Summary
Här beskriver vi canalostomy förfarande som tillåter lokala drogen leverans i inner örat på vuxna och neonatala möss genom den halvcirkelformade kanalen med minimal skada till hörsel och vestibulär funktion. Denna metod kan användas för att Inokulera virala vektorer, läkemedel och små molekyler in i musen inre öra.
Abstract
Lokal leverans av terapeutiska läkemedel in i inre öra är en lovande behandling för innerörat sjukdomar. Injektion genom båggångarna (canalostomy) har visat sig vara en användbar strategi för lokal drog leverans till innerörat. Målet med denna artikel är att beskriva, i detalj, de kirurgiska teknikerna som är inblandade i canalostomy i både vuxen och neonatala möss. Som framgår av snabb-grön dye och adeno-associerade virus serotyp 8 med grönt fluorescerande protein genen, canalostomy underlättas bred distribution av injicerade reagenser i hörselsnäckan och vestibulära slutet-organ med minimala skador på hörseln och vestibulär funktion. Operationen genomfördes framgångsrikt i både vuxen och neonatala möss; flera operationer kan faktiskt utföras om det behövs. Avslutningsvis canalostomy är en effektiv och säker metod att drogen leverans i inner örat på vuxna och neonatala möss och kan användas för att behandla mänskliga innerörat sjukdomar i framtiden.
Introduction
Sensorineural hörselnedsättning och vestibulär dysfunktion påverkar ett betydande antal patienter och är nära associerade med innerörat störningar. Leverans av terapeutiska läkemedel in i inre öra visar löfte för behandling av innerörat störningar. En systemisk eller lokal strategi kan användas för att leverera läkemedel in i inre öra. Vissa innerörat sjukdomar behandlas framgångsrikt med systemisk drug administration, till exempel idiopatisk plötslig hörselnedsättning, som behandlas vanligtvis med systemisk steroid1. Lentz et al. visade dessutom att systemisk administrering av antisense oligonukleotiden kunde förbättra hörsel och balans funktioner i Ush1c mutant mouse modell2. Men en stor del av innerörat sjukdomar inte effektivt behandlas av systemisk drug administration på grund av den blod-labyrint barriären, vilket begränsar drog tillgång till innerörat3,4. Däremot kan lokala narkotikastrategier leverans behandla inre öronsjukdomar mer effektivt. Innerörat är faktiskt potentiellt ett perfekt mål för lokal drog leverans. den är fylld med vätska, vilket underlättar spridning av läkemedlet efter en-plats diffusion eller injektion, och det är relativt isolerade från närliggande organ, vilket begränsar biverkningar5,6.
Lokala narkotikastrategier leverans omfattar intratympanic och intralabyrinthine metoder. Effektiviteten av intratympanic rutten är till stor del beroende av drogen permeabilitet genom det runda fönstret membranet (RWM) och uppehållstid av drogen på RWM3,4,7,8. Det passar således inte för leverans av droger eller reagenser som inte kan tränga igenom RWM. Intralabyrinthine metoder innebär inokulering av läkemedel direkt in i inre öra, vilket resulterar i en hög dos och omfattande distribution. Dock intralabyrinthine metoder kräver känsliga operationer och är invasiv, leder till skador på innerörat funktion. Intralabyrinthine injektion av läkemedel används för närvarande, endast i djurstudier som det inte har visats vara tillräckligt säkra för användning i människor9. Därför kirurgiska förfaranden måste förenklas, och minskar risken för skada för att översätta intralabyrinthine förhållningssätt till kliniken.
Flera intralabyrinthine metoder har utvärderats hos djur av injektion genom RWM5,10,11 och in scala media12,13,14, scala tympani 15 , 16, scala absid17, båggångarna16,18,19,20och den endolymphatic sac21. Alla dessa metoder har fördelar och nackdelar6. Leverans via RWM är atraumatiska i neonatala möss5,22. Dock är en lindrig hörselnedsättning hos vuxna möss efter RWM injektion23, möjligen på grund av mellanörat utgjutning efter kirurgi24. Scala media injektion, vilket innebär injektion av reagens direkt till endolymphatic utrymme som innehåller sensoriska epitelet, uppnår en hög reagens koncentration i målet slutet-organ12,14, 25 , 26. men detta tillvägagångssätt kräver en komplex procedur och resulterar i betydande höjning av tröskeln för förhandlingen om utförs senare än postnatal dag 5 (P5)25,27, vilket begränsar dess tillämpning.
