Summary
经颅直流电刺激 (tDCS) 是一种治疗精神疾病的方法。动物模型是了解 tDCS 诱发的特定生物学变化的必要条件。本协议描述使用长期植入电极的 tDCS 鼠标模型。
Abstract
经颅直流电刺激 (tDCS) 是一种非侵入性调节技术, 作为一种替代或补充治疗几种神经精神疾病。tDCS 的生物学效应还没有完全理解, 这部分是由于难以获得人脑组织的原因。该协议描述了一个 tDCS 的小鼠模型, 使用长期植入电极允许研究 tDCS 的长期生物效应。在这个实验模型中, tDCS 改变皮质基因的表达, 并为理解其治疗使用的基本原理提供了显著的贡献。
Introduction
经颅直流电刺激 (tDCS) 是一种无创、低成本的治疗技术, 其重点是通过使用低强度连续电流1进行神经元调制。目前, tDCS 有两个设置 (anodal 和阴极)。当 anodal 刺激使电流电场太弱, 无法触发动作电位时, 电生理学研究表明, 这种方法能产生突触可塑性2的变化。例如, 证据表明, tDCS 诱发长期增强 (LTP) 效应, 如增加兴奋后突触电位的峰值振幅3,4和调节皮质兴奋性5。
反之, 阴极刺激诱导抑制, 导致膜极化6。这一机制的假说是基于生理学的发现, 其中 tDCS 被描述为调节动作电位频率和时间在神经元体3。值得注意的是, 这种效应并不能直接唤起动作电位, 尽管它可以改变退极化阈值, 促进或阻碍神经元发射7。这些对比效果以前已经证明。例如, anodal 和阴极刺激产生了相反的影响, 在条件反应登记通过肌电活动在兔子8。然而, 研究还表明, 延长 anodal 刺激疗程可能会降低兴奋性, 而增加阴极电流可能导致兴奋性, 呈现自我对比的效果3。
anodal 和阴极的刺激都聚集了电极对的使用。例如, 在 anodal 刺激中, "活性" 或 "阳极" 电极被置于大脑区域进行调制, 而 "参考" 或 "阴极" 电极位于一个区域, 而电流的影响假定为微不足道的9。在阴极刺激中, 电极的配置是反转的。有效 tDCS 的刺激强度取决于电流强度和电极尺寸, 对电场的影响不同于10。在大多数发表的研究中, 平均电流强度介于0.10 至 2.0 ma 和 0.1 ma 至 0.8 ma 之间, 分别为人和小鼠 (6、11)。虽然电极大小 35 cm2通常使用在人, 没有适当的理解关于电极维度为啮齿目动物和更加彻底的调查需要6。
tDCS 已被建议在临床研究, 试图提供一个替代或补充治疗几个神经和精神疾病11 , 如癫痫12, 双相障碍13, 中风5, 主要抑郁症14, 阿尔茨海默病15, 多发性硬化16 , 帕金森病17。尽管对 tDCS 及其在临床试验中的应用越来越感兴趣, 但对脑组织的详细细胞和分子诱发改变, 短期和长期的影响, 以及行为结果, 仍有待深入研究18,19. 由于直接人类方法彻底研究 tDCS 是行不通的, 使用 tDCS 动物模型可能会对 tDCS 的治疗机制所依据的细胞和分子事件提供有价值的见解, 因为可获得动物的脑组织。
现有的证据是有限的关于 tDCS 模型的小鼠。大多数报告的模型使用不同的植入布局, 电极尺寸和材料。例如, (2017) 植入头电极 (银/AgCl, 直径4毫米) 填充生理盐水, 并固定在颅骨与丙烯酸水泥和螺钉20。不同于我们的方法, 他们的胸电极被植入 (铂, 20 x 1.5 毫米)。Nasehi等。(2017) 使用的程序非常类似我们的, 虽然胸电极是由盐水浸泡海绵 (碳填充, 9.5 厘米2)21。另一项研究将两个电极植入了动物的头部, 这是通过使用固定板和用水凝胶导体22覆盖动物的头部实现的。在这里, 我们描述一个 tDCS 鼠标模型, 使用一个长期植入电极通过简单的手术程序和 tDCS 设置 (图 1)。
