Summary
Transcranial التحفيز التيار المباشر (تدكس) أسلوب علاجية المقترحة لعلاج الأمراض النفسية. نموذج حيوان ضروري لفهم التغيرات البيولوجية محددة أثارت من قبل تدكس. ويصف هذا البروتوكول طراز ماوس تدكس يستخدم قطب كهربائي مزروع مزمن.
Abstract
Transcranial التحفيز التيار المباشر (تدكس) أسلوب غير الغازية نيورومودوليشن اقترحت كعلاج بديلة أو تكميلية للعديد من الأمراض العصبية. الآثار البيولوجية تدكس هي لا يفهم تماما، مما يفسر جزئيا بسبب صعوبة الحصول على أنسجة المخ البشري. ويصف هذا البروتوكول طراز ماوس تدكس يستخدم قطب مزمن مزروع السماح لدراسة الآثار البيولوجية طويلة الأمد من تدكس. في هذا النموذج التجريبي، تدكس يتغير التعبير الجيني القشرية، ويقدم مساهمة بارزة في الفهم الأساس المنطقي للاستخدام العلاجي.
Introduction
Transcranial التحفيز التيار المباشر (تدكس) هو أسلوب غير الغازية، منخفضة التكلفة، والعلاجي، الذي يركز على تعديل الخلايا العصبية من خلال استخدام التيارات المنخفضة الحدة المستمر1. وهناك حاليا اثنين من الأجهزة (أنودال وكاثودال) تدكس. بينما تمارس التحفيز أنودال ضعيفة جداً لتحريك إمكانات العمل الحالي في حقل الكهربائي، وقد أظهرت الدراسات الكهربية أن ينتج هذا الأسلوب التغييرات في اللدونة متشابك2. على سبيل المثال، تبين الأدلة أن تدكس يستحث الآثار التقوية (الكمونية) الطويلة الأجل مثل ذروة زيادة السعة من3،إمكانات بوستسينابتيك ضادات4 والتحوير لاستثارة القشرية5.
على العكس من ذلك، يدفع التحفيز كاثودال تثبيط، أسفر عن غشاء فرط الاستقطاب6. فرضية لهذه الآلية يستند إلى النتائج الفسيولوجية حيث يتم وصف تدكس تعدل التردد إمكانات العمل والمدة في الجسم العصبية3. جدير بالذكر أن هذا التأثير لا مباشرة استحضار إمكانات العمل، على الرغم من أنه يمكن إزاحة عتبة depolarization وتيسير أو تعرقل إطلاق العصبية7. وقد تجلى هذه الآثار المتناقضة سابقا. على سبيل المثال، أنتجت التحفيز أنودال وكاثودال آثار معارضة في الردود مشروط المسجلة عن طريق النشاط الكهربائي في الأرانب8. ومع ذلك، أظهرت الدراسات أيضا أن دورات التحفيز أنودال المطول قد إنقاص استثارة بينما تزايد التيارات كاثودال قد تؤدي إلى استثارة، عرض الآثار الذاتية المتناقضة3.
تجميع المحفزات أنودال وكاثودال على السواء استخدام أزواج قطب كهربائي. على سبيل المثال، يوضع القطب في التحفيز أنودال، "نشطة" أو "اﻷنود" على منطقة الدماغ يكون التضمين حين مسرى "مرجع" أو "كاثود" يقع على منطقة فيها أثر التيار يفترض أن تكون تافهة9. في تحفيز كاثودال، والتصرف في القطب هو المقلوب. كثافة التحفيز تدكس الفعال يعتمد على كثافة الحالية وأبعاد القطب، الذي يؤثر على الكهرباء الميدانية بطريقة مختلفة10. في دراسات نشرت آخر، متوسط كثافة الحالية بين 0.10 إلى 2.0 mA و 0.1 mA mA للإنسان والفئران، على التوالي6،110.8. على الرغم من أن حجم القطب 35 سم2 يستخدم عادة في البشر، هناك لا الفهم الصحيح فيما يتعلق بإبعاد القطب للقوارض وإجراء تحقيق أكثر دقة هو المطلوب6.