Jämfört med de ovan nämnda intralabyrinthine tillvägagångssätt, orsakar canalostomy minimal skada innerörat, särskilt i vuxna möss16,18,28,29,30, vilket är viktigt för bedömning av skyddande effekter och translationella aspekter. Dessutom på gnagare ligger båggångarna bortom den bulla, vilket underlättar kirurgiska ingrepp och undviker störningar i mellanörat under operation. Kliniken används halvcirkelformade kanalen operationer för svårbemästrade benign paroxysmal positionell vertigo31,32,33, vilket tyder på kliniska genomförbarheten av canalostomy. Eftersom det beskrevs först av Kawamoto et al. 16 i 2001, canalostomy har använts för att leverera olika reagens, såsom virala vektorer, siRNA, stamceller och aminoglykosid, in i murina innerörat18,19,28,29 ,34,35,36,37. Inokulering av adeno-associerade (AAV) virusvektorer av canalostomy aktivera överuttryck av exogena gener i sensoriska epitelet och primära nervceller i snäckan och vestibulära slutet-organ18,28, 29,30. Whirlin genterapi av canalostomy återställer balans funktion och förbättrar hörseln i en musmodell av mänskliga Usher syndrom19, tyder på att canalostomy är användbar för studier av genterapi för genetisk cochleovestibular sjukdomar. Transplantation av mesenkymala stamceller av canalostomy resulterar i omorganiseringen av cochlear fibrocytes och förhandlingen återhämtning i en råtta modell av akut sensorineural hearing loss35. Dessutom canalostomy kan användas för att införa aminoglykosider i innerörat att upprätta vestibulära lesioner18,34,38och flera injektioner kan utföras om krävs18 , 34.
I denna artikel skall beskriva vi, i detalj, canalostomy tekniker i vuxen och neonatala möss. Vi inokuleras olika reagenser, inklusive snabb-grön dye och AAV serotyp 8 (AAV8), tillsammans med grönt fluorescerande protein (GFP) genen (AAV8-GFP) och streptomycin, i mus innerörat att utvärdera de omedelbara och långsiktiga resultaten efter canalostomy.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla förfaranden och djur operationer utfördes enligt riktlinjerna från djur vård och användning kommittén av kapital medicinska universitet i Kina.
1. enheten preparat
- För att göra injektion kanylen (figur 1A), ansluta polyimid slangar (innerdiameter 114,3 µm, yttre diameter 139,7 µm, längd ~ 3 cm) till polyeten slangen (inre diameter 280 µm, yttre diameter 640 µm, längd ~ 40 cm). Använda superlim, täta anslutningen med minst tre program. Sterilisera injektion kanylen med etylenoxid.
Obs: När tätning slangen, förhindra superlim in polyimid slangen, vilket kan resultera i en blockering av kanylen. Försegla slangen på minst tre gånger, eftersom Gassterilisering kan orsaka läckage vid anslutningen. - Använder en 30 G nål, Anslut utgången av polyeten slangen till en 1 cc spruta innehållande fysiologisk koksaltlösning. Fyll kanylen med fysiologisk koksaltlösning genom injektion med 1-cc sprutan att kontrollera eventuella läckage eller blockering vid anslutningen mellan polyimid slangar och polyeten slangen.
Obs: Om det finns ett läckage eller en blockering av anslutningen, kanylen kan inte användas i följande procedurer. - Evakuera en 10 µL mikro-spruta med fysiologisk koksaltlösning och Anslut den till ovannämnda 30 G nålen med injektion kanylen. Installera mikro-sprutan på en Mikroskop pump (figur 1B). Ange den injektion-hastigheten till 0,5 µL/min och volymen till 1 µL för snabb-grön dye och AAV8-GFP, eller 2 µL för streptomycin.
Obs: Rekommenderat intervall av injektion-hastigheten är 0.1−0.5 µL/min, och rekommenderade injektionsvolymen är 0.5−2 µL. - Dra tillbaka mikro-sprutan till 1 µL och extrahera injektion reagensen. En luftspalt bildar mellan de fysiologisk koksaltlösning och injicerade reagens (figur 1 c).
- Eventuellt märka ståndpunkten gränsen mellan gas-fluid polyeten slangen med en tuschpenna. Detta kan användas för att övervaka reagens flöde under injektionen.