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Protocol
本实验采用 C57BL/6 小鼠 (8-12 周) 的个体居住。动物在实验过程之前、期间和之后接受了适当的关心与食物和水广告随意.所有程序都是由米纳斯吉拉斯州联邦大学动物伦理委员会(59/2014 号议定书)批准的。
1. 电极放置
-
将动物镇静到立体定向装置上
- 消毒所有必要的手术器械。
小说手术器械在440摄氏度消毒3分钟。棉拭子蒸压在 20 psi (英镑每平方英寸) 在121°c 20 分钟。 - 将散热平台控制器调整到37摄氏度。
- 对动物进行称量, 计算麻醉诱导的适当剂量。使用氯胺酮和甲苯噻嗪的混合物, 剂量为100毫克/千克氯胺酮和8毫克/千克甲苯噻嗪, 给定腹腔 (针大小, 31 克)。动物应该在2到3分钟内入睡。
- 用电动剃须刀或剃刀刮掉手术部位。
- 将动物放在预加热的加热板上的立体定向装置上。
- 按住动物的头部, 并插入尖耳酒吧到每个动物的耳朵, 以修复它的立体定向平台。
- 在缓慢改变动物头部定位的情况下, 验证无侧头移位和小垂直运动。
- 轻轻地将麻醉面罩滑过鼠标的鼻子, 拧紧螺钉即可将其固定到位。
- 将异氟醚设置为 1%, 1.0 升/分2O。
- 将眼膏涂抹于动物眼中, 防止手术时角膜干燥。
- 消毒所有必要的手术器械。
-
把植入物附着在动物的头上
- 使用棉签准备手术部位与三交替磨擦的聚维酮碘 (或2% 氯己定) 和70% 乙醇。
- 使用一双镊子来验证麻醉深度, 通过轻轻挤压动物的脚趾和验证失去了动物的踏板撤退 (脚趾捏) 反射。
- 切口约3毫米后, 动物的耳朵线, 并停止在眼部线。切口部位必须有大约1厘米长, 足够大, 足以接受植入物。
- 用骨刮刀轻轻刮破颅骨, 以改善胶水和水泥粘附。这样做的光与创建微划痕的意图。
- 小心地将手术钩放置到松散的皮肤上, 以保持开放性的外科手术, 并免受皮肤和毛皮等障碍物的干扰。
- 用无菌棉签拭干动物的头皮。
- 使用解剖显微镜可视化动物头骨的顶端。
- 将针连接到立体定向支架上, 并定位 bregma。将针直接放置在动物头部上方, 稍微接触 bregma。
- 将数字示踪器上的所有坐标都零, 然后再提起针。
- 固定在立体定向支架上的 tDCS 植入物。将植入物放置在动物头部上, 用适当的立体定位坐标将其缓慢地放到感兴趣的区域。
- 用针将1滴 (约 35 ul) 的超级胶水传到植入物的底座上。
- 慢慢移动保持架向下, 直到它触及头骨。确保植入基座与表面完全接触。
- 根据制造商的指示, 准备手术用的水泥。
- 在精确定位后, 将3薄, 甚至一层的水泥涂在颅骨上, 放在植入物的下部。使用应用程序画笔对每个 drop 应用 drop。层必须形成一个小山形状的结构为进一步结构支持种植体。
- 让植入物的螺纹清洁水泥, 使连接顺畅, 通畅。
- 允许每层干燥约4分钟。
- 干燥时, 要小心地取出支架, 直到完全脱离植入物。当处理植入物时, 总是要格外小心, 因为它可能是从动物的头骨中意外地提取出来的。
-
精整手术与术后护理
- 用盐水浸泡的棉签将动物的皮肤在切口部位水化。
