Summary
Este protocolo describe la fabricación de un sistema de cultivo celular para permitir la siembra de células madre en un andamio de polímero conductor en vitro la estimulación eléctrica y posterior en vivo la implantación del andamio sembrado de células madre usando un técnica mínimamente invasiva.
Abstract
Terapia de células madre se ha convertido en una carrera emocionante terapéutica, pero el método óptimo de entrega es incierto. Mientras que la técnica de microinyección se ha utilizado durante décadas para proporcionar células madre en modelos de ictus, esta técnica está limitada por la falta de capacidad para manipular las células madre antes de la inyección. Este artículo detalla un método de usar un andamio de polímero conductivo para la entrega de la célula de vástago. Estimulación eléctrica de las células madre utilizando un andamio de polímero conductor altera la supervivencia celular, respuesta inflamatoria y remodelación sináptica en los genes de la célula de vástago. Después de preacondicionamiento eléctricos, las células madre en el andamio se trasplantan intracranially en un modelo de rata de oclusión distal de la arteria cerebral media. Este protocolo describe una técnica poderosa para manipular las células madre a través de un andamio de polímero conductor y crea una nueva herramienta para desarrollar terapia basada en células madre.
Introduction
Accidente cerebrovascular es la segunda causa de muerte en el mundo y la quinta causa de muerte en los Estados Unidos. A pesar de estas tasas de mortalidad altas, tratamientos para la recuperación del derrame cerebral en la actualidad siguen siendo un desafío no viables opciones médicas disponibles en la actualidad1. Hay actualmente sobre 300 ensayos clínicos relacionados con accidentes cerebrovasculares isquémicos, de los cuales sólo 40 utilizar células madre. Estudios previos han demostrado que terapias con células madre tienen un efecto beneficioso sobre tiempos reparación2,3. Factores paracrinos como factor neurotrófico derivado del cerebro (BDNF) y la tromboespondina-1 (THBS-1) liberado de las células progenitoras neurales humanas trasplantadas (hNPCs) han demostrado mejor recuperación funcional a través de mecanismos asociados con un aumento en formación, angiogénesis, ramificación dendrítica y nuevas proyecciones axonales de la sinapsis, así como modular el sistema inmune4,5,6. Sin embargo, los métodos de entrega óptima de las células madre permanecen fuera de alcance.
Entrega exitosa la célula de vástago en el cerebro sigue siendo un desafío. En la actualidad, hidrogel inyectable y sistemas de andamios poliméricos se han introducido para proporcionar células madre. Estos métodos de entrega protegen células madre durante el trasplante, así como ofrecen protección contra el ambiente áspero del poste-movimiento como respuesta inflamatoria del hospedador y condiciones hipóxicas7,8,9 , 10. sin embargo, los materiales más comúnmente usados son inertes, que limita el uso de modulación continua (es decir, estimulación eléctrica) de la células11. La estimulación eléctrica es una clave que influye en la diferenciación, densidad de canales de iones y consecuencia del neurite de células madre12. En comparación con polímeros inertes, polímeros conductores pueden llevar un actual lo que permite la estimulación eléctrica y la manipulación de células madre2. Sin embargo, el mecanismo exacto por el cual la estimulación eléctrica modula la liberación de factor neurotrófico (es decir, BDNF y THBS-1) es todavía no explorado.
En este protocolo, describimos los pasos para construir un sistema de cultivo celular que consiste en un andamio de polímero conductor, polypyrrole (PPy), que permite en vitro la estimulación eléctrica. Debido a la forma en que está fabricado el sistema de cultivo celular, es posible la implantación posterior del andamio sembrado de células sobre la corteza peri infarto. Para este sistema, nos requisito eléctricamente las células madre en el andamio para un corto período de tiempo antes de la implantación. Después de la estimulación eléctrica, el andamio de polímero conductor llevando las células es implantado con éxito intracranealmente mediante un método mínimamente invasivo.
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Protocol
Todas las células y procedimientos animales fueron aprobados por el Comité de supervisión de investigación de la célula de vástago de Stanford y por el Panel administrativo de la Universidad de Stanford en laboratorio Animal Care (SCRO-616 y APLAC-31909).
