Summary
Qui, presentiamo un protocollo per valutare l'integrità di barriera ematotesticolare iniettando inulina-FITC in testicoli. Si tratta di un metodo efficiente in vivo per studiare l'integrità della barriera ematotesticolare che può essere compromessa da elementi genetici e ambientali.
Abstract
Spermatogenesi sono lo sviluppo di spermatogoni in spermatozoi maturi nei tubuli seminiferi del testicolo. Questo processo è supportato da giunzioni delle cellule di Sertoli alla barriera ematotesticolare (BTB), che è la barriera più stretta di tessuto nel corpo dei mammiferi e segrega l'epitelio seminifero in due scomparti, una basale e un adluminal. La BTB crea un microambiente unico per le cellule germinali nella meiosi I / II e per lo sviluppo della postmeiotiche spermatidi in spermatozoi tramite spermiogenesi. Qui, descriviamo un test affidabile per monitorare l'integrità BTB del testicolo topo in vivo. Un intatto BTB blocca la diffusione di inulina FITC coniugato dal basale al compartimento apicale dei tubuli seminiferi. Questa tecnica è adatta per lo studio dei candidati gene, virus o tossici ambientali che possono influire sulla funzione BTB o integrità, con una procedura facile e un requisito minimo di abilità chirurgiche rispetto ai metodi alternativi.
Introduction
Spermatogenesi mammifera sono considerato un processo altamente strutturato che comprende degli spermatogoni auto-rinnovamento e differenziazione attraverso spermatociti in spermatozoi aploidi tramite mitosi e meiosi spermiogenesi, durante il quale drammatica si verificano cambiamenti biochimici e morfologici. Cellule germinali in via di sviluppo sono progressivamente trasportate dalla base del tubulo seminifero verso il lume. Questo processo è regolato da contatti cellula-cellula fra le cellule germinali e le cellule Sertoli1,2. Cellule di Sertoli adiacenti formano il BTB che si trova vicino alla base del tubulo seminifero. La BTB divide fisicamente l'epitelio in un basale e un vano di adluminal. Durante fasi VIII - IX del ciclo epiteliale, preleptotene/leptotene spermatociti dai comparti basali migrano attraverso il BTB, entrando il adluminal scomparti3. Di conseguenza, la funzione del BTB è di fornire un microambiente di nuova per il completamento della meiosi e spermiogenesi4,5,6. A differenza di altre barriere di sangue-tessuti (ad es., barriera emato - encefalica) che sono composti solo da giunzioni strette (TJs), il BTB è formata da quattro diverse giunzioni (TJs, specializzazioni ectoplasmatica, giunzioni di gap e basati su filamento intermedio desmosomi) tra Sertoli cells1,7.
Molti studi hanno utilizzato topi geneticamente modificati, infezioni da virus e tossici ambientali per studiare i meccanismi di BTB integrità7,8,9. La rottura di BTB induce la spermatogenesi alterata e infertilità o sterilità. Poiché la formazione di BTB e l'integrità sono stati confermati per essere influenzata dai contatti tra le cellule di Sertoli8, un modello in vitro basato su colture primarie di cellule di Sertoli isolate è stato usato per lo studio BTB. Tuttavia, questo modello non può simulare accuratamente BTB dynamics in vivo. Inoltre, nessun tale co-coltura delle cellule di germe con le cellule di Sertoli è stato stabilito come capace di riflettere tutti i relativi componenti strutturali e funzionali dei BTB10,11.
In generale, in vivo BTB integrità saggi sono in genere basati su piccole molecole, come EZ-Link Sulfo-NHS-LC-biotina e coniugato FITC inulina (inulina-FITC). Normalmente, la diffusione della biotina o inulina-FITC dal vano basale è bloccata dalla struttura BTB. Pertanto, siamo in grado di utilizzare questo metodo per valutare l'entità del danno BTB rispetto ai gruppi di controllo. Mentre BTB può essere compromessa con determinati tipi di stimoli, quali il trattamento con cadmio cloruro (CdCl2)12, BTB diventa accessibile a piccole molecole, che alla fine entrare nel compartimento di adluminal come indicatori.
