Summary
Estimulación por corriente directa transcraneal (tDCS) es una técnica terapéutica que se propone para el tratamiento de enfermedades psiquiátricas. Un modelo animal es esencial para la comprensión de las alteraciones biológicas específicas evocadas por pinza. Este protocolo describe un modelo de ratón de pinza que usa un electrodo implantado crónico.
Abstract
Estimulación por corriente directa transcraneal (tDCS) es una técnica no invasiva de la neuromodulación propuesta como un tratamiento alternativo o complementario para algunas enfermedades neuropsiquiátricas. Los efectos biológicos de tDCS no son entiende completamente, que se explica en parte debido a la dificultad de obtener tejido cerebral humano. Este protocolo describe un modelo de ratón de pinza que usa un electrodo implantado crónico permitiendo el estudio de los efectos biológicos de la larga duración de tDCS. En este modelo experimental, tDCS cambia la expresión génica cortical y ofrece una destacada contribución a la comprensión de las razones para su uso terapéutico.
Introduction
Estimulación por corriente directa transcraneal (tDCS) es una técnica no invasiva, de bajo costo y terapéutica, que se centra en la modulación neuronal mediante el uso de corriente continua de baja intensidad1. Actualmente hay dos configuraciones (anódicas y cathodal) para tDCS. Mientras que la estimulación anódicas ejerce un campo eléctrico actual demasiado débil para desencadenar potenciales de acción, estudios de electrofisiología han demostrado que este método produce cambios en la plasticidad sináptica2. Por ejemplo, hay evidencia que tDCS induce efectos a largo plazo (LTP) la potenciación como el pico de mayor amplitud de los potenciales postsinápticos excitatorios3,4 y modulación de la excitabilidad cortical5.
Por el contrario, cathodal estimulación induce inhibición, dando por resultado la hiperpolarización de la membrana6. Una hipótesis para este mecanismo se basa en los hallazgos fisiológicos donde se describe la tDCS para modular la frecuencia del potencial de acción y duración en el cuerpo neuronal3. En particular, este efecto no directamente evocar potenciales de acción, aunque se puede cambiar el umbral de despolarización y facilitar u obstaculizar el disparo neuronal7. Estos efectos de contraste han demostrado previamente. Por ejemplo, anódicas y cathodal estimulación produce efectos opuestos en condicionado respuestas registradas mediante electromiografía actividad en conejos8. Sin embargo, los estudios también han demostrado que sesiones de estimulación anódicas prolongada pueden disminuir excitabilidad mientras aumento cathodal corrientes puede conducir a la excitabilidad, que presenta efectos auto contraste3.
Estímulos tanto anódicas como cathodal agregan el uso de pares de electrodos. Por ejemplo, en estimulación anódicas, el "activo" o "ánodo" electrodo se coloca sobre la región del cerebro a ser modulada mientras que el electrodo de "referencia" o el "cátodo" está situado en una región donde el efecto de la corriente se supone que es insignificante9. En la estimulación cathodal, disposición de electrodos se invierte. La intensidad de estimulación para pinza eficaz depende de la intensidad de corriente y dimensiones del electrodo, que afectan el eléctrico campo diferente de10. En estudios más publicados, la intensidad de corriente promedio es entre 0.10 a 2.0 mA y 0.1 mA a 0,8 mA de humanos y ratones, respectivamente6,11. Aunque el tamaño de electrodo de 35 cm2 se utiliza normalmente en los seres humanos, no hay adecuada comprensión en cuanto a dimensiones de electrodos para los roedores y una investigación más exhaustiva es necesario6.
Pinza se ha propuesto en los estudios clínicos con la tentativa de ofrecer un tratamiento alternativo o complementario para varios trastornos neurológicos y neuropsiquiátricos11 como epilepsia12, trastorno bipolar13, carrera5 , mayor depresión14, enfermedad de Alzheimer15, esclerosis múltiple16 y17de la enfermedad de Parkinson. A pesar del creciente interés en pinza y su uso en ensayos clínicos, detalle celular y alteraciones moleculares evocados en el tejido cerebral, corto y efectos de larga duración, así como medidas de resultado conductuales, son sin embargo ser más profundamente investigado18, 19. desde un enfoque humano directo estudiar a fondo tDCS no es viable, el uso de un modelo animal de tDCS puede ofrecer información valiosa sobre los acontecimientos celulares y moleculares subyacentes a los mecanismos terapéuticos de la tDCS debido a la accesibilidad a la tejido fino del cerebro del animal.