2. Canalostomy i vuxna möss
- Söva en vuxen mus (kvinnlig, Kandeekane/N, 5 till 6 veckor gamla) av intraperitoneal injektion av ketamin HCl (120 mg/kg) och xylazin HCl (7 mg/kg). Vänta för 5−10 min tills djuret uppvisar ingen reaktion på smärtsamma stimuli (tå-nypa reflexen). Placera djuret på en förvärmd elektriska pad efter anestesi. En smärtstillande, meloxikam (1 mg/kg), tillämpades subkutant före operation.
- Täcka djurets ögon med ögonsalva. Raka vänster efter auricular regionen med en elektrisk animal clipper och desinficera huden tre gånger med 75% etanol.
- Placera djuret på en förvärmd elektriska pad. Ställa in temperaturen av elektriska pad till ~ 37° C. Placera djuret i höger lateral position att underlätta kirurgi på vänster öra.
- Gör en 1-1,5-cm efter auricular snitt ~ 3 mm från vänster retroauricular spåret (figur 2A).
- Placera bakre halvcirkelformade kanalen (PSC) och laterala halvcirkelformade kanalen (LSC): när roten till pinna (fet dot i figur 2B) definieras som ursprung och planet som är parallellt med calvarium som 3 till klockan 9, KUSP och Lexmark Utskriftsassistent är vanligtvis ligger ~ 3 mm från roten av pinna mellan 2 och 3 klockan (figur 2B).
- Rakt på sak dissekera den muskel som täcker tinningbenet med mikro-pincett att exponera de PSC och LSC, vars marginaler är klart synliga som mörka ränder i tinningbenet (figur 2 c). Lexmark Utskriftsassistent är på ett ungefär 30° vinkel från planet som är parallellt med calvarium, och KUSP är vertikalt till Lexmark Utskriftsassistent (figur 2 c). Samla en liten bit av muskeln med mikro-pincett och låt den torka. I följande steg, kommer att denna muskel användas för att täta hålet.
Obs: Undvik överdriven tårande vävnaderna att minimera skador på muskler. Undvika att skada intilliggande fartyget när utsätta KUSP (figur 2D). - Gör ett litet hål i mitten delen av KUSP med en 26 G nål (figur 2D). Läckage genom hålet anger lyckad penetration av beniga väggen av KUSP. Förstora hålet till lämplig storlek, något större än diametern av polyimid slangen.
Obs: Borra och förstora hålet försiktigt och gradvis att undvika fraktur på KUSP. - Ren den utgjutning som omger hålet på KUSP med en bomullspellet.
- För in spetsen av polyimid slangen försiktigt KUSP mot crus kommun till ett djup av 1−2 mm (figur 2E). Starta injektionen genom att trycka på knappen 'kör' på pumpen.
- Efter injektionen, vänta ~ 2 min så att reagenset att sprida. Trimma den lilla bit av muskeln samlas i steg 2,6 med mikro-sax. Nästa, ta bort injektion kanylen och placera omedelbart muskeln i hålet i KUSP.
Obs: Kontrollera om vätska läcker från hålet efter att ansluta för att säkerställa att hålet är helt täta. - Returnera separerade muskler och subkutan vävnad. Sutur snittet med hjälp av en 5-0 sutur. Desinficera regionen snitt med povidon jod.
Obs: Alla de ovanstående kirurgiska ingrepp tar ca 25 min. - Placera djuret på en elektrisk pad som förvärmts till ~ 37 ° C. Placera djuret i höger lateral position för återvinning.
- Utföra auditiv hjärnstammen svar (ABR) mätningar och simning test en vecka efter operation18.
- Om så krävs, utföra upprepade injektioner i ett annat område av PSC eller LSC.
3. Canalostomy hos neonatala möss
- Använd hypotermi att inducera och bibehålla sedering hos neonatala möss (Kandeekane/N) på postnatal dagar 1 till 2 (P1-2). Placera pup på en wrap-plastöverdragen bädd av krossad is i ~ 4 min. Därefter låg pup på en is-fyllda plattform. Desinfektera operationsområdet tre gånger med 75% etanol.
Anmärkning: Se till att chefen för pup är ur isen. Utför hela operationen med pup på en is-fyllda plattform. - Följande steg skiljer sig i det nyfödda barnet jämfört med de vuxna möss.