Un'analisi iniziale di in vivo BTB integrità consiste nell'iniettare biotina o inulina-FITC nella vena giugulare, che comporta un intervento chirurgico ed è invasivo, complicato e richiede molto tempo. Inoltre, le sostanze di reporter diffondono attraverso tutto il corpo attraverso la circolazione, la concentrazione locale di biotina o inulina-FITC nei tubuli seminiferi è limitata. Inoltre, l'esposizione sistemica può indurre reazioni immuni. Qui, presentiamo un semplice ed efficace in vivo BTB integrità dosaggio consentendo ad iniezione diretta di una piccola aliquota di inulina-FITC nell'interstizio di un testicolo. Utilizzando il metodo di etichettatura fluorescente, il processo di colorazione è conveniente, come gli anticorpi secondari non sono necessari. Qui, il processo di tintura fluorescente entrando il testicolo è visualizzato.
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Protocol
Tutti gli esperimenti sugli animali effettuati sono stati approvati dal Comitato Università medica di Nanchino. Topi maschii C57BL/6 sono stati tenuti sotto condizioni controllate fotoperiodo e sono stati forniti con cibo e acqua.
1. preparati
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Capillari di microiniezione
- Utilizzare i capillari microiniezione con un diametro esterno e interno dimeter lunghezza di 1.0 mm, 0.8 mm e 10,0 cm, rispettivamente.
- Tirare tubi capillari in vetro con un estrattore capillare (Figura 1A). Testare e regolare le impostazioni a seconda della macchina estrattore capillare che viene utilizzato.
- Rompere le punte di pipetta con pinze per utilizzare per ottenere i capillari di diametro 50-µm sulla punta.
Nota: I suggerimenti potrebbero essere troppo lunghi per penetrare il testicolo. - Affilare la punta in un angolo di 30° utilizzando un frese per micropipetta (Figura 1).
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Reagenti
- Preparare 1% di sodio pentobarbital: sciogliere 100 mg in 10 mL di tampone fosfato salino (PBS) (punto 2.3.3) di sodio pentobarbital.
- Preparare 10 mg/mL inulina-FITC: sciogliere inulina-FITC 1 mg in 100 μL di PBS (passo 2.1.6).
- Preparare la paraformaldeide al 4%: sciogliere paraformaldeide (PFA) 4 g in 100 mL di PBS (punto 2.3.3).
- Preparare il 30% di saccarosio: sciogliere saccarosio 3 g in 10 mL di PBS (passo 2.3.4).
- Preparare il cloruro di cadmio 0,1%: sciogliere il cloruro di cadmio 10 mg in 10 mL di PBS (punto 2.1.1).
2. metodi
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Anestesia e presurgery preparazione
- Pesare i topi maschii C57BL/6 di 8-settimana-vecchio e calcolare la dose necessaria di CdCl2. Trattare un gruppo di topi (n = 3) con CdCl2 (5 mg/kg di peso corporeo, i.p.) per 3 d prima della chirurgia. Trattare un altro gruppo di topi maschii C57BL/6 di 8-settimana-vecchio (n = 3) con PBS come controllo.
- Eseguire un intervento chirurgico in condizioni di asepsi mediante pinze, aghi, forbici e siringa sterile.
- Preparare la soluzione di lavoro di anestesia appena. La dose necessaria di anestesia è 70 mg di sodio pentobarbital/kg di peso corporeo. In media, un topo adulto C57BL/6 a 8 settimane di età pesa ~ 25 g, che corrisponde a 175 μL di 1% sodio pentobarbital (1,75 mg per topo).
Nota: Il sodio pentobarbital è disciolto in soluzione fisiologica sterile di tampone fosfato (PBS). La soluzione è filtrata da 0.22 um unità filtrante prima di essere utilizzati. - Pulire la zona per la chirurgia con 75% di etanolo e coprire l'area con un telo di tessuto pulito.
- Accendere il riscaldatore termostatico e regolare la temperatura a 37 ° C.
- Preparare soluzione di lavoro di inulina-FITC (10 mg/mL) il giorno dell'intervento chirurgico.
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Procedura chirurgica
- Pesare i topi maschii C57BL/6 di 8-settimana-vecchio e calcolare la dose necessaria di anestesia.
- Eseguire un'iniezione intraperitoneale di sodio pentobarbital utilizzando la siringa sterile 1 mL. Tenere il mouse in una gabbia pulita.
- Osservare la risposta riflessa occhio e modello di respirazione del mouse per confermare che è sotto anestesia completa.
