Abstract
Overvåking for influensa A-virus i svin er avgjørende for menneskers og dyrs helse fordi influensa A-viruset utvikler seg raskt i svinepopulasjoner og nye stammer er stadig voksende. Svin er i stand til å bli smittet av ulike linjer av influensa A-virus som gjør dem viktige verter for fremveksten og vedlikehold av ny influensa A virusstammer. Prøvetaking griser i ulike innstillinger, for eksempel kommersielle svinegårder, landbruksmesser, og levende dyr markeder er viktig å gi et helhetlig syn på tiden sirkulerer IAV stammer. Dagens gullstandard ante mortem sampling teknikk (dvs. samling av nasale vattpinner) er arbeidskrevende fordi det krever fysisk beherskelse av grisene. Nasal våtservietter innebærer å gni et stykke stoff på tvers av snuten på gris med minimal til ingen beherskelse av dyret. Nese tørk Fremgangsmåten er enkel å utføre og krever ikke personell med profesjonell veterinær eller dyrehåndtering trening. While litt mindre følsom enn nasale vattpinner, virus deteksjon og isolasjon priser er tilstrekkelig til å gjøre nasal tørker av et levedyktig alternativ for prøvetaking individuelle griser når lavt spenningsprøvetakingsmetoder er påkrevd. Den fortsetter protokollen beskriver fremgangsmåten for å samle en levedyktig nasal tørke fra en enkeltperson gris.
Introduction
Influensa A-virus (IAV) forårsake luftveissykdom hos mange arter, inkludert boliger fugler, svin og mennesker. Grunnet reassortment av segmentert IAV genomet raske viral evolusjon kan oppstå og nye IAV stammer ofte dukke opp. Svin er en art som kan tjene som en blandebeholder for reassortment av IAVs fra flere vertsarter. 1 Det er for tiden tre store undergrupper av IAV ofte sirkulerer blant nordamerikanske svine (H1N1, H1N2, H3N2), men flere IAV innledninger fra mennesker har førte til omfattende IAV mangfold innenfor disse subtypene. 2 Rapid utviklingen av IAVs infiserer svin har vært tydelig siden 1998 da en trippel reassortant IAV inneholder gensegmentene fra menneskelig, avian og svin virus tre ble utbredt blant griser i USA. 4 Den interne genet segmenter fra at trippel reassortant IAV fortsatt svært utbredt blant IAVs tiden infiserer svin. 5
"> På verdensbasis er IAV en vesentlig årsak til luftveissykdom hos svin der typiske kliniske tegn inkluderer feber, anoreksi, slapphet, hoste, tung pust, nysing, rennende nese og dårlig vektøkning. IAV kan være spesielt kostbart å så gårder der reproduktiv svikt på grunn av IAV indusert feber og svake fødte grisunger har blitt dokumentert. 6,7 I USA, er IAV vanligvis påvises i kommersielle svinebesetninger og omfattende antigene og genomisk mangfold og fortsetter utviklingen blant IAV infiserer svin har hemmet kontroll over dette virus. 8-11Folkehelse bekymringer om fremveksten av en pandemi IAV belastninger som følger reassortment i svine ble realisert i 2009 da et svin-avstamning IAV inneholder gensegmentene fra trippel-reassortant nordamerikanske svine avstamning og den eurasiske avian lignende svin avstamning forårsaket en verdensomspennende pandemi hos mennesker. 12 pandemisk virus (A (H1N1) pdm09) har sidenreassorted med endemisk svine IAV stammer 13,14 og noen av disse nylig reassorted stammer har blitt sendt tilbake til mennesker. 15 Hyppigheten av reassortment hendelser og fremveksten av nye IAV stammer med pandemisk potensial gjør aktiv overvåking av sirkulerende IAV virus i svin viktig, spesielt på svin-menneskelig grensesnitt.