1. de la aguafuerte del vidrio de ITO
- Preparar el óxido de estaño indio (ITO)-portaobjeto cubierto mediante la colocación de un agente de enmascaramiento sobre el lado del conductor del vidrio.
Nota: Cintas transparentes más comerciales pueden utilizarse como un agente de enmascaramiento.- Quitar la máscara exceso usando una hoja, dejando solamente la forma deseada del diseño ITO final cubierto en el cristal.
- Mezcle 5% (v/v) de ácido nítrico y 45% (v/v) de HCl en un matraz de vidrio dentro de una campana de humos para preparar la solución de la aguafuerte.
- Utilizar una placa y un termómetro para asegurar que la temperatura de la solución de la aguafuerte se mantiene a 70 ° C.
- Una vez que la solución de la aguafuerte alcanza los 70 ° C, coloque el portaobjetos de vidrio de ITO enmascarado en la solución por 2 minutos eliminar la capa de ITO exceso.
Nota: Masking Tape protege la capa de ITO de la exposición a la solución de ácido. - Quitar la corredera de la solución y enjuague con desionizada (DI) H2O.
- Retire con cuidado la máscara y medida resistencia con un multímetro para asegurarse de que el ITO restante está intacta. Lecturas de la zona grabada deseada deben ser aproximadamente 0 Ω.
2. preparación de solución de pirrol
- En una botella de vidrio de 1000 mL, disolver 70 g de dodecylbenzenesulfonate del sodio (NaDBS) en 600 mL de DI H2O.
- Una vez que el NaDBS es disuelto, añadir 14 mL de 0,2 M pirrol y 386 mL de DI H2O a la solución.
- Cubrir la solución con papel de aluminio y almacenar a 4 ° C.
3. electrochapado de Polypyrrole en vidrio de ITO
- Caliente la solución de pirrol a temperatura ambiente hasta que NaDBS es completamente se redisuelve.
Nota: Esto toma unos 15 a 20 minutos. - Vierte 25 mL de la solución de pirrol en un vaso de precipitados.
- Conectarse el vidrio ITO de un multímetro y sumerja el portaobjetos en la solución de pirrol.
- Asegúrese de que el lado con resistencia Ω 0 es hacia el electrodo de referencia de malla de platino.
- Aplicar una corriente eléctrica para iniciar la galvanoplastia de PPy en la superficie de ITO con un multímetro (corriente controlado a 3 mA/cm2 durante 4 horas).
- Saque el vidrio de ITO el multímetro y lavar electroplated-PPy en DI H2O para eliminar agente tensioactivo residual.
- Separe suavemente la placa PPy electrochapado del vidrio de ITO con una cuchilla de afeitar.
- Guarde la placa del PPy a temperatura ambiente.
4. elaboración de polidimetilsiloxano (PDMS)
- Usando una espátula y un plato de pesaje, mezcla de 18 g de agente de base con 2 g de agente de curado y vierta la mezcla en moldes de cristal dos de 10 x 8 cm.
- Quite las burbujas de los moldes utilizando una cámara de vacío durante 15-20 minutos.
- Coloque los moldes en un horno de 70 ° C durante 3 h.
- Una vez fríos, use una espátula plana para quitar los PDMS de los moldes.
5. fabricación de la cámara de estimulación eléctrica In Vitro
- Autoclave de las chapas (WxL, 2,5 cm x 12,5 cm) y flujo de las válvulas a 120 ° C durante 1 hora.
- Con una diapositiva de la cámara como una plantilla, corte dos pedazos de PDMS.
Nota: Una sola pieza de PDMS sirve como el perímetro de la cámara del celular con los recortes de dos cuadrados adyacentes de dentro de la cámara del celular. La otra pieza PDMS es un contorno del perímetro de la cámara.- Cortar el interior cámara de celular para que sea cuadrado en forma de y coincide con la forma de la cámara del celular. Asegúrese de que la forma general de ambas piezas de PDMS es rectangular y coincide con el de la diapositiva de la cámara.