وقد اقترح تدكس في الدراسات السريرية بمحاولة تقديم معاملة بديلة أو تكميلية لعدة اضطرابات عصبية والعصبية11 مثل الصرع1213من اضطراب ثنائي القطب، السكتة الدماغية5 ، الاكتئاب14، مرض الزهايمر15،16 من التصلب المتعدد ومرض باركنسون17الرئيسية. وعلى الرغم من تزايد الاهتمام في تدكس واستخدامها في التجارب السريرية، والخلوية مفصلة والتعديلات مقولة الجزيئية في أنسجة المخ والقصير والآثار طويلة الأمد، فضلا عن النتائج السلوكية، هي حتى الآن إلى أن تكون أكثر شدة التحقيق18، 19-نهج البشري مباشر لدراسة مستفيضة تدكس ليست قابلة للتطبيق، استخدام نموذج الحيوان تدكس قد تقدم أفكاراً قيمة في الأحداث الخلوية والجزيئية الكامنة وراء الآليات العلاجية من تدكس نظراً لإمكانية الوصول إلى أنسجة المخ في الحيوانات.
ويقتصر الأدلة المتوفرة بشأن النماذج تدكس في الفئران. تستخدم معظم النماذج التي تم الإبلاغ عنها تخطيطات ترسيخ مختلفة وأبعاد القطب والمواد. على سبيل المثال، وينكلر et al. (2017) مزروع الكهربائي الرئيسي (Ag/AgCl، قطرها 4 ملم) مملوءة بالمياه المالحة، وأنها ثابتة للجمجمة مع الأسمنت ومسامير اﻷكريليك20. يختلف عن النهج الذي نتبعه، كان على قطب الصدر مزروع (البلاتين، 20 x 1.5 مم). نزهي et al. (2017) يستخدم إجراء مشابه جداً لبلدنا، على الرغم من أن الصدر الكهربائي كانت مصنوعة من الأسفنج غارقة في المياه المالحة (الكربون شغلها، 9.5 سم2)21. دراسة أخرى زرعها كل أقطاب في رأس هذا الحيوان، الذي تم التوصل إليه عن طريق استخدام لوحات ثابتة ويغطي رأسه الحيوان الموصلات المائية22. وهنا يصف لنا طراز ماوس تدكس يستخدم قطب مزروع المزمن عن طريق بسيطة إعداد الإجراءات وتدكس الجراحية (الشكل 1).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
واستخدمت مساكن منفردة الذكور البالغين (8-12 أسبوعا) الفئران C57BL/6 في هذه التجربة. الحيوانات تلقي الرعاية المناسبة قبل وأثناء وبعد الإجراءات التجريبية بالطعام والماء متواصلة ad- وافق جميع الإجراءات لجنة الأخلاقيات الحيوان من "الجامعة الاتحادية في ميناس" جيرايس (البروتوكول رقم 59/2014)-
1. وضع قطب كهربائي
-
المسكنة وفيكساتينج الحيوان على جهاز ستيريوتاكسيك
- تعقيم كل الأدوات الجراحية اللازمة.
ملاحظة. تم تعقيم الأدوات الجراحية لمدة 3 دقائق في 440 درجة مئوية. وكانت مسحات القطن يعقم في 20 رطل/بوصة مربعة (جنيه لكل بوصة مربعة) في 121 درجة مئوية لمدة 20 دقيقة. - ضبط وحدة تحكم منصة الحرارية إلى 37 درجة مئوية.
- وزن الحيوان وحساب الجرعة المناسبة لتحريض التخدير. استخدام خليط من الكيتامين وإكسيلازيني بجرعة 100 مغ/كغ الكيتامين و 8 ملغ/كغ xylazine، نظراً إينترابيريتونيلي (حجم الإبرة، ز 31). وينبغي أن تغفو الحيوان داخل 2 إلى 3 دقيقة.
- استخدام ماكينة حلاقة كهربائية أو أسلاك شائكة ليحلق أسفل موقع الجراحية.
- مكان الحيوان على جهاز ستيريوتاكسيك أكثر حرارة قبل التدفئة لوحة.
- عقد رئيس الحيوان وإدراج أشرطة الإذن نصيحة إلى كل من الأذنين للحيوان لإصلاحه إلى منصة ستيريوتاكسيك.
- التحقق من وجود لا تحول الرأس الوحشي والحركة الرأسية قليلاً بعد ببطء التحول رأس الحيوان لتحديد المواقع.
- بلطف الشريحة قناع التخدير فوق الآنف للماوس وإصلاحه في مكان بتشديد المسمار.
- تعيين إيسوفلوراني إلى % 1 مع 1.0 لتر في الدقيقة س2.
- تطبيق مرهم العين لعيون الحيوان لمنع جفاف القرنية أثناء الجراحة.
- تعقيم كل الأدوات الجراحية اللازمة.