Svine-menneskelig grensesnitt er viktig for toveis arts overføring av IAV. Human-til-svin overføring forekommer i kommersiell svineproduksjon er ansvarlig for en stor mengde av IAV mangfold for tiden er til stede i svin populasjonen. Landbruket messer er de største innstillingene for å blande sammen av mennesker og svin i USA, og er kjent nettsteder for zoonotiske overføring av IAV. 15-21 I 2012, under utbruddet av en variant H3N2 IAV, 93% av tilfellene rapporterte deltakelse på en landbruksmesse i dagene før utbruddet av sykdommen. 15 Genomisk analyseav virale isolater fra utstillings griser sammenlignet med menneske isolater bekreftet zoonotisk girkasse. 21 Utstilling svine infisert med IAV ofte ikke viser kliniske tegn på sykdom, 21-23 indikerer behovet for direkte diagnostiske tester.
Prøvetaking av synlig syke griser alene vil ikke lykkes å identifisere utbredelsen IAV i svin og kan ikke brukes som grunnlag for å identifisere nye stammer av IAV vekst blant svin. Aktiv overvåking er helt nødvendig for påvisning av nye stammer av IAV i svin og til å vurdere sin trussel for både svin og folkehelse. De fleste IAV overvåkingsaktiviteter er frivillig og derfor minimalt forstyrrende metoder er nødvendig. De tre store ante mortem sample samling prosedyrer for IAV infiserer svin er: nasale vattpinner, spytt og nasal våtservietter. Gjeldende anbefalinger for prøvetaking enkelte svine å oppdage IAV liste innsetting av syntetisk fiber tipped vattpinner inn i neseborene som den foretrukne metodeå samle nasale sekreter og epitelceller. 24,25 Fordi griser kan også forsøke å unngå denne fremgangsmåten, et lag av trenet personell må holde griser enten manuelt eller med en snare, avhengig av størrelsen på dyret. 26 Det fastholdende prosessen er arbeidskrevende for personell, og stressende for griser. I tillegg er utstillingen svine ofte involvert i flere konkurranser på en rettferdig og det oppfattes av ekstra stress på en konkurranse dyr kan gjøre eierne motstandsdyktig mot overvåkningstiltak.
Med sannsynligheten for IAV deteksjon alt fra 80-100% i IAV infiserte besetninger, har spytt blitt et populært alternativ til nasal vattpinner for molekylær deteksjon av IAV i populasjoner av svin. 27,28 tillegg spytt kan gi et bredere vinduet IAV deteksjon enn nasale vattpinner følgende første infeksjonen. Imidlertid har IAV isolert fra spytt vært problematisk med bare 50% av virusisolering forsøk resulterer i IAV utvinning. 29
Bruke nese våtservietter i stedet for nesespinner under IAV overvåking i svineovervinner begrensningene som er beskrevet ovenfor. Nese våtservietter krever ikke bruk av en begrensende snare og kan utføres uten å stresse dyrene eller vitner til prosedyren. Minimal teknisk trening er nødvendig for å samle nese kluter, noe som gjør at ikke-veterinær fagfolk, inkludert svine eiere, for å samle overvåkingsprøver. Nese våtservietter ble tidligere i forhold til nese vattpinner for påvisning og isolering av influensa A virus 30 og detaljert protokoll for denne ikke-invasiv metode for prøvetaking er beskrevet nedenfor.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle svine brukes i innsamling av følgende data ble beskyttet i henhold The Ohio State University Institutional Animal Care og bruk Committee (animalsk bruk protokollnummer 2009A0134-R1).
1. Utarbeidelse av Viral Transport Medium og prøvetaking Ampuller
- Legg 37 g Brain Heart Infusion til 900 ml med renset vann og blandes godt med en rørestav og magnetrører under oppvarming til 70 ° C for å løse opp pulveret.
- Autoklaver kokes ved 121 ° C i 15 min. Cool på benken toppen inntil kjøttkraft når romtemperatur. Kjøle ved 4 ° C over natten om nødvendig.
- Oppløses, ved å blande med en magnetisk rørestav, 6,02 g av Penicillin G-natriumsalt og 10 g streptomycinsulfat i 50 ml renset vann ved romtemperatur. Tilsett ytterligere renset vann for å bringe det totale volum til 100 ml. Filtrer løsningen gjennom et 0,22 um polyetersulfonmembran inn i en steril flaske.
- Aseptisk legge det filtrerte penicillin og streptomycin løsning i den avkjølte Brain Heart Infusion buljong og bland godt (rørepinne eller virvel kolbe for hånd) for å gjøre viral transportmedium.
