Summary
Постоянного тока транскраниальной стимуляции (ЦТД) является лечебный метод предложил для лечения психических заболеваний. Животную модель имеет важное значение для понимания конкретных биологические изменения, вызываемые ЦТД. Этот протокол описывает модель мыши ЦТД, использующая хронически имплантированных электродов.
Abstract
Постоянного тока транскраниальной стимуляции (ЦТД) является методом неинвазивной neuromodulation, предложил в качестве альтернативного или дополнительного лечения для нескольких психоневрологических заболеваний. Биологические эффекты ЦТД полностью не поняты, которые отчасти объясняется из-за трудностей в получении ткани человеческого мозга. Этот протокол описывает модель мыши ЦТД, использующая хронически имплантированных электродов, позволяя изучение долгосрочных биологических эффектов ЦТД. В этой экспериментальной модели ЦТД изменения экспрессии генов корковых и предлагает выдающийся вклад в понимание обоснование для терапевтического использования.
Introduction
Постоянного тока транскраниальной стимуляции (ЦТД) является неинвазивным, лоу кост, терапевтический метод, который фокусируется на нейрональных модуляция с помощью малой интенсивности непрерывное токов1. Есть в настоящее время двух установок (одна и cathodal) для ЦТД. Хотя одна стимуляция оказывает текущее электрическое поле слишком слабы, чтобы вызвать потенциалы действия, электрофизиологии исследования показали, что этот метод производит изменения в синаптической пластичности2. Например доказательств показывает, что ЦТД индуцирует долгосрочные потенцирование (LTP) эффекты, такие как увеличение пиковых амплитудно возбуждающих постсинаптических потенциалов3,4 и модуляции корковой возбудимости5.
И наоборот cathodal стимуляция вызывает ингибирование, что приводит к мембране гиперполяризации6. Гипотеза для этого механизма на основе физиологических выводов, где описывается ЦТД для модуляции частоты потенциал действия и продолжительности в нейрональных тела3. В частности этот эффект не напрямую вызывают потенциалы действия, хотя он может перейти порог деполяризации и содействовать или препятствовать нейронов стрельбы7. Эти контрастных эффекты мы продемонстрировали ранее. Например одна и cathodal стимуляции противоположные последствия условных реакций зарегистрировано активности через электромиографии в кроликов8. Однако исследования также показали, что пролонгированной стимуляции одна сессий может привести к снижению возбудимости увеличение cathodal токи могут привести к возбудимости, представляя самостоятельно контрастных эффекты3.
Как одна, так и cathodal стимулам агрегирования использование электродных пар. Например одна стимуляции, «активный» или «анод» электрода помещается над областью мозга для модуляции, тогда как «ссылка» или «катод» электрод расположен над регионом, где эффект тока предполагается незначительное9. В cathodal стимуляции перевернут расположения электродов. Интенсивность стимуляции для эффективного ЦТД зависит от текущей интенсивности и электрода аспекты, которые затрагивают электрического поля по-разному10. В наиболее опубликованных исследований, средняя интенсивность тока составляет 0,10 до 2.0 мА и 0,1 мА до 0,8 мА для человека и мышей, соответственно6,11. Хотя электродов размером 35 см2 обычно используется в организме человека, отсутствует надлежащее понимание относительно размеров электродов для грызунов и более тщательное расследование является необходимой6.
ЦТД было предложено в клинических исследованиях с попыткой предоставления альтернативного или дополнительного лечения для нескольких неврологических и нервно-психических расстройств11 таких как эпилепсия12, биполярное расстройство13, ход5 , майор14депрессии, болезни Альцгеймера15, рассеянный склероз16 и болезнь Паркинсона17. Несмотря на растущий интерес к ЦТД и его использование в клинических испытаний, подробные сотовых и молекулярных вызвали изменения в ткани мозга, короткие и долгосрочные последствия, а также поведенческих результатов, являются еще более глубоко быть расследовано18, 19. Поскольку прямой человека подход к тщательно изучить ЦТД не является жизнеспособным, использование ЦТД животной модели могут предложить ценную информацию в клеточном и молекулярном события, лежащие в основе терапевтические механизмы ЦТД благодаря доступности для ткани головного мозга животного.