Evidencia disponible es limitada con respecto a modelos de tDCS en ratones. La mayoría de los modelos reportados utiliza diferentes diseños de implantación, electrodo de dimensiones y materiales. Por ejemplo, Winkler et al. (2017) implantado el electrodo principal (Ag/AgCl, 4 mm de diámetro) llenado de solución salina y se fija al cráneo con tornillos y cemento acrílico20. A diferencia de nuestro enfoque, los electrodos del pecho fue implantado (platino, 20 x 1.5 mm). Nasehi et al. (2017) utilizan un procedimiento muy similar al nuestro, aunque el electrodo torácico fue hecho de una esponja empapada en solución salina (carbón lleno, 9.5 cm2)21. Otro estudio implanta dos electrodos en la cabeza del animal, que fue alcanzada usando las placas fijas y cubriendo la cabeza del animal con un hidrogel conductor22. Aquí, describimos un modelo de ratón de pinza que usa un electrodo crónicamente implantado a través de la simple instalación quirúrgica procedimientos y pinza (figura 1).
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Protocol
Alojados individualmente macho adulto (8-12 semanas) los ratones C57BL/6 fueron utilizados en este experimento. Animales recibieron atención adecuada antes, durante y después de procedimientos experimentales con alimentos y agua ad libitum. Todos los procedimientos fueron aprobados por el Comité de ética animal de la Universidad Federal de Minas Gerais (protocolo número 59/2014).
1. colocación del electrodo
-
Sedación y fijación del animal sobre el aparato estereotáctica
- Esterilizar todos los instrumentos quirúrgicos necesarios.
Tenga en cuenta. Instrumentos quirúrgicos se esterilizan durante 3 minutos a 440 ° C. Hisopos de algodón fueron esterilizados en autoclave a 20 psi (libras por pulgada cuadrada) a 121 ° C por 20 min. - Ajustar el controlador de la plataforma térmica a 37 ° C.
- Pesar el animal y calcular la dosis apropiada para la inducción de la anestesia. Utilice una mezcla de ketamina y xilacina a dosis de 100 mg/kg ketamina y 8 mg/kg xilacina, dado por vía intraperitoneal (tamaño de la aguja, 31 G). El animal debe dormirse dentro de 2 a 3 minutos.
- Use una máquina de afeitar eléctrica o una navaja para afeitar el sitio quirúrgico.
- Placa solar lugar el animal sobre el aparato estereotáxicas en el precalentado.
- Sostenga la cabeza del animal e introduzca las barras de oído de punta en cada una de las orejas del animal para fijar a la plataforma estereotáxicas.
- Verifique que haya ningún desplazamiento cabeza lateral y poco movimiento vertical después moviendo lentamente la cabeza del animal de posicionamiento.
- Suavemente Deslice la máscara de la anestesia sobre la nariz del ratón y colocarlo en su lugar apretando el tornillo.
- Colocado el isoflurano al 1% con 1.0 L/min de O2.
- Aplique ungüento oftálmico para ojos del animal para evitar la desecación corneal durante la cirugía.
- Esterilizar todos los instrumentos quirúrgicos necesarios.
-
Colocar el implante a la cabeza del animal
- Utilizar los hisopos de algodón para preparar el sitio quirúrgico con tres peelings alternas de povidona-yodo (o clorhexidina 2%) y etanol al 70%.
- Utilice un par de pinzas para verificar profundidad de anestesia ligeramente apretando los dedos del animal y verificación de la pérdida del reflejo de retirada pedal (pellizco del dedo del pie) del animal.
- Hacer una incisión de unos 3 mm posterior a la línea de oído del animal y pare en la línea del ojo. El sitio de la incisión debe tener aproximadamente 1 cm de largo para ser lo suficientemente grande como para recibir el implante.
- Raspar suavemente el cráneo con un raspador de hueso para mejorar la cola y adherencia del cemento. Hacer esta luz sin ayuda con la intención de crear micro arañazos.
- Coloque ganchos quirúrgicos a la piel a mantener un campo quirúrgico abierto y libre de obstrucciones tales como piel.
