Summary
在这里，我们提出了使用共聚焦显微镜的小鼠二次腭融合的活体成像方案。该方案可以与各种荧光报告小鼠系列结合使用，并可与途径抑制剂一起用于机械性的洞察。该协议可适用于其他开发系统中的实时成像。
Abstract
二级腭架融合形成完整的二级腭是哺乳动物发育的关键过程，其破坏可导致腭裂性腭裂，这是人类常见的先天性异常现象。二次腭融合已被广泛研究，导致几个可能介导该过程的细胞机制。然而，这些研究主要在开发期间的进行时间点或在静态时间点分析的固定外植体培养物中对固定的胚胎组织进行。静态分析限于动态形态发生过程的分析，如腭裂融合，以及什么类型的动态细胞行为介导腭融合不完全了解。这里我们描述了一种用于小鼠胚胎体外二次腭融合的活体成像方案。为了检查腭裂融合的细胞行为，上皮特异性角蛋白14 -cre用于标记ROS中的腭上皮细胞A26-mTmG flox记录胚胎。为了可视化丝状肌动蛋白，使用Lifeact-mRFPruby报道小鼠。通过解剖最近粘附的胚胎期（E）14.5期胚胎的次级腭架并在玻璃底盘上的含琼脂糖的培养基中培养以使用倒置的共聚焦显微镜成像来进行中度腭融合的活体成像。使用这种方法，我们检测到在二次腭融合期间的各种新型细胞行为。对不同细胞行为在空间和时间上的协调的欣赏大大有助于我们对这种动态形态发生过程的理解。该方案可应用于突变小鼠系，或用药理学抑制剂处理的培养物，以进一步提高对二次腭融合如何控制的理解。
Introduction
组织融合是多器官发育的重要一步。主要的人类出生缺陷如唇腭裂，脊柱裂和心脏畸形可能会导致从在组织融合1缺陷。小鼠二级腭融合已被广泛研究，以确定细胞和分子机制发展2，3，4控制组织融合。在小鼠中，二尖瓣发育开始于E11.5附近，其中每个双侧上颌过程均产生二级腭骨架。腭架的初始生长沿着舌头垂直发生，直到大约E14.0，此时腭架在舌头上方水平上升。中度指导的生长导致两个腭搁架的上皮的物理接触，形成中线上皮（MES）在E14.5。必须从中间腭架之间移除插入的MES，以允许间充质融合，并通过E15.5 3开发完整的，完全融合的中腭。
如何在两个单独的腭架之间形成共享的上皮MES细胞层，然后移除以实现间充质融合，一直是腭发育的中心问题。基于小鼠组织学和电子显微镜（EM）研究，外植体培养研究和功能小鼠遗传学实验，几个基本细胞行为已经涉及到这个过程。从每个货架腭的内侧边缘上皮MEE丝状伪足状突起便于初始接触5， 图6，随后将这些上皮细胞的嵌入到共享单个MES 6,7。删除生成的共享MES已被提议通过三个非排他性机制进行。采用组织学观察和离体谱系用活体染料示踪的早期研究表明，MES可能通过上皮被除去以MES细胞的间充质转换（EMT）8,9，虽然最近，上皮细胞的遗传谱系追踪已升高的不确定性，以上皮细胞的长期贡献腭间质架10，11，12。凋亡细胞的数量显著，并在他们的人数在某些突变体不能进行适当的味觉融合的减少，导致了想法，凋亡可能是MES溶解2,3的主要驱动力。最后，最初基于涉及上皮标记和进行时间点静态观察的研究MES细胞提出在口鼻及前后尺寸11，13迁移，但这样的动态细胞行为最初未经证实的由于无法观察他们在活组织腭。最近，我们能够通过开发一种新的活体成像方法直接观察这些行为，该方法结合了荧光标记的小鼠遗传方法与外植腭架的共聚焦活检。
首先，腭融合过程中可视化腭上皮细胞动态细胞行为，我们通过杂交ROSA26-mTmG FLOX小鼠Keratin14-CRE小鼠14,15生成的上皮特异性报道小鼠。所产生的胚胎的腭外植体培养物的共聚焦活体成像证实了一些先前提出的细胞行为，并在融合过程中鉴定了新的事件6 6,16。该成像方法可与其他记者行一起使用;我们利用Lifeact-mRFPruby转基因小鼠17，18在融合过程来检查肌动蛋白细胞骨架的动态。其他记者也可以用来观察腭部融合的其他具体方面，这种方法可以适用于激光扫描共焦显微镜或旋转盘共焦显微镜，这取决于成像需要和显微镜可用性。现场影像越来越成为发育生物学中的基石方法。班驳轻微地，颅面形态发生是复杂的，影响面部的人类出生缺陷是常见的。这种共焦现场成像方法将有助于更好地了解潜在的基本发育机制以及人类颅面异常的起源。