- Gör en ~ 3-mm postauricular snitt från ~ 2 mm posteriort auricular globlinjen (figur 3A -B).
- Försiktigt göra en öppning i mjuk KUSP med en 26 G nål. För in kanylen KUSP utan förstora öppnandet (figur 3 c -E).
- Efter injektionen, använda en bit av muskeln att täcka, i stället för att plugg, öppningen eftersom det senare kan leda till en fraktur i mjuk KUSP (figur 3F).
- Nära huden med hjälp av en 6-0 sutur.
- Utföra ABR mätningar och simning tester vid P3030.
- Föräldrarnas kannibalism är ett vanligt problem efter neonatal kirurgi. Följande steg minska sannolikheten för föräldrarnas kannibalism.
- Städa upp blodet kring snitt med spritkompresser efter operation.
- Säkerställa att det nyfödda barnet kan röra sig fritt innan du återvänder det till dammen.
- Smeta nyfödda med smutsiga sängkläder från moderns buren, och Ställ nyfödda igen mitt i kullen.
- Någon som inte genomgår kirurgi bör få en liknande postauricular snitt och sutur.
- Separera manlign från avel buren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Snabb-grön dye injicerades i KUSP av vuxen och neonatala möss att utvärdera dess omedelbar distribution i innerörat. Färgämnet upptäcktes i hela snäckan, absid, och båggångarna genast efter operationen (figur 4).
För att utvärdera säkerheten och effektiviteten av canalostomy för innerörat gen leverans, injicerades AAV8-GFP i innerörat hos vuxna och neonatala möss. Alla djur uppvisade normala ABR tröskelvärden och simning provresultat efter AAV8-GFP injektion18,30. Immunohistology avslöjade att i auditiv sensoriska epitelet, inre hårcellerna (IHCs) och några yttre hårcellerna (OHCs) av basala turn visade robust GFP uttryck30. I vestibulära sensoriska epitelet upptäcktes GFP uttryck i utricle och saccule ampullae30. Både vestibulära hårcellerna (figur 5) och stödjande celler var sensorik med hög effektivitet18,30.
Infusion av streptomycin av canalostomy inducerar svår hår cellförlust i de utricle18,34,38. För att testa genomförbarheten av flera injektioner via canalostomy, fick möss streptomycin genom Lexmark Utskriftsassistent följt 7 dagar senare av AAV8-GFP suspensioner genom KUSP. Detta experiment var också utformad för att utvärdera transduktion egenskaper AAV8-GFP i bort utricle, vilket var användbart för gen terapi studier i skadade innerörat efter HC förlust18. GFP var utdelad i hela bort utricle (figur 6). Många GFP-positiva celler var negativa för myosin VIIA, som anger att de var sensorik SCs. Några HCs (myosin VIIa-positiva celler) med omogna hår buntar uttryckte också god Jordbrukarsed.
Figur 1: enhet förberedelse. (A) polyimid slangen (i) och polyeten slangen (ii) förseglas för att göra en injektion kanyl (iii). (B) kanylen är ansluten till en 10-µL mikro-spruta med 30 G nål och sedan installerat på en pump. Pilen anger kanyl spetsen. (C) injektion reagens och fysiologisk koksaltlösning är åtskilda av en luftspalt. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: Canalostomy i en vuxen mus. (A) en post auricular snitt (pil). (B) muskler som täcker tinningbenet utsätts. Om vi definierar roten till pinna (fet dot) som ursprung och planet parallellt med calvarium som 3/9 klockan, den bakre halvcirkelformade kanalen (PSC) och laterala halvcirkelformade kanalen (LSC) är oftast lokaliserad i regionen mellan 2 och 3 klockan (pentagram) , ~ 3 mm från ursprunget. Infällt: lägre förstoring bild av orientering. Den streckade linjen visar calvarium planet. (C) The PSC och LSC är exponerade (streckade linjer). Infällt: Lexmark Utskriftsassistent är på ett ungefär 30° vinkel från planet som är parallellt med calvarium, och KUSP är vertikalt till Lexmark Utskriftsassistent. (D) ett litet hål görs i KUSP. (E) spets av kanylen sätts in KUSP och reagens injiceras. (F) hålet tätas med en liten bit av muskeln. Skalstapeln i A är 5 mm, som i B är 1 mm B för B-F, som i infällt till B är 1 cm, och det i infällt till C är 5 mm. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra.