Nota: Di solito 10-15 minuti sono necessari fino a quando il mouse è profondamente anestetizzato, con una totale mancanza di risposta di pizzico di punta e la manutenzione di respirazione lenta e progressiva. - Spostare il mouse nell'area di operazione e coprire la zona degli occhi con una velina umida per evitare secchezza durante l'anestesia (Figura 2A).
- Radere il pelo addominale con un rasoio e disinfettare la zona di chirurgia con etanolo al 75%.
- Con forbici affilate, fare un'incisione della pelle 1 cm sopra le ghiandole prepuziali per esporre la parete addominale. Sollevare la parete addominale con una piccola pinza e praticare un'incisione di 0,5 cm per esporre la cavità peritoneale (Figura 2B).
- Usare pinze per cercare di cuscinetti adiposi intorno il testicolo e l'epididimo. Estrarre delicatamente i cuscinetti adiposi per esporre chiaramente il testicolo allegato (Figura 2 e 2D). Di solito, di operare su un testicolo in un momento.
Nota: Evitare di toccare i cuscinetti adiposi e testicolo con le mani. - Posizionare una carta (9 cm di diametro) sotto i cuscinetti adiposi e testicolo (Figura 2).
- Iniettare una pipetta microiniezione di inulina-FITC e collegarlo all'unità micromanipolatore (Figura 1). Delicatamente inserire la pipetta di microiniezione sotto la tunica albuginea e caricare un totale di 20 μL di inulina-FITC nell'interstizio del testicolo (Figura 2E e 2F).
Nota: Premere con cura la pipetta di microiniezione per evitare lo spostamento. - Monitorare il movimento di inulina-FITC nel testicolo (Figura 2).
- Subito rimesso il testicolo nella cavità addominale dopo il completamento dell'iniezione.
- Ripetere la procedura sul testicolo controlaterale. Questo testicolo viene iniettato con 20 μL di PBS come controllo.
- Chiudere la pelle con una sutura chirurgica e sposta il mouse in una piastra di calore di una stufa termostatica (Figura 1B). Somministrare una dose di 1 mg di analgesico (buprenorfina) per 1 kg di peso corporeo tramite iniezione sottocutanea.
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Raccolta dei testicoli e la preparazione di sezioni congelate
- 40 min dopo l'iniezione, eutanasia il destinatario mouse di dislocazione cervicale secondo la cura degli animali e attenersi alle linee guida.
- Utilizzare un paio di forbici affilate per raccogliere i testicoli. Posizionare i testicoli in 1 mL di PBS ghiacciata per rimuovere eventuali contaminazioni di sangue.
- Difficoltà i testicoli in paraformaldeide al 4% (PFA) a 4 ° C per 12-24 h. scartare il 4% PFA e lavare il tessuto 3 x 1,5 ml di PBS + 1% a temperatura ambiente.
- Disidratare il tessuto in saccarosio 30% durante la notte. Mettere il testicolo nella cornice incorporamento e coprire il tessuto con temperatura ottimale di taglio composto (OCT). Dopo l'OCT è congelato, riempire il fotogramma incorporamento con OCT in modo che l'intero testicolo può essere coperto con OCT.
- Taglio 5-μm di spessore, congelati sezioni trasversali dei testicoli in un criostato a-20 ° C e farli aderire ai vetrini da microscopio.
Nota: Ricongelare tessuti incorporati in ghiaccio secco può aumentare la rigidità per il taglio.
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Richiesta di immagine
- Porre i vetrini in una scatola umidificata. Scaldare i vetrini a temperatura ambiente per 10 min.
- Lavare le sezioni 3 x con soluzione fisiologica tamponata (TBS) a temperatura ambiente.
- Asciugare all'aria per 5 min al buio. Pulire qualsiasi residuo TBS con carta privo di polvere.
- Coprire le sezioni trasversali con 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI). Porre il coprivetrino invertito su un vetrino da microscopio.
- Acquisire immagini utilizzando un microscopio confocale. Un totale di 20 ingrandimenti è generalmente sufficiente per rilevare il segnale luminoso fluorescente.
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Representative Results
Il set-up sperimentale per eseguire il dosaggio di integrità BTB è illustrato nella Figura 1. Tirare e affinare i capillari di microiniezione con un estrattore capillare e frese per micropipetta, rispettivamente (Figura 1A e 1C). Il riscaldatore termostatico e attrezzature per il microinjection sono illustrate nella Figura 1B e 1D.