- Aseptisk teste pH av virustransportmediet; hvis nødvendig, justere pH til 7,4 ± 0,2 ved hjelp av HCl eller NaOH.
- Kvalitetssikre testing på virustransportmedium ved å teste for influensa A-virus matriks protein ved RRT-PCR, som beskrevet av Zhang og Harmon. 22
- Dispensere 5 ml av virustransportmediet inn i sterile polyetylen med høy tetthet flasker med 8 ml kapasitet. Merke ampuller for bruk i felten.
- Oppbevar klare til bruk ampuller i standard kryo-bokser ved -20 ° C til prøvetaking.
2. Innsamling av Nasal Wipes fra svine
- Tine riktig antall hetteglass umiddelbart før prøvetaking; ett hetteglass vil være nødvendig per gris samplet. Tining på rommetTemperaturen tar ca 30-45 min. Hold tinte flaskene kjølig på isposer inntil bruk.
- Don egnet personlig verneutstyr som diktert av situasjonen (f.eks kjeledresser, støvel dekker, respirator, øreplugger, osv).
- Skriv inn dyret området. Hvis nødvendig, begrense piggen til et lite område, men ikke begrense. Ikke vekke hviler dyr.
- Sett på et par engangs eksamen hansker. Pass på å ikke forurense hanskene ved å berøre griser, mennesker, eller livløse objekter.
- Bruk en hansker hånd for å fjerne en steril 5,08 cm x 5,08 cm (2 in. × 2 in.) Bomull gasbind pad fra sin wrapper. Sterile gasbind pads bør brukes når det er mulig. Individuelt pakket gasbind pads er mer praktisk å bruke enn de pakket med to gasbind pads per pakke.
- Hold bomulls kompress med fingertuppene på den ene siden å eksponere så mye av puten som mulig for prøvetaking.
- Tørk av kompress over gris snute, tarekstra nøye med å skrive inn de eksterne svelget hvis mulig. Samle synlige nesesekreter (ca. 1 ml) med samme kompress.
- Bruke samme hånd, brett kompress på seg for å lette plassering i hetteglasset med virustransportmedium.
- Bruke den annen side, fjerne hetten fra hetteglasset og legg den brettede kompress i hetteglasset. Oppsummering flasken og rist flasken for å sikre blandingen av kompress og viral transportmedium.
- Fjern hanskene og plasseres i en egnet beholder. Skift hansker mellom hver gris.
- Kontroller hetteglasset identifikator. Post gris identifikasjonsnummer, alder, kjønn, kliniske tegn, og andre notater anses nødvendig etter etterforsker.
- Chill prøvene umiddelbart etter innsamling. Vurdere å lage porsjoner av prøven før frysing for å forhindre at flere fryse-tine sykluser. Så snart som mulig etter oppsamlingen, plasserer prøvene på tørris for transport til laboratoriet. Oppbevar hetteglassene i -80° C inntil testing påbegynnes.
3. Påvisning av Influensa A virus Nucleic Acid
- Tine prøvene i et 37 ° C tørr perle-bad i 5 minutter og deretter fullføre tining prøvene på benkeplaten ved romtemperatur i 20-30 min. Den samtidige tilsetning av flere ampuller til perlene vil føre til badet for å varme; forsiktighet bør utvises for å ikke overopphetes hetteglassene.
- Fjern 100 mL av virustransportmedium for RNA ekstraksjon.
- Bruk en high-throughput (96 brønners plateformat) på magnetiske kuler plattform for å ekstrahere RNA fra et stort antall prøver. 31
- Bruk sanntids revers transkriptase PCR-analyser for rask påvisning av influensa A virus. 31
4. Isolering av Influensa A virus fra Nese Wipes
- Tine prøvene som beskrevet ovenfor i avsnitt 3.1
- Unn tinte prøver med gentamicin sulfate (1000ug / ml), amfotericin B (22,5 ug / ml) og kanamycin-sulfat (325 ug / ml).
