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Medicine

猪作为头颈部微血管重建训练模块

Published: September 29, 2018 doi: 10.3791/58104
* These authors contributed equally

Summary

在这里, 我们提出了一个使用猪上腹动脉穿皮瓣作为一个学习模块的头部和颈部微血管重建的协议。

Abstract

在训练游离皮瓣采集和吻合术时, 需要有类似人类手术条件的活模型。用于训练的动物模型在许多外科领域已有多年可用。我们使用的女性 (因为他们是容易处理的程序) 约克郡猪的头部和颈部的重建通过收割深下腹动脉穿孔或上腹部动脉穿孔的皮瓣。通过颈总动脉和颈内静脉解剖, 制备吻合部位 (颈部皮肤缺损或气管壁缺损), 在实际生活中使用3.5×放大镜放大术进行吻合。这个过程演示了一种新的训练方法, 使用可靠的学习模式, 并提供一个详细的解剖学在现场场景。重点研究缺血时间、收获、血管吻合、皮瓣的设计, 以适应缺损部位。这种模式改善组织处理和使用适当的仪器可以重复多次, 使外科医生是完全有信心, 然后开始对人类的手术。

Introduction

头颈部恶性肿瘤术后重建是一项与重大发病率相关的困难手术。微血管游离皮瓣重建已被公认为标准方法重建20年1,2,3。游离皮瓣转移在改善癌症患者头颈部管理和创伤后损伤中起着重要作用, 从而推动疾病外科切除术的边界超越以往的技术, 从而导致更大的患者生活质量和更长的生存率1,2,3。用于重建的各种皮瓣包括旋转、接枝和游离襟翼。

游离皮瓣在头颈部重建中的作用已经扩大。这是最困难的皮瓣工作, 需要熟练和微妙的处理。皮瓣衰竭是一项灾难性事件, 发病率4,5。因此, 需要相当长的训练时间来为成功的手术结果345678, 制定必要的精确度, 9。与这种手术相关的陡峭的学习曲线可以影响患者的预后, 影响治疗管理3,4,5,6,7, 8,9。为了减少新外科医生的训练时间和学习曲线, 需要一个模拟人类生物学的训练模型, 并提供类似的手术现场条件8

本研究的目的是表明猪的可见性, 作为一个良好的训练模块的头部和颈部微血管重建类似的人的情况下, 提高技能的积极的方式。

本研究采用猪模型训练新的同事在头颈部微血管重建中进行游离皮瓣转移, 为临床现场训练提供成本效益和较少压力的补充, 可靠地类似自由襟翼程序的功能。猪被用于许多研究和作为教学模型为各种各样的外科重建,例如,乳房重建;5然而, 猪从来没有被用于头颈部重建, 除了在我们的研究, 气管重建由于气管狭窄10

这个想法是在弗雷德里克布丹7之后开始的, 他描述了乳房重建的类似皮瓣。研究其他微血管训练模块的主要优点是主动点缀模块, 其结果是程序的实时性。

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Protocol

这项研究由实验动物资源部指导和批准, Yonsei 生物医学研究所, Yonsei 大学医学院, 由实验室动物护理评估和认可协会认证国际。本研究遵循了实验室动物资源委员会生命科学研究所国家研究委员会实验室动物护理和使用指南。在手术前, 所有的猪都经过了一周的驯化。