Figur 3: Canalostomy i en neonatal mus. (A) en efter auricular snitt (pil). (B) muskler som täcker tinningbenet är utsatta, och den bakre halvcirkelformade kanalen (PSC) är ~ 2 mm från roten av pinna (fet dot) på 2-3 klockan (pentagram). Orientering är identisk i vuxna möss (figur 2B). (C) The PSC och laterala halvcirkelformade kanalen (LSC) är exponerade (streckade linjer). (D) görs en liten öppning i KUSP. (E) kanyl sätts in KUSP. (F) en liten bit av muskeln används för att täcka öppningen efter injektionen. Skala barer i A och B infälld är 5 mm, som i B är 1 mm, och C är 1 mm (C för C-F). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4: Stereo mikroskopiska bilder av inre öronen av vuxen (A-A') och neonatala möss (B-B') administreras snabbt-grön dye via canalostomy. Prover samlades in omedelbart efter operationen. (A och B) Extrakraniell ytan. (A' och B') Intrakraniell ytan. Snabb-grön dye distribuerar i hela snäckan, absid, och båggångarna. Skala barer är 1 mm (A' för A-A 'och B' för B-B'). KUSP, bakre halvcirkelformade kanalen. LSC, laterala halvcirkelformade kanalen. SSC, överlägsna halvcirkelformade kanalen. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 5: representativa confocal bilder av hela fästen av snäckan (A-A ”) och utricle (B-B”) av vuxna möss, förberett 30 dagar efter AAV8-GFP injektion via canalostomy. Prover är fläckade av antikroppar för god Jordbrukarsed (grön) och myosin VIIa (röd). (A-A ”) GFP uttrycks i den inre hårcellerna (IHC). (B-B ”) På fokalplanet av cuticular plattan av utricle uttrycker talrika hår celler GFP (pilar). GFP, grönt fluorescerande protein. OHC, yttre hårceller. Skala barer är 25 µm (A ”för A-A”, B ”för B-B”). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 6: representativa confocal bilder av en traumatiserad utricle erhålls 30 dagar efter AAV8-GFP injektion via canalostomy. En vuxen mus injicerades med streptomycin via laterala halvcirkelformade kanalen och 7 dagar senare injiceras med AAV8-GFP via den bakre halvcirkelformade kanalen. GFP (grön), myosin VIIa (röd) och aktin (blå). Pilspetsar visar representativa stödjande celler sensorik med AAV8-GFP (GFP +/ myosin VIIa-celler), och pilarna visar representativa hårcellerna sensorik med AAV8-GFP (GFP +/ myosin VIIa + celler) med omogna hår buntar. Skalstapeln är 20 µm (D för A-D). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
I denna studie visade vi att drogen leverans av canalostomy resulterade i omfattande distribution av reagens i hela snäckan och vestibulära slutet-organ. Som en innerörat gen leveransmetod resulterade canalostomy i GFP uttryck i inre öronen för vuxna och neonatala möss med minimal skada till hörsel och vestibulär funktion. Dessutom kan flera injektioner utföras enkelt på samma djur.
En av de största styrkorna i canalostomy är att det orsakar minimal skada innerörat funktion, särskilt i vuxna möss16,18,28,29,30, som är betydande för den bedömning av skyddande effekter och för translationella aspekter. Flera grupper har använt canalostomy för att leverera olika reagens, såsom virala vektorer, siRNA, stamceller och aminoglykosid, in murina innerörat18,19,28,29, 34,35,36,37. I den aktuella studien beskrev vi steg för steg, detaljerade kirurgiska tekniker av canalostomy hos vuxna och neonatala möss. Jämfört med tidigare studier, ger vår studie ytterligare detaljer på placeringen av de semicircular kanalerna, vilket är en viktig förfarande för lyckad operation. Som framgår av figur 2B och C, var den PSC och LSC generellt ligger ~ 3 mm från roten av pinna på klockan 2-3. Lexmark Utskriftsassistent var på ett ungefär 30° vinkel från planet som är parallellt med calvarium, och KUSP var vertikalt till Lexmark Utskriftsassistent. Dessutom vi förenklat de kirurgiska ingrepp och förkorta kirurgiska tiden till ca 25 min med jämförbara resultat29.