- Inokuler inn i Madin-Darby Canine Kidney (MDCK) epitelceller som beskrevet tidligere. 32
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vellykket bruk av denne metode gir RRT-PCR-resultater som, sammen med bruk av en intern kontroll i løpet av RNA-ekstraksjon og RRT-PCR, viste prøvene ikke inneholder PCR-inhibitorer fra en hvilken som helst miljømessig rusk plukket opp under prøvetaking. Etter prøve-inokulasjon, bør virusisolering brønner være fri for synlig miljømessig avfall fra prøven. Det er rimelig samsvar mellom RRT-PCR resultater og virus isolasjons resultater med den forståelse at PCR gir ofte en høyere IAV positiv rate enn virus isolert fordi PCR oppdager viral nukleinsyre, ikke nødvendigvis levedyktig virus.
Resultatene viser at nese våtservietter er et nyttig alternativ til nasal vattpinner, som er dagens gullstandard sampling teknikk for IAV. Edwards et al. Utført en sammenligning av snute våtservietter og nese vattpinner som ble samlet inn fra griser på landbruket messer i USA i løpet av 2013. I den studien, ble griser samplet med både nesevattpinner og nese kluter og prøvene ble prøve parallelt med RRT-PCR og virusisolering. Edwards et al. rapporterte overensstemmelse både for påvisning og isolering av IAV av RRT-PCR og virusisolering i dyrkede celler, ble demonstrert ved sammenligning av 553 parede nesepinne og nasal tørke prøvene. 30 Av disse testede prøvene, 93,5% (517/553) av RRT-PCR testresultatene var i avtalen (tabell 1) og 92,4% (511/553) var enige ved hjelp av virusisolering i MDCK celler (tabell 2). 21 Estimert RRT-PCR følsomhet for nese våtservietter i forhold til neseutstryk var 92,9% og estimert IAV isolasjon følsomhet for nese våtservietter i forhold til neseutstryk var 82,9%. Edwards et al., Som tidligere bemerket at nese kluter som var positive både av RRT-PCR og virusisolering gjennomsnitt en lavere Ct-verdien (24,32) enn nasal kluter som var positive med RRT-PCR, men negativ for virusisolering (Ct = 31,96). 21
Tabell 1: RRT-PCR påvisning av influensa A virus fra nesespinner og snute våtservietter hentet fra svin på 29 fylkesmesser (fra Edwards et al (2014) Utility fra snute tørke prøver for influensa A virus overvåking i svinepopulasjoner utstillings Influensa og.. andre luftveisvirus 8 (5), 574-579.
Tabell 2: Isolering av influensa A virus fra nesespinner og snute våtservietter hentet fra svin på 29 fylkesmesser (fra Edwards et al (2014) Utility fra snute tørke prøver for influensa A virus overvåking i svinepopulasjoner utstillings Influensa og andre luftveisvirus.. 8 (5), 574-579).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Samle prøver fra griser ved hjelp av polyester-tipped nasale vattpinner har vist seg nyttig i å gjennomføre IAV overvåking; Men bruken av nesepinne prosedyren hindrer overvåking innsats på grunn av den nødvendige anvendelse av en snare for tilbakeholdenhet. Nese våtservietter representerer en videreutvikling av dagens svine sampling teknikker for å redusere stress på mennesker og griser under prøvetakingen. Mens metoden er utviklet for og validert i utstillingen svin innstillinger, kan det være lett brukes til andre situasjoner der ante mortem påvisning av IAV i svin er nødvendig (dvs. kommersielle svin, levende dyr markeder, biomedisinsk forskning, etc.)
Som nevnt ovenfor, har den store føreren av denne prøvetakingsteknikk vært utstillings svin befolkningen. Under landbruket messer, svin eiere konkurrerer om å tjene økonomiske tildelinger og beryktet basert på den totale sammensetningen av grisen. Anekdotiske bevis indikerer at hvis en gris ikke viser godt, owners kan attributt til grisen stressnivå under tvang og prøvetaking. Nese våtservietter er nyttig for overvåking innsats som involverer prøvetaking enkeltdyr i innstillinger som krever lav dyre stress. Evnen til å unngå snaring og synlig plagsomme griser mens du utfører nese tørke teknikken har bedret offentlig aksept av IAV overvåking innsats i utstillingen svin. 33 i lav belastning natur nesetørkemetoden gjør det også godt egnet for kommersielle svinefarmer. Videre nesetørkemetoden kan bidra til å redusere kostnader fordi det krever færre personell og har ikke mandat spesialisert trening.
