Summary
التصوير ثنائي الفوتون، بالإضافة إلى nanodissection الليزر، هي أدوات مفيدة لدراسة العمليات التنكسية والتجدد في الجهاز العصبي المركزي لقرار التحت خلوية. يظهر هذا البروتوكول كيفية تسمية والصورة وتشريح ألياف تسلق واحد في القشرة المخيخ في الجسم الحي.
Introduction
وعادة ما يعقب transection محور عصبي الناتجة عن الإصابة الميكانيكية، وإهانة سامة أو أمراض الاعصاب بواسطة انحطاط الجزء القاصي من محوار أن يتم فصل من خلايا الجسم 10-13. مع وجود استثناءات قليلة 2،7،14،15، محاور قطعت في الجهاز العصبي المركزي للحيوانات الكبار غير قادرين على تفعيل برنامج إعادة نمو 16 عادة.
لا يعرف الكثير عن ديناميات الوقت الحقيقي من الأحداث التنكسية على المستوى الخلوي والتحت خلوية. تطوير استراتيجيات جديدة للحد من الأضرار العصبية وتعزيز إعادة نمو الخلايا العصبية يتطلب، كخطوة أولى، وتوضيح الآلية التي الخلايا العصبية المصابة متفرد تتدهور والتجدد. وتعالج هذه الدراسة بشكل مباشر عن طريق رصد ديناميات الخلايا العصبية واحدة في الجسم الحي. في حين أن تقنيات فوتون واحد التصوير مضان محدودة بسبب تشتت مكثفة من الضوء المرئي، واثنين من الفوتون الإثارة تصل إلى الطبقات القشرية في عمق لىلقد الفئران مع التحت خلوية القرار 3،4،17. الاستفادة من الفئران المعدلة وراثيا والتي يتم التعبير عن البروتينات الفلورية انتقائي في مجموعات سكانية فرعية من الخلايا العصبية 18-20، وقد تم تطبيق TPF المجهر لاستكشاف اللدونة متشابك واستطالة محور عصبي أثناء التطور في الجسم الحي 21،22. تي انه قدرة الخلايا العصبية التالفة متفرد ل تنمو بعد الاصابة يمكن التحقيق من قبل اقتران في رصد المجراة من قبل اثنين من الفوتون التصوير مع نموذج للإصابة تستهدف على وجه التحديد إلى محوار من الفائدة. وقد استخدم امتصاص الفوتون متعددة من البقول الفيمتو ثانية لتعطيل التشعبات واحد أو حتى العمود الفقري واحدة 5،23. علاوة على ذلك، يسمح هذا النموذج إصابة قطع فروع محور عصبي واحد دون تعطيل التغصنات الاتصال 6. في سياق تشريح الميزات التي تسمح السكان العصبية محددة لتجديد محاور عصبية مرة واحدة التالفة والألياف تسلق المخيخ (CFS) هي نموذج الاشتراكية مفيدةالامتحانات التنافسية الوطنية أنها تحتفظ خصائص البلاستيك ملحوظا بعد الاصابة حتى في الحيوانات البالغة 24،25. مؤخرا، أظهرت التصوير طويلة الأجل لجنة الأمن الغذائي أن هذه المحاور هي قادرة على إعادة نمو في الأيام التي تتبع ليزر axotomy 6.
يصف هذا البروتوكول كيفية تسمية الخلايا العصبية زيتوني مخيخي واستطالة لها محور عصبي من خلال تتبع تقدمي. مرة واحدة وصفت الخلايا العصبية من الفائدة fluorescently، فإنها يمكن رصدها بشكل متكرر في نقاط زمنية تعسفية لمدة أسابيع أو شهور تحت نافذة الجمجمة. سيتم بعد ذلك يوضح الإجراء لتشريح الفروع محور عصبي واحد عن طريق يزر axotomy في الجسم الحي.