- Use un hisopo de algodón estéril para secar el cuero cabelludo del animal.
- Usar un microscopio de disección para visualizar la parte superior del cráneo del animal.
- Conecte una aguja en el soporte estereotáxicas y localice el bregma. Colocar la aguja directamente sobre la cabeza del animal ligeramente tocando el bregma.
- Cero a todas las coordenadas en el palpador digital y luego levantar la aguja.
- Fijar el implante de tDCS en el titular estereotáxicas. Coloque el implante sobre la cabeza del animal y baje lentamente en la región de interés utilizando las coordenadas estereotáxicas adecuadas.
- Utilice una aguja para difundir 1 gota (aproximadamente 35 μL) de pegamento en la base del implante.
- Mueva lentamente el soporte hacia abajo hasta que toque el cráneo. Asegúrese de que la base del implante está totalmente en contacto con la superficie.
- Preparar el cemento según las instrucciones del fabricante.
- Después de un posicionamiento preciso, aplicar 3 fino, incluso capa de cemento a través del cráneo y en la parte inferior del implante. Aplicar gota por gota con un pincel de aplicación. Capas deben formar una estructura en forma de colina para mayor soporte estructural del implante.
- Deje la rosca de tornillo del implante de cemento para permitir una conexión suave y sin obstrucciones.
- Permita que cada capa se seque durante aproximadamente 4 minutos.
- Cuando esté seca, retire con cuidado el soporte hasta que esté completamente separado del implante. Siempre tenga mucho cuidado al manipular el implante, ya que accidentalmente puede extraerse del cráneo del animal.
-
Acabado de cirugía y atención post quirúrgica
- Hidratar la piel del animal en el sitio de la incisión con un hisopo de algodón remojados en solución salina.
- Capa de la piel sobre la base del implante tDCS.
- Utilice un par de pinzas para unir el tejido y cerrar la incisión con una gota de pegamento de tejido quirúrgico por 0,2 cm de tejido.
- Infiltrar lidocaína 1-2% en el sitio de la incisión y subyacentes de los tejidos.
- Hidratar el ratón con 500 μl de solución de lactato de Ringer por vía subcutánea.
- Coloque el ratón en una jaula limpia, solo ocupa de precalentado (37 ° C).
- Poner un plato pequeño con bolitas de alimento húmedo en la jaula para facilitar el acceso a los alimentos en las horas siguientes.
- Registro de peso post-surgical del animal.
- Dar el animal ketoprofeno (5 mg/kg) por vía subcutánea después de la cirugía y en los próximos 2 días.
- Supervisar la recuperación del animal cerca de al menos 1 semana. Evaluar cualquier signo de angustia, como piloerección, la falta de preparación, reducida locomoción, rayar la herida y la inflamación del sitio quirúrgico.
2. pinza config y estimulación
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tDCS configuración (ver figura 2)
Tenga en cuenta. Asegúrese de que el estimulador de tDCS está completamente cargado.- Conecte los cables del ánodo y el cátodo al tDCS estimulador y hacerlos disponibles cerca del sitio de estimulación. Aplicar el electrodo tipo perno del sujetador estereotáxicas.
- Coloque la plataforma térmica a 37 ° C.
- Encienda el medidor de caudal de oxígeno en el sistema de anestesia de inhalación a 1 L/min.
- Coloque el ratón en la cámara de inducción de anestesia.
- Encienda el vaporizador de isoflurano al 3%. Permitir que el animal a isoflurano efectos durante 4 minutos.
- Mientras el animal está en la cámara de inducción, utilice una jeringa estéril para llenar el electrodo del cuerpo con solución salina 0.9%.
- Retire el animal de la cámara de inducción y coloque su pecho sobre el electrodo de cuerpo.
- Suavemente Deslice la máscara de la anestesia sobre la nariz del ratón y colocarlo en su lugar. Bajar la salida de isoflurano al 1,5%.
- Llenar el implante y el electrodo de pasadores con solución salina y sujete con cuidado.
- Ajustar el tiempo de estimulación y la intensidad de la corriente.
- Verificar la calidad del contacto en el estimulador de tDCS. Contacto óptimo va de 7 a 10 en una escala del 1 al 10.
-
Estimulación
- Iniciar la estimulación.
- Observar la actual rampa para 30 s para el valor seleccionado y mantener la misma constante durante el tiempo establecido, entonces, al final de la sesión rampa abajo otra vez.