Figura 2 Visualizza alcuni dei passaggi chiavi per l'iniezione di inulina-FITC. Usare le forbici per fare una piccola incisione dopo il mouse ha subito l'anestesia completa (Figura 2A e 2B). Il testicolo di topo è esposto e iniettato con colorante fluorescente usando una pipetta di Microiniezione (Figura 2 - 2 G).
Figura 3 Visualizza immagini tipiche di uno studio per valutare l'integrità BTB basato su un test in vivo . I topi in CdCl2-gruppo di trattamento vengono iniettati con una dose acuta di CdCl2 (5 mg/kg di peso corporeo, i.p.) per 3 giorni. La diffusione di inulina-FITC dal vano basale è bloccata dalla struttura BTB nel gruppo di controllo, mentre la costruzione di BTB è danneggiata e passaggi di inulina (fluorescenza verde) nel vano apicale dell'epitelio seminifero in CdCl2 -gruppo di trattamento. Linea bianca segmenti indicano la distanza percorsa dall'inulina da membrana dello scantinato (Figura 3A). L'entità del danno BTB è determinata dalla distanza. Per un lume ellittico, il raggio è la media dei più brevi e la distanza massima dal vano basale al centro del tubulo. Usiamo un rapporto come un indice dell'entità del danno BTB:
Qui, D l'inulina è la distanza percorsa da inulina dal compartimento basale e Draggio è il raggio del tubulo seminifero stesso (Figura 3B). La BTB intatto in Rictorfl / + topi blocca la diffusione di inulina attraverso la barriera per entrare nel compartimento apicale. Al contrario, Rictorcko topi hanno un compromesso BTB permettendo la diffusione di inulina (Figura 3).
Figura 1: attrezzature per il microinjection interstiziale testicolare mouse. (A) Pull capillari con un estrattore capillare verticale di vetro. (B) questo pannello mostra la stufa termostatica. (C) le punte sono affilate utilizzando Smussatrice micropipetta. (D), l'unità per il microinjection include una pompa di microiniezione e un microscopio stereo. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Immagini rappresentative di un procedimento di microiniezione interstiziale testicolare in vivo in un mouse. (A), questo pannello mostra la rimozione di capelli addominale di un rasoio. (B), questo pannello mostra l'incisione della parete addominale 0,5 cm per esporre la cavità peritoneale. (C) tirare il grasso cuscinetti per esporre chiaramente il testicolo allegato. (D), questo pannello mostra la posizione del testicolo e dell'epididimo. (E), questo pannello mostra la posizione della pipetta microiniezione. (F) inserire la pipetta di microiniezione nell'interstizio del testicolo. (G), questo pannello mostra un testicolo con un'iniezione di successo nell'interstizio del testicolo. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Uno studio per valutare l'integrità BTB basato su un'analisi funzionale in vivo . Topi del maschio adulto (n = 3 nel gruppo del trattamento sia al gruppo di controllo) sono trattati con CdCl2 (5 mg/kg di peso corporeo, i.p.) per 3 giorni (gruppo di trattamento) o trattati con PBS per 3 giorni (gruppo di controllo). Inulina-FITC (fluorescenza verde) si trova vicino alla base del tubulo seminifero nel gruppo di controllo, mentre inulina-FITC avvia un passaggio attraverso il BTB nel gruppo del CdCl2-trattamento. (A) In questo pannello, linea bianca segmenti indicano la distanza inulina-FITC invade. Le barre di scala sono 20 μm. (B) dati da analisi di integrità della BTB sono mostrati in questo istogramma, che mostrano la distanza percorsa da inulina (Dinulina) vs il raggio del tubulo stesso D (Radius). Ottanta tubuli sono scelti a caso. P < 0,001 (di Student t-test). (C) il BTB integrità è compromessa nei testicoli dei topi Rictorcko . Nei tubuli del mouse di Rictorcko , l'inulina penetra dentro l'epitelio seminifero, raggiungendo il lume del tubulo. Le barre di scala sono 50 μm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Spermatogenesi avviene nell'epitelio seminifero ed è un processo altamente ordinato e dinamico che è disciplinato dalle cellule germinali e le cellule somatiche (per es., cellule di Sertoli)13. La struttura BTB, che è costruita dalle cellule di Sertoli, divide l'epitelio seminifero in un basale e un compartimento apicale. Lo sviluppo delle cellule germinali meiotiche e aploidi avviene nel compartimento apicale che forma una barriera immunologica14.