Имеющиеся данные ограничены относительно ЦТД моделей мышей. Большинство сообщенных моделей используются различные разработке макетов, электрод размеры и материалы. Например, Винклер и др. (2017) имплантированных головы электрода (Ag/AgCl, 4 мм в диаметре), наполненный соленой и зафиксировал его череп с акриловой цемента и винты20. Отличается от нашего подхода, их груди электрод был имплантирован (платины, 20 x 1,5 мм). Nasehi и др. (2017) используется процедура очень похож на наш, хотя грудной электрод был сделан из солевых пропитанной губкой (углерода заполнены, 9,5 см2)21. Другое исследование имплантированных обоих электродов в голову животного, которое было достигнуто с помощью фиксированной пластин и охватывающих голова животного с дирижером гидрогеля22. Здесь мы описываем ЦТД мыши модель, которая использует хронически имплантированных электродов через простой хирургических процедур и ЦТД установки (рис. 1).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Отдельно расположенный взрослых мужчин (8-12 недель) мышей C57BL/6 были использованы в этом эксперименте. Животные получили должного ухода до, во время и после экспериментальных процедур с пищей и водой ad libitum. Все процедуры были утверждены Комитетом животных этики из федерального университета Минас-Жерайс (протокол № 59/2014).
1. электрод размещение
-
Седативным и фиксирующий животное на стереотаксического аппарата
- Стерилизуйте всех хирургических инструментов.
Роман Хирургические инструменты были стерилизуют в течение 3 минут на 440 ° C. Ватные палочки были газобетона в 20 psi (паундов на квадратный дюйм) при 121 ° C в течение 20 мин. - Отрегулируйте тепловые платформа контроллер до 37 ° C.
- Вес животного и рассчитать соответствующие дозы для индукции анестезии. Используйте смесь кетамина и ксилазина в дозе 100 мг/кг кетамина и 8 мг/кг Ксилазина, учитывая внутрибрюшинно (размер иглы, 31 G). Животное должно заснуть в течение 2-3 мин.
- Используйте электрические бритвы или бритву для бритья вниз хирургической сайта.
- Место животных на стереотаксического аппарата над подогретым нагревательную пластину.
- Держите голову животного и вставьте кончик уха баров в каждой из животных уши, чтобы исправить это для стереотаксического платформы.
- Убедитесь, что существует не бокового ветра головы и немного вертикального движения после медленно перемещая позиционирования головки животного.
- Мягко скользить нос мыши анестезии маски и исправить ее на месте, завинтив винт.
- Установите изофлюрановая на 1% с 1,0 Л/мин O2.
- Применять мазь глаз для глаза животного для предотвращения высыхания роговицы во время операции.
- Стерилизуйте всех хирургических инструментов.
-
Придавая имплантат голова животного
- Для подготовки хирургической сайта с трех чередующихся скрабы повидон йод (или 2% хлоргексидин) использовать ватные тампоны и 70% этиловом спирте.
- Используйте пинцет для проверки глубины анестезии, слегка сжимая пальцами животного и проверка потери животного педали вывода (мыс пинча) рефлекс.
- Сделать надрез около 3 мм, задняя линия уха животного и остановки на линии глаз. Разрез сайт должен иметь примерно 1 см в длину, чтобы быть достаточно большим, чтобы получить имплантата.
- Аккуратно почистить черепа с кости скребок для улучшения клей и цемент присоединения. Сделать этот свет в одиночку с намерением создать микро царапин.
- Осторожно поместите хирургические крючки для сыпучих кожи для поддержания открытой операционного поля и свободной от препятствий такие, как кожи и меха.
- Используйте стерильным ватным тампоном для сухой кожи головы животного.
- Используйте рассечения микроскоп для визуализации в верхней части черепа животных.
- Придавать стереотаксического держателя иглы и найдите bregma. Положение иглы непосредственно над головой животного, слегка касаясь bregma.
- Обнулите все координаты на цифровой трассирующими и затем поднимите иглу.