- Los materiales de la capa siguiente de abajo hacia arriba: (1) placa de Metal (2) PDMS (sin recortes), (3) PPy placa (perpendicular a PDMS), (4) PDMS (con los recortes) y la cámara del celular (5).
- Empotrar el aparato una vez que está totalmente alineada.
- Cortar dos piezas de 60 cm de un alambre de metal y pasta de plata para conectar un cable a cada extremo de la placa de PPy que sobresale desde el exterior de la cámara. Asegúrese que los cables sean lo suficientemente largos que se extiende desde el aparato hacia el exterior de una incubadora.
- Una vez que la pasta de plata es curada, reforzar y sellar la conexión de cable con epoxy.
- Expediente de la resistencia con un multímetro para asegurarse de que el campo aplicado es el mismo en cada cámara.
- Para la implantación, quitar los cables; Suelte las cámaras de celular y PDMS y luego ellos separan el andamio conductivo. La dimensión de las matrices de soporte implantados es de aproximadamente 1 mm x 3 mm x 0,25 mm.
6. revestimiento humano células progenitoras neuronales (hNPCs) en PPy
- Esterilizar las cámaras reunidas bajo la luz UV durante 2 horas.
- Después de 1 hora, gire el montado cámaras de 90°.
- Después de la esterilización, capa de la superficie del PPy en la parte inferior de la cámara con 800 μl de un substrato de capa y permitir que el sustrato solidificar en la placa de PPy en una incubadora a 37 ° C en 5% CO2 para 1 h.
- Después de 1 hora, retire el sobrenadante de cámaras y enjuague suavemente con 1 mL de DPBS + Ca + Mg por pozo.
Nota: Evite lavar la superficie del PPy con fuerza ya que el desprendimiento del sustrato de la capa. - Medios celulares frescos, disocian mecánicamente las células cultivadas para su uso con las cámaras de una placa de cultivo de tejidos con pipeteo suave.
Nota: Las células deben ser confluente de 90-100% a la disociación. - Recoger pastillas hNPC mediante centrifugación a 8000 x g durante 5 minutos.
- Utilizando un hemocitómetro, cuenta y resuspender las células en un volumen de 100.000 células/cm2.
- Placa de 100.000 células en cada cámara bien (100.000 células/cm2 en 1 mL de medio).
- Volver cámaras a la incubadora a 37 ° C en 5% CO2.
7. electroestimulación de hNPCs
- Un día después de la siembra de las células en las cámaras, utilizar un generador de forma de onda a aplicar estimulación eléctrica a las células.
- Antes de la estimulación, retire media vieja de cada cámara bien y reponer con 800 μl de medio fresco.
- Después de cambiaron los medios de comunicación, coloque la cámara en la incubadora, extender los cables fuera de la incubadora y conecte a un generador de forma de onda
- Aplicar el estímulo a las células con una señal de onda cuadrada en ±400 mV con 100 Hz por 1 h.
- Después de la estimulación, quitar los cables e incubar las cámaras para otro día en una incubadora a 37 ° C con 5% CO2.
- Realizar posteriores análisis biológicos, incluyendo la viabilidad de las células y la reacción en cadena de la polimerasa en tiempo real cuantitativa (qRT-PCR) siguiendo el protocolo del fabricante.
8. implantación de PPy en Vivo
- Realizar modelos de movimiento de Oclusión arteria cerebral media distal (dMCA) en deficiencia de células T ratas desnudas macho adulto (NIH-RNU 230 ± 30 g) como describen anteriormente2. Realizar oclusión de implantación una semana post-dMCA.
- Un día antes de la cirugía, dar ampicilina (1 mg/mL) a las ratas en el agua de la jaula.
- Anestesiar la rata en una cámara de inducción usando 0.5 - 3% mg/kg de isoflurano administrado por inhalación.
- Confirmar la anestesia de la rata por la falta de respuesta reflejo de pellizco del dedo del pie.
- Mientras el animal está bajo anestesia, continúe visualizándolo su membrana color, patrón respiratorio y temperatura rectal cada 15 minutos.