-
إرفاق عملية الزرع لرأس الحيوان
- استخدام مسحات القطن لإعداد الموقع الجراحي مع دعك التناوب ثلاثة بوفيدون (أو الكلورهيكسيدين 2 ٪) وايثانول 70%.
- استخدام زوج من ملاقط للتحقق من عمق التخدير باستخفاف عصر أصابع الحيوان والتحقق من فقدان منعكس الحيوان سحب دواسة (قرصه تو).
- جعل شق حوالي 3 مم الخلفي لخط الإذن للحيوان وتتوقف عند خط العين. يجب أن يكون الموقع شق حوالي 1 سم في الطول لتكون كبيرة بما يكفي الحصول على عملية الزرع.
- بلطف كشط في الجمجمة مع مكشطة العظام لتحسين الغراء والأسمنت التقيد. هذا الضوء توازن بنية أحداث الخدوش الصغيرة.
- ضع بعناية هوكس الجراحية للجلد فضفاضة للحفاظ على حقل جراحة مفتوحة وخالية من العوائق مثل الجلد والفراء.
- استخدم مسحه القطن عقيمة إلى جفاف فروة الرأس للحيوان.
- استخدام مجهر تشريح لتصور الجزء العلوي من الجمجمة للحيوان.
- إرفاق إبرة لصاحب ستيريوتاكسيك وتحديد موقع بريجما. ضع الإبرة مباشرة فوق رأسه الحيوان لمس قليلاً في بريجما.
- صفر خارج جميع الإحداثيات في التتبع الرقمي وثم رفع الإبرة.
- إصلاح الزرع تدكس على حامل ستيريوتاكسيك. ضع الزرع رأس الحيوان وخفضه ببطء إلى المنطقة للاهتمام باستخدام إحداثيات ستيريوتاكسيك السليم.
- استخدام إبرة لنشر قطره 1 (حوالي 35 ميكروليتر) الغراء سوبر على قاعدة لعملية الزرع.
- تتحرك ببطء على حامل نزولا حتى أنها تمس الجمجمة. تأكد من أن قاعدة زرع تماما على اتصال مع السطح.
- إعداد الأسمنت الجراحية وفقا لإرشادات الشركة المصنعة.
- وبعد تحديد المواقع بدقة، تطبيق 3 رقيقة، حتى طبقة من الأسمنت عبر في الجمجمة وعلى الجزء السفلي من عملية الزرع. تطبيق إسقاط كل قطره ماء باستخدام فرشاة تطبيق. يجب أن تشكل طبقات هيكل على شكل هيل لمزيد من الدعم الهيكلي للزرع.
- اترك المسمار الخيط للزرع نظيفة من الأسمنت للسماح باتصال سلس ودون عائق.
- السماح لكل طبقة لتجف لمدة حوالي 4 دقائق.
- عندما تجف، بعناية إزالة الحامل حتى أنها بعيدة تماما عن عملية الزرع. دائماً توخي الحذر عند التعامل مع عملية الزرع، نظراً لأنه يمكن استخلاصها عن طريق الخطأ من جمجمة الحيوان.
-
الانتهاء من الجراحة والرعاية ما بعد العمليات الجراحية
- هيدرات الجلد الحيوان في موقع شق مع مسحه القطن غارقة في المياه المالحة.
- معطف الجلد على القاعدة زرع تدكس.
- استخدام زوج من ملاقط لتجمع الأنسجة وإغلاق الشق مع قطره من الغراء الأنسجة الجراحية الواحدة 0.2 سم أنسجة.
- التسلل ليدوكائين 1-2% في موقع شق والأساسية للأنسجة.
- هيدرات الماوس مع 500 ميليلتر من حل لاكتات المسابقة تحت الجلد.
- ضع الماوس في قفص نظيفة، واحد يضم المعالجون مسبقاً (37 درجة مئوية).
- وضع طبق صغير مع حبيبات الغذاء الرطب في قفص للوصول بسهولة إلى الغذاء في الساعات التالية.
- تسجيل وزن الحيوان بعد الجراحة.
- إعطاء كيتوبروفين الحيوانية (5 مغ/كغ) تحت الجلد بعد الجراحة، وفي غضون الأيام القادمة 2.
- رصد انتعاش الحيوان عن كثب لمدة أسبوع واحد على الأقل. تقييم أي علامة الشدة، مثل بيلوريكشن، والافتقار إلى الاستمالة وانخفاض الحركة والخدش الجرح والتهاب في موقع الجراحية.