- Исправьте ЦТД имплантат на держателе стереотаксического. Наведите имплантат животного голову и медленно опустите его на области интереса, с использованием надлежащего стереотаксического координат.
- Супер клей на имплантат базы используйте иглы для распространения 1 капля (около 35 мкл).
- Медленно перемещайте держатель вниз, пока он не коснется черепа. Убедитесь, что база имплантата является полностью в контакте с поверхностью.
- Подготовьте хирургические цемента согласно инструкциям производителя.
- После точного позиционирования, применяются 3 тонким, равномерным слоем цемента через черепной коробки и на нижнюю часть имплантата. Нанесите каплю на каплю с помощью приложения кисти. Слои должны образовывать Хилл образной структуры для дальнейшего структурной поддержки имплантата.
- Оставьте имплантат винтовой поток чистого цемента для соединения гладких, беспрепятственный.
- Разрешить каждый слой для просушки на примерно 4 минуты.
- При сухой, осторожно удалите держатель до тех пор, пока он полностью отделен от имплантата. Всегда используйте крайнюю осторожность при обработке имплантата, так как это может быть случайно извлечены из череп животного.
-
Отделочные операции и послеоперационный уход
- Увлажняют кожу животного на сайте разрез физиологического раствора пропитанной ватным тампоном.
- Слой кожи над базой ЦТД имплантата.
- Используйте пинцет для сближения ткани и закрыть разрез с капли клея хирургического ткани на 0,2 см ткани.
- Проникнуть в 1-2% лидокаин на сайте разрез и лежащие в основе тканей.
- Гидрат мыши с 500 мкл раствора рингера лактата подкожно.
- Поместите курсор мыши в клетку чистой, сингл здание подогретым (37 ° C).
- Положите небольшое блюдо с мокрой питания гранулы в клетке для легкого доступа к продовольствию в следующие часы.
- Зарегистрируйте послеоперационные веса животного.
- Подкожно дать животных кетопрофена (5 мг/кг), после операции и на ближайшие 2 дня.
- Контролировать восстановление животного тесно для по крайней мере за 1 неделю. Оцените любой знак бедствия, такие как piloerection, отсутствие ухода, снижение локомоции, царапин раны и воспаления хирургической сайта.
2. ЦТД установки и стимуляции
-
ЦТД установки (см. Рисунок 2)
Примечание. Убедитесь, что ЦТД стимулятор полностью заряжена.- Присоедините кабели анодом и катодом к стимулятор ЦТД и сделать их доступными рядом с сайта стимуляции. Прикрепите ПИН тип электрода для стереотаксического держателя.
- Установите платформу тепловой до 37 ° C.
- Включите расходомера кислорода на системе ингаляционной анестезии до 1 Л/мин.
- Поместите указатель мыши в камеру индукции анестезии.
- Включите изофлюрановая испарителя до 3%. Позвольте животным пройти изофлюрановая эффекты на 4 мин.
- В то время как животное находится в зале индукции, используйте стерильный шприц для заполнения тело электрод с 0,9% физиологического раствора.
- Удаление животное из камеры для индукции и расположите ее груди над тело электрод.
- Мягко скользить нос мыши анестезии маски и исправить ее на месте. Нижняя изофлюрановая вывода до 1,5%.
- Заполнить имплантат и pin типа электрода с солевой раствор и тщательно прикрепить их.
- Отрегулируйте время стимуляции и интенсивность тока.
- Проверьте качество контакта на ЦТД стимулятор. Оптимальный контакт идет от 7 до 10 по шкале 1-10.
-
Стимуляция
- Запустите стимуляции.
- Наблюдать за текущей ramping вверх для 30 s выбранное значение и поддержания себя устойчивый на установленный срок, а затем, в конце сессии, наращивает вниз снова.
- Активируйте кнопку Шам для управления мышей.
- Наблюдать за текущей ramping вверх для 30 s в выбранное значение, а затем вплоть до 1 для остальной части периода стимуляции с окончательной пандус к значению, выбранному в конце с подряд пандус вниз.
- После завершения сеанса стимуляции тщательно передачи животное в клетке подогретым (37 ° C) 10 мин.