التقنيات المقدمة هنا تقديم رؤى جديدة في آلية إعادة عرض محور عصبي في الجسم الحي، وربما يساعد في وضع استراتيجيات علاجية للحد من تنكس الخلايا العصبية، وتعزيز إعادة نمو محور عصبي.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. وصفها محور عصبي
- الألياف التسلق يمكن أن توصف عن طريق حقن الأصباغ العضوية مترافق إما إلى الأعلى dextrans الوزن الجزيئي أو البلازميد / الفيروسات التي تحفز على التعبير عن البروتينات الفلورية 26-29. في هذا البروتوكول، ويتم حقن الصبغة العضوية فلور اليكسا 488 ديكستران في الزيتون أدنى لتسمية الألياف التسلق وتصور لهم في القشرة المخيخ (الشكل 1). وقد تمت الموافقة على جميع الإجراءات المذكورة هنا من قبل وزارة الصحة الإيطالية.
- تحضير أنبوب زجاجي الشعرية عن طريق سحبها على ساحبة micropipette. تقليم غيض من أنبوب زجاجي الشعرية مع مقص حتى قطرها الخارجي حوالي 30 ميكرون.
- تحميل الشعرية مع 1-2 ميكرولتر من صبغ ديكستران مترافق.
- قبل البدء، تعقيم جميع الأدوات الجراحية في الأوتوكلاف. أثناء الإجراء، والحد من مخاطر التلوث باستخدام معقم الزجاج حبة.
- تخدير الماوس (9-12أسابيع) عن طريق الحقن داخل الصفاق الكيتامين (90 ملغ / كلغ) وزيلازين (9 ملغ / كلغ). ضمان مخدرا الحيوان بشكل كامل باستخدام الذيل و / أو القرصات أخمص قدميه. استخدام مرهم الطبيب البيطري على العينين لمنع جفاف بينما تحت التخدير.
- حلق الشعر فوق الرقبة إما مع شفرة حلاقة أو كريم إزالة الشعر. المسحة موقع الجراحية مرتين مع بتدين، تناوبت مع الايثانول 70٪.
- ضع الماوس على حامل التجسيمي. إبقاء الحارة الحيوانية مع وسادة التدفئة.
- دفع برفق earbars على العظام بجانب الأذنين بحيث يتم عقد رئيس بحزم. تدوير رأس لتشكيل زاوية 140 درجة مع الجسم. ويمكن الحصول على الاتجاه المطلوب عن طريق تغيير بلطف ذروة الأنف حامل قضيب على حامل المجسم.
- تطبيق بعض قطرات من يدوكائين على الجلد بين الأذنين. استخدام ملقط أو شفرة حلاقة لإجراء شق عمودي من حوالي 1 سم على الجلد تحت قفا.
- فصل بلطف الأنسجة والعضلات تحت الجلد بواسطة الملقط حادةو تحت المجهر تشريح. دفع إلى أسفل حزمة العضلات الأفقية وعقد عدا اثنين العضلات العمودية كراسات من أجل فضح الجافية أكثر من ماغنوم الثقبة.
- استخدام الحذر الشديد، تشريح الجافية مع إبرة حقنة أو ملقط حادة جدا لفضح الدماغ. كمية صغيرة من السائل الدماغي الشوكي قد تمتد إلى عندما تم قطع الجافية.
- على مياداة مجهرية المجسم، وتناوب على حامل الشعرية 45 درجة من رأسي. وضع الشعرية في خط الوسط، في نقطة الوسط بين الحافة الذيلية للقشرة المخيخ وأول فقارة عنق الرحم. إدراج ماصة على عمق 2 ملم من السطح.
- تسليم وحدة تخزين 0.5-1.5 ميكرولتر من صبغة أكثر من 10-15 دقيقة. نظام حقن مكروي الاستغناء يسمح تسليم الضغط رقابة من السائل في الشعرية (ضغط النبض = 20 رطل؛ مدة النبضة = 3-4 ميللي ثانية؛ تيرة نبض التسليم = 12 هرتز).
- ترك الشعرية في المكان لمدة 15 دقيقة، ثم ببذ (في 2-3 دقيقة) إزالته. إعادة محاذاة بدقة-العضلات وخياطة الجلد فوق. إبقاء العضلات رطبة بشكل جيد من خلال تطبيق بعض المالحة في جميع أنحاء الإجراء بأكمله.