- Activar el botón simulado para los ratones de control.
- Observar la actual rampa para 30 s hasta el valor seleccionado y luego hasta 1 para el resto del período de estimulación con una rampa final al valor seleccionado en el extremo con una rampa consecutivo de bajada.
- Una vez finalizada la sesión de estimulación, transferir cuidadosamente el animal a una jaula de precalentado (37 ° C) durante 10 minutos.
Tenga en cuenta. Animales comienzan a despertar después de 3 minutos. - Apague el sistema de anestesia de inhalación.
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Representative Results
El protocolo quirúrgico presenta estabilidad del implante a largo plazo durante al menos un mes, no las señales inflamatorias en el sitio estimulado ni cualquier otro efecto no deseado. Todos los animales sobrevivieron a las sesiones de procedimiento y pinza quirúrgicas (n = 8). En este experimento, tDCS implantes fueron colocados sobre las cortezas de M1 y M2 (mm +1,0 antero-posterior y lateral de 0.0 mm a bregma). Una semana más tarde, tDCS (n = 3-4) y simulada (n = 3) ratones fueron estimulados por cinco días consecutivos durante 10 min a 0.35 mA. Se registraron valores de calidad contacto (CQ) para evaluar la viabilidad del implante y no hay diferencias significativas entre los grupos durante un procedimiento de estimulación 5 días (Figura 3A). Mediante el uso de este modelo animal, éxito de la estimulación puede ser determinada mediante la evaluación de niveles de expresión del gene para el factor neurotrófico derivado del cerebro (BDNF) y la proteína ácida fibrilosa glial (GFAP). BDNF y GFAP presentan niveles significativamente más elevados de mRNA en el área de la corteza por debajo del implante en comparación con el grupo sham. Los efectos de la pinza sobre la expresión génica parecen restringirse a genes específicos, puesto que los niveles de la actividad regulada citoesqueleto proteína asociada (arco), sinapsina 1 (SYN1) genes y no eran expresión cambió (figura 3B).
Figura 1 . Pasos experimentales utilizados para implantación cirugía y estimulación. Un diagrama de flujo esquemático de los pasos a través de tDCS del implante colocación, tDCS configuración y procedimiento de estimulación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 . pinza configuración. La imagen superior derecha corresponde a aschematic de la tDCS actual estimulador (A), que contiene una pantalla para la duración actual de la intensidad y la estimulación (B), un CQ (C) escala de 1 a 10 y una verdadera exhibición actual (D). El estimulador de tDCS también tiene botones para activar la estimulación simulada (E), para empezar la estimulación (F) y para anular el protocolo (G). Se utilizan las dos perillas para ajustar la intensidad de corriente (H) y la duración de la estimulación (I). El interruptor de encendido se encuentra en la parte posterior (J). Dos entradas insertables hembra se utilizan para los cables de los electrodos (K, polo negativo) (L, polo positivo). La configuración animal de inferior derecha de la imagen showsthe con la cabeza electrodo de Ag/AgCl (O) y el electrodo de cuerpo hecho de latón niquelado (M) y sus respectivas dimensiones. Una plataforma térmica auto ajustado (N) mantiene la temperatura del animal, e isoflurano con oxígeno al 100% (P) se suministra a través de la máscara de gas estereotáctica (Q). El recuadro (R) muestra la posición del ánodo con respecto a las regiones corticales del motor M1 y M2 (S). El tDCS headstage se compone de un soporte implantable (T) llenado de solución salina (0,9% NaCl) (U) que se cierra con un electrodo de tipo pin (V) conectado a una tapa de plástico (W). Se describen las respectivas dimensiones en milímetros (D = diámetro, H = altura, ID = diámetro interior). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 . Póngase en contacto con cambios de expresión calidad y gene por tDCS. (A) no observaron diferencias estadísticas fueron de calidad contacto (CQ) entre los grupos. Medidas ANOVA, interacción de tratamiento versus día repetidas dos vías (F4.30 = 0.552, P = 0.698), factor de tratamiento (F4.30 = 0.349, P = 0.810), factor de día (F1,30 = 0.157, P = 0.694). (B) datos de expresión genética cuantitativa de polimerasa reacción en cadena de BDNF (factor neurotrófico derivado del cerebro)GFAP (proteína ácida fibrilar glial)arco (actividad regulada citoesqueleto proteína) y SYN1 (sinapsina 1). niveles de mRNA de ambos BDNF (p = 0.0081) y GFAP (p = 0.0108) aumentaron mientras que ningún cambio se detectó para arco (p = 0.0760) y SYN1 (p = 0.508), según la prueba de normalidad de D'Agostino-Pearson seguida prueba de la t de Student paramétrico. Veces cambios se calcularon mediante el métodoΔΔCQ - 2 en relación con el gen RPL13A . En todos los gráficos, el grupo tDCS es magenta y grupo sham es verde; n = 3-4/Grupo. Datos se expresan como media y ± SEM de barras de error. n.s. = no significativos, p ≤ 0.05*, p ≤ 0.01* *. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