2-تدكس الإعداد والتحفيز
-
تدكس الإعداد (انظر الشكل 2)
ملاحظة. تأكد من أن مشجعا تدكس مشحونة بالكامل.- إرفاق الكابلات اﻷنود والكاثود مشجعا تدكس وجعلها متوفرة قرب موقع التحفيز. إرفاق مسرى نوع pin لصاحب ستيريوتاكسيك.
- تعيين المنهاج الحرارية إلى 37 درجة مئوية.
- بدوره على مقياس الأكسجين في التدفق على نظام التخدير استنشاق 1 لتر في الدقيقة.
- ضع الماوس في قاعة تحريض التخدير.
- قم بتشغيل المرذاذ isoflurane إلى 3%. السماح لهذا الحيوان على الخضوع لتأثيرات إيسوفلوراني لمدة 4 دقائق.
- أن الحيوان في قاعة التوجيهي، فاستخدام المحاقن معقمة لتعبئة مسرى الجسم بالمحلول الملحي 0.9 في المائة.
- إزالة الحيوان من قاعة توجيهي وضع مسرى الجسم في الصدر.
- بلطف الشريحة قناع التخدير فوق الآنف للماوس وإصلاحه في المكان. أقل الإخراج isoflurane إلى 1.5 في المائة.
- ملء الزرع ومسرى دبوس من نوع مع المالحة وإرفاقها بعناية.
- قم بضبط الوقت التحفيز والكثافة الحالية.
- التحقق من جودة الاتصال على مشجعا تدكس. الاتصال الأمثل يذهب من 7 إلى 10 على مقياس 1 إلى 10.
-
التحفيز
- ابدأ التحفيز.
- مراقبة التعلية الحالي التسجيل 30 s القيمة المحددة، والحفاظ على نفسها ثابتة لفترة ثابتة، ثم، في نهاية الدورة التعلية إلى أسفل مرة أخرى.
- قم بتنشيط الزر الصورية لمكافحة الفئران.
- مراقبة التعلية الحالية للحصول على 30 ثانية إلى القيمة المحددة، ومن ثم وصولاً إلى 1 لبقية فترة التحفيز مع منحدر نهائي إلى القيمة المحددة في النهاية مع منحدر على التوالي إلى أسفل.
- بمجرد اكتمال الدورة التحفيز، بعناية نقل الحيوان إلى قفص المعالجون مسبقاً (37 درجة مئوية) لمدة 10 دقائق.
ملاحظة. بدء الحيوانات توقظ بعد 3 دقائق. - إيقاف تشغيل النظام التخدير بالاستنشاق.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
عرض البروتوكول الجراحية زرع الاستقرار طويل الأجل لمدة شهر واحد على الأقل، مع لا إشارات تحريضية في الموقع تحفز ولا أي تأثير غير مرغوب فيه. نجا جميع الحيوانات الإجراءات الجراحية الدورتين تدكس (n = 8). في هذه التجربة، تم وضع يزرع تدكس عبر كورتيسيس M1 و M2 (مم +1.0 الأمامي الخلفي والجانبي 0.0 ملم إلى بريجما). أسبوع واحد في وقت لاحق، تدكس (n = 3-4) والشام (n = 3) الفئران قد حفز لمدة خمسة أيام متتالية خلال 10 دقائق في 0.35 اماه. وسجلت قيم جودة الاتصال (CQ) لتقييم جدوى عملية الزرع وتم العثور على لا اختلافات كبيرة بين المجموعات أثناء إجراء تحفيز 5 أيام (الشكل 3A). باستخدام هذا النموذج الحيواني، يمكن تحديد نجاح التنشيط من خلال تقييم مستويات التعبير الجيني لمعامل نيوروتروفيك المستمدة من المخ (BDNF) والبروتين حمضية فيبريلاري الدبقية (توصيني). بدنف و توصيني قدم مستويات مرناً أعلى بكثير في منطقة اللحاء أدناه عملية الزرع عند مقارنتها بمجموعة الشام. آثار تدكس على التعبير الجيني يبدو أن يقتصر على جينات محددة منذ تغيير تعبير مستويات البروتين المرتبطة cytoskeleton تنظيم النشاط (ARC)، والجينات (SYN1) 1 سينابسين لم تكن (الشكل 3B).