- لتجنب الجفاف، وضخ تحت الجلد 0.5 مل من 0.9٪ كلوريد الصوديوم. الحفاظ على الحيوانات في قفص ساخنة حتى الشفاء التام من التخدير.
- تحت الجلد إدارة كاربروفين (5 ملغ / كغ) يوميا لمدة 2-3 أيام بعد الجراحة.
2. إطار بصري على مخيخي اللحاء
ملاحظة: يتم نقل الصبغة في 2 أسابيع من نواة الزيتوني أدنى يصل إلى القشرة المخيخ إلى محطات جنة الأمن الغذائي العالمي (انظر الشكل 1). لجنة الأمن الغذائي المسمى قليلة يمكن تصور تحت النافذة في الجمجمة الدائمة التي يمكن القيام بها على النحو التالي:
- تعقيم جميع الأدوات الجراحية.
- تخدير الماوس كما هو موضح أعلاه. استخدام القرصات اصبع القدم للتحقق من الحيوان مخدرا بشكل كامل.
- حلق الشعر فوق الرأس، ومسح كورونافي الضربات الشديدة بالتناوب مع 70٪ من الكحول وبتدين وتطبيق مرهم العين. ضع الماوس في إطار التجسيمي ووضع قضبان الأذن من أجل الاستمرار بقوة في الرأس.
- تحت الجلد إدارة ديكساميثازون (0.2 ملغ / كلغ) وكاربروفين (5 ملغ / كلغ) لمنع تورم في الدماغ والتهابات ممكن في موقع نافذة الجمجمة.
- تطبيق قطرة من يدوكائين على الجلد فوق الجمجمة وقطع رفرف، من بين الأذنين إلى فوق العينين. تطبيق حل يدوكائين مرة أخرى على السمحاق قبل تجريف مع مشرط.
- استخدام حفر الأسنان إلى رقيقة منطقة الهلالية من الجمجمة فوق المخيخ. وعادة ما يتم وضع إطار المركزية ونحو خياطة الظهر، بحيث عمق الجمجمة هو ثابت تقريبا في جميع أنحاء محيط نصف دائرة. تحديد المواقع نافذة قريبة جدا من خياطة لامدا والحفر المتكرر على هذه المنطقة سميكة جدا قد يؤدي إلى ارتفاع درجة حرارة الدماغ وتشكيل الكثير من تورم.
- تطبيق مرقئالاسفنج على الجمجمة في حالة النزيف.
- قطع ساترة إلى نصفين بمساعدة شفرة حلاقة وملاقط. تأكد من أن ساترة هو أكبر قليلا من جزيرة العظام، ولها شكل مشابه قبل إزالة رفرف العظام مع ملاقط؛ إذا لم يكن كذلك، إعادة تشكيل ساترة أو اختيار واحد آخر. لا تلمس الأم الجافية مع ملاقط أثناء الرسم قبالة العظام. وضع بعناية أسفل ساترة على الجافية. ملاحظة: التزام السطح كله من الزجاج على الجافية والتنبأ من النوافذ الجمجمة طويلة الأمد.
- إزالة فقاعات الهواء تحت الزجاج من قبل الشطف مرارا وتكرارا مع محلول ملحي وتجفيف بالعصي القطن. وهذا سوف يساعد أيضا إزالة بعض الدم المتبقية التي قد امتد الخروج من الشعيرات الدموية الصغيرة بعد تحديد المواقع الزجاج. ختم النافذة مع خليط من الغراء الاكريليك والاسمنت الأسنان 30.
- الحفاظ على الحيوان على وسادة التدفئة في غرفة الإنعاش حتى تعافى تماما من التخدير. لا إعادةبدوره الفئران في قفص المنزل حتى تعافى تماما؛ لا تترك لهم غير المراقب حتى استعاد وعيه كافية للحفاظ على الاستلقاء القصية.
- تحت الجلد إدارة كاربروفين (5 ملغ / كغ) يوميا لمدة 2-3 أيام بعد الجراحة.