1. 准备

  1. 在全身麻醉之前, 不要让猪吃超过12小时的食物, 免费获得水。
    注: 六只女约克郡猪被使用称25–30公斤。
  2. 使用16口径针1厘米长的肌肉注射 alfaxan (1 毫克/千克), 甲苯噻嗪 (2 毫克/千克), 和 azaperone (2 毫克/千克) 耳后和下方开始麻醉。
  3. 用手术脱毛剃须刀剃去颈部前中线和猪腹壁。
  4. 用22克针在耳廓后侧通过中心或边缘耳静脉获得静脉 (IV) 通道。通过 IV 线注射酮咯酸 (1 毫克/千克)。
  5. 然后注射阿托品 (0.04 毫克/千克) 肌肉如1.2 所述。注射头孢唑啉 (30 毫克/千克) 肌肉如1.2 所述。
  6. 把猪趴在手术台上仰卧。
  7. 允许猪用5% 的异氟醚通过自发的猪麻醉面罩呼吸2升氧。
  8. 使用喉镜将声带暴露在口腔内, 用两个喷剂2% 利多卡因局部溶液喷洒, 以防止插管诱发喉痉挛。
  9. 插管用6.5 毫米管, 充气管袖口与3-5 毫升的空气使用注射器没有针连接到它。
    注: 执行 capnometry, 以确保气管管, 这是麻醉机的一部分, 是在正确的位置, 并有 CO2回到机器作为适当的氧合的指示。
  10. 在插管后用2% 异氟醚维持麻醉。
  11. 使用兽医软膏在猪的眼睛和关闭它与眼罩补丁。

2. 程序: 接待站

  1. 用碘基擦洗液1% 对颈部和腹壁进行消毒。
  2. 用23号刀片在胸骨前颈部垂直中线切开。
  3. 解剖皮带肌肉和收回它横向使用凯利组织剪刀和 Lahey 牵引器。
  4. 将气管从第一个环暴露到胸腔入口。
  5. 然后, 暴露颈总动脉和颈内静脉的吻合。
  6. 在第二个或第三个气管软骨中创建一个窗口, 宽度为1厘米, 使用刀片11。
  7. 通过创建的气管缺损寻找气管插管, 并确保通过管道的曝气继续使用没有泄漏的呼吸机。

3. 程序: 皮瓣部位

注: 根据弗雷德里克布丹7描述的方法, 可进行上腹动脉射孔 (SEAP) 皮瓣的收获。

  1. 用手术标记笔在上腹部设计一个皮瓣 (图 1A)。
  2. 创建一个椭圆形皮肤切口 4 x 3 厘米使用23手术刀到腹壁前鞘在拉皮瓣内侧侧 (图 1B)。
  3. 从腹肌鞘中抬起 (去皮) 皮瓣, 寻找穿支的皮瓣, 同时按住筋膜阿利斯。
  4. 执行肌内解剖, 并遵循穿支到上腹部血管 (图 1B)
  5. 现在使用23号手术刀对设计的皮瓣 (图 1A) 进行侧面皮肤切口 (图1C)
  6. 夹上上腹血管和静脉 comitantes与止血优, 并使用凯利组织剪刀削减止血和结扎以上的船只止血3-0 缝合。然后脱下止血。

4. 吻合和闭合

  1. 戴上外科放大镜。
  2. 用两个止血剂1-2 厘米的距离夹住颈动脉。
  3. 用微剪刀切开颈动脉, 用双缝缝合上级部位, 确保无渗出。
  4. 使用双钳, 没有框架之间的颈动脉和皮瓣动脉。
  5. 采用10-0 缝合简单全厚度的方法开始吻合。
  6. 放置前两个停留缝合大约120度, 除了在船的周长, 然后在地方2-3 针。
  7. 松开夹子。如果有血渗出做类似缝合在渗出部位。
  8. 寻找静脉 comitantes的静脉回流。
  9. 按照步骤4.1 至4.7 中所述, 对颈内静脉和静脉 comitantes进行吻合 (图 1D)。
  10. 使用注射器针大小18刺皮肤, 以确保皮瓣的生存能力, 看到了血滴。
  11. 关闭气管窗口, 用3-0 缝线缝合 SEAP 皮瓣的肌筋膜
  12. Exteriorize 和缝合 SEAP 皮瓣到颈部中线皮肤切口的皮桨 (图 2A)。
  13. 关闭腹部皮肤切口 (图 2B)。

