the importance of orthotopic transplantation. J. Cell. Biochem. 56, 4-8 (1994).
- Hadaschik, B. A., et al. A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumour inoculation and bioluminescence imaging. BJU Int. 100, 1377-1384 (2007).
- Kang, M. R., et al. An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment. J. Vis. Exp. (65), (2012).
- Dobek, G. L., Godbey, W. T. An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer. J. Vis. Exp. (48), (2011).
- Dinney, C. P., et al. Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice. J. Urol. 154, 1532-1538 (1995).
- Fu, C., Apelo, C. A., Torres, B., Thai, K. H., Hsieh, M. H.
- Xiao, Z., et al. Characterization of a novel transplantable orthotopic rat bladder transitional cell tumour model. Br. J. Cancer. 81, 638-646 (1999).
- Iinuma, S., Bachor, R., Flotte, T., Hasan, T. Biodistribution and phototoxicity of 5-aminolevulinic acid-induced PpIX in an orthotopic rat bladder tumor model. J. Urol. 153, 802-806 (1995).
- Jäger, W., et al. Hiding in plain view: Genetic profiling reveals decades old cross-contamination of bladder cancer cell line KU7 with HeLa. J. Urol. (13), (2013).
- Horiguchi, Y., Larchian, W. A., Kaplinsky, R., Fair, W. R., Heston, W. D. Intravesical liposome-mediated interleukin-2 gene therapy in orthotopic murine bladder cancer model. Gene Ther. 7, 844-851 (2000).
- Dinney, C. P., et al. Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice. J. Urol. 154, 1532-1538 (1995).
- Black, P. C., et al. Validating bladder cancer xenograft bioluminescence with magnetic resonance imaging: the significance of hypoxia and necrosis. BJU Int. 106, 1799-1804 (2010).