- Una vez confirmada la anestesia, aplicar lágrimas artificiales en los ojos de rata para evitar la sequedad.
- Asegurar que se mantenga una técnica aséptica durante este procedimiento utilizando guantes estériles y paño quirúrgico estéril13. Mantener el instrumental quirúrgico estéril dentro de un campo estéril.
- Mientras que la rata está bajo anestesia, perfore una craniectomía sobre la corteza izquierda. Abrir la duramadre.
- Retirar la duramadre del cerebro usando una aguja quirúrgica micro-fina.
- Implante los conductoras andamios del sistema in vitro sobre la corteza de la rata.
Nota: Para nuestros experimentos, hemos implantado andamios en vitro día 3 después de hNPC chapado.- Colocar el implante sobre todo en la penumbra corteza medial a la lesión de accidente cerebrovascular.
- Después de coloca el andamio, colocar surgicel sobre el implante para prevenir el movimiento con el cierre de la piel.
- Sutura la herida cerrada e inyectar por vía subcutánea las ratas con SR de buprenorfina a dosis de 1 mg/kg para manejar el dolor asociado con la cirugía estereotáctica y la obstrucción de la dMCA.
- Colocar la rata en una jaula de recuperación como recupera la conciencia.
- Nunca descuide el animal mientras está inconsciente.
- No coloque el animal con otros hasta que se ha ganado totalmente el sentido.
- Vigilar animales diariamente para detectar signos de dolor incluyendo pérdida de peso corporal, ingesta disminuida de alimentos y agua, reducida capa arreglo desarreglado, disminuido, aumentado la actividad espontánea, postura anormal, deshidratación, piel acampar, ojos hundidos, ocultar, uno mismo-mutilación, respiración rápida, respiración de boca abierta, fasciculaciones, temblor, temblor y vocalización.
- Monitorear los animales todos los días hasta que se vea que son comer, beber, aseo personal y aumentar de peso; y luego semanal después de aumento de peso.
- Euthanization temprana mediante inhalación de CO2 y la confirmación secundaria de euthanization (para el animal no revivirá debido al CO2 inhalación de oxígeno normal suministro post) ocurrirá a cualquier animal que parece ser no comer, beber y aumentar de peso después del procedimiento quirúrgico inicial; aparece en el dolor; o aparece incapaz de completar las pruebas de comportamiento debido a una mayor de lo esperado déficit motor de la corteza.
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Representative Results
El esquema que se muestra en la figura 1 representa el flujo de trabajo general de la estimulación eléctrica de hNPCs y posibles aplicaciones posteriores. Una limitación actual en terapia de células madre es que las células madre están expuestas a un ambiente áspero de poste-trasplante incluyendo inflamación y condiciones isquémicas. Estas difíciles condiciones que puedan limitan su eficacia terapéutica14,15. El uso de un andamio conductivo para proteger hNPCs de este entorno puede aumentar hNPCs beneficios terapéuticos a través de preacondicionamiento eléctrico. El primer paso en esta técnica de entrega de células madre es el desarrollo de un andamio conductivo con un Galvano enfoque2,16. Nos caracteriza la biocompatibilidad de los andamios y había optimizado las características eléctricas de preacondicionamiento con hNPCs. Los controles fueron definidos como sin estimular células madre cultivadas en una placa de cultivo de tejidos.
Varios voltajes fueron evaluados para determinar la seguridad de la estimulación eléctrica y maximizar la eficacia de preacondicionamiento. Para asegurar que el campo aplicado es el mismo en cada cámara, se midió la resistencia de la cámara montado con un multímetro (resistencias (Ohm, Ω) de cámaras eran aproximadamente 10 kΩ y resistivity≈3 Ωm). Según el proveedor comercial, el hNPCs utilizados no han mostrado ninguna citotoxicidad significativa en sistemas de cultivo normal. hNPCs con o sin exposición a la estimulación eléctrica se tiñeron con ensayos de viabilidad celular (Live: verde; Muertos: rojo) (figura 2). Estos resultados indican que hNPCs eran viables después de la estimulación eléctrica (±400 mV, 100 Hz, 1 h). Para validar el ensayo de viabilidad celular, realizamos la célula viabilidad prueba usando un análisis de la resazurina. Los resultados también no demuestran citotoxicidad significativa de estimulación eléctrica en hNPCs.