- 将皮肤涂在 tDCS 植入物的底座上。
- 用一双镊子将组织合在一起, 用每0.2 厘米组织的一滴手术组织胶水将切口闭合。
- 在切口部位和底层组织中浸润1-2% 利多卡因。
- 用500µL 乳酸铃的溶液皮下水合老鼠。
- 将鼠标放到预热的 (37 °c) 干净的单装笼子里。
- 在笼子里放一小碟, 放上湿食物小球, 以便在接下来的时间里方便地获得食物。
- 注册动物的术后体重。
- 在手术后和接下来的2天内, 给动物的酮酮 (5 毫克/千克)。
- 密切监测动物的恢复至少1周。评估任何遇险的迹象, 如 piloerection, 缺乏梳理, 减少运动, 伤口擦伤和手术部位的炎症。
2. tDCS 设置和刺激
-
tDCS 安装程序 (见图 2)
注意.请确保 tDCS 刺激器已完全充电。- 将阳极和阴极电缆连接到 tDCS 刺激器上, 使其在刺激部位附近可用。将销型电极连接到立体定向支架上。
- 将热平台设置为37摄氏度。
- 将吸入麻醉系统的氧气流量计打开至1升/分。
- 将鼠标放入麻醉感应室。
- 打开异氟醚蒸发器到3%。允许动物接受异氟醚的影响为4分钟。
- 当动物在诱导室, 使用无菌注射器填补身体电极与0.9% 盐水溶液。
- 将动物从感应腔中取出, 并将其胸部放置在身体电极上。
- 轻轻地将麻醉面罩滑过鼠标的鼻子, 并将其固定到位。将异氟醚的输出降低到1.5%。
- 用生理盐水填充植入物和针型电极, 并仔细附着。
- 调整刺激时间和电流强度。
- 验证 tDCS 刺激器上的接触质量。最佳接触从7到10在1到10的规模。
-
刺激
- 开始刺激。
- 观察当前的三十年代上升到选定的价值和保持自己稳定的既定时间, 然后, 在会议结束后再次向下倾斜。
- 激活控制鼠标的假按钮。
- 观察当前上升三十年代到选定的价值, 然后下来到1在刺激期间的剩下的时间以最后的舷梯到选定的价值在末端与连续的舷梯下来。
- 当刺激疗程完成后, 小心地将动物转移到预热 (37 °c) 保持架上10分钟。
注意。动物在3分钟后开始苏醒。 - 关闭吸入麻醉系统。
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Representative Results
该手术方案提出的长期种植稳定性至少一个月, 没有炎症信号在受刺激的地方, 也没有任何其他不想要的效果。所有的动物幸存的手术过程和 tDCS 疗程 (n = 8)。在本实验中, tDCS 植入物位于 M1 和 M2 皮质 (+ 1.0 毫米前后方和0.0 毫米侧向 bregma)。一周后, tDCS (n = 3-4) 和假 (n = 3) 小鼠在10分钟的 0.35 mA 中连续五天被刺激。接触质量 (重庆) 的价值被注册, 以评估种植体的生存能力, 并没有发现显著差异, 在5天的刺激过程中的小组 (图 3A)。利用这种动物模型, 可以通过评价脑源性神经营养因子 (BDNF) 和胶质纤维酸性蛋白 (GFAP) 的基因表达水平来确定刺激的成功。与假组相比, BDNF和GFAP在植入物下方的皮层区的 mRNA 水平显著增高。tDCS 对基因表达的影响似乎仅限于特定基因, 因为活性调节细胞骨架相关蛋白 (弧形) 的表达水平, 突触素 1 (SYN1) 基因没有改变 (图 3B)。
图 1.实验步骤用于种植手术和刺激.通过 tDCS 植入物放置、tDCS 设置和刺激程序的步骤的示意图流程图。请单击此处查看此图的较大版本.