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Protocol
所有动物实验均按照加利福尼亚大学旧金山机构动物护理和使用委员会的协议进行。
活动影像制作准备
- 液体培养基的制备
- 向Dulbecco's Modified Eagle培养基（DMEM）/ F12中加入20％胎牛血清（FBS），2mM L-谷氨酰胺，100U / mL青霉素，100μg/ mL链霉素，200μg/ mL L-抗坏血酸，15mM HEPES媒体。
注意：在成像之前，实时成像介质是新鲜的。这种介质含有酚红，这可能导致长时间的活体成像过程中的光毒性。代替不含酚红的培养基可以改善长期成像。
- 向Dulbecco's Modified Eagle培养基（DMEM）/ F12中加入20％胎牛血清（FBS），2mM L-谷氨酰胺，100U / mL青霉素，100μg/ mL链霉素，200μg/ mL L-抗坏血酸，15mM HEPES媒体。
- 制备低熔点琼脂糖溶液
- 将350毫克低熔点琼脂糖溶解在10毫升高压灭菌的蒸馏水中以制备3.5％储备溶液。
- 将琼脂糖溶液充分混合，并在70℃在水浴中孵育以完全溶解琼脂糖。
- 在37℃水浴中冷却琼脂糖溶液，然后将其加入到活体成像介质中。
- 将1 mL琼脂糖储备液加入5 mL液体活体成像培养基中，使其达到最终浓度（0.6％）。
- 将培养基用琼脂糖保存在37°C水浴中，以防止过早凝固。
2.准备活体外植体文化
- 近期附着的E14.5二级腭架的解剖
注意：在我们的经验中，成像融合需要从轻柔的一对腭架开始;这种粘附防止在成像期间防止融合发生的外植体运动。- 在1x磷酸缓冲盐水（PBS）中解剖E14.5期胚胎，并选择绿色荧光蛋白（GFP）表达（来自K14-CRE; ROSA26-mTmG flox ）或（红色荧光蛋白）表达RFP（来自Lifeact-mRFPruby ）的阳性胚胎，使用装备有荧光灯的解剖显微镜。将组织转移到没有琼脂糖的预热活体成像培养基中。
- 切割胚胎头并使用两个5号镊子去除上脑区域（ 图 1A-C ）。使用5号镊子握住胚胎，而另外5号镊子切除腭架外的额外组织。
注意：精剪可用于切割胚胎头（第一步），而不是一个5号镊子。然而，两个5号细镊子将能够更好地控制精确切割。 - 没有如图1（D）和图1E损坏腭小心取出下颌骨。为了减少腭裂的机会，保持舌头通过下颌骨的解剖，f通过仔细去除舌头。
- 在去除下颌骨和舌头后，用立体显微镜用荧光检查二尖瓣的口腔侧面，以确认MES中的强报道信号（ 图1 M ）。
- 在去除下颌骨和舌后解剖后部部分，包括后脑和脑干（ 图 1F ）。
- 用粘附的腭架除去两个上颌骨（ 图1 G ）。
- 切割前上颌组织保持原发性和次级腭部完整（ 图1 H和I ）。
- 去除露出MES的外植体鼻侧的鼻中隔。
注意：这些以后的解剖步骤需要注意，不要破坏两个辅助腭架之间的接触。去除鼻中隔有助于减少其他区域的背景信号，并减少垂直组织移动，使稳定成像（ 图1 J-L ）。 - 解剖腭架后，再次检查中线记者信号，确保组织之间上皮层无损伤。
- 在活体成像介质的培养皿中设置腭外植体
- 将活体成像介质放入35毫米玻璃底盘中。
- 将解剖的腭骨架面朝下，尽可能靠近玻璃底部，用倒置共聚焦显微镜进行成像（ 图 N1 ）。
- 将干冰粒放在培养皿附近的导电表面上，以快速降温或将培养皿放置在4℃加速琼脂糖凝固。也可以使用冷板，如用于石蜡包埋的冷板踏歌。
注意：当使用干冰时，需要仔细监测琼脂糖介质的变化以防止冷冻介质。
腭内窥镜的共焦延时成像
- 成像和数据采集
- 琼脂糖半固化后，将培养皿安装在装有37℃孵育室的倒置共焦显微镜中。使用白光共焦显微镜和细胞观察器旋转盘共聚焦显微镜。
注意：我们使用含有15mM的HEPES无CO 2的气体的修改的媒体。 - 使用注射器将培养皿和盖子之间的果冻放入培养基中以防止培养基蒸发（ 图 N ）。