الشكل 1 . الخطوات التجريبية المستخدمة لزرع جراحة والتحفيز. مخطط انسيابي تخطيطي الخطوات عن طريق تدكس زرع التنسيب والإعداد تدكس والتحفيز الداخلي. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-
الشكل 2 . تدكس الإعداد. الصورة حق متفوقة يناظر أشيماتيك تدكس الحالي مشجعا (A)، الذي يحتوي على شاشة عرض لمدة كثافة والتحفيز الحالية (ب) وعرض الاستبيان المفاهيمي (ج) توسيع نطاق من 1 إلى 10 وشاشة عرض الحالية حقيقية (د). وقد مشجعا تدكس أيضا أزرار لتنشيط الشام التحفيز (ه)، لبدء التحفيز (و)، وإحباط البروتوكول (ز). وتستخدم المقابض اثنين لضبط كثافة الحالية (ح) ومدة التحفيز (ط). تشغيل/إيقاف تشغيل التبديل يقع في الجانب الخلفي (ي). وتستخدم اثنين من مداخل insertable الإناث للكابلات الكهربائي (ك، القطب السلبي) (ل، القطب إيجابية). شووسثي صورة أدنى من حق الإعداد الحيوانية مع مسرى الرأس مصنوعة من Ag/AgCl (س) ومسرى الجسم مصنوعة من نحاس مطلي (م) مجموعات وأبعادها كل منهما. منصة حرارية سيارات المعدلة (ن) يحافظ على درجة حرارة الحيوان، و isoflurane مختلطة مع الأكسجين 100% (ع) تم توفيره من خلال قناع غاز ستيريوتاكسيك (Q). ويبين اقحم (R) الموضع من اﻷنود بالنسبة إلى منطقتي موتور القشرية M1 و M2 (S). هيدستاجي تدكس يتكون من حامل القابلة للغرس (T) مملوءة بالمياه المالحة (0.9% كلوريد الصوديوم) (ش) الذي يغلق مع قطب كهربائي دبوس من نوع (V) مرفقة بقبعة بلاستيكية (W). يصور أبعاد كل منهما في ملليمتر (D = قطر، ح = الارتفاع، معرف = القطر الداخلي). الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-
الشكل 3 . اتصل بالجودة والجينات من التعبير التغييرات أثارت من قبل تدكس. (A) ولوحظت توجد اختلافات إحصائية لجودة الاتصال (CQ) بين المجموعات. اتجاهين تكرار التدابير ANOVA، معاملة مقابل يوم التفاعل (و4.30 = 0.552، ف = 0.698)، عامل معاملة (و4.30 = 0.349، ف = 0.810)، عامل اليوم (و1.30 = 0.157، ف = 0.694). (ب) البيانات التعبير الجيني سلسلة من ردود الفعل بوليميريز الكمية بدنف (المستمدة من الدماغ نيوروتروفيك عامل)، توصيني (الدبقية فيبريلاري البروتين الحمضية)، القوس (ينظم نشاط البروتينات المرتبطة cytoskeleton) و SYN1 (سينابسين 1). مستويات مرناً لكلا بدنف (ف = 0.0081) و توصيني (ف = 0.0108) زيدت في حين تم الكشف عن أي تغيير القوس (p = 0.0760) و SYN1 (ف = 0.508)، طبقاً لاختبار الحياة الطبيعية بيرسون داغوستينو تليها مزاوج اختبار t للطالب حدودي. وحسبت إضعاف التغييرات باستخدام الأسلوب 2-ΔΔCQ بالنسبة للجينات RPL13A . في الرسوم البيانية، وكل مجموعة تدكس أرجواني والشام المجموعة الخضراء؛ n = 3-4/المجموعة. يتم التعبير عن البيانات كمتوسط و ± أشرطة الخطأ S.E.M.. نوفاسكوتيا = المساحات، 0.05* ≤ p, p ≤ 0.01* *. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
في السنوات الأخيرة، إدخال تقنيات نيوروستيموليشن الممارسة السريرية كإجراء واعدة لعلاج الاضطرابات النفسية العصبية23. للحد من القيود المفروضة بسبب عدم معرفة آليات نيوروستيموليشن، قدمنا هنا نموذجا ماوس تدكس تحمل قطب التي يمكن استهداف مناطق الدماغ. منذ مسرى مزمن القابلة للغرس، يتيح هذا النموذج الحيواني التحقيق في الآثار البيولوجية طويلة الأمد أثارت من قبل تدكس (على الأقل 1 في الشهر) في أنماط التحفيز المعقدة. ويعرض نموذج الحيوان تدكس وصف التسامح عالية الزرع، وفرصة ضئيلة للإصابة إذا نفذ بشكل صحيح. عموما، خطوات عملية جراحية لوضع عملية الزرع مباشرة وسريعة التنفيذ (30 دقيقة في الحيوان). ميزة إضافية واحدة من هذا الطراز تدكس أنه من الممكن تعقب نوعية الاتصال الكهربائي وقيم التحفيز الحالية الفعلية.
