Summary
Transkraniell likström stimulering (TDC) är en terapeutisk teknik föreslås att behandling av psykiska sjukdomar. En djurmodell är viktigt för att förstå de specifika biologiska förändringar som frammanade av TDC. Det här protokollet beskriver en modell av TDC-mus som använder en kroniskt inopererade elektroden.
Abstract
Transkraniell likström stimulering (TDC) är en icke-invasiv neuromodulation teknik föreslås som ett alternativ eller kompletterande behandling av flera neuropsykiatriska sjukdomar. De biologiska effekterna av TDC är inte helt klarlagda, vilket delvis förklaras på grund av svårigheten att erhålla mänsklig hjärnvävnad. Det här protokollet beskriver en modell av TDC-mus som använder en kroniskt inopererade elektroden så att studiet av de långvariga biologiska effekterna av TDC. I denna experimentella modell, TDC ändras det kortikala genuttrycket och erbjuder en framstående bidrag till förståelsen av den logiska grunden för dess terapeutiska användning.
Introduction
Transcranial Direct Current stimulering (TDC) är en icke-invasiv, låg kostnad, terapeutisk teknik, som fokuserar på neuronal modulering med hjälp av låg intensitet kontinuerliga strömmar1. För närvarande finns det två uppställningar (anodal och katodal) för TDC. Medan anodal stimulering utövar en nuvarande elektriska fältet för svag för att utlösa handlingspänningar, har elektrofysiologi studier visat att denna metod ger förändringar i synaptisk plasticitet2. Bevis visar exempelvis att TDC inducerar långsiktig potentiering (LTP) effekter såsom ökad maximal amplitud av excitatoriska postsynaptiska potentialer3,4 och modulering av kortikala upphetsning5.
Omvänt inducerar katodal stimulering hämning, vilket resulterar i membran hyperpolarisering6. En hypotes för denna mekanism är baserad på de fysiologiska rön där TDC beskrivs för att modulera aktionspotential frekvens och varaktighet i neuronala kropp3. Framför allt, denna effekt inte direkt framkalla handlingspänningar, men det kan skifta tröskeln depolarisation och underlätta eller hindra neuronala bränning7. Dessa kontrasterande effekter har visats tidigare. Till exempel produceras anodal och katodal stimulering motsatta effekter i konditionerat svar registrerats via Elektromyografi aktivitet i kaniner8. Studier har emellertid också visat att långvarig anodal stimulering sessioner kan minskar retbarhet och öka katodal strömmar kan leda till retbarhet, presentera själv kontrasterande effekter3.
Både anodal och katodal stimuli aggregera användningen av elektroden par. Exempelvis i anodal stimulering, ”aktiv” eller ”anod” placeras elektroden över hjärnregionen till moduleras medan ”referens” eller ”katod” elektroden ligger över en region där effekten av nuvarande antas vara obetydlig9. I katodal stimulering, är elektrod disposition inverterad. Stimulering intensiteten för effektiv TDC beror på nuvarande intensiteten och elektroden dimensioner som påverkar elektriskt fältet annorlunda10. I mest publicerade studier, är den genomsnittliga strömstyrkan mellan 0,10 till 2,0 mA och 0,1 mA till 0.8 mA för människa och möss, respektive6,11. Även om elektroden storlek 35 cm2 används vanligtvis i människor, det finns ingen ordentlig förståelse om elektroden dimensioner för gnagare och en mer grundlig undersökning är behövs6.
TDC har föreslagits i kliniska studier med försök av erbjuder ett alternativ eller kompletterande behandling för flera neurologiska och neuropsykiatriska störningar11 såsom epilepsi12, bipolär sjukdom13, stroke5 , major depression14, Alzheimers sjukdom15, multipel skleros16 och Parkinsons sjukdom17. Trots växande intresse för TDC och dess användning i kliniska prövningar, detaljerad cellulära och molekylära evoked förändringar i hjärnvävnaden, kort och långvariga effekter, samt beteendemässiga utfall, är ännu för att vara mer djupt undersökte18, 19. eftersom en direkt mänskliga förhållningssätt att grundligt studera TDC inte är livskraftiga, användning av en TDC djurmodell kan erbjuda värdefulla insikter i de cellulära och molekylära händelser de terapeutiska mekanismer av TDC på grund av tillgängligheten till den djurets hjärnvävnad.