5. 术后护理

  1. 把猪放回俯卧的位置。
  2. 停止异氟醚, 并使猪从呼吸机中断奶。
  3. 允许猪在动物笼中恢复, 并密切监测, 以确保其顺利恢复从程序。
  4. 在修复后寻找重建部位的皮瓣 (图 2C)。
  5. 看看在动物愈合后的捐赠者网站 (图 2D)。
  6. 开始响铃的乳酸率为150毫升/小时, 直到完全恢复和管理0.3 毫克丁丙诺啡镇痛。
  7. 拔管后, 密切监测猪, 直到恢复足够的意识, 保持位置和呼吸, 并能够自发饮用。
  8. 将手术后的猪与没有操作过的动物保持在分离的地方。
  9. 开始肌肉 amoxicillin–clavulanate (14 毫克/千克) 1 周。
  10. 开始肌肉 Meloxicam (0.2 毫克/千克) 1 周。

6. 安乐死

  1. 通过静脉注射 (5-10 毫升) 注射异丙酚, 并保持与异氟醚 5%, 开始麻醉猪。
  2. 在步骤 (1.1, 1.2, 1.6-1.10) 中描述的猪插管。
  3. 静脉注射40毫摩尔氯化钾诱发心脏骤停。

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Representative Results

我们对六只猪进行了手术: 两只猪颈部皮肤缺损的重建, 两只猪的气管再造, 以及两只猪的血管吻合器的游离皮瓣试验。这些猪被监测了3月, 没有神经系统缺损的临床症状。

平均缺血时间为50分钟 (范围35-80 分钟);时间随着程序的重复而减少。六只猪平均收获时间为55分钟。在我们的模块的捐赠者站点没有发生发病率。皮瓣的平均椎弓根大小为10厘米, 与人头颈部相似。平均动脉直径为4.5 毫米, 比人类2毫米大, 平均静脉直径也比人类2毫米大5.84 毫米, 虽然它模拟了真实生活的经验。皮桨大小从25厘米2到40厘米2不等, 对皮瓣衰竭有显著影响 (表 1)。

实践中, 反复的自信心、技巧和手术时间都得到了改善。不幸的是, 5 号病例的收获和吻合时间越来越长。这种情况下的皮瓣以全损加动脉直径为最小, 是重建手术中的一项挑战, 是判断椎弓根选择对外科医生成功与否的一个很好的教训。戴尔

动物 自由皮瓣的用途 收获时间 (分钟) 缺血时间 (分钟) 襟翼结果 捐助者站点发病率 椎弓根长度 (厘米) 收件人网站 动脉直径 (毫米) 静脉直径 (毫米) 皮瓣皮桨大小 (cm2)
1 颈部皮肤缺损重建术 45 55 幸存 没有 10 脖子 4 6。5 32
2 颈部皮肤缺损重建术 50 50 幸存 没有 10 脖子 6 5 25
意味 着 47。5 52。5 10 5 5.75 28。5
3 气管缺损重建术 55 40 幸存 没有 9 脖子 5 7 35
4 气管缺损重建术 62 45 幸存 血清肿 15 脖子 4 6 40
意味 着 58。5 42。5 12 4。5 6。5 37。5
5 血管吻合装置的试验研究 70 80 总损失 N/A 8 脖子 3。5 5 28
6 血管吻合装置的试验研究 49 35 幸存 血清肿 8 脖子 4 5 32
54.625 50 50.8333 10.25 10.25 4。5 5.84375 32.25 32

表 1.猪重建皮瓣模型测量

Figure 1
图1。猪模型 SEAP 皮瓣的采集和头颈部重建.(A) 上腹部 flapdrawing 为上腹动脉穿孔 (SEAP)。(B) SEAP 肌内解剖。(C) 皮瓣包含皮肤, 皮下组织, 肌肉与筋膜, 和上腹动脉静脉 comitantes。(D) 颈动脉和颈内静脉吻合术后。请单击此处查看此图的较大版本.