En los últimos años, técnicas de neuroestimulación han entrando práctica clínica como un procedimiento prometedor para el tratamiento de desordenes neuropsiquiátricos23. Para reducir la restricción impuesta por la falta de conocimiento de los mecanismos de la neuroestimulación, presentamos aquí un modelo de ratón de tDCS lleva un electrodo que puede dirigirse a las regiones del cerebro. Ya que el electrodo es crónico implantable, este modelo animal permite la investigación de efectos biológicos de larga duración evocada por pinza (durante al menos 1 mes) en los patrones de estimulación compleja. El modelo animal de tDCS descrito presenta tolerancia de implante alto y pocas posibilidades de infección si se ejecuta correctamente. En general, los pasos de la cirugía para colocar el implante están de ejecución sencilla y rápida (30 min/animal). Una ventaja de este modelo de tDCS es que es posible un seguimiento de la calidad de contacto de electrodo y los valores reales de la estimulación actual.
El principal inconveniente de este modelo animal es el implante adecuada la fijación en cráneo de ratón. Durante la cirugía, es esencial para limitar la cabeza del animal de una manera en la que ninguna cabeza lateral desplazamiento es posible (la cabeza sólo se moverá verticalmente). Esto asegurará que el cuero cabelludo del animal se alinea totalmente con la base del implante, permitiendo la fijación apropiada con el cemento dental y mayor precisión en la modulación de la zona objetivo. Es fundamental para hacer la incisión lo suficientemente grande para recibir el implante. Un corte más grande puede ser necesario para algunos implantes de tDCS. Usando dos a cuatro ganchos quirúrgicos de agujas hipodérmicas aumentará la zona cementada. Sin embargo, evite colocar los ganchos demasiado cerca a los ojos del animal para eliminar cualquier posibilidad de lesiones. Mientras que rascarse suavemente el cuero cabelludo mejorará la adherencia del estupendo- pegamento y el cemento en el cráneo, cualquier suciedad residual puede prevenir implante de buena adherencia. Además, al aplicar el cemento dental, preparar la primera capa con una viscosidad más alta, que evita el cemento de funcionar abajo del cráneo del animal. Cada capa de cemento se debe permitir secar al menos 4 minutos porque aplicar cemento sobre capas húmedas será retrasar el endurecimiento de las capas inferior y puede causar el implante a moverse o incluso caer. De la experiencia, debe ser no más de 3 capas de cemento alrededor del implante para evitar la obstrucción de la rosca. Por tanto el pegamento como el cemento, asegúrese de mantener su aplicación restringida a base de implantes. Evite que el residuo a difundir dentro del implante, que disminuyen la conductividad superficial y disminuir los efectos de la pinza.
El electrodo implantable utilizado en este procedimiento no fue fabricado en la empresa sino adquirido a un médico investigación empresa especializada en la producción de dispositivos de neuromodulación. Los implantes están hechos de polipropileno con 9 mm de altura y un diámetro externo e interno de 5,7 mm y 3,5 mm, respectivamente. Puede contener un volumen total de solución salino de 80 μl. La porción superior del implante se prepara con una rosca para recibir un perno tipo portaelectrodo. Cuerpo externo de portaelectrodo de pasadores también está hecho de polipropileno 4 mm de alto con un diámetro externo de 5,3 mm y un diámetro interno de 3,75 mm de medida. Se hace el pin del electrodo de Ag/AgCl, un material inerte utilizado debido a sus propiedades de no disolución (figura 2). Puesto que la ubicación del implante es un factor crítico para pinza eficaz, es esencial seleccionar el electrodo apropiado tamaño según la región de interés. El implante utilizado en este modelo animal ocupa una superficie de 9,61 cm2, que se separa el campo eléctrico sobre un radio de 1.75 m m de la coordenada previsto cerebro dando por resultado una densidad de corriente 36,3967 μA/cm2 . Posiblemente, el estímulo de tDCS en este protocolo fue dirigido sobre todo a las cortezas de M1 y M2.