ويعتبر العيب الرئيسي لهذا النموذج الحيواني هو تثبيت الزرع السليم في الجمجمة الماوس. أثناء الجراحة، من الضروري تقييد رأس الحيوان بطريقة فيها لا الرأس الوحشي التحول من الممكن (فقط سينتقل الرئيس عمودياً). هذا وسوف أؤكد أن فروة الرأس الحيوان كلياً تتماشى مع قاعدة للزرع، السماح بالتثبيت الصحيح مع أسمنت الأسنان، والدقة العالية في تحوير منطقة الهدف المقصود. من المهم جعل شق كبيرة بما يكفي الحصول على عملية الزرع. قطع أكبر قد يكون ضروريا لبعض يزرع تدكس. استخدام اثنين إلى أربعة خطاطيف الجراحية المصنوعة من الإبر إبر ستزيد منطقة عزز. ومع ذلك، تجنب وضع هوكس قريبة جداً لعيون الحيوان لإزالة أي احتمال للآفات. بينما خدش فروة الرأس برفق سيحسن الالتصاق الغراء عظمى والأسمنت على الجمجمة، قد تمنع أي الحطام المتبقي التقيد زرع جيدة. وعلاوة على ذلك، عند تطبيق الأسمنت الأسنان، إعداد الطبقة الأولى مع لزوجة العالي، الذي يتجنب الأسمنت من يهرول جمجمة الحيوان. يجب أن يسمح كل طبقة من الأسمنت ليجف لدقيقة على الأقل 4 نظراً لتطبيق الأسمنت عبر طبقات الرطب ستؤدي إلى تأخير تصلب الطبقات السفلي وقد تتسبب عملية الزرع التحول أو حتى سقوط. من التجربة، يجب أن يكون هناك أي أكثر من 3 طبقات من الأسمنت حول عملية الزرع لتجنب عرقلة الخيط المسمار. للغراء والأسمنت على حد سواء، يجب التأكد من الحفاظ على تطبيقها يقتصر على قاعدة لعملية الزرع. تجنب السماح لبقايا ينتشر داخل عملية الزرع، التي سوف تنخفض الموصلية السطحية وخفض آثار تدكس.
مسرى القابلة للغرس المستخدمة في هذا الإجراء لا ملفقة داخليا بل اكتسبت من طبي شركة أبحاث متخصصة في إنتاج أجهزة نيورومودوليشن. يزرع مصنوعة من مادة البولي بروبيلين مع عيار 9 ملم للطول وقطر الخارجي والداخلي من 5.7 و 3.5 ملم، على التوالي. يمكن أن تعقد إجمالي حجم مالحة ميليلتر 80. الجزء متفوقة من الزرع مستعدة مع مؤشر ترابط المسمار تلقي حامل قطب نوع pin. ويرصد أيضا صاحب القطب دبوس-نوع الجسم الخارجي بروبلين قياس ارتفاع مع قطرها خارجي 5.3 مم وقطرها داخلي 3.75 مم 4 مم. دبوس القطب مصنوع من Ag/AgCl، مادة خاملة تستخدم بسبب خصائصه غير حل (الشكل 2). نظراً لموقع زرع عاملاً حاسما تدكس فعالة، من الضروري لتحديد حجم كهربائي سليم وفقا لمنطقة الفائدة. زرع المستخدمة في هذا النموذج الحيواني يحتل مساحة 9.61 سم2، نشر الحقل الكهربائي يزيد قطرها 1.75 ملم من تنسيق المقصود المخ نتج عنه كثافة تيار μA 36,3967/سم2 . ربما، معظمها كان موجها الحافز تدكس الذي أعدم في هذا البروتوكول إلى كورتيسيس M1 و M2.