图 2. tDCS 设置.正确的高级图像对应于 tDCS 电流刺激器 (A) 的 aschematic, 它包含当前强度和刺激持续时间 (B) 的显示, 一个显示 (C) 从1到10的缩放和一个真实的电流显示 (D)。tDCS 刺激器还有激活假刺激 (E) 的按钮, 开始刺激 (F), 并中止协议 (G)。两个旋钮用于调整电流强度 (H) 和刺激持续时间 (I)。开/关开关位于后端 (J)。两个女性插入入口被用于电极电缆 (K, 负极) (L, 正极)。右下图 showsthe 动物设置用银/AgCl (O) 和电极制成的电极由镀镍黄铜 (M) 集和各自的尺寸。自动调整的热平台 (N) 保持动物的温度, 与100% 氧 (P) 混合的异氟醚通过立体定向气膜 (Q) 提供。嵌入 (R) 显示了阳极相对于皮质马达区域 M1 和 M2 的位置。tDCS headstage 是由填充有生理盐水 (0.9% 氯化钠) (U) 的植入式支架 (T) 组成, 它是封闭的, 连接到塑料盖 (W) 的针型电极 (V)。各自的尺寸被描绘以毫米 (D = 直径, H = 高度, ID = 内径)。请单击此处查看此图的较大版本.
图 3.tDCS 诱发的接触质量和基因表达变化.(A) 各组之间的接触质量 (重庆) 没有发现统计学差异。双向重复测量方差分析, 治疗与日间互动 (f4.30 = 0.552, p = 0.698), 治疗因素 (f4.30 = 0.349, p = 0.810), 天因素 (f1.30 = 0.157, p = 0.694)。(B) 对BDNF (脑源性神经营养因子)、胶质纤维酸性蛋白、电弧(活性调节细胞骨架相关蛋白) 和 SYN1 的定量聚合酶链反应基因表达数据(突触素 1)。根据 D ' 圣阿戈斯蒂诺-皮尔逊正常试验和未配对的结果, 增加了BDNF (p = 0.0081) 和GFAP (p = 0.0108) 的 mRNA 水平, 而没有发现电弧(p = 0.0760) 和SYN1 (p = 0.508) 的变化。参数化学生的 t 检验。用 2-ΔΔCQ方法对RPL13A基因进行折变计算。在所有图中, tDCS 组为洋红, 假组为绿色;n = 3-4/组。数据表示为平均值, S.E.M. 误差条。生理盐水 =显著, p ≤ 0.05 *, p ≤ 0.01 **。请单击此处查看此图的较大版本.
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Discussion
近年来, 神经刺激技术已经进入临床实践, 作为治疗神经精神疾病的一个有希望的程序23。为了减少由于缺乏对神经刺激机制的了解而强加的约束, 我们在这里提出了一个 tDCS 的小鼠模型, 它携带一个能靶向大脑区域的电极。由于电极是长期植入的, 这种动物模型能够调查 tDCS (至少1月) 在复杂刺激模式诱发的持久生物学效应。所描述的 tDCS 动物模型具有较高的种植耐受性和很少的感染机会, 如果正确执行。总的来说, 手术步骤放置植入物是快速和直接执行 (30 分钟/动物)。这个 tDCS 模型的另一个优点是可以跟踪电极接触质量和实际的电流刺激值。
该动物模型的主要缺点是正确的植入物固定在小鼠颅骨上。在手术中, 重要的是要限制动物的头部, 在这种方式, 没有侧头移位是可能的 (头部只会垂直移动)。这将确保动物的头皮完全符合种植体的基础, 允许适当的固定与牙科水泥, 并更高的精确度, 以调节预期的目标区域。这是至关重要的, 使切口大到足以接受植入。一些 tDCS 植入物可能需要更大的切口。用四根皮下针头做的外科钩会增加水泥的面积。然而, 避免把钩子太靠近动物的眼睛, 以消除任何可能的损害。而轻轻的刮头皮将改善超胶水和水泥的粘附在颅骨上, 任何残留的碎片可能会阻止良好的种植体附着。此外, 在应用牙科水泥时, 要用更高的粘度来制备第一层, 这样就避免了在动物头骨上运行的水泥。每一个水泥层必须允许干燥至少4分钟, 因为在湿层上施用水泥会延缓底层的硬化, 并可能导致种植体移位甚至下降。根据经验, 在植入物周围必须有不超过3层的水泥, 以避免螺纹堵塞。对于胶水和水泥, 一定要保持他们的应用限制在植入物的基础上。避免允许残留物在种植体内扩散, 这将降低表面电导率, 降低 tDCS 效应。
本程序中使用的植入电极不是内部制造的, 而是从专门生产调节装置的医学研究公司获得的。植入物由聚丙烯制成, 其高度为9毫米, 内外直径分别为5.7 毫米和3.5 毫米。它能容纳80µL 的总盐水容量。该植入物的上级部分准备用一个螺纹来接收 pin 型电极支架。针式电极保持器的外层也由聚丙烯测量4毫米高与5.3 毫米外径和3.75 毫米内径。电极引脚是由银/AgCl, 惰性材料使用由于其不溶解性质 (图 2)。由于植入位置是有效 tDCS 的关键因素, 所以根据感兴趣区域选择合适的电极尺寸是非常必要的。在这个动物模型中使用的植入物占据9.61 厘米2的表面积, 在1.75 毫米半径范围内传播电场, 从预期的大脑坐标产生363967μA/cm2电流密度。可能, 在本议定书中执行的 tDCS 刺激主要是针对 M1 和 M2 皮层。
通常, 电极配置根据预期的兴奋或抑制刺激效果 (anodal与阴极) 不同。虽然电流将始终从阳极流向阴极, 通过放置电极在倒置的终端位置, 使不同的电生理效应。例如, 当离子从阴极向阳极方向流动时, 该过程通常被定义为阴极刺激24。在这个实验中, 我们进行了 anodal 的刺激, 其中阳极被放置在 M1/M2 皮质, 和阴极被放置在动物的胸部。因此, 在我们的 tDCS 设置, 预计刺激产生兴奋电位25。tDCS 效应也可以通过电流强度和持续时间的变化来调节。大多数啮齿类动物的研究都使用了从0.2 到 1.0 mA 的电流变化。tDCS 电流将产生集中热通过电极。必须避免 tDCS 电极与动物头部的直接接触。导电介质的使用延伸了电极和颅骨之间的距离, 防止了局部化学反应对生物组织的有害影响。液体导电介质中离子浓度的高可能会导致电解23、24产生的气体形成和气泡。然而, 这是不太可能发生在我们的 tDCS 模型, 因为等渗盐水溶液和低电流分娩可能会减少这种并发症的几率24。然而, 其他导电媒体也可以使用类似的效率, 如凝胶和奶油样导体24。