La funzione BTB può essere compromessa da sostanze tossiche o a causa di difetti di geni coinvolti nella formazione delle giunzioni cellulari, porterebbe all'infertilità maschile. Al fine di esaminare l'integrità BTB, imita BTB in vivo15un in vitro Sertoli sistema di coltura cellulare è stato stabilito che è in grado di formatura epitelio funzionale che da vicino. Questo sistema in vitro fornisce un semplice modello per studiare la struttura e la funzione delle giunzioni delle cellule di Sertoli. Tuttavia, le cellule di Sertoli isolato dal testicolo e coltivati in vitro sono limitati per quanto riguarda animali età e cella densità15,16. Inoltre, la purezza delle cellule di Sertoli e la presenza di ultrastrutture che imita BTB caratteristiche devono essere monitorati17. Più importante, l'integrità e la struttura BTB richiedono anche interazioni tra le cellule germinali e le cellule di Sertoli, come è evidente dagli studi della germe-cellula-specifico null topi mutanti con BTB difetti10,18,19. Così, la creazione di una co-coltura delle cellule di germe con Sertoli le cellule in vitro per lo scopo di ricapitolare tutte le funzione cruciale in vivo di BTB rimane impegnativo11,20.
Questo protocollo descrive un metodo di valutazione BTB integrità in vivo mediante iniezione di inulina-FITC, che è stato modificato da una procedura di Chen et al. 21. il protocollo descrive l'anestesia di topo maschio, l'esposizione della cavità peritoneale, la microiniezione di tintura nell'interstizio del testicolo, raccolta i testicoli e li taglio in sezioni congelate e l'acquisizione di immagini. Per il completamento, si devono osservare diversi passaggi. In primo luogo, è importante utilizzare una dose adeguata di anestesia, perché gravemente profonda anestesia può causare la morte. Inoltre, la lunghezza della punta dell'iniezione capillare non dovrebbe essere troppo lunga; in caso contrario, la pipetta non può penetrare il testicolo.
La procedura presentata può essere utilizzata per analizzare il ruolo del virus, sostanze chimiche tossiche o candidato proteine coinvolte nella regolazione della BTB. Questo test è sensibile, affidabile e accessibile per monitorare l'integrità BTB in vivo.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare.
Acknowledgments
Quest'opera è stata sostenuta dalla chiave nazionale di R & D programma della Cina (2016YFA0500902), National Foundation Natural Science of China (31471228, 31771653), la Fondazione di scienza di Jiangsu per illustri giovani studiosi (BK20150047), la scienza naturale Fondazione della provincia di Jiangsu (BK20140897, 14KJA180005) e il programma Innovative e imprenditoriale della provincia di Jiangsu a K.Z.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Capillary puller | SUTTER INSTRUMENT (USA) | P-97 | |
| 10x PBS | Hyclone (USA) | SH30258.01 | dilution to 1× in ddH2O |
| 4’,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) | Sigma (USA) | F6057 | |
| Adhesion microscope slides | CITOGLAS (China) | 80312-3161 | |
| Cadmium chloride | Sigma (USA) | 655198-5G | |
| Confocal microscope | Zeiss (Germany) | LSM700 | |
| Dust-free paper | Kimberly-Clark (USA) | 34120 | |
| Inulin-FITC | Sigma (USA) | F3272 | |
| Microinjection capillaries | Zhengtianyi (China) | BJ-40 | 1.0 mm × 0.8 mm × 100 mm |
| Micropipette beveler | NARISHIGE (JAPAN) | EG-400 | |
| OCT | SAKURA (JAPAN) | 4583 | |
| Paraformaldehyde | Sigma (USA) | P6148 | |
| Pentobarbital sodium | Merck (Germany) | P11011 | |
| Shaver | Yashen (China) | ||
| Stereo microscope | Nikon (JAPAN) | SMZ1000 | |
| Sucrose | Sangon Biotech (China) | A610498 | |
| Surgical instruments | Stronger (China) | scissors, forceps, needle holder | |
| Syringe | KDL (China) | 20163150518 | 0.45 mm × 0.16 mm RW LB |
| thermostatic heater | KELL (Nanjing, China) | KEL-2010 | |
| 10x TBS, pH 7.6 | |||
| 0.2 M Tris | Sangon Biotech (China) | A600194 | |
| 1.37 M Nacl | Sangon Biotech (China) | A610476 |
References
- Mruk, D. D., Cheng, C. Y. Sertoli-Sertoli and Sertoli-germ cell interactions and their significance in germ cell movement in the seminiferous epithelium during spermatogenesis. Endocrine Reviews. 25 (5), 747-806 (2004).