注意：过夜（O / N）培养发生后，培养皿盖顶部有一些冷凝，但介质的体积不会改变，这表明石油胶可以防止培养基蒸发。 - 使用低放大倍数目标（10x）找到感兴趣的区域，并使用更高放大倍数的目标（20倍物镜，3倍数码变焦或40x物镜与Immersol W）进行延时实时成像。
注意：解剖后的腭骨架不平坦。二级腭是一个弯曲的结构，这使得难以在同一平面上对整个MES进行成像。低倍率（10倍）成像可以允许全腭成像，但40倍的目标将提供更好的图像分辨率，以检查更深的Z位置的细胞细胞运动。中腭区曲率高。与中腭相比，前后腭相对平坦。我们经常朝向二级腭中段前方，以避免曲率最大的区域。 - 使用适当的激光激发（对于GFP为488nm，RFP为532/561nm）扫描多个Z堆叠，每步5μm为16-24小时（ 图2 ）。
注意：为了降低潜在的光毒性，请使用最小的激光功率和曝光时间。特别是在多色成像的情况下尤为重要。使用52nm激光功率的22％用于membraneTomato（mT），30％的495nm激光功率用于膜GFP（mG）和25％的561nm激光功率用于膜RFP。平均曝光时间为550 ms。 - 使用图像分析软件执行细胞跟踪和定量分析。
- 琼脂糖半固化后，将培养皿安装在装有37℃孵育室的倒置共焦显微镜中。使用白光共焦显微镜和细胞观察器旋转盘共聚焦显微镜。
数据图像分析
注意：这里使用了Imaris。也可以使用ImageJ或Volocity软件包执行类似的数据分析。
- 从图像序列渲染三维（3D）曲面。
注意：本部分可以从使用膜GFP信号生成的影片中生成曲面。- 单击编辑|显示显示调整并使用直方图滑块调整信号强度，使膜信号清晰出片的长度（ 图3 的A）。
- 使用图像正确漂白的信号 处理|衰减校正 。调整强度前沿和强度返回值，以使膜信号在整个电影长度内清晰。设置这些值可能需要一些试验和错误。
注意：由于激光穿透受到限制，强度返回（更深的Z位置）值将小于强度前沿（表面Z位置）值。因此，这些值也可以改变为使Z系列中的信号强度正常化。可以调整这两个值以实现漂白校正。衰减校正也称为发射衰减校正19 。 - 为了从膜信号产生表面，选择Surpass |表面 ，选择源通道和阈值类型（绝对强度），并在算法设置下LECT 仅划分兴趣区域 并完成整个图像的处理 ，然后点击向前箭头;继续按向前箭头（使用默认设置，或通过反复试验指定表面细节等级和阈值方法），检查生成的表面是否反映荧光信号。要指定兴趣区域，请选择通过裁剪X，Y，Z位置来呈现的区域和时间。
注意：选择 整个图像的过程最终将使整个电影的调整和阈值。 - 再次单击向前箭头按钮生成曲面。然后通过更改滤波器中的直方图来调整阈值，以对应于膜信号。
- 表面生成后，在“曲面/设置”中选择曲面，以便可视化表面信号，并通过推动双重打击来完成表面生成过程箭头按钮（ 图3 B ）。
- 去Surface |编辑并单击蒙版 属性中的 全部 遮罩以生成蒙版通道图像。
- 点击确定后，屏幕通道窗口将自动打开;选择GFP通道，将表面外部的体素设置为最大信号强度值（在编辑|显示调整中找到 ）和表面内的体素到最小GFP强度值（也见于 编辑|显示调整 ），在面罩设置中生成膜信号的掩码。
- 由于膜信号的掩模将在体视图中显示，请使用图像处理|生成反转图像对比变化|反转 （ 图3 C ）。
- 从反面图像中检测斑点。
注意：此部分允许每个单元格的中心标志着一个独特的地点，跟踪了太空和时间。- 选择超越场景|斑点|创建 ;在算法设置中，选择仅划分兴趣区域， 最终完成整个图像的处理和跟踪点（随着时间的推移） 。
- 点击向前箭头并指定感兴趣的区域;选择区域和时间跟踪斑点;继续按向前箭头，选择屏蔽通道作为源通道，并确定点的估计XY直径。
- 点击向前箭头按钮将自动打开一个过滤器窗口;通过改变直方图中的值来调整点检测阈值，以在每个单元格的中心产生单个点（ 图3 D ）。
- 再次点击向前箭头按钮将打开算法窗口，选择自回归运动跟踪模型 20，并指定最大跟踪di立场和最大间隙大小，以连接在短时间内变得不连续的轨道。