在选择 tDCS 刺激器时, 考虑灵活的配置能力是非常重要的。对于这个协议, 我们使用了由两个9伏碱性电池驱动的刺激器, 使预期的1小时的刺激时间在 0.35 mA。这刺激器拥有0.02 到 1 mA 当前范围以10µA 决议, 理想为啮齿目动物刺激。关键的是, tDCS 刺激器配备了一个实际的电流指示器和接触质量 (重庆) 反馈系统, 以验证最佳的刺激条件。目前的指标保证在满足编程的刺激强度时。在这个 tDCS 模型中, 错误电流最常见的因素是盐水溶液中存在气泡。这一问题可以由重庆的反馈系统来表示, 它通过导电介质和动物身体测量两个电极的接触。在整个实验中使用的 tDCS 刺激器显示在 led 刻度上的 SMARTscan 值从1到10不等。这个刻度是基于电压值, 可以推断电阻根据欧姆的定律。led 1 表示很少或非典型的低电阻, led 2 表示开路和 led 3 到10表示较差的最佳质量 (图 2-项目 C)。tDCS 和假组每天都注册, 以验证电极的可行性。值得注意的是, 在刺激过程中平均的值是高于 7, 这意味着需要的电流正在传递。总体而言, 在刺激组或后天的观察中没有发现统计学差异 (图 3A)。为了进一步验证我们的 tDCS 模型, 我们进行了定量聚合酶链反应 (qPCR), 以调查五 tDCS 会话 (10 分钟, 350 μA) 改变皮质基因表达。我们发现, 相对于假鼠, tDCS 组 M1/M2 皮层的BDNF和GFAP的 mRNA 水平增加 (图 3B)。这些结果与其他研究19,25是一致的。
实验动物的神经刺激研究可以提供关于脑机制与神经精神疾病相关的新见解。根据实验的配置, 这种动物模型中的 tDCS 组件也可以与现有的 optogenetic 或电生理学 headstage 结合, 以产生同时记录和刺激的设置, 同时还有许多大脑样品实验。这些方法在人类中进行是有挑战性的。因此, 在目前报告的动物 tDCS 中插入灵活添加物的机会为理解 tDCS 的神经减法及其治疗使用的基本原理提供了显著的贡献。
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Disclosures
没有
Acknowledgments
我们感谢索萨先生协助维持老鼠的栖息地。l.a.v. M 是一个海角博士后研究员。这项工作得到赠款 PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14) 的支持。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD Ultra-Fine 50U Syringe | BD | 10033430026 | For intraperitonially injection. |
| Shaver (Philips Multigroom) | Philips (Brazil) | QG3340/16 | For surgical site trimming. |
| Surgical Equipment | |||
| Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | KOPF | 940 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars | KOPF | 922 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Cannula Holder | KOPF | 1766-AP | For implant positioning. |
| Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand | WPI | PZMIII-BS | For bregma localization and implant positioning. |
| Temperature Control System Model | KOPF | TCAT-2LV | For animal thermal control. |
| Cold Light Source | WPI | WA-12633 | For focal brightness |
| Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging | VetEquip | 901820 | For isoflurane delivery and safety. |
| VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter | VetEquip | 931401 | Delivery system safety measures. |
| Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder | KOPF | 923-B | For animal restriction and O2 and isoflurane delivery. |
| Oxygen regulator, E-cylinder | VetEquip | 901305 | For O2 regulation and delivery. |
| Oxygen hose – green | VetEquip | 931503 | For O2 and isoflurane delivery. |
| Infrared Sterilizer 800 ºC | Marconi | MA1201 | For instrument sterilization. |
| Surgical Instruments | |||
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | For incision. |
| Surgical Hooks | INJEX | 1636 | In House Fabricated - Used to clear the surgical site from skin and fur. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For skin grasping. |
| Surgical Consumables | |||
| Vetbond | 3M | SC-361931 | For incision closing. |
| Cement and Catalyzer KIT (Duralay) | Reliance | 2OZ | For implant fixation. |
| Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) | JnJ | 75U | For surgical site antisepsis. |
| 24 Well Plate (Tissue Culture Plate) | SARSTEDT | 831,836 | For cement preparation. |