Los anteriores datos en vivo demostraron que factores paracrinos liberados de hNPCs (SD56, NPCs derivadas de células madre embrionarias) con una exposición a la estimulación eléctrica mejoran la recuperación después de movimiento2. Para explorar otros factores candidato sabidos que es importante en la recuperación del derrame cerebral que se lanzan desde hNPC (Aruna biomédica, NPCs derivadas de células madre embrionarias), BDNF y THBS-1 fueron evaluados. Estos factores se han estudiado ampliamente debido a su papel en la consecuencia neuronal y aumentan en las interacciones célula a célula17,18. Para investigar la eficacia de la estimulación eléctrica sobre los cambios del transcriptoma de BDNF y THBS-1, qRT-PCR fue realizada entre BDNF y THBS-1 genes GAPDH como un gen de la limpieza. Aproximadamente 1 μg de ARN total fue revés transcrito a cDNA según protocolo del fabricante. Se calcularon los ratios normalizada doble-cambio por método ΔΔCt comparar la expresión génica en hNPCs en PPy y hNPCs en PPy con una exposición a la estimulación eléctrica. El análisis estadístico demostró upregulations significativas en la expresión génica de BDNF y THBS-1 entre los grupos que eran eléctricamente estimulación dependiente (p ≤0. 01) (figura 3). Estos datos sugieren que la optimización es posible maximizar la eficacia de hNPC sin muerte celular importante.
Figura 1 . In vitro sistema de andamio de polímero conductor de estimulación eléctrica. (A) un compartimiento portaobjetos se coloca sobre el plato de PPy. (B) el diagrama esquemático muestra la fabricación de la cámara de estimulación eléctrica en vitro con hNPCs plateado en la superficie de PPy. Válvulas de flujo se utilizan para sostener el compartimiento portaobjetos, PDMS, PPy y placa de metal juntos. (C) imagen de la cámara. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 . Ensayo de viabilidad celular en hNPCs con o sin estimulación eléctrica. (A) gráfico de barras mostrando células vivas teñidas con calceína-am. Datos presentados son el promedio ± S.D.; n = 4. (B) ensayo de viabilidad celular con resazurina. Gráfico de barras muestra que no hubo ninguna citotoxicidad de la estimulación eléctrica en hNPCs; n = 4. (C) las imágenes del ensayo de viabilidad celular antes y después del tratamiento de estimulación eléctrica. Señal verde indica células vivas (calceína-am), mientras que la señal roja indica las células muertas (EtHD-1). ES indica estimulación eléctrica. ES + o - indica la presencia o ausencia de la estimulación eléctrica de las células. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 . Cambios de expresión génica con estimulación eléctrica. Gráfico de barras mostrando doble cambios en expresiones del gene de BDNF (A) y THBS1 (B) en hNPCs (** indica diferencias estadísticamente significativas entre los grupos eléctricamente previo y todos los demás, p < 0.01, Mostrar barras de error S.D.; n = 4, ANOVA unidireccional ). Negativo indica que el control donde las células fueron cultivadas en una placa de cultivo de tejido regular. ES + o - indica la presencia o ausencia de la estimulación eléctrica de las células. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Creciente evidencia ha demostrado la promesa de las células madre como terapia de movimiento nuevo. Esta promesa ha dado lugar a un importante esfuerzo para avanzar en la terapéutica de células madre a la cabecera del paciente con al menos 40 ensayos clínicos completados o en curso. Patología cerebrovascular ofrece un único trastorno neurológico que se presta a la terapia de células madre porque después de la injuria aguda, no existe ningún proceso de neurodegenerativas prevención recuperación. El mecanismo exacto de la recuperación del movimiento de la célula de vástago mejorado sigue siendo confuso. Ha demostrado ser importante la angiogénesis, la sinaptogénesis y la remodelación sináptica. Cuando son moléculas importantes para la formación de sinapsis como el BDNF y THBS-1, recuperación del derrame cerebral se encuentra deteriorada6,19. hNPCs ha mejorado la recuperación funcional después del accidente cerebrovascular en numerosos modelos animales20,21. Los mecanismos de la hNPCs efecto queda entendido no completamente, y el método de entrega ideal de estas células es desconocido. Mediante el desarrollo de un sistema que le permite manipular las moléculas importantes de hNPCs, uno puede ayudar a diferenciar los mecanismos de recuperación integral y optimizar la terapia de células madre.