- 再次点击向前箭头按钮将打开“过滤器”窗口，通过调整直方图来设置跟踪持续时间阈值，以便跟踪每个单元格。单击双向向前箭头按钮将完成点检测。
- 为了纠正组织漂移，请点击Spots |轨道编辑器，并选择正确的漂移 。 算法窗口将自动打开;选择平移漂移，包括整个结果和正确的对象位置 。
- 生成有利位置进行定量分析。
注意：程序的Scatterplot是用于生成具有多个对象的多维（X，Y，Z，颜色和缩放）图形的工具。这些图可用于查看许多单元格移动随时间变化的趋势。- 使用“2D”或“3D”绘制单元格跟踪数据Vantage-Add New Vantage绘图菜单（ 图3 E和3F ）。
- 选择卷或点，然后选择创建/类别和绘图类型
- 调整绘图值以生成不同的有利图。
- 使用快照功能导出图形。
注意：统计数据也可以作为电子表格导出，以进一步进行定量分析，方法是点击绘图数字区域保存 。
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Representative Results
腭外植体活体成像显示多种细胞过程介导腭裂融合6 。两个上皮细胞之间的初始接触由膜突起（ 图 2B-2E ）制成。当两个上皮层相遇时，它们形成多细胞分层MES，然后插入以通过上皮收敛形成整合的单细胞层MES（ 图 2A-2E和图 2K-2O ）。较深Z水平的上皮细胞也逐渐转移到有助于上皮收敛过程的MES的口腔侧（ 图 2K ）。在中腭MES中观察到后向细胞迁移（ 图 2F-2J ）。此外，我们发现上皮细胞扩增腭裂融合期间的呕吐事件表明MES中的上皮细胞可以通过该活性过程去除（ 图 2Q ，2T ）。综合上皮缝最终会分解以达到间充质融合（ 图 2S，2T ）。
腭裂融合中的生物活性肌肉蛋白显示动态肌动蛋白细胞骨架重排6 。丝状肌动蛋白在上皮和间质区域之间的边界处变得富集，沿着前后轴形成线状结构（ 图 2K-2T） 。肌动球蛋白收缩力驱动上皮收敛和MES破裂，因为肌球蛋白活性或肌动蛋白聚合的化学抑制阻碍了这些动态过程6 。
软件用于在腭裂融合期间跟踪细胞行为。细胞跟踪的最佳方法取决于报道信号。如果使用核记录鼠标，程序可以跟踪作为细胞中心的荧光信号的中心21 。因此，可以使用核GFP报告小鼠如ROSA26GFP -NLS-lacZ （ GNZ） 22来使用组织特异性Cre系来标记上皮细胞;在我们手中，这个具体的核心报道员在实时成像的长时间内表现出更快的漂白。因此，我们利用膜 - GFP报告基因（ ROSA26-mTmG flox ）来跟踪我们研究中的上皮细胞运动。这需要一种通过膜信号识别和跟踪单个细胞的方法。为了解决这个问题，我们利用了修改的细胞跟踪方法（ 图3 和协议第4节 ）。
内容“fo：keep-together.within-page =”1“>
图1 ：小鼠上颚解剖的示意图。 （ A ）E14.5小鼠胚胎的侧视图。为了解剖腭架，头部沿着第一个白色虚线切开，＃1。 （ B，C ）去除上脑（第二白线上方＃2）。 （ D，E ）解剖头部的口腔视图。解剖下颌骨（＃3），拔下舌头（＃4）。 （ F ）沿着＃5线的头部的后部被切出。 （ GI ）除去上颌（＃6，＃7）和上颌前部（＃8）。 （ JL ）从K14-cre除去（ M ）解剖腭的MES中的GFP信号的鼻中隔（＃9） ROSA26 mTmG小鼠胚胎。 （ N ）直播成像设置。口腔的一面外植体正面朝下，用倒置共焦显微镜成像。 MES用白色箭头（ FI ）表示。成像区域由L和M中的白色虚线框表示。比例尺= A中2厘米，BI中1厘米，JM中500微米。 请点击此处查看此图的较大版本。