| Application Brush | parkell | S286 | For cement mixing and application. |
| Pharmaceutics | |||
| Xylazin (ANASEDAN 2%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P10160 | For anesthesia induction. |
| Ketamine (DOPALEN 10%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P30101 | For anesthesia induction. |
| Isoflurane (100%) | Cristália (Brazil) | 100ML | For anesthesia maintenance. |
| Lidocaine (XYLESTESIN 5%) | Cristal Pharma | - | For post-surgical care. |
| Ketoprofen (PROFENID 100 mg) | Sanofi Aventis | 20ML | For post-surgical care. |
| Ringer's Lactate Solution | SANOBIOL LAB | 7898153652145 | For post-surgical care. |
| TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) | Alcon | 631 | For eye lubrification and protection. |
| Stimulation | |||
| Animal Transcranial Stimulator | Soterix Medical | 2100 | For current generation. |
| Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) | Soterix Medical | 2100 | Electrode support (Implant). |
| Pin-type electrode (Ag/AgCl) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Pin-type electrode cap | Soterix Medical | 2100 | For implant protection. |
| Body Electrode (Ag/AgCl Coated) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Saline Solution (0.9%) | FarmaX | 7896902206441 | Conducting medium for current delivery. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For tDCS setup. |
| Real Time Polymerase Chain Reaction | |||
| BioRad CFX96 Real Time System | BioRad | C1000 | For qPCR |
| SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) | BioRad | 1725271 | For qPCR |
| Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 | BioRad | HSP9601 | For qPCR |
| Microseal "B" seal pct c/ 100 | BioRad | MSB1001 | For qPCR |
References
- Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
- Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
- Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
- Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047 (2015).
- Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
- Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
- Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
- Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
- Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
- San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
- Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
- Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
- Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
- Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
- Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
- Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
- Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
- Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
- Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
- Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2 (2017).
- Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180 (2015).