I tillegg til nasal pinner, en annen vanlig brukt form for deteksjon av patogen i kommersiell swine innebærer at griser som er plassert sammen for å tygge på en bomulls tau som er blitt plassert i sin penn. De setter orale væsker som kan hentes fra tauet. 27,34,35 Oral væskeansamling proces resultater som er basert på prøver fra en gruppe dyr og har begrensninger for patogen prevalens eller overføringsstudier. I tillegg har IAV isolert fra spytt vært dårlig. 29 Orale væsker har blitt benyttet for individuell svin, men den tid som kreves for å henge tauene og for grisene å mette tauene kan være ineffektiv for personell ressurser. 36 Ved hjelp av nasal kluter muliggjør rask evaluering av enkeltdyr. Evnen til å både oppdage og isolere IAV fra nese våtservietter gir en klar fordel over spytt. Som andre prøvetakingsmetoder, kan nese våtservietter være mest effektiv under peak virustap.
Det er noen begrensninger knyttet nesetørkemetoden som bør vurderes før gjennomføring av prosedyren. Griser er nysgjerrige dyr som rot med sine snuter. Ofte er det mer avfall oppsamles på en nasal tørke, i forhold til neseutstryk, på grunn av den fuktige, skitne miljøden tørke kontakter på utsiden av gris snute. Kontakten mellom nese tørke substratet og piggen er begrenset til en mer ytre overflate av luftveiene enn nese-vattpinner, en situasjon som ofte resulterer i utilsiktet avsetning av miljømessig avfall (dvs. sengetøy, strøm, gjødsel, etc.) på nese våtservietter. Disse miljøgifter kan hemme PCR eller forårsake celletoksisitet under virusisolasjonsforsøk. Renhold av prøvetaking plassering og nivåer av miljøavfall kan trenge å bli vurdert før du fortsetter med nasal tørke protokoller. Forekomsten av miljøforurensning av nese våtservietter betyr også at IAV oppdages med denne metoden ikke kan ha blitt skur av de testede dyr, men snarere var tilstede i miljøet. Mens evnen til å tilskrive en IAV isolere til et bestemt dyr kan ikke være en bekymring for overvåking aktiviteter eller flokk basert diagnostikk, kan dette være en begrensning for å vurdere for laboratorium basert transmission studier.
Et annet problem som må tas opp før du velger denne metoden er økt lagring og transport plass at et stort antall nasal tørke prøvene vil kreve. Hetteglassene brukes til våtservietter er mye større enn standard 2 ml kryogeniske lager ampuller brukes til nesepinne lagring og vil ta cirka tre til fire ganger mer fryser plass for langtidslagring og kjøligere plass for transport tilbake til laboratoriet. Lagring av sampler i lengre tidsrom ved værelsestemperatur, under avkjøling eller fryse-tining av prøvene vil alle resultere i en reduksjon av virus levedyktighet. Ekstra forsiktighet må tas ved tining disse prøvene. Siden gasen absorberer mye av virustransportmediet, vil prøvene overopphetes raskt i en tørr perle bad. Utilsiktet overoppheting prøvene under tiningsprosessen kan også resultere i en reduksjon av virus levedyktighet. Også, på grunn av redusert IAV recovery in vitro fra våtservietter compared til vattpinner, anbefales det at nasal ikke kluter brukes i situasjoner som krever høy følsomhet for levedyktige virus utvinning. 30
Vellykket bruk av IAV overvåking i griser med nesetørkemetoden kan resultere i større letthet av sampling, økt aksept for overvåking innsats, og mindre stress på dyrene. I fremtiden kan det være nyttig for prøvetaking griser ved innreise til en rettferdig eller for lavt stresstesting av individuelle griser i kommersielle svinebesetninger. Denne metoden kan bli undersøkt for bruk påvisning av andre respiratoriske patogener hos svin. Fordi svine spille en avgjørende rolle i fremveksten av nye IAV stammer fortsatt aktiv overvåking for IAV hos griser er kritisk. Som sådan, kan denne metoden hjelpe i deteksjon og epidemiologisk undersøkelse av emergent stammer av romanen IAVs.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BBL Brain Heart Infusion | Becton, Dickinson and Company | 211059 | |