Entrega de acertado de la célula en el cerebro sigue siendo un desafío. En la actualidad, se han desarrollado una serie de tecnologías utilizando sistemas de andamios de diferentes Biomateriales para proporcionar células madre para mejorar la supervivencia e integración de las células de vástago9,10. Sin embargo, debido a las características inertes de estos materiales, es difícil de modular las células madre después de su trasplante.
Este artículo describe un método de usar un andamio de PPy para manipular eléctricamente el transcriptoma de hNPCs como se muestra por el upregulation de BDNF y THBS-1 datos qRT-PCR. Nuestro estudio anterior reveló que un aumento en la expresión de VEGFA en hNPCs después de la exposición a la estimulación eléctrica mejora recuperación funcional después de movimiento2. Aquí demostramos que neurotrófico adicional factores como BDNF y THBS-1 también se modulan después de la exposición a estimulación eléctrica en una línea de celular diferentes hNPC, demostrando que nuestro sistema puede usarse con numerosas líneas celulares.
Durante la fabricación de la cámara de estimulación eléctrica en vitro , es fundamental que el alambre de metal completamente está conectado a la placa de PPy con epoxi y pintura de plata. Si esta conexión no es Sonida, produce campos eléctricos variables incluso con los mismos parámetros. Por otra parte, a veces los medios de comunicación pueden tener fugas después de la Asamblea del sistema de andamios. Para resolver este problema, se puede aplicar grasa para vacío para sellar el espacio entre la PDMS y la placa de PPy con cuidado de no aplicar a la superficie de siembra de células. Una limitación debido a la naturaleza no transparente de la placa de PPy es confluencia de células con microscopia ligera estándar de comprobación limitada.
La ventaja del método que se describe en este protocolo permite la modulación de hNPCs para ayudar a determinar los cambios mecanicistas de las células. En la actualidad, modulación eléctrica no se ha abordado con hidrogel convencional o sistemas de andamio inerte. Después de la estimulación eléctrica utilizando el andamio de PPy, los hNPCs pueden ser entregados sin remoción de la superficie de polímero a un modelo en vivo . Desarrollo de métodos para estudiar otros modelos de la enfermedad de célula de vástago aplicaciones nos permite mejor diseño aplicaciones traslacionales. El enfoque preacondicionamiento eléctrico, hecho posible por el sistema de polímero conductor, puede ser aplicado a diferentes tipos de células y permite la mejor comprensión del impacto de la estimulación eléctrica en una célula. La capacidad de optimizar las células en vitro y luego sin más manipulación (como pases o retiro) permite probar estas manipulaciones en vitro en vivo el Estados de la enfermedad como un accidente cerebrovascular. El objetivo final es utilizar nuevas técnicas, como el andamio de polímero conductor descrito, para promover terapias de movimiento y mejorar la comprensión de los mecanismos de recuperación de accidente cerebrovascular.
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Disclosures
Los autores no tienen conflictos de intereses con este trabajo.