3. في فيفو متعدد الفوتون الليزر Axotomy
- الانتظار 2-7 أيام من الجراحة قبل إجراء الدورة الأولى التصوير. يتم توفير مخصص بنيت المجهر ثنائي الفوتون تستخدم هنا مع تي: مصدر ليزر الياقوت (120 خ البقول العرض، معدل الرسوب 90 ميغاهيرتز) والتي يتم تفحص أول مرة من قبل زوج من المرايا galvanometric ثم ركزت على عينة من قبل الغمر بالماء 20X الهدف (NA 0.95، WD 2 ملم). مرحلة كهرضغطية حلقة مغلقة يؤدي التشريد المحوري تصل إلى 400 ميكرون الهدف. أنابيب مضخم جمع إشارة مضان.
- تخدير الحيوان، ثم وضع الرأس في حامل المجسم بحيث يضع النافذة في الجمجمة موازية لobjectiلقد البؤري.
- استكشاف مع TPF التصوير القشرة تحت النافذة في الجمجمة. اختيار محوار للتلف من بين ألمع منها.
- الحصول على Z-كومة (عادة ما يكون مجال الرؤية هو 100 × 100 ميكرون 2، 512 X 512 في بكسل، 2 ميكرومتر خطوة ض محور) للحصول على 3D اعادة البناء للمحوار المستهدفة. ضمن حجم تصويرها، واختيار موقع الآفة على غصن محور عصبي التي تقع موازية في معظمها إلى المستوى البؤري. هذا التوجه يسمح ليسجل بسرعة التغيرات المورفولوجية، والتي هي التنبؤية لتشريح ناجحة.
- أشرق مع الطاقة العالية الجرعة النقطة المحددة على الجزء الأعلى من CF. يتم ذلك من خلال برنامج ابفيف: زيادة قوة الليزر 5-10X أكثر من الطاقة المستخدمة للتصوير (≈ 300 ميغاواط، وتقاس بعد عدسة الهدف)، تعيين موضع المرايا galvanometric للقيام المسح الضوئي خط (~ 4 - 10 ميكرون) في موقع الآفة وفتح مصراع الليزر ل400-600 ميللي ثانية. توجيه الفحص خطعمودي على الطائرة CF إلى القطع تماما محور عصبي. تشعيع البقع أكثر إشراقا (على سبيل المثال، دوالي) عادة ما يساعد تشريح محور عصبي. الطول الموجي لليزر axotomy هي نفسها المستخدمة للتصوير (920 نانومتر).
- عادة مضان من محور عصبي في المنطقة المعرضة للإشعاع يقلل بسبب photobleaching من عابر. الحصول على كومة من نفس المنطقة بعد دقائق قليلة من التشعيع لضمان الاجتثاث تم أداؤها جيدا. إذا بدأت المنطقة تورم وشكلت محور عصبي هياكل تشبه حبة، تم تشريح الخلايا العصبية بنجاح. في هذه الحالة، في غضون ساعات قليلة (من بضع عشرات من دقيقة إلى 24 ساعة) في الجزء الأعلى من محور عصبي سوف تتحول وتختفي تماما.
- للأسف جرعة الطاقة اللازمة لإنتاج axotomy كاملة لا يمكن التنبؤ بها دائما. إذا كانت النتيجة الوحيدة للتشعيع وphotobleaching من ومضان ينبغي استردادها بسرعة بسبب صبغ نشرها، وينبغي تكرار مرة أخرى لتشعيع فعالةلاي تشريح محور عصبي. أيضا، في حالة علامات تورم لا تظهر ضمن 5-20 دقيقة، أو يتبع تورم عن طريق الانتعاش (. بالقياس إلى ما تم وصفها لdendrotomy الليزر، انظر أليجرا MASCARÓ وآخرون 23)، حاول مرة أخرى مع زيادة بالاشعة جديدة يسكن الوقت و / أو قوة الليزر.
- مراقبة إعادة عرض في نهاية المطاف محور عصبي في الأيام التي تتبع يزر axotomy مع اثنين من الفوتون في الجسم الحي التصوير (الشكلين 2 و 3). يتم استخدام نمط الأوعية الدموية كما نمط إشارة إلى استرداد محوار تشريح في الأيام التالية.
- تحت الجلد إدارة كاربروفين (5 ملغ / كلغ) كل دورة التصوير طوال مدة التجربة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
ووصف هذا البروتوكول كيفية تنفيذ وضع العلامات محور عصبي، في الجسم الحي التصوير ويزر axotomy على الخلايا العصبية واحدة. يظهر الجدول الزمني للتجربة في الشكل 1.