Under canalostomy är det absolut nödvändigt att undvika läckage vid injektionsstället och blockering av kanylen. Innan du slår på pumpen, är det viktigt att se till att spetsen på kanylen sätts i den halvcirkelformade kanalen och att kanylen inte är böjd eller blockeras. Torra muskler rekommenderas att användas när försegla hålet i den halvcirkelformade kanalen av vuxna möss eftersom, i närvaro av halvcirkelformade kanalen vätska, det expanderar och pluggar hålet (se 2.6 och 2.10). Eftersom väggen av den halvcirkelformade kanalen av neonatala möss är mjuk och ömtålig, ska öppnandet förseglas genom beläggning med autogen muskel- eller medicinska lim30. Vi också bort kanylen utan att täcka öppningen med muskler; Resultaten visade jämförbar AAV transduktion effektiviteten i innerörat (inga data anges), vilket tyder på att öppningen i KUSP av neonatala möss var stängd på ett tillfredsställande sätt.
En annan fördel med canalostomy är genomförbarheten av flera förfaranden, som gör repetitiva tillämpningar av samma eller olika reagenser (figur 6). Eftersom fibrotiska och granulering vävnader påträffas ofta på föregående kirurgiska webbplatser, och den halvcirkelformade kanalen kan hindras efter kirurgi34, det rekommenderas att utföra injektioner under upprepade operationer i ett annat område av lateralen och/eller bakre båggångarna18.
Den största begränsningen av canalostomy är svårigheten att avgöra huruvida injektion kanylen sätts in i perilymphatic eller endolymphatic utrymme. Efter administrering av adenovirala vektorer i innerörat16 via canalostomy fanns mest sensorik celler i perilymphatic utrymmet, vilket tyder på att injektionen var sannolikt utförs i området. Lågmolekylära föreningar (t.ex. AAV, streptomycin och siRNA) kan passera barriären mellan perilymph och endolymph och nå det sensoriska epitelet efter injektion i perilymphatic eller endolymphatic utrymme18,19 ,34. Efter injektion i perilymph, kan reagenser dock i perilymphatic utrymme om de inte kan tränga igenom barriären mellan perilymph och endolymph16,39,40. Därför bör genomträngligheten av injicerade reagenserna övervägas innan du använder canalostomy.
Avslutningsvis resulterar canalostomy i en bred fördelning av reagenser i hörselsnäckan och absid med minimal störning av hörsel och vestibulär funktion. Operationen genomförs enkelt i vuxen och neonatala möss, och flera förfaranden kan utföras vid behov. Canalostomy är således en effektiv och säker metod för drogen leverans till innerörat hos gnagare och kan i framtiden användas kliniskt att behandla mänskliga cochleovestibular sjukdomar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Inga intressekonflikter deklareras.
Acknowledgments
Detta arbete stöds av den nationella naturvetenskap Foundation i Kina (grant nummer 81570912, 81771016, 81100717).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Polymide Tubing | A-M Systems | 823400 | |
| Polyethylene Tubing | Scientific Commodities Inc. | BB31695-PE/1 | |
| 10μl Microsyringe | Hamilton Company | 80001 | |
| Xylazine HCL | Sigma-Aldrich Co. Llc. | X-1251 | |
| Operating Miroscope | Carl Zeiss Optical LLC. | Pico | |
| Micro Forceps | Dumont Dumostar | 10576 | |
| Fast-green Dye | Sigma-Aldrich Co. Llc. | F7252 | |
| AAV8-GFP | BioMiao Biological Technology Co. Ltd (Beijing, China) | 20161101 | Titer: 2×10e12 vg/mL |
| Streptomycin Sulfate | Sigma-Aldrich Co. Llc. | S9137 | |
| Microinjection Pump | Stoelting Co. | 789100S | |
| Electric Pad | Pet Fun | 11072931136 | |
| 1 cc Syringe | Mishawa Medical Industries Ltd. (Shanghai, China) | 2011-3151258 | |
| Ketamine HCL | Gutian Pharmaceutical Co., Ltd. (Fujian, China) | H35020148 | |
| Electric Animal Clipper | Codos Electrical Appliances Co., Ltd. (Guangdong, China) | CP-8000 | |
| Cotton Pellet | Yatai Healthcare Ltd. (Henan, China) | Yu-2008-1640081 | |
| Suture | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd. (Shanghai, China) | Hu-2013-2650207 | |
| Eye Ointment | Beijing Shuangji Pharmaceutical Ltd. (Beijng China) | H11021270 |
References
- Stachler, R. J., et al. Clinical practice guideline: sudden hearing loss. Otolaryngol Head Neck Surg. 146 (3 Suppl), S1-S35 (2012).