Tillgängliga bevis är begränsad när det gäller TDC modeller i möss. De flesta rapporterade modeller används olika implantera layouter, elektrod dimensioner och material. Till exempel Winkler o.a. (2017) implanteras huvud elektroden (Ag/Granulatfyllda, 4 mm i diameter) fylld med koksaltlösning och fixade det till kraniet med akryl cement och skruvar20. Skiljer sig från vår inställning, deras bröst elektrod var implanterade (platina, 20 x 1,5 mm). Nasehi et al. (2017) används ett förfarande som är mycket lik vår, även om bröstkorg elektroden gjordes från en saltlösning-indränkt svamp (kol fylld, 9,5 cm2)21. En annan studie implanteras båda elektroderna i djurets huvud, som uppnåddes genom att använda fasta plattor och täcker djurets huvud med en hydrogel ledare22. Här, beskriver vi en modell av TDC-mus som använder en kroniskt inopererade elektroden genom enkla kirurgiska förfaranden och TDC setup (figur 1).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Individuellt-inrymt manliga vuxen (8-12 veckor) C57BL/6 möss användes i detta experiment. Djuren fick ordentlig vård före, under och efter experimentella rutiner med mat och vatten ad lib. Alla förfaranden som godkändes av utskottet djuretik från federala universitet av Minas Gerais (protokoll nummer 59/2014).
1. elektrodplacering
-
Sederande och fixerande djuret på stereotaxic apparaten
- Sterilisera alla nödvändiga kirurgiska instrument.
Observera. Kirurgiska instrument var steriliserad i 3 minuter vid 440 ° C. Bomullspinnar var autoklaveras vid 20 psi (pounds per kvadrattum) vid 121 ° C i 20 min. - Justera termiska plattform handkontrollen till 37 ° C.
- Väga djuret och beräkna den lämpliga dosen för induktion av anestesi. Använd en blandning av ketamin och xylazin vid en dos på 100 mg/kg ketamin och 8 mg/kg xylazin, gett intraperitonealt (stickor, 31 G). Djuret bör somna inom 2 till 3 min.
- Använda en rakapparat eller rakhyvel för att raka ner operationsområdet.
- Plats djuret på stereotaxic apparaten över det pre värmde värmeplattan.
- Håll djurets huvud och infoga spets öra staplarna i var och en av djurets öron att fixa det till stereotaxic-plattformen.
- Kontrollera det finns ingen laterala huvudet skiftande och lite vertikal rörelse efter genom att sakta flytta djurets huvud positionering.
- Försiktigt glida anestesi masken över musens näsa och fixa det på plats med skruven.
- Ange isofluran till 1% med 1,0 L/min O2.
- Tillämpa ögonsalva till djurets ögon att förebygga korneal torkning under operationen.
- Sterilisera alla nödvändiga kirurgiska instrument.
-
Fästa implantatet till djurets huvud
- Använd bomullspinnar för att förbereda operationsområdet med tre alternerande scrubs povidonjod (eller 2% klorhexidin) och 70% etanol.
- Använda ett par pincett för att verifiera anestesi djup genom att försiktigt klämma djurets tår och verifiera förlusten av djurets pedal uttag (tå nypa) reflex.
- Gör ett snitt cirka 3 mm posteriort djurets öra linje och stannar vid ögat line. Webbplatsen snitt måste ha cirka 1 cm lång för att vara tillräckligt stor för att få implantatet.