عادة ما يختلف تكوين قطب كهربائي وفقا للآثار المقصودة من التحفيز عليه أو المثبطة (أنودال مقابل كاثودال). على الرغم من أن التيارات سوف تتدفق دائماً من اﻷنود في اتجاه الكاثود، عن طريق وضع مسرى في مواقف طرفية المقلوب تمكن آثار الكهربية المختلفة. على سبيل المثال، عند تدفق الأيونات من الكاثود في اتجاه اﻷنود، عادة يتم تعريف الإجراء ك تحفيز كاثودال24. في هذه التجربة، أجرينا التحفيز أنودال فيها اﻷنود تم وضعها فوق كورتيسيس M1/م 2، ووضع الكاثود أسفل في الصدر للحيوان. وهكذا، في الإعداد تدكس لدينا، فمن المتوقع أن تنتج تحفيز إمكانات ضادات25. كما يمكن أن تنظم أثر تدكس من خلال التغيرات في الكثافة الحالية ومدتها. واستخدمت معظم الدراسات في القوارض التيارات يتراوح بين 0.2 و 1.0 اماه. ومن المتوقع التيارات تدكس لتوليد الحرارة مركزة السفر عن طريق الكهربائي. ويجب تجنب الاتصال المباشر القطب تدكس الرأس للحيوان. استخدام إجراء وسائل تمتد المسافة بين مسرى وفي الجمجمة ويمنع الآثار الضارة للتفاعلات الكيميائية المحلية على الأنسجة البيولوجية. فمن الممكن أن تركيز أيونى عال في سلوك السائل وسائل الإعلام قد يسبب تكوين الغاز وفقاعات نتج عن التحليل الكهربائي،من2324. ومع ذلك، هذا من المحتمل أن يكون قد حدث في نموذجنا تدكس منذ المحلول الملحي متساوي التوتر والتسليم الحالي المنخفض قد يقلل فرصة لمثل هذه التعقيدات24. ومع ذلك، يمكن أيضا استخدام وسائل الإعلام الأخرى إجراء مع الكفاءات المماثلة، مثل الموصلات هلامية ومثل كريم24.
عند اختيار مشجعا تدكس، من المهم النظر في قدرات التكوين مرنة. لهذا البروتوكول، استخدمنا مشجعا بواسطة البطاريات القلوية اثنين 9 الخامس، مما يجعل مدة متوقعة من ح 1 من التحفيز في 0.35 اماه. يملك هذا مشجعا طائفة الحالية mA 0.02 إلى 1 مع قرار 10 µA، مثالية لتحفيز القوارض. من الأهمية بمكان أن مشجعا تدكس مجهزة الفعلية الحالية مؤشر والاتصال (CQ) ردود فعل نظام جودة للتحقق من شروط التحفيز المثلى. ويؤكد المؤشر الحالي عند يجري الوفاء بشدة التحفيز المبرمجة. في هذا النموذج تدكس، أن العامل الأكثر شيوعاً للتيار الخاطئ هو وجود فقاعات في المحلول الملحي. يمكن الإشارة إلى هذه المسألة بنظام التغذية المرتدة الاستبيان المفاهيمي، الذي يقيس اتصال الأقطاب على حد سواء من خلال إجراء المتوسط وجسم الحيوان. يعرض مشجعا تدكس المستخدمة في جميع أنحاء هذه التجربة CQ (سمارتسكان) قيم تتراوح من 1 إلى 10 على نطاق قيادة. بهذا الحجم يستند إلى قيم الجهد التي يمكن الاستدلال المقاومة طبقاً لقانون أوم. 1 أدت إلى القليل أو مقاومة منخفضة شاذة، قاد 2 يشير إلى الدائرة المفتوحة وقيادة من 3 إلى 10 تشير إلى نوعية رديئة للأمثل (الشكل 2-البند ج). وسجلت في الاستبيان المفاهيمي يوميا لجماعات تدكس والشام للتحقق من صلاحية القطب. جدير بالذكر أن متوسط قيمة الاستبيان المفاهيمي أثناء دورة التحفيز كان أعلى من 7، بمعنى أن يجري تسليم التيارات المرجوة. إجمالاً، لوحظت لا اختلافات إحصائية للاستبيان المفاهيمي بين المجموعات أو يوم للتحفيز (الشكل 3A). كذلك التحقق من صحة نموذج تدكس لدينا، أجرينا الكمية بوليميريز سلسلة من ردود الفعل (قبكر) للتحقيق في ما إذا كانت الدورات الخمس تدكس (10 دقيقة، 350 μA) تغيير التعبير الجيني القشرية. ووجدنا أن مستويات مرناً بدنف و توصيني زيدت في قشرة M1/M2 تدكس الجماعات، بالنسبة للفئران الشام (الشكل 3B). هذه النتائج تتسق مع غيرها من الدراسات2519،.