- Lentz, J. J., et al. Rescue of hearing and vestibular function by antisense oligonucleotides in a mouse model of human deafness. Nat Med. 19 (3), 345-350 (2013).
- Rivera, T., Sanz, L., Camarero, G., Varela-Nieto, I. Drug delivery to the inner ear: strategies and their therapeutic implications for sensorineural hearing loss. Curr Drug Deliv. 9 (3), 231-242 (2012).
- El Kechai, N., et al. Recent advances in local drug delivery to the inner ear. Int J Pharm. 494 (1), 83-101 (2015).
- Akil, O., Rouse, S. L., Chan, D. K., Lustig, L. R. Surgical method for virally mediated gene delivery to the mouse inner ear through the round window membrane. J Vis Exp. (97), e52187 (2015).
- Ahmed, H., Shubina-Oleinik, O., Holt, J. R. Emerging Gene Therapies for Genetic Hearing Loss. J Assoc Res Otolaryngol. 18 (5), 649-670 (2017).
- Murillo-Cuesta, S., et al. A Comparative Study of Drug Delivery Methods Targeted to the Mouse Inner Ear: Bullostomy Versus Transtympanic Injection. J Vis Exp. (121), e54951 (2017).
- Stevens, S. M., Brown, L. N., Ezell, P. C., Lang, H. The Mouse Round-window Approach for Ototoxic Agent Delivery: A Rapid and Reliable Technique for Inducing Cochlear Cell Degeneration. J Vis Exp. (105), e53131 (2015).
- Salt, A. N., Plontke, S. K. Principles of local drug delivery to the inner ear. Audiol Neurootol. 14 (6), 350-360 (2009).
- Akil, O., et al. Restoration of hearing in the VGLUT3 knockout mouse using virally mediated gene therapy. Neuron. 75 (2), 283-293 (2012).
- Pan, B., et al. Gene therapy restores auditory and vestibular function in a mouse model of Usher syndrome type 1c. Nat Biotechnol. 35 (3), 264-272 (2017).
- Kilpatrick, L. A., et al. Adeno-associated virus-mediated gene delivery into the scala media of the normal and deafened adult mouse ear. Gene Ther. 18 (6), 569-578 (2011).
- Izumikawa, M., et al. Auditory hair cell replacement and hearing improvement by Atoh1 gene therapy in deaf mammals. Nat Med. 11 (3), 271-276 (2005).
- Chang, Q., et al. Virally mediated Kcnq1 gene replacement therapy in the immature scala media restores hearing in a mouse model of human Jervell and Lange-Nielsen deafness syndrome. EMBO Mol Med. 7 (8), 1077-1086 (2015).
- Chen, Z., Mikulec, A. A., McKenna, M. J., Sewell, W. F., Kujawa, S. G. A method for intracochlear drug delivery in the mouse. J Neurosci Methods. 150 (1), 67-73 (2006).
- Kawamoto, K., Oh, S. H., Kanzaki, S., Brown, N., Raphael, Y. The functional and structural outcome of inner ear gene transfer via the vestibular and cochlear fluids in mice. Mol Ther. 4 (6), 575-585 (2001).
- Bowers, W. J., et al. Neurotrophin-3 transduction attenuates cisplatin spiral ganglion neuron ototoxicity in the cochlea. Mol Ther. 6 (1), 12-18 (2002).
- Wang, G. P., et al. Adeno-associated virus-mediated gene transfer targeting normal and traumatized mouse utricle. Gene Ther. 21 (11), 958-966 (2014).
- Isgrig, K., et al. Therapy Restores Balance and Auditory Functions in a Mouse Model of Usher Syndrome. Mol Ther. 25 (3), 780-791 (2017).
- Gassner, D., Durham, D., Pfannenstiel, S. C., Brough, D. E., Staecker, H. Canalostomy as a surgical approach for cochlear gene therapy in the rat. Anat Rec (Hoboken). 295 (11), 1830-1836 (2012).