وذكر مثالا لجنة الأمن الغذائي المسمى مع فلور اليكسا 488 ديكستران وتصور تحت النافذة في الجمجمة في الجسم الحي من قبل اثنين من الفوتون المجهري في الشكل 2. كما ذكرت سابقا 6،27، عرض الفروع تصاعدي الاستقرار عالية طوال فترة المراقبة لعدة أيام .
ويبين الشكل 3 مثالا للقطيعة محور عصبي من قبل يزر axotomy من فرع واحد من قوات التحالف. كما هو موضح سابقا، تم إجراء الضرر الناجم عن تشعيع فرع البعيدة (~ 30 ميكرون تحت الحنون) من CF بجرعة عالية الطاقة من الأشعة تحت الحمراء. كما هو مبين في لوحة الثاني من الشكل 3، 15 دقيقة بعد أشعة الليزر على الجزء الأعلى من محور عصبي التي تورم وdegeneتصنيف. بعد اليوم، وجزء من القاصي محوار إلى موقع الآفة اختفت تماما (الشكل 3، D17). وسلط الضوء على جزء تدهورت من السهام الحمراء في مجرى الزمن. تظهر لوحات الماضيين أيضا تشكيل التدريجي للفرع عرضية جديدة (رأس السهم الأخضر) من محور عصبي أصيب (مزيد من التفاصيل حول تنتشر فروع جديدة بعد يزر axotomy في الجسم الحي يمكن العثور عليها في 6).
الشكل 1. الجدول الزمني للتجربة nanosurgery الليزر. بعد الحقن في النواة الزيتونية السفلية، وسوف أسبوعين من الانتعاش تسمح تقدمي-ديكستران مترافق صبغ لتسمية الألياف التسلق. ثم يتعرض قشرة المخيخ عن طريق أداء نافذة الجمجمة دائمة. من 2-7 في وقت لاحق، لجنة الأمن الغذائي المسمى ولا يمكن تصوير تحت ميكر ثنائي الفوتونoscope في الجسم الحي في فترات زمنية تعسفية. لا يمكن أن يؤديها في nanosurgery الليزر على محاور عصبية وصفت في أي وقت بعد النافذة في الجمجمة تم زرعها.
الشكل 2. الألياف تسلق وضع العلامات. يوضح اللوحة اليسرى مثال على CF المسمى مع فلور اليكسا 488 ديكستران وتصور في الجسم الحي بواسطة TPF المجهري. عرض لوحات اليمين الوقت الفاصل بين الصور من نفس CF من يوم 16 (D16) D18 ل. شريط النطاق، 10 ميكرومتر.
الرقم 3. يزر axotomy على فرع واحد من الألياف التسلق. تم المشع والخلايا العصبية حيث يشير السهم الأحمر على D16. السهام الحمراء highligHT اختفاء الجزء الأعلى من محور عصبي بعد الليزر axotomy (D18). وأشار فرع عرضية شكلت حديثا من قبل رأس السهم الأخضر. شريط النطاق، 10 ميكرومتر.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
يظهر هذا البروتوكول كيفية تسمية الخلايا العصبية من الزيتون أدنى مع صبغة الفلورسنت. في وقت لاحق، وصفت طريقة لأداء نافذة الجمجمة على القشرة المخيخ. توفر هذه التقنية إمكانية الوصول إلى جزء البصرية الطرفية من الخلايا العصبية الزيتوني المخيخي، والألياف التسلق. للأسف، ونتائج كل من وضع العلامات وجراحة حج القحف منخفضة جدا حتى في يد المشغلين المهرة (عادة 1 من 3 الفئران هو المسمى، و1 من 3 نوافذ الجمجمة لا يزال واضحا بعد 1-2 أسابيع).