Figure 2
图2。手术后3月后的猪模型.(A) 形象化后 SEAP 皮瓣的皮桨, 并缝合至颈中线皮肤切口。(B) 闭合后腹部皮肤切口。(C) 3 月后颈部重建地点。(D) 3 月后的腹部供方地点。请单击此处查看此图的较大版本.

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Discussion

头颈部恶性肿瘤患者在手术治疗中可能出现严重的发病率和缺陷。在大多数情况下, 微血管游离组织移植已成为重建的基础。皮瓣的可行性是一个关键问题, 需要稳定, 精确处理椎弓根, 触觉感觉, 空间能力, 和优秀的手术流程从外科医生8。要发展这些技能, 你需要广泛的实践与训练模型3,4,5,6,7,8,9

一些研究已经讨论了学习这些技能的方法, 包括血管吻合, 这一直是大多数研究的重点, 并提出了 "微血管练习卡" 的发展;9只鸡6,7和老鼠已经被用于这一目的。人体尸体也被用于许多培训班和评估临床状况;例如, 灌注人类尸体7被用于一项研究, 结果良好。根据我们的知识, 没有发表研究使用 SEAP 或 DIEP 皮瓣猪头部和颈部缺损模型, 除了我们的研究气管缺损, 模型呼吸粘膜和功能。法国5的研究小组使用了 DIEP 皮瓣、横向肌皮薄瓣和臀上动脉穿皮瓣进行乳房重建。为了建立在我们以前的研究, 我们用相同的皮瓣的颈部皮肤缺损, 以测试程序的血管吻合和气管缺损。

猪的椎弓根直径和长度与人类相似, 整体的生物相似性足以模拟人体的临床情况。这项运动应改善必要的时间和技能, 以完成微妙的收获和解剖椎弓根和适当的吻合3,4,5,6,7, 8,9。不幸的是, DIEP 皮瓣, 通常用于人类, 不适用于这个模型由于其小口径。我们不认为这是一个重大问题, 因为我们的目标是发展技能和重新创造现实的生理条件, 真正的和即时的反馈。颈总动脉和颈内静脉有时用于人的微血管吻合, 尤其是颈内静脉, 可用于侧端或端端吻合。虽然一般不常用颈动脉, 但外颈动脉可用于其他分支受伤的情况。

我们的猪模型是一种活的动物, 尽管有一些解剖上的差异, 可以可靠地近似于一个实际的手术过程中的临床条件比人的尸体更低的成本, 并给微血管重建的实际反馈,在同一地点进行收割和吻合。此外, 该模型可以帮助开发的灵活性, 空间能力, 以及对这些程序所需的判断。

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Disclosures

作者没有什么可透露的。

Acknowledgments

这项工作由科学、信息和通信技术和未来规划部 (2015R1C1A1A01051907) 资助的韩国国家研究基金会 (NRF) 资助和支持。这项工作还得到了科学、信息和通信技术 & 未来规划 (NRF-2016M3A9E9941746) 资助的韩国国家研究基金会 (NRF) 的基础科学研究项目的支持。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Pigs XP Bio, Seoul, South Korea
Surgical Hair Removal shaver 3M
22 gage catheter B.BRAUN
syring with needle size 18 Jung Rim Medical
Intramuscular alfaxan Careside 10ml/VAL
Intramuscularxylazine Bayer
Intramuscular azaperone Sigma-aldrich 34223
Intramuscular atropine Daewon 0.5mg/A
Intramuscular cefazolin Yuhan 1g
intravenous Ketorolac Hana Pharm 30mg
Swine ansthesia mask DRE 1392
endotracheal cuff tube 6.5 mm SMITH medical 100/150/065
ansthesia Machine Dräger PRIMUS IE
2% lidocaine topical solution Taejoon
vet ointment Pfizer terramycin Misc
eye cover patch Innomed S-universal010S
betadine solution 1%. Korea Pharma
gauze 4*4 First Medical 22*30CM 320S
blade No. 23 Paragon 23
lahey retractor V.Mueller SU3960
kelly tissue scissors SOLCO 05-1990
blade No. 11 Paragon 11
surgical marking pen Aspen Surgical Regular #2750
allis V.Mueller SU4055
tie suture Covidein non-needle
3.5× surgical loupe zeiss eyemag smart
double clamp without frame V.Mueller CH7155
microscissors AESCULAP FD038R
Ringer's lactate Daehan 500ml/1bag
amoxicillin–clavulanate Ilsung 0.6g/V
Meloxicam Samil 7.5mg
propofol Dong Kook 120mg/V
intravenous KCl solution Daehan 20ml/50P
mosquito curved SOLCO 013-0111
mosquito straight SOLCO 05-1050
ethilone 10-0 suture ethicone 10/0W1756
Vicryl 3-0. ethicone 3/0W9890
buprenorphine Hanlim 0.3mg