| Penicillin G Sodium Salt | MP Biomedicals, LLC | 021194537 | 1500 u/mg |
| Streptomycin Sulfate | AMRESCO LLC | 0382 | |
| Gentamicin Solution | Mediatech, Inc. | 30-005-CR | 50 mg/ml |
| Amphotericin B Solution | Fisher | S 24 25 | 250 ug/ml |
| Kanamycin Sulfate | Teknova | K2105 | 5000 ug/ml |
| TPP Rapid Filtermax System | TPP Techno Plastic Products AG | 99150 | |
| Nalgen Diagnostic Bottles | Thermo Scientific | 342002-9025 | HDPE with white PP closure |
| Dermacea Gauze Sponge, 8 ply | Covidien | 441211 | 5.08 cm × 5.08 cm (2 in. × 2 in) |
| Nitrile Exam Gloves | Saftey Choice | 19-170-010 (A-D) |
References
- Ma, W., Kahn, R. E., Richt, J. A. The pig as a mixing vessel for influenza viruses: Human and veterinary implications. J. Mol. Genet. Med. 3 (1), 158-166 (2008).
- Nelson, M. I., Vincent, A. L. Reverse zoonosis of influenza to swine: new perspectives on the human-animal interface. Trends Microbiol. 23, (2015).
- Zhou, N. N., et al. Genetic reassortment of avian, swine, and human influenza A viruses in American pigs. J. Virol. 73 (10), 8851-8856 (1999).
- Webby, R. J., et al. Evolution of swine H3N2 influenza viruses in the United States. J. Virol. 74 (18), 8243-8251 (2000).
- Vincent, A., et al. Review of influenza A virus in swine worldwide: a call for increased surveillance and research. Zoonoses Public Health. 61 (1), 4-17 (2014).
- Karasin, A. I., Olsen, C. W., Anderson, G. A. Genetic characterization of an H1N2 influenza virus isolated from a pig in Indiana. J. Clin. Microbiol. 38 (6), 2453-2456 (2000).
- Zhou, N. N., et al. Emergence of H3N2 reassortant influenza A viruses in North American pigs. Vet. Microbiol. 74 (1-2), 47-58 (2000).
- Corzo, C. A., et al. Active Surveillance for Influenza A Virus among Swine, Midwestern United States, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 19 (6), 954-960 (2013).
- Lorusso, A., et al. Genetic and antigenic characterization of H1 influenza viruses from United States swine from 2008. J. Gen. Virol. 92 (Pt 4), 919-930 (2011).
- Loving, C. L., et al. Efficacy in pigs of inactivated and live attenuated influenza virus vaccines against infection and transmission of an emerging H3N2 similar to the 2011-2012 H3N2v. J. Virol. 87 (17), 9895-9903 (2013).
- Vincent, A. L., et al. Efficacy of inactivated swine influenza virus vaccines against the 2009 A/H1N1 influenza virus in pigs. Vaccine. 28 (15), 2782-2787 (2010).
- Smith, G. J., et al. Origins and evolutionary genomics of the 2009 swine-origin H1N1 influenza A epidemic. Nature. 459 (7250), 1122-1125 (2009).
- Vijaykrishna, D., et al. Reassortment of Pandemic H1N1/2009 Influenza A Virus in Swine. Science. 328 (5985), 1529 (2010).
- Ducatez, M. F., et al. Multiple Reassortment between Pandemic (H1N1) 2009 and Endemic Influenza Viruses in Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 17 (9), 1624-1629 (2011).
- Jhung, M. A., et al. Outbreak of variant influenza A(H3N2) virus in the United States. Clin. Infect. Dis. 57 (12), 1703-1712 (2013).
- Vincent, A. L., et al. Characterization of an influenza A virus isolated from pigs during an outbreak of respiratory disease in swine and people during a county fair in the United States. Vet. Microbiol. 137 (1-2), 51-59 (2009).