Роман Животные начинают пробудить через 3 мин. - Выключите систему ингаляционной анестезии.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Хирургический протокол представлен долгосрочной стабильности имплантата для по крайней мере один месяц, без воспалительных сигналы на объекте стимулируется, ни любой другой нежелательный эффект. Все животные выжили хирургические процедуры и ЦТД сессий (n = 8). В этом эксперименте ЦТД имплантаты были размещены над М1 и м2 коре (+ 1.0 мм передней задней и боковых 0.0 мм для bregma). Неделю спустя, ЦТД (n = 3-4) и Шам (n = 3) мышей были стимулировали пять дней подряд в течение 10 мин на 0,35 мА. Качество контакта (CQ) значения были зарегистрированы для оценки жизнеспособности имплантата и были обнаружены статистически значимых различий между группами во время процедуры 5-дневный стимуляции (рис. 3A). С помощью этой модели на животных, успех стимуляции могут быть определены путем оценки уровни выражения гена для мозга нейротрофического фактора (BDNF) и глиальных фибриллово кислой белка (СВМС). BDNF и СВМС представил значительно более высокие уровни mRNA в области коры ниже имплантата, когда по сравнению с группой Шам. Эффекты ЦТД на экспрессию генов, как представляется, быть ограничено специфических генов, поскольку выражение уровень регулируется деятельность белков цитоскелета связанные (ARC) и Синапсин 1 генов (SYN1) не были изменены (рис. 3B).
Рисунок 1 . Экспериментальные шаги, используемые для имплантат хирургии и стимуляции. Принципиальная схема шагов через ЦТД имплантата процедура стимуляции, ЦТД установки и размещения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 2 . ЦТД установки. Право изображения соответствует aschematic ЦТД текущего стимулятор (A), который содержит отображения в течение текущей интенсивности и стимуляции (B), CQ дисплей, (C) масштабирование от 1 до 10 и истинный текущий дисплей (D). Стимулятор ЦТД также имеет кнопки для активации Шам стимуляции (E), чтобы начать стимуляции (F) и прервать протокол (G). Две ручки используются для корректировки текущей интенсивности (H) и длительность стимуляции (I). Включения/выключения находится на задней стороне (J). Два женских вставным входа используются для кабелей электрод (K, отрицательный полюс) (L, положительный полюс). Showsthe животных установки правой нижней изображения с головы электрод изготовлен из Ag/AgCl (O) и тело электрод изготовлен из наборов из никелированной латуни (M) и их соответствующих измерений. Платформа автоматически скорректированы тепловой (N) поддерживает температуру животного, и изофлюрановая, смешанной с 100% кислорода (P) поставляется через стереотаксического противогаз (Q). Врезные (R) показывает, позиционирование на аноде относительно коркового моторного регионов М1 и м2 (S). Headstage ЦТД состоит имплантируемые держателя (T), заполнены с солевой раствор (0,9% NaCl) (U) который закрыт с pin типа электрода (V), придает пластиковый колпачок (W). Соответствующие размеры приведены в миллиметрах (D = диаметр, H = высота, ID = внутренний диаметр). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 3 . Качество и генные изменения выражения, вызываемые ЦТД, свяжитесь с. (A) не статистические различия наблюдались для контакта качества (CQ) среди групп. Двусторонний повторил мер ANOVA, лечение против день взаимодействия (F4.30 = 0.552, P = 0.698), лечебным фактором (F4.30 = 0.349, P = 0.810), день фактор (F1.30 = 0,157, P = 0.694). (B) количественные полимеразной цепной реакции ген выражение данных BDNF (мозга нейротрофического фактора)СВМС (глиальные фибриллово кислой белка)дуги (регулируется деятельность белков цитоскелета связанные) и SYN1 (Синапсин 1). уровни mRNA обоих BDNF (p = 0.0081) и СВМС (p = 0.0108) были увеличены, хотя никаких изменений не было обнаружено для Дуговой (p = 0.0760) и SYN1 (p = 0,508), согласно Агостино-Пирсон нормальности тест следуют неспаренный Параметрические студент t теста. Раз изменений были рассчитаны с использованием метода 2- ΔΔCQ относительно RPL13A гена. Все графики ЦТД группа — пурпурный и Шам группа зеленый; n = 3-4/группа. Данные выражаются как среднее и ± S.E.M. планки погрешностей. н.с. = незначимые, p ≤ 0.05*, p ≤ 0,01 *. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