图2 ：腭外植体培养物的活体成像。 （ AE ）来自K14-cre的前二尖瓣的活体成像; ROSA26 mTmG外植体（5μm深）。白色箭头表示来自上皮细胞的膜突起（ FJ ）来自K14-cre的中腭的活体成像; ROSA26 mTmG外植体（ 5μmdEPTH）。白色箭头表示细胞从前腭向后腭移动的方向。 （ KO ）来自Lifeact-mRFPruby外植体（5μm深）的前腭的活体成像。上皮细胞置换（黄色箭头）到口腔表面并收敛，形成与线状肌动蛋白结构在中线的综合MES。 （ PT ）来自Lifeact-mRFPruby外植体（25μm深度）的前腭的活体成像。红色箭头表示细胞挤出事件（ Q，T ）。接缝的未来破裂点由S和T中的两个垂直白色箭头表示。刻度棒=20μm。该图中的所有实时成像数据均来自于先前在6发表的实验。 请点击此处查看此图的较大版本。
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图3 ：数据分析。 （ AD ）用K14-cre的膜GFP信号追踪上皮细胞; ROSA26 mTmG腭外植体（ A ），通过膜GFP信号（ B ）的体积渲染产生A表面。在遮蔽所产生的表面（ C ）之后产生倒置的图像。使用Imaris（ D ）中的斑点检测功能，从反转图像中鉴定细胞中心。 （ E ）3D重建允许在多个方向跟踪细胞运动。 A：前，P：后，N：鼻，O：口服（ F ）2D分析产生显示在中腭MES中从前向后移动的细胞的有利图。标尺在AD中为20μm，EF为10μm。s / ftp_upload / 56041 / 56041fig3large.jpg“target =”_ blank“>请点击此处查看此图的较大版本。
视频图1： K14-cre的实时成像ROSA26-mTmG FLOX前腭（5微米深度）。每10分钟（10分钟/帧）捕获图像16小时20分钟，比例尺= 25微米。此视频是以前在参考文献6中发布的电影的不同Z位置。 请点击此处查看此视频。 （右键单击下载。）
视频图2： K14-cre的实时成像ROSA26 -mTmG flox中腭（5μm深）。每15分钟（15分钟/帧）捕获图像13小时30分钟，比例尺= 25微米。此视频以前在参考文献6中发布。 请点击此处查看此视频。 （右键单击下载。）
视频图3： Lifeact-mRFPruby前腭（5μm深）的活体成像。
每10分钟（10分钟/帧）拍摄7小时50分钟。刻度棒=20μm。此视频以前在参考文献6中发布。 请点击此处查看此视频。 （右键单击下载。）
视频图4： Lifeact-mRFPruby前腭（25μm深度）的实时成像。
每10分钟（10分钟/帧）拍摄7小时50分钟。刻度棒=20μm。此视频是以前在参考文献6中发布的电影的不同Z位置。 请点击此处查看此视频。 （右键单击下载。）
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Discussion
使用3D器官外植体培养的组织形态发生的活体成像可以提供关于固定组织切片的常规染色分析中不能显示的细胞过程的详细信息。使用小鼠胚胎中性腭裂的体外外植体培养，我们观察到几个有趣的细胞行为，导致我们提出了一种涉及上皮收敛和细胞挤出的腭裂融合的新机制。
在这种研究中的一个常见挑战是通过长时间的连续激光激发进行光漂白。在我们的研究中，使用白光共焦和旋转盘共聚焦显微镜。可以通过成像软件（LAS-AF）中的漂白校正（Protocol 4.1）来校正信号强度随时间的一些降低。因为漂白校正是有限的，因此仔细地优化每个成像系统中的激光功率和曝光时间是重要的。我们也检查了在3天培养6天后，这种口腔融合通常在活体成像介质中发生。
现场影像的第二个常见问题是组织漂移。在实时成像期间最小化漂移以获得一致的图像是至关重要的，因为焦平面上的变化可能会混淆对形态发生变化随时间的了解。而在许多共聚焦显微镜（显微镜中的确定焦点）中可以实现控制热漂移，而不能通过这些方法校正组织相对于玻璃底部的漂移。使用琼脂糖，以及将外植体放在玻璃底部有助于最小化这一点，但仍然需要注意的是分析那些保持相对恒定位置的电影。这可以通过在成像领域中跨越时间跟随多个控制点来确定，以确定它们是否保持不变，以类似的趋势移动或以不同的方式移动。在一定程度上，使用后处理fu功能允许校正实时成像中的一些组织漂移（方案4.2）。