- Killian, M. L., et al. Simultaneous Infection of Pigs and People with Triple-Reassortant Swine Influenza Virus H1N1 at a U.S. County Fair. Zoonoses Public Health. 60 (3), 196-201 (2013).
- Wong, K. K., et al. Outbreak of influenza A (H3N2) variant virus infection among attendees of an agricultural fair, Pennsylvania, USA, 2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1937-1944 (2011).
- Bowman, A. S., et al. Molecular evidence for interspecies transmission of H3N2pM/H3N2v influenza A viruses at an Ohio agricultural fair, July 2012. Emerg. Microbes. Infect. 1 (10), e33 (2012).
- Wells, D. L., et al. Swine influenza virus infections. Transmission from ill pigs to humans at a Wisconsin agricultural fair and subsequent probable person-to-person transmission. JAMA. 265 (4), 478-481 (1991).
- Bowman, A. S., et al. Swine-to-human transmission of influenza A(H3N2) virus at agricultural fairs, Ohio, USA, 2012. Emerg. Infect. Dis. 20 (9), 1472-1480 (2012).
- Bowman, A. S., Nolting, J. M., Nelson, S. W., Slemons, R. D. Subclinical influenza virus A infections in pigs exhibited at agricultural fairs, Ohio, USA, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1945-1950 (2012).
- Gray, G. C., et al. Influenza A(H1N1)pdm09 Virus among Healthy Show Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 18 (9), 1519-1521 (2012).
- Van Reeth, K., Brown, I. H., Olsen, C. W. Ch. 40, Influenza virus. Diseases of Swine. Zimmerman, J. J. , Wiley-Blackwell. 557-571 (2012).
- Culhane, M. R., Detmer, S. E. Ch. 21, Sample types, collection, and transport for influenza A viruses of swine. Methods in Molecular Biology. Spackman, E. Animal Influenza Virus, Methods in Molecular Biology; 1161. 259-263 (2014).
- Sheldon, C. C., Sonsthagen, T., Topel, J. A. Animal Restraint for Veterinary Professionals. , Mosby. (2006).
- Detmer, S. E., Patnayak, D. P., Jiang, Y., Gramer, M. R., Goyal, S. M. Detection of Influenza A virus in porcine oral fluid samples. J. Vet. Diagn. Invest. 23 (2), 241-247 (2011).
- Goodell, C. K., et al. Probability of detecting influenza A virus subtypes H1N1 and H3N2 in individual pig nasal swabs and pen-based oral fluid specimens over time. Vet. Microbiol. 166 (3-4), 3-4 (2013).
- Romagosa, A., Gramer, M., Joo, H. S., Torremorell, M. Sensitivity of oral fluids for detecting influenza A virus in populations of vaccinated and non-vaccinated pigs. Influenza Other Respir. Viruses. 6 (2), 110-118 (2012).
- Edwards, J. L., et al. Utility of snout wipe samples for influenza A virus surveillance in exhibition swine populations. Influenza Other Respir. Viruses. 8 (5), 574-579 (2014).
- Zhang, J., Harmon, K. M. Ch. 23, RNA extraction from swine samples and detection of influenza A virus in swine by real-time RT-PCR. Animal Influenza Virus. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 277-293 (2014).
- Zhang, J., Gauger, P. C. Ch. 22, Isolation of swine influenza virus in cell cultures and embryonated chicken eggs. Animal Influenza Virus. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 265-276 (2014).
- Bowman, A. S., et al. The Inability to Screen Exhibition Swine for Influenza A Virus Using Body Temperature. Zoonoses Public Health. , (2015).
- Prickett, J. R., Kim, W., Simer, R., Yoon, K. J., Zimmerman, J. Oral-fluid samples for surveillance of commercial growing pigs for porcine reproductive and respiratory syndrome virus and porcine circovirus type 2 infections. J. Swine Health Prod. 16 (2), 86-91 (2008).
- Prickett, J., et al. Detection of Porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection in porcine oral fluid samples: a longitudinal study under experimental conditions. J. Vet. Diagn. Invest. 20 (2), 156-163 (2008).
- Pepin, B., Liu, F. F., Main, R., Ramirez, A., Zimmerman, J. Collection of oral fluid from individually housed sows. J. Swine Health Prod. 23 (1), 35-37 (2015).