Generalmente, la configuración del electrodo varía según los efectos previsto estímulo excitatorio o inhibitorio (anódicas versus cathodal). Aunque las corrientes siempre circulará fuera del ánodo hacia el cátodo, colocando el electrodo en posición terminal invertida permite efectos diferentes de la electrofisiología. Por ejemplo, cuando los iones fluyen desde el cátodo hacia el ánodo, el procedimiento se define generalmente como una estimulación cathodal24. En este experimento se realizó estimulación anódicas, en la que el ánodo se coloca sobre las cortezas de M1/M2, y el cátodo se colocó abajo en el tórax del animal. Así, en nuestra configuración de la pinza, se espera que el estímulo produce potenciales excitatorios25. El efecto de tDCS también puede ser regulado a través de los cambios en la duración y la intensidad de la corriente. Mayoría de los estudios en roedores ha utilizado las corrientes varían de 0.2 a 1.0 mA. se espera que la tDCS corrientes generan calor concentrado, viajando a través del electrodo. Debe evitarse el contacto directo con el electrodo de la pinza a la cabeza del animal. El uso de llevar a cabo los médiums extiende la distancia entre el electrodo y el cráneo y previene los efectos dañinos de las reacciones químicas locales en el tejido biológico. Es posible que una alta concentración iónica en medios líquidos de conducta puede provocar formación de gas y las burbujas resultaron de la electrólisis23,24. Sin embargo, es poco probable haber sucedido en nuestro modelo de pinza desde la solución salina isotónica y entrega actual bajo puede disminuir el riesgo de tales complicaciones24. Sin embargo, otros medios de conducción también pueden utilizarse con eficiencias similares, como gelatinosa y crema-como conductores24.
Al elegir el estimulador de tDCS, es vital considerar las capacidades de configuración flexible. Para este protocolo, se utilizó un estimulador alimentado por pilas alcalinas de 9 V, que hacen de una duración prevista de 1 h de estimulación en 0.35 mA. Este estimulador posee una gama actual de 0.02 a 1 mA con una resolución de 10 μA, ideal para la estimulación del roedor. Es fundamental que la tDCS estimulador está equipado con un real actual indicador y contacto (CQ) comentarios sistema de calidad para verificar las condiciones de estimulación óptima. El indicador de tensión asegura cuando la intensidad de la estimulación programada se están cumpliendo. En este modelo de pinza, el factor más común de corriente defectuosa es la presencia de burbujas en la solución salina. Este problema se puede indicar por el sistema de retroalimentación de CQ, que mide el contacto de ambos electrodos a través del medio conductor y el cuerpo del animal. El estimulador de tDCS usado a lo largo de este experimento muestra los valores de CQ (SMARTscan) variando de 1 a 10 en una escala de led. Esta escala se basa en los valores de tensión que pueden inferir resistencia según ley del ohmio. 1 LED indica poco o anormal baja resistencia, led 2 indica circuito abierto, y 3 led 10 a óptima calidad (figura 2-artículo C). La CQ fue registrada diariamente por grupos tDCS y simulado comprobar la viabilidad de electrodo. Cabe destacar que el valor promedio de CQ durante la sesión de estimulación fue superior a 7, lo que significa que se está entregando corrientes deseadas. En general, no observaron diferencias estadísticas fueron para CQ entre los grupos o de día de estimulación (Figura 3A). Para validar aún más nuestro modelo de tDCS, realizamos reacciones en cadena de polimerasa cuantitativa (qPCR) para investigar si la cinco tDCS sesiones (10 min, 350 mA) cambian expresión génica cortical. Se encontró que los niveles del mRNA de BDNF y GFAP se aumentó en la corteza de M1/M2 de grupos tDCS, en relación con los ratones Sham (figura 3B). Estos resultados son consistentes con otros estudios19,25.