Acknowledgments
Agradecemos a Dr. Kati Andreasson (Departamento de Neurología y ciencias neurológicas, Universidad de Stanford) para el uso de la máquina de qRT-PCR. El trabajo fue financiado por institutos nacionales de salud subvenciones K08NS098876 (a P.M.G.) y Beca Postdoctoral del Decano de la Facultad de medicina de Stanford (en B.O.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| FGF-Basic | Invitrogen | CTP0261 | 20 ng/mL for working media |
| Matrigel | Corning | cb40234a | 1:200 dilution |
| LIF Protein, Recom. Hum. (10 µg/mL) | EMD Millipore | LIF1010 | 10 ng/mL for working media |
| Sylgard 184 silicone 3.9 kg | Fisherbrand | NC0162601 | |
| Hydrochloric acid | Fisherbrand | SA56-4 | |
| Nitric Acid Concentrate (Certified) ACS, Fisher Chemical | Fisherbrand | SA95 | |
| ITO Glass | Delta Technologies | CG-40IN-0115 | |
| Sodium dodecylbenzenesulfonate | Sigma | 289957-1KG | |
| Pyrrole | Sigma | 131709-500ML | Protect pyrrole solution from light and room temperature |
| 8 well glass slide chambers | Thermo Sci Nuc | 125658 | Detach the cell chamber and keep it under sterilized conditions |
| Flat-Surface Bracket, 3"x1" | McMaster-Carr | 1030A4 | |
| TWO PART SILVER PAINT 14G | Electron Microscopy Sciences | 1264214 | Mix two parts (1:1) in plastic plate |
| DPBS, 1x, with Ca and Mg, No Phenol Red | Genesse | 25-508C | |
| AB2 ArunA Neural Cell Culture Media Kit | Aruna Biomedical | ABNS7013.2 | |
| hNP1 Human Neural Progenitor Expansion Kit | Aruna Biomedical | hNP7013.1 | |
| Noncontact Flow-Adjustment Valve, Nickel-Plated Brass, for 3/32" to 5/8" Tube OD | McMaster-Carr | 5330K22 | |
| Multimeter | Keysight | E3641A | |
| Wavefoam generator | Keysight | 33210A-10MHz | |
| Pt meshes | Sigma-Aldrich | 298107-425MG | Reference electrode with dimensions, 1x1 cm |
| LIVE/DEAD Viability/Cytotoxicity Kit, for mammalian cells | Thermo Fisher Scientific | L3224 | |
| BDNF | Thermo Fisher Scientific | Hs02718934_s1 | |
| THBS1 | Thermo Fisher Scientific | Hs00962908_m1 | |
| GAPDH | Thermo Fisher Scientific | Hs02758991_g1 | |
| RNeasy Mini Kit (250) | Qiagen | 74106 | |
| QIAshredder (250) | Qiagen | 79656 | |
| RNase-Free DNase Set (50) | QIAGEN | 79254 | |
| iScript cDNA Synthesis Kit, 100 x 20 µL rxns | BIORAD | 1708891 | |
| TaqMan Gene Expression Master Mix | Thermo Fisher Scientific | 4369510 | |
| 7-8 Week Old, male, RNU Rats | NCI-Frederick | ||
| 4-0 Ethicon Silk Suture | eSutures.com | 683G | |
| Isoflurane | Henry Schein | 29405 | |
| V-1 Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System | VetEquip | 901806 | |
| Surgicel Original Absorbable Hemostat | Ethicon | 1952 | |
| Lab Standard Stereotaxic Instrument, Rat | Stoelting | 51600 | |
| Kimberly-Clark Professional Safeskin Purple Nitrile Sterile Exam Gloves | Fisherbrand | 19-063-130 | |
| Sterile Drape | Medline | DYNJSD1092 | |
| Thermo Scientific Shandon Stainless-Steel Scalpel Blade Handle, Holds No. 20-25 Blades | Fisherbrand | 53-34 | |
| Walter Stern Scalpel Blade Series 300 | Fisherbrand | 17-654-456 | |
| QuantStudio 6 Flex Real-Time PCR System | Thermo Fisher Scientific | 4484642 | |
| Frazier Micro Dissecting Hook | Harvard Apparatus | 52-2706 |
References
- Moskowitz, M. A., Lo, E. H., Iadecola, C. The Science of Stroke: Mechanisms in Search of Treatments. Neuron. 67 (2), 181-198 (2010).