ثم يتم عرض هذا الإجراء لأداء يزر axotomy في الفئران الحية. يسمح هذا الأسلوب تشريح الخلايا العصبية فلوري في المواقع المستهدفة. بينما النماذج إصابة شائعة الاستخدام، إما عن طريق فك الميكانيكية أو استخدام المواد الكيميائية، وتسبب اضطراب هائل من أنسجة المخ، وقوة رئيسية من هذا النموذج هو الحبس مكانية عالية وخصوصية. في الواقع، أظهرت الدراسات السابقة أن العمود الفقري واحدة يمكن أن يكون ذاب في حين أن يجنب رانه السلامة الهيكلية للالتغصنات الأم 5؛ وعلاوة على ذلك، والفروع محور عصبي واحد يمكن أن تتعطل تجنب تشكيل ندبة الدبقية المستمرة 6. يمكن ثم تليها عملية انحطاط في الوقت الحقيقي، وكذلك إعادة عرض في نهاية المطاف من الخلايا العصبية بجروح. بالتالي فإن هذا الأسلوب هو أداة قوية لدراسة آلية أساسية من اللدونة الهيكلية محور عصبي في الجسم الحي.
إمكانية تشريح الهياكل اختيارها يعتمد إلى تقريب الأولى على عمق الهيكل وعلى كثافة الانبعاثات مضان لها. على الرغم من أن اثنين من الفوتون المجهري يسمح الخلايا العصبية التصوير تصل إلى 600-800 ميكرون عميقة، وجدنا أن nanosurgery يقتصر على الطبقات الأولى من القشرة (تصل إلى 300 مم).
في هذا البروتوكول يزر axotomy كان مستهدفا لألياف تسلق المخيخ، ولكن يمكن استخدامه لتشريح أي هيكل الفلورسنت في الدماغ مباشرة. وقد استخدمت أشعة الليزر لتشريح العصبية واحد مليرة لبنانية الهيئات والفروع الشجيرية، محاور عصبية أو العمود الفقري واحدة من الخلايا العصبية الهرمية GFP المسمى في القشرة من الفئران المعدلة وراثيا 5،8،9،23.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Lab standard stereotaxic, rat and mouse | Stoelting | 51670 | |
| Borosilicate glass with filament | Sutter Instrument Inc | BF100-50-10 | |
| Germinator 500 (Glass bead sterilizer) | Roboz | ||
| Microinjection dispense system | Picospritzer | ||
| Small diameter round cover glass, #1 thickness, 3 mm, 100 pack (CS-3R) | Warner Instruments | 64-0720 | |
| Ti:Sapphire laser, 120 fsec width pulses, 90 MHz repetition rate | Coherent | Chameleon | |
| Spongostan, hemostatic sponge | Ferrosan | MS0005 | |
| Galvanometric mirrors | GSI Lumonics | VM500+ | |
| Objective | Olympus | XLUMPLFLN 20XW | |
| Piezoelectric stage | Physik Instrumente | P-721 | |
| Photomultiplier modules | Hamamatsu Photonics | H7710-13 | |
| LabVIEW System Design Software | National Instruments | ||
| Voren, 1 mg/ml (dexamethasone-21- isonicotinate) | Boheringer Ingelheim | ||
| Rymadil (carprofen) | Pfizer | ||
| Lidocaine clorohydrate 2% | ATI | ||
| Alexa488 dextran | Life Technologies | D22910 |
References
- Strata, P., Rossi, F.
- Carulli, D., Buffo, A., Strata, P.
- Zipfel, W., Williams, R., Webb, W. Nonlinear magic: multiphoton microscopy in the biosciences. Nature Biotechnology. 21, 1369-1377 (2003).
- Helmchen, F., Denk, W.
- Sacconi, L., et al. In vivo multiphoton nanosurgery on cortical neurons. J Biomed Opt. 12, 050502 (2007).
- Allegra Mascaro, A. L., et al. In vivo single branch axotomy induces GAP-43-dependent sprouting and synaptic remodeling in cerebellar cortex. Proc Natl Acad Sci USA. 110, 10824-10829 (2013).
- Ylera, B., et al. Chronically CNS-injured adult sensory neurons gain regenerative competence upon a lesion of their peripheral axon. Curr Biol. 19, 930-936 (2009).
- Canty, A. J., et al. In-vivo single neuron axotomy triggers axon regeneration to restore synaptic density in specific cortical circuits. Nat Commun. 4, 2038 (2013).