نيوروستيموليشن دراسات في الحيوانات التجريبية يمكن أن توفر أفكاراً جديدة بشأن آليات الدماغ ذات الصلة بالاضطرابات العصبية. اعتماداً على تكوين التجريبية، الجمعية تدكس في هذا النموذج الحيواني يمكن أيضا أن يقترن مع أوبتوجينيتيك الموجودة أو هيادستاجي الكهربية لإنتاج إعداد لتسجيل متزامنة والتحفيز، جنبا إلى جنب مع العديد من الدماغ عينة من التجارب. وسوف تكون صعبة هذه النهج الاضطلاع بها في البشر. ولذلك، يوفر الفرصة لإدراج إضافات مرنة إلى تدكس الحيوانية المبلغ عنها حاليا مساهمة بارزة للتفاهم العصبية يستقطع من تدكس والأساس المنطقي للاستخدام العلاجي.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
لا شيء
Acknowledgments
ونحن نشكر السيد رودريغو دي سوزا للمساعدة في الحفاظ على المستعمرات الماوس. L.A.V.M وزميل ما بعد الدكتوراه الرؤوس. أيد هذا العمل منحة بروني (فابيميج: أبك-00476-14).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD Ultra-Fine 50U Syringe | BD | 10033430026 | For intraperitonially injection. |
| Shaver (Philips Multigroom) | Philips (Brazil) | QG3340/16 | For surgical site trimming. |
| Surgical Equipment | |||
| Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | KOPF | 940 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars | KOPF | 922 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Cannula Holder | KOPF | 1766-AP | For implant positioning. |
| Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand | WPI | PZMIII-BS | For bregma localization and implant positioning. |
| Temperature Control System Model | KOPF | TCAT-2LV | For animal thermal control. |
| Cold Light Source | WPI | WA-12633 | For focal brightness |
| Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging | VetEquip | 901820 | For isoflurane delivery and safety. |
| VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter | VetEquip | 931401 | Delivery system safety measures. |
| Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder | KOPF | 923-B | For animal restriction and O2 and isoflurane delivery. |
| Oxygen regulator, E-cylinder | VetEquip | 901305 | For O2 regulation and delivery. |
| Oxygen hose – green | VetEquip | 931503 | For O2 and isoflurane delivery. |
| Infrared Sterilizer 800 ºC | Marconi | MA1201 | For instrument sterilization. |
| Surgical Instruments | |||
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | For incision. |
| Surgical Hooks | INJEX | 1636 | In House Fabricated - Used to clear the surgical site from skin and fur. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For skin grasping. |
| Surgical Consumables | |||
| Vetbond | 3M | SC-361931 | For incision closing. |
| Cement and Catalyzer KIT (Duralay) | Reliance | 2OZ | For implant fixation. |
| Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) | JnJ | 75U | For surgical site antisepsis. |
| 24 Well Plate (Tissue Culture Plate) | SARSTEDT | 831,836 | For cement preparation. |
| Application Brush | parkell | S286 | For cement mixing and application. |
| Pharmaceutics | |||
| Xylazin (ANASEDAN 2%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P10160 | For anesthesia induction. |
| Ketamine (DOPALEN 10%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P30101 | For anesthesia induction. |
| Isoflurane (100%) | Cristália (Brazil) | 100ML | For anesthesia maintenance. |
| Lidocaine (XYLESTESIN 5%) | Cristal Pharma | - | For post-surgical care. |
| Ketoprofen (PROFENID 100 mg) | Sanofi Aventis | 20ML | For post-surgical care. |
| Ringer's Lactate Solution | SANOBIOL LAB | 7898153652145 | For post-surgical care. |
| TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) | Alcon | 631 | For eye lubrification and protection. |
| Stimulation | |||
| Animal Transcranial Stimulator | Soterix Medical | 2100 | For current generation. |
| Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) | Soterix Medical | 2100 | Electrode support (Implant). |
| Pin-type electrode (Ag/AgCl) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Pin-type electrode cap | Soterix Medical | 2100 | For implant protection. |
| Body Electrode (Ag/AgCl Coated) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Saline Solution (0.9%) | FarmaX | 7896902206441 | Conducting medium for current delivery. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For tDCS setup. |
| Real Time Polymerase Chain Reaction | |||
| BioRad CFX96 Real Time System | BioRad | C1000 | For qPCR |
| SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) | BioRad | 1725271 | For qPCR |
| Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 | BioRad | HSP9601 | For qPCR |
| Microseal "B" seal pct c/ 100 | BioRad | MSB1001 | For qPCR |
References
- Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
- Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
- Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
- Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047 (2015).
- Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
- Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
- Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
- Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
- Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
- San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
- Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
- Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
- Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
- Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
- Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
- Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
- Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
- Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
- Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
- Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2 (2017).
- Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180 (2015).