Neuroestimulación estudios en animales de experimentación pueden proporcionar nuevas perspectivas sobre los mecanismos cerebrales de relevancia a los trastornos neuropsiquiátricos. Dependiendo de la configuración experimental, el montaje de la pinza en este modelo animal puede combinarse también con un optogenetic existente o electrofisiología headstage para producir una configuración para la grabación simultánea y estimulación, junto con una multitud de cerebro experimentos de la muestra. Estos enfoques serían un desafío para llevar a cabo en los seres humanos. Por lo tanto, la oportunidad de introducir adiciones flexibles a la tDCS animales actualmente divulgados ofrece que una contribución importante para la comprensión de los nervios se resta de la pinza y la justificación de su uso terapéutico.
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Disclosures
Ninguno
Acknowledgments
Agradecemos al Sr. Rodrigo de Souza para asistencia en el mantenimiento de colonias de ratón. L.A.V.M es un becario postdoctoral de la CAPES. Este trabajo fue financiado por la beca PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD Ultra-Fine 50U Syringe | BD | 10033430026 | For intraperitonially injection. |
| Shaver (Philips Multigroom) | Philips (Brazil) | QG3340/16 | For surgical site trimming. |
| Surgical Equipment | |||
| Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | KOPF | 940 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars | KOPF | 922 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Cannula Holder | KOPF | 1766-AP | For implant positioning. |
| Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand | WPI | PZMIII-BS | For bregma localization and implant positioning. |
| Temperature Control System Model | KOPF | TCAT-2LV | For animal thermal control. |
| Cold Light Source | WPI | WA-12633 | For focal brightness |
| Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging | VetEquip | 901820 | For isoflurane delivery and safety. |
| VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter | VetEquip | 931401 | Delivery system safety measures. |
| Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder | KOPF | 923-B | For animal restriction and O2 and isoflurane delivery. |
| Oxygen regulator, E-cylinder | VetEquip | 901305 | For O2 regulation and delivery. |
| Oxygen hose – green | VetEquip | 931503 | For O2 and isoflurane delivery. |
| Infrared Sterilizer 800 ºC | Marconi | MA1201 | For instrument sterilization. |
| Surgical Instruments | |||
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | For incision. |
| Surgical Hooks | INJEX | 1636 | In House Fabricated - Used to clear the surgical site from skin and fur. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For skin grasping. |
| Surgical Consumables | |||
| Vetbond | 3M | SC-361931 | For incision closing. |
| Cement and Catalyzer KIT (Duralay) | Reliance | 2OZ | For implant fixation. |
| Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) | JnJ | 75U | For surgical site antisepsis. |
| 24 Well Plate (Tissue Culture Plate) | SARSTEDT | 831,836 | For cement preparation. |
| Application Brush | parkell | S286 | For cement mixing and application. |
| Pharmaceutics | |||
| Xylazin (ANASEDAN 2%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P10160 | For anesthesia induction. |
| Ketamine (DOPALEN 10%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P30101 | For anesthesia induction. |
| Isoflurane (100%) | Cristália (Brazil) | 100ML | For anesthesia maintenance. |
| Lidocaine (XYLESTESIN 5%) | Cristal Pharma | - | For post-surgical care. |
| Ketoprofen (PROFENID 100 mg) | Sanofi Aventis | 20ML | For post-surgical care. |
| Ringer's Lactate Solution | SANOBIOL LAB | 7898153652145 | For post-surgical care. |
| TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) | Alcon | 631 | For eye lubrification and protection. |
| Stimulation | |||
| Animal Transcranial Stimulator | Soterix Medical | 2100 | For current generation. |
| Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) | Soterix Medical | 2100 | Electrode support (Implant). |
| Pin-type electrode (Ag/AgCl) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Pin-type electrode cap | Soterix Medical | 2100 | For implant protection. |
| Body Electrode (Ag/AgCl Coated) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Saline Solution (0.9%) | FarmaX | 7896902206441 | Conducting medium for current delivery. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For tDCS setup. |
| Real Time Polymerase Chain Reaction | |||
| BioRad CFX96 Real Time System | BioRad | C1000 | For qPCR |
| SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) | BioRad | 1725271 | For qPCR |
| Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 | BioRad | HSP9601 | For qPCR |
| Microseal "B" seal pct c/ 100 | BioRad | MSB1001 | For qPCR |
References
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