- Försiktigt skrapa kraniet med en ben skrapa att förbättra lim och cement följsamhet. Göra detta ljus hand med avsikt att skapa mikro repor.
- Noggrant placera kirurgiska krokar till den lösa huden att bibehålla en öppen operationsområdet och fri från hinder såsom hud och päls.
- Använd en steril bomullspinne torka djurets hårbotten.
- Använda en dissekera Mikroskop för att visualisera toppen av djurets kranium.
- Fäst en nål vid stereotaxic innehavaren och lokalisera bregma. Placera nålen direkt ovanför djurets huvud något vidröra bregma.
- Alla koordinater på den digitala tracer till noll och sedan höja nålen.
- Fixa TDC implantatet på hållaren för stereotaxic. Placera implantatet över djurets huvud och sänka den långsamt till regionen av intresse med hjälp av rätt stereotaxic koordinater.
- Använda en nål för att sprida 1 droppe (ca 35 μL) av superlim på implantatets base.
- Långsamt flytta hållaren nedåt tills det når skallen. Vara säker på att implantatet basen är helt i kontakt med ytan.
- Förbereda kirurgiska cement enligt tillverkarens anvisningar.
- Efter exakt positionering, applicera 3 tunt, jämnt lager av cement över kraniet och på den nedre delen av implantatet. Applicera droppe per droppe med en appliceringsborste. Lager måste bilda en hill-formad struktur för ytterligare strukturella stöd av implantatet.
- Lämna implantatets skruv tråd rent av cement för att tillåta en slät, obehindrad anslutning.
- Låt varje lager torka i cirka 4 minuter.
- När torr, ta försiktigt bort hållaren tills den är helt fristående från implantatet. Alltid använda extrem försiktighet vid hantering av implantatet, eftersom det av misstag kan utvinnas ur djurets kranium.
-
Avslutad kirurgi och postoperativ vård
- Återfukta djurets hud på webbplatsen snitt med en saltlösning-indränkt bomullstuss.
- Kappa huden över basen av TDC implantatet.
- Använd ett par pincett att sammanföra vävnaden och stänga snittet med en droppe av kirurgiska vävnad lim per 0,2 cm av vävnad.
- Infiltrera 1-2% lidokain i snitt webbplatsen och underliggande vävnader.
- Hydrate musen med 500 µL av laktat Ringers lösning subkutant.
- Placera musen i en pre värmde (37 ° C) ren, singel-inrymt bur.
- Sätt en liten skål med våt mat pellets i buren för enkel åtkomst till mat i de följande timmarna.
- Registrera djurets postoperativa vikt.
- Ge den animaliska ketoprofen (5 mg/kg) subkutant efter operationen och på de kommande 2 dagarna.
- Övervaka återvinning av djuret noga i minst 1 vecka. Bedöma tecken på ångest, såsom piloerection, grooming, minskad rörelseförmåga, sår kliar och inflammation i operationsområdet.
2. TDC Setup och stimulering
-
TDC Setup (se figur 2)
Observera. Kontrollera att den TDC stimulatorn är fulladdat.- Koppla anod och katod kablarna till den TDC stimulatorn och göra dem tillgängliga nära webbplatsen stimulering. Bifoga den pin-typ elektroden till innehavaren av stereotaxic.
- Ange den termiska plattformen till 37 ° C.
- Slå på syre flödesmätarens på inandning anestesi systemet till 1 L/min.
- Placera musen in i kammaren för induktion av anestesi.
- Slå på den isofluran spridare till 3%. Låt djuret att genomgå isofluran effekter för 4 min.
- När djuret är induktion kammaren, Använd en steril spruta för att fylla kroppen elektroden med 0,9% koksaltlösning.
- Ta bort djuret från induktion kammaren och placera dess bröstkorg över kroppen elektroden.
- Försiktigt glida anestesi masken över musens näsa och fixa det på plats. Lägre isofluran utdata till 1,5%.
- Fyll implantatet och pin-typ elektroden med koksaltlösning