在活体成像培养基中使用终浓度为0.6％的低熔点琼脂糖以固定外植体组织。当我们测试较高浓度的琼脂糖时，它们可能由于机械约束而损害组织形态发生。因此，重要的是使用正确的琼脂糖浓度以尽量减少组织漂移，同时不妨碍形态发生。
由于共聚焦成像的深度，这种方法在检查腭部融合的非常深的Z平面方面确实构成了限制。使用WHITE LIGHT和旋转盘共聚焦显微镜，可以成功地成像来自100μm深度的信号，但是图像开始变得沉闷而微弱超出这个限度。因为腭部融合是鼻窦和前后轴的渐进过程，我们建议成像多个位置有效地允许不同部门的成像hs的腭裂融合，但双光子或光片共焦显微镜可能会用于未来，以提高成像深度。在我们的大多数实验中，口腔外植体的口腔成像。腭外植体鼻侧的成像是困难的，因为鼻中隔融合或非常接近二级腭支架。在我们尝试从鼻侧进行成像融合时，还需要除去额外的鼻组织，使其不会干扰来自腭上皮的信号。虽然可能，成像鼻腭外植体的鼻侧是困难的，因为鼻中隔的解剖常常引起腭外植体的损伤。
记录小鼠组织外植体的实时成像是研究胚胎发育过程中组织形态发生的细胞机制的有力方法。使用共聚焦显微技术和定量成像分析，基础发育过程如二次腭融合可以在细胞水平进行调查。
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Disclosures
作者没有什么可以披露的。
Acknowledgments
我们感谢道格拉斯·本森先生关于二次上颚成像的初步对话。我们还承认David Castaneda-Castellanos（Leica）和Chris Rieken（蔡司）帮助调整共聚焦显微镜中的成像条件。感谢Lynsey Hamilton（Bitplane）对使用Imaris软件进行定量图像分析的有用建议。这项工作由NIH / NIDCR R01 DE025887资助。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Reagents | |||
| DMEM/F12 | Life technology | 11330-032 | |
| Fetal Bovine Serum | Life technology | 16000-044 | |
| L-glutamine | Life technology | 25030-081 | |
| L-Ascorbic acid | Sigma | A4544-100G | |
| Pennicillin/Streptomycin | Life technology | 15140-122 | |
| Low melting agarose | BioExpress | E-3111-125 | |
| 35 mm glass bottom dish | MatTek | P35G-1.5-10-C | |
| Petrolieum Jelly (Vaseline) | Sigma | 16415-1Kg | |
| Mice | |||
| Keratin14-cre | MGI: J:65294 | Allele = Tg(KRT14-cre)1Amc | |
| ROSA26mTmG | MGI: J:124702 | Allele = Gt(ROSA)26Sortm4(ACTB-tdTomato,-EGFP)Luo | |
| Lifeact-mRFPruby | MGI: J:164274 | Allele = Tg(CAG-mRuby)#Rows | |
| Microscope | |||
| White Light SP5 confocal microscope | Leica Microsystems | ||
| Cell Observer spinning disk confocal microscope | Zeiss Microscopy |
References
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