В последние годы нейростимуляция методы ввода клинической практике как перспективный процедура для лечения нервно-психиатрическими расстройствами23. Чтобы уменьшить ограничения, налагаемые отсутствие знаний о механизмах нейростимуляция, мы представили здесь модель мыши ЦТД, перевозящих электрод, который может целевых регионах мозга. Так как электрод хронически имплантируемые, животных модель позволяет расследование долгосрочные биологические эффекты, вызываемые ЦТД (для по крайней мере 1 месяц) в комплекс стимуляции шаблонов. Описанные ЦТД животную модель представляет высокой имплантат толерантности и мало шансов инфекции, если выполняется правильно. В целом хирургии шаги, чтобы поместить имплантатов являются быстрый и простой исполнения (30 мин/животное). Одно дополнительное преимущество этой модели ЦТД является возможность отслеживать качество контакта электрода и фактические текущие значения стимуляции.
Главный недостаток этой модели на животных является надлежащее имплантат фиксации на мыши череп. Во время операции важно ограничить голова животного в манере, в котором без боковых головы ветра возможен (руководитель будет двигаться только вертикально). Это будет гарантировать, что головы животного полностью согласуются с имплантата базы, позволяя надлежащей фиксации с стоматологического цемента и высокой точности в модуляции предполагаемой целевой области. Важно, чтобы сделать разрез, достаточно большой, чтобы получить имплантата. Большего разреза может быть необходимо для некоторых ЦТД имплантатов. С помощью двух-четырех хирургических крючки из иглы увеличит укрепил области. Однако Избегайте крючки слишком близко к глаза животного, чтобы удалить любую возможность поражения. В то время как нежно царапин головы улучшит прилипание цемента на черепной коробки и супер-клея, любые остаточные мусора может предотвратить присоединение хороший имплант. Кроме того при применении стоматологического цемента, подготовьте первый слой с высокой вязкостью, который избегает цемент бежала череп животного. Каждый слой цемента должно быть разрешено сухой для по крайней мере 4 мин, потому что применение цемента за мокрые слои задержит упрочнения нижних слоев и может вызвать имплантата сдвиг или даже падать. Из опыта должны быть не более чем 3 слои цемента вокруг имплантата избежать обструкции резьба. Как клей и цемент не забудьте сохранить их применение ограничивается имплантат базу. Избегайте прикосновения остатков для распространения в пределах имплантат, который будет уменьшение поверхностной проводимости и снизить ЦТД эффекты.
Имплантируемые электрода, использованные в этой процедуре не изготовленных собственными силами, но приобрел от Медицинский исследовательская компания, специализирующаяся на производстве neuromodulation устройств. Имплантаты изготавливаются из полипропилена с 9 мм высоты и внешний и внутренний диаметр 5,7 мм и 3,5 мм, соответственно. Он может держать объем физиологическим 80 мкл. Улучшенный часть имплантата готовится с резьбой для получения ПИН тип Электрододержатель. Также pin типа Электрододержатель внешний корпус изготовлен из полипропилена, измерения высотой с 5,3 мм Наружный диаметр и 3.75 мм внутренний диаметр 4 мм. PIN-код электрода сделана из Ag/AgCl, инертный материал, используемый благодаря своим свойствам, не растворяя (рис. 2). Поскольку расположение имплантата является критическим фактором для эффективного ЦТД, важно выбрать правильное электрода размер в зависимости от региона интерес. Имплантат используется в этой модели на животных занимает площадь поверхности 9.61 см2, распространение электрического поля над 1,75 мм радиус от координат предполагаемой мозга, что приводит к плотности тока 36,3967 мА/см2 . Возможно ЦТД стимул, казнен в настоящем Протоколе главным образом было направлено на коре М1 и м2.