- George, P. M., et al. Electrical Preconditioning of Stem Cells with a Conductive Polymer Scaffold Enhances Stroke Recovery. Biomaterials. 142, 31-40 (2017).
- Steinberg, G. K., et al. Clinical Outcomes of Transplanted Modified Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells in Stroke: A Phase 1/2a Study. Stroke. 47 (7), 1817-1824 (2016).
- George, P. M., Steinberg, G. K. Novel Stroke Therapeutics: Unraveling Stroke Pathophysiology and Its Impact on Clinical Treatments. Neuron. 87 (2), 297-309 (2015).
- Schabitz, W. R., et al. Intravenous Brain-Derived Neurotrophic Factor Enhances Poststroke Sensorimotor Recovery and Stimulates Neurogenesis. Stroke. 38 (7), 2165-2172 (2007).
- Liauw, J., et al. Thrombospondins 1 and 2 Are Necessary For Synaptic Plasticity and Functional Recovery After Stroke. J Cereb Blood Flow Metab. 28 (10), 1722-1732 (2008).
- Cantu, D. A., Hematti, P., Kao, W. J. Cell Encapsulating Biomaterial Regulates Mesenchymal Stromal/Stem Cell Differentiation and Macrophage Immunophenotype. Stem Cells Translational Medicine. 1 (10), 740-749 (2012).
- Chaudhuri, O., et al. Hydrogels with Tunable Stress Relaxation Regulate Stem Cell Fate and Activity. Nat Mater. 15 (3), 326-334 (2016).
- Ballios, B. G., et al. A Hyaluronan-Based Injectable Hydrogel Improves the Survival and Integration of Stem Cell Progeny following Transplantation. Stem Cell Reports. 4 (6), 1031-1045 (2015).
- Mothe, A. J., Tam, R. Y., Zahir, T., Tator, C. H., Shoichet, M. S. Repair of the Injured Spinal Cord by Transplantation of Neural Stem Cells in a hyaluronan-based hydrogel. Biomaterials. 34 (15), 3775-3783 (2013).
- Saini, M., Singh, Y., Arora, P., Arora, V., Jain, K. Implant Biomaterials: A Comprehensive Review. World J Clin Cases. 3 (1), 52-57 (2015).
- Huang, Y., Li, Y., Chen, J., Zhou, H., Tan, S. Electrical Stimulation Elicits Neural Stem Cells Activation: New Perspectives in CNS Repair. Front Hum Neurosci. 9, (2015).
- Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon. J Vis Exp. (47), (2011).
- Abdelwahid, E., et al. Stem Cell Death and Survival in Heart Regeneration and Repair. Apoptosis. 21 (3), 252-268 (2016).
- Wang, X., et al. The Clinical Status of Stem Cell Therapy for Ischemic Cardiomyopathy. Stem Cells Int. 2015, (2015).
- George, P. M., et al. Fabrication and Biocompatibility of Polypyrrole Implants Suitable for Neural Prosthetics. Biomaterials. 26 (17), 3511-3519 (2005).
- Aravamudan, B., Thompson, M., Pabelick, C., Prakash, Y. S. Brain-Derived Neurotrophic Factor Induces Proliferation of Human Airway Smooth Muscle Cells. J Cell Mol Med. 16 (4), 812-823 (2012).
- Lopes, N., et al. Thrombospondin 2 Regulates Cell Proliferation Induced by Rac1 Redox-Dependent Signaling. Mol Cell Biol. 23 (15), 5401-5408 (2003).
- Ploughman, M., et al. Brain-Derived Neurotrophic Factor Contributes to Recovery of Skilled Reaching After Focal Ischemia in Rats. Stroke. 40 (4), 1490-1495 (2009).
- Baker, E. W., et al. Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Neural Stem Cell Therapy Enhances Recovery in an Ischemic Stroke Pig Model. Sci Rep. 7 (1), 10075 (2017).
- Bacigaluppi, M., et al. Neural Stem Cell Transplantation Induces Stroke Recovery by Upregulating Glutamate Transporter GLT-1 in Astrocytes. J Neurosci. 36 (41), 10529-10544 (2016).