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References

  1. Chen, C. L., Zenga, J., Roland, L. T., Pipkorn, P. Complications of double free flap and free flap combined with locoregional flap in head and neck reconstruction: A systematic review. Head & Neck journal of the Science and Specialties of the Head and Neck. 40 (3), 632-646 (2018).
  2. Smith, R. K., Wykes, J., Martin, D. T., Niles, N. Perforator variability in the anterolateral thigh free flap: a systematic review. Surgical and Radiologic Anatomy. 39 (7), 779-789 (2017).
  3. Bauer, F., Koerdt, S., Hölzle, F., Mitchell, D. A., Wolff, K. D. Eight free flaps in 24 hours: a training concept for postgraduate teaching of how to raise microvascular free flaps. British Journal of Oral and Maxillofacial. 54 (1), 35-39 (2016).
  4. Schoeff, S., Hernandez, B., Robinson, D. J., Jameson, M. J., Shonka, D. C. Jr Microvascular Anastomosis Simulation Using a Chicken Thigh Model: Interval Versus Massed Training. The Laryngoscope. 127 (11), 2490-2494 (2017).
  5. Bodin, F., Diana, M., Koutsomanis, A., Robert, E., Marescaux, J., Bruant-Rodier, C. Porcine model for free-flap breast reconstruction training. Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 68 (10), 1402-1409 (2015).
  6. Rodriguez, J. R., Yañez, R., Cifuentes, I., Varas, J., Dagnino, B. Microsurgery Workout: A Novel Simulation Training Curriculum Based on Nonliving Models. Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 138 (4), 739e-747e (2016).
  7. Carey, J. N., et al. Simulation of plastic surgery and microvascular procedures using perfused fresh human cadavers. Plastic and Reconstructive Surgery journal. 67 (2), e42-e48 (2014).
  8. Chan, W., Niranjan, N., Ramakrishnan, V. Structured assessment of microsurgery skills in the clinical setting. Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 63 (8), 1329-1334 (2010).
  9. Matsumura, N. A newly designed training tool for microvascular anastomosis techniques: Microvascular Practice Card. Surgical Neurology Journal. 71 (5), 616-620 (2010).
  10. Kim, W. S., et al. Tracheal reconstruction with a free vascularized myofascial flap: preclinical investigation in a porcine model to human clinical application. Scientific Reports. 7 (1), 10022 (2017).

Tags

医学、139期、头颈部、游离皮瓣教育、显微外科教育、微血管吻合、猪模型、重建教育、外科教育
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Cite this Article

Alessa, M. A., Kwak, S. H., Lee, Y.More

Alessa, M. A., Kwak, S. H., Lee, Y. W., Kang, M. L., Sung, H. J., Ahn, S. H., Choi, E. C., Kim, W. S. Porcine As a Training Module for Head and Neck Microvascular Reconstruction. J. Vis. Exp. (139), e58104, doi:10.3791/58104 (2018).

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