Обычно электрод конфигурации варьируется в зависимости от предполагаемой возбуждающим или тормозящее стимуляции эффекты (одна против cathodal). Хотя токи всегда будут вытекать из анода в направлении катода, путем размещения электрода в Перевернутый терминала позиции позволяет электрофизиологии различные эффекты. Например когда поток ионов от катода в направлении анода, процедура обычно определяется как cathodal стимуляции24. В этом эксперименте мы исполняли одна стимуляции, в котором анода был помещен над коре M1/M2, и катод был сделан вниз на грудь животного. Таким образом в нашей установки ЦТД, ожидается, что стимуляция производит возбуждающих потенциалов25. ЦТД эффект может также регулироваться через изменения в текущей интенсивности и продолжительности. Большинство исследований в грызунов использовали течений, колеблется от 0,2 до 1,0 мА. ЦТД течений, как ожидается, генерировать концентрированной тепла, путешествуя через электрод. Необходимо избегать прямого контакта электрода ЦТД к голова животного. Использование ведения средах тянется расстояние между электродом и черепной коробки и предотвращает вредного воздействия местных химических реакций на биологические ткани. Вполне возможно, что высокой ионной концентрации жидких поведения средств массовой информации может вызвать образование газа и пузыри в результате электролиза23,24. Однако это вряд ли произошло в нашей модели ЦТД с изотоническим физиологическим раствором и низкой текущей доставки может уменьшить вероятность таких осложнений24. Тем не менее других ведущих средств массовой информации также может использоваться с аналогичными эффективности, например желатиновых и крем как проводники24.
При выборе ЦТД стимулятор, жизненно важно рассмотреть возможности гибкой настройки. Для этого протокола, мы использовали стимулятором руководствовался двумя 9 V щелочные батареи, которые оказывают ожидаемая продолжительность 1 h стимуляции на 0,35 мА. Этот стимулятор обладает 0,02 до 1 мА тока с разрешением 10 мкА, идеально подходит для грызунов стимуляции. Важно, что стимулятор ЦТД оснащен фактической текущей индикатор и контакт качества (CQ) системы обратной связи для проверки условий оптимальной стимуляции. Индикатор текущего уверяет, когда удовлетворяется запрограммированных стимуляции интенсивности. В этой модели ЦТД наиболее распространенным фактором для неисправных тока является наличие пузырьков в солевой раствор. Эта проблема может быть указана в системе обратной связи CQ, который измеряет контакта обоих электродов через проведение средне и тела животного. Стимулятор ЦТД, используется на протяжении всего этого эксперимента отображает значения CQ (SMARTscan), варьируется от 1 до 10 Светодиодные масштабе. Эта шкала основана на значениях напряжения, которые могут вывести сопротивления согласно закону Ома. Светодиодные 1 указывает мало или нетипичных низкого сопротивления, led 2 указывает на обрыв и светодиодные 3 через 10 указывает бедных для оптимального качества (рис. 2-пункт C). ОВ было зарегистрировано ежедневно ЦТД и Шам групп для проверки жизнеспособности электрода. Примечательно, что среднее значение CQ во время сеанса стимуляции был выше, чем 7, означает доставку нужного течений. В целом не статистические различия наблюдались ов среди групп или день стимуляции (рис. 3A). Для дополнительной проверки нашей модели ЦТД, мы проводили количественные полимеразной цепной реакции (ПЦР) расследовать ли пять ЦТД сессий (10 мин., 350 мА) изменения экспрессии генов кортикального слоя. Мы обнаружили, что уровни mRNA BDNF и СВМС были увеличены в коре М1/м2 ЦТД групп, относительно Шам мышей (рисунок 3B). Эти результаты согласуются с другими исследования19,25.