- Wen, Q., et al. Transport of germ cells across the seminiferous epithelium during spermatogenesis-the involvement of both actin- and microtubule-based cytoskeletons. Tissue Barriers. 4 (4), e1265042 (2016).
- Wang, C. Q., Cheng, C. Y. A seamless trespass: germ cell migration across the seminiferous epithelium during spermatogenesis. Journal of Cell Biology. 178 (4), 549-556 (2007).
- Fijak, M., Meinhardt, A.
- O'Bryan, M. K., Hedger, M. P. Inflammatory Networks in the Control of Spermatogenesis Chronic Inflammation in an Immunologically Privileged Tissue? Molecular Mechanisms In Spermatogenesis. 636, 92-114 (2008).
- Li, N., Wang, T., Han, D. Structural cellular and molecular aspects of immune privilege in the testis. Frontiers in Immunology. 3, 152 (2012).
- Mruk, D. D., Cheng, C. Y. The Mammalian Blood-Testis Barrier: Its Biology and Regulation. Endocrine Review. 36 (5), 564-591 (2015).
- Govero, J., et al. Zika virus infection damages the testes in mice. Nature. 540 (7633), 438-442 (2016).
- Jenabian, M. A., et al. Immune tolerance properties of the testicular tissue as a viral sanctuary site in ART-treated HIV-infected adults. AIDS. 30 (18), 2777-2786 (2016).
- Holembowski, L., et al. TAp73 is essential for germ cell adhesion and maturation in testis. Journal Of Cell Biology. 204 (7), 1173-1190 (2014).
- Legendre, A., et al. An engineered 3D blood-testis barrier model for the assessment of reproductive toxicity potential. Biomaterials. 31 (16), 4492-4505 (2010).
- Setchell, B. P., Waites, G. M. Changes in the permeability of the testicular capillaries and of the 'blood-testis barrier' after injection of cadmium chloride in the rat. Journal of Endocrinology. 47 (1), 81-86 (1970).
- Griswold, M. D. The central role of Sertoli cells in spermatogenesis. Seminars in Cell & Developmental Biology. 9 (4), 411-416 (1998).
- Cheng, C. Y., Mruk, D. D. The blood-testis barrier and its implications for male contraception. Pharmacological Reviews. 64 (1), 16-64 (2012).
- Mruk, D. D., Cheng, C. Y. An in vitro system to study Sertoli cell blood-testis barrier dynamics. Methods Molecular Biology. 763, 237-252 (2011).
- Orth, J. M. Proliferation of Sertoli cells in fetal and postnatal rats: a quantitative autoradiographic study. Anatomical Record. 203 (4), 485-492 (1982).
- Lee, N. P. Y., Mruk, D., Lee, W. M., Cheng, C. Y. Is the cadherin/catenin complex a functional unit of cell-cell actin-based adherens junctions in the rat testis? Biology of Reproduction. 68 (2), 489-508 (2003).
- Bai, S., et al. A Germline-Specific Role for the mTORC2 Component Rictor in Maintaining Spermatogonial Differentiation and Intercellular Adhesion in Mouse Testis. Molecular Human Reproduction. 24 (5), 244-259 (2018).
- Korhonen, H. M., et al. DICER Regulates the Formation and Maintenance of Cell-Cell Junctions in the Mouse Seminiferous Epithelium. Biology of Reproduction. 93 (6), 139 (2015).
- Loir, M. Trout Sertoli cells and germ cells in primary culture: I. Morphological and ultrastructural study. Gamete Research. 24 (2), 151-169 (1989).
- Chen, H., et al. Monitoring the Integrity of the Blood-Testis Barrier (BTB): An In Vivo Assay. Methods in Molecular Biology. 1748, 245-252 (2018).