- Yamasoba, T., Yagi, M., Roessler, B. J., Miller, J. M., Raphael, Y. Inner ear transgene expression after adenoviral vector inoculation in the endolymphatic sac. Hum Gene Ther. 10 (5), 769-774 (1999).
- Xia, L., Yin, S., Wang, J. Inner ear gene transfection in neonatal mice using adeno-associated viral vector: a comparison of two approaches. PLoS One. 7 (8), e43218 (2012).
- Chien, W. W., McDougald, D. S., Roy, S., Fitzgerald, T. S., Cunningham, L. L. Cochlear gene transfer mediated by adeno-associated virus: Comparison of two surgical approaches. Laryngoscope. 125 (11), 2557-2564 (2015).
- Zhu, B. Z., Saleh, J., Isgrig, K. T., Cunningham, L. L., Chien, W. W. Hearing Loss after Round Window Surgery in Mice Is due to Middle Ear Effusion. Audiol Neurootol. 21 (6), 356-364 (2017).
- Wang, Y., et al. Early postnatal virus inoculation into the scala media achieved extensive expression of exogenous green fluorescent protein in the inner ear and preserved auditory brainstem response thresholds. J Gene Med. 15 (3-4), 123-133 (2013).
- Lee, M. Y., et al. Survival of human embryonic stem cells implanted in the guinea pig auditory epithelium. Sci Rep. 7, 46058 (2017).
- Ishimoto, S., Kawamoto, K., Kanzaki, S., Raphael, Y. Gene transfer into supporting cells of the organ of Corti. Hear Res. 173 (1-2), 187-197 (2002).
- Okada, H., et al. Gene transfer targeting mouse vestibule using adenovirus and adeno-associated virus vectors. Otol Neurotol. 33 (4), 655-659 (2012).
- Suzuki, J., Hashimoto, K., Xiao, R., Vandenberghe, L. H., Liberman, M. C. Cochlear gene therapy with ancestral AAV in adult mice: complete transduction of inner hair cells without cochlear dysfunction. Sci Rep. 7, 45524 (2017).
- Guo, J. Y., et al. Cochleovestibular gene transfer in neonatal mice by canalostomy. Neuroreport. 28 (11), 682-688 (2017).
- Beyea, J. A., Agrawal, S. K., Parnes, L. S. Transmastoid semicircular canal occlusion: a safe and highly effective treatment for benign paroxysmal positional vertigo and superior canal dehiscence. Laryngoscope. 122 (8), 1862-1866 (2012).
- Naples, J. G., Eisen, M. D. The History and Evolution of Surgery on the Vestibular Labyrinth. Otolaryngol Head Neck Surg. 155 (5), 816-819 (2016).
- Hamilton, L., Keh, S., Spielmann, P. M., Hussain, S. S. How we do it: locating the posterior semicircular canal in occlusion surgery for refractory benign paroxysmal positional vertigo: a cadaveric temporal bone study. Clinical Otolaryngology. 41 (2), 190-193 (2016).
- Jung, J. Y., et al. siRNA targeting Hes5 augments hair cell regeneration in aminoglycoside-damaged mouse utricle. Mol Ther. 21 (4), 834-841 (2013).
- Kamiya, K., et al. Mesenchymal stem cell transplantation accelerates hearing recovery through the repair of injured cochlear fibrocytes. Am J Pathol. 171 (1), 214-226 (2007).
- Pfannenstiel, S. C., Praetorius, M., Plinkert, P. K., Brough, D. E., Staecker, H. Bcl-2 gene therapy prevents aminoglycoside-induced degeneration of auditory and vestibular hair cells. Audiol Neurootol. 14 (4), 254-266 (2009).
- Kawamoto, K., Izumikawa, M., Beyer, L. A., Atkin, G. M., Raphael, Y. Spontaneous hair cell regeneration in the mouse utricle following gentamicin ototoxicity. Hear Res. 247 (1), 17-26 (2009).
- Wang, G. P., et al. Notch signaling and Atoh1 expression during hair cell regeneration in the mouse utricle. Hear Res. 267 (1-2), 61-70 (2010).
- Pietola, L., et al. HOX-GFP and WOX-GFP lentivirus vectors for inner ear gene transfer. Acta Otolaryngol. 128 (6), 613-620 (2008).
- Han, J. J., et al. Transgene expression in the guinea pig cochlea mediated by a lentivirus-derived gene transfer vector. Hum Gene Ther. 10 (11), 1867-1873 (1999).