Нейростимуляция исследования на экспериментальных животных может обеспечить новые идеи относительно механизмов мозга с отношение к нервно-психических расстройств. В зависимости от экспериментальной конфигурации ЦТД Ассамблея в этой модели на животных может также сочетаться с существующими optogenetic или headstage электрофизиологии производить установку для одновременной записи и стимуляции, наряду с множеством мозга Пример экспериментов. Эти подходы будут сложным провести в организме человека. Таким образом возможность вставки гибкие дополнений в настоящее время зарегистрированных животных ЦТД предлагает выдающийся вклад для понимания нейронных вычитает ЦТД и обоснования для его терапевтического использования.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Нет
Acknowledgments
Мы благодарим г-н Родриго де Соуза за помощь в поддержании мыши колоний. L.A.V.M-Докторантура научный накидки. Эта работа была поддержана Грант PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD Ultra-Fine 50U Syringe | BD | 10033430026 | For intraperitonially injection. |
| Shaver (Philips Multigroom) | Philips (Brazil) | QG3340/16 | For surgical site trimming. |
| Surgical Equipment | |||
| Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | KOPF | 940 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars | KOPF | 922 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Cannula Holder | KOPF | 1766-AP | For implant positioning. |
| Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand | WPI | PZMIII-BS | For bregma localization and implant positioning. |
| Temperature Control System Model | KOPF | TCAT-2LV | For animal thermal control. |
| Cold Light Source | WPI | WA-12633 | For focal brightness |
| Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging | VetEquip | 901820 | For isoflurane delivery and safety. |
| VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter | VetEquip | 931401 | Delivery system safety measures. |
| Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder | KOPF | 923-B | For animal restriction and O2 and isoflurane delivery. |
| Oxygen regulator, E-cylinder | VetEquip | 901305 | For O2 regulation and delivery. |
| Oxygen hose – green | VetEquip | 931503 | For O2 and isoflurane delivery. |
| Infrared Sterilizer 800 ºC | Marconi | MA1201 | For instrument sterilization. |
| Surgical Instruments | |||
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | For incision. |
| Surgical Hooks | INJEX | 1636 | In House Fabricated - Used to clear the surgical site from skin and fur. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For skin grasping. |
| Surgical Consumables | |||
| Vetbond | 3M | SC-361931 | For incision closing. |
| Cement and Catalyzer KIT (Duralay) | Reliance | 2OZ | For implant fixation. |
| Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) | JnJ | 75U | For surgical site antisepsis. |
| 24 Well Plate (Tissue Culture Plate) | SARSTEDT | 831,836 | For cement preparation. |
| Application Brush | parkell | S286 | For cement mixing and application. |
| Pharmaceutics | |||
| Xylazin (ANASEDAN 2%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P10160 | For anesthesia induction. |
| Ketamine (DOPALEN 10%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P30101 | For anesthesia induction. |
| Isoflurane (100%) | Cristália (Brazil) | 100ML | For anesthesia maintenance. |
| Lidocaine (XYLESTESIN 5%) | Cristal Pharma | - | For post-surgical care. |
| Ketoprofen (PROFENID 100 mg) | Sanofi Aventis | 20ML | For post-surgical care. |
| Ringer's Lactate Solution | SANOBIOL LAB | 7898153652145 | For post-surgical care. |
| TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) | Alcon | 631 | For eye lubrification and protection. |
| Stimulation | |||
| Animal Transcranial Stimulator | Soterix Medical | 2100 | For current generation. |
| Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) | Soterix Medical | 2100 | Electrode support (Implant). |
| Pin-type electrode (Ag/AgCl) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Pin-type electrode cap | Soterix Medical | 2100 | For implant protection. |
| Body Electrode (Ag/AgCl Coated) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Saline Solution (0.9%) | FarmaX | 7896902206441 | Conducting medium for current delivery. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For tDCS setup. |
| Real Time Polymerase Chain Reaction | |||
| BioRad CFX96 Real Time System | BioRad | C1000 | For qPCR |
| SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) | BioRad | 1725271 | For qPCR |
| Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 | BioRad | HSP9601 | For qPCR |
| Microseal "B" seal pct c/ 100 | BioRad | MSB1001 | For qPCR |
References
- Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
- Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
- Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
- Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047 (2015).
- Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
- Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
- Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
- Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
- Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
- San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
- Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
- Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
- Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
- Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
- Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
- Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
- Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
- Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
- Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
- Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2 (2017).
- Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180 (2015).