- Canty, A. J., et al. Synaptic elimination and protection after minimal injury depend on cell type and their prelesion structural dynamics in the adult cerebral cortex. J Neurosci. 33, 10374-10383 (2013).
- Waller, A. Experiments on the Section of the Glossopharyngeal and Hypoglossal Nerves of the Frog, and Observations of the Alterations Produced Thereby in the Structure of Their Primitive Fibres. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. 140, 423-429 Forthcoming.
- Hilliard, M. A. Axonal degeneration and regeneration a mechanistic tug of war. J Neurochem. 108, 23-32 (2009).
- Kerschensteiner, M., Schwab, M. E., Lichtman, J. W., Misgeld, T. In vivo imaging of axonal degeneration and regeneration in the injured spinal cord. Nat Med. 11, 572-577 (2005).
- Luo, L., O'Leary, D. D. Axon retraction and degeneration in development and disease. Annu Rev Neurosci. 28, 127-156 (2005).
- Chauvet, N., Prieto, M., Alonso, G. Tanycytes present in the adult rat mediobasal hypothalamus support the regeneration of monoaminergic axons. Exp Neurol. 151, 1-13 (1998).
- Morrison, E. E., Costanzo, R. M. Regeneration of olfactory sensory neurons and reconnection in the aging hamster central nervous system. Neurosci Lett. 198, 213-217 (1995).
- Cafferty, W. B., McGee, A. W., Strittmatter, S. M. Axonal growth therapeutics regeneration or sprouting or plasticity. Trends Neurosci. 31, 215-220 (2008).
- Svoboda, K., Yasuda, R. Principles of Two-Photon Excitation Microscopy and Its Applications to Neuroscience. Neuron. 50, 823-839 (2006).
- Feng, G., et al. Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP. Neuron. 28, 41-51 (2000).
- Tomomura, M., Rice, D. S., Morgan, J. I., Yuzaki, M. Purification of Purkinje cells by fluorescence-activated cell sorting from transgenic mice that express green fluorescent protein. Eur J Neurosci. 14, 57-63 (2001).
- De Paola, V., Arber, S., Caroni, P. AMPA receptors regulate dynamic equilibrium of presynaptic terminals in mature hippocampal networks. Nat Neurosci. 6, 491-500 (2003).
- Holtmaat, A., Svoboda, K. Experience-dependent structural synaptic plasticity in the mammalian brain. Nature reviews. Neuroscience. 10, 647-658 (2009).
- De Paola, V., et al. Cell type-specific structural plasticity of axonal branches and boutons in the adult neocortex. Neuron. 49, 861-875 (2006).
- Allegra Mascaro, A., Sacconi, L., Pavone, F.
- Rossi, F., van der Want, J., Wiklund, L., Strata, P. Reinnervation of cerebellar Purkinje cells by climbing fibres surviving a subtotal lesion of the inferior olive in the adult rat. II. Synaptic organization on reinnervated Purkinje cells. The Journal of comparative neurology. 308, 536-554 (1991).
- Carulli, D., Buffo, A., Strata, P.
- Grasselli, G., Mandolesi, G., Strata, P., Cesare, P. Impaired sprouting and axonal atrophy in cerebellar climbing fibres following in vivo silencing of the growth-associated protein GAP-43. PLoS One. 6, e20791 (2011).
- Nishiyama, H., Fukaya, M., Watanabe, M., Linden, D. J. Axonal motility and its modulation by activity are branch-type specific in the intact adult cerebellum. Neuron. 56, 472-487 (2007).
- Shinoda, Y., Sugihara, I., Wu, H. S., Sugiuchi, Y. The entire trajectory of single climbing and mossy fibers in the cerebellar nuclei and cortex. Prog Brain Res. 124, 173-186 (2000).
- Strata, P., Tempia, F., Zagrebelsky, M., Rossi, F. Reciprocal trophic interactions between climbing fibres and Purkinje cells in the rat cerebellum. Prog Brain Res. 114, 263-282 (1997).
- Mostany, R., Portera-Cailliau, C. A craniotomy surgery procedure for chronic brain imaging. J Vis Exp. (12), (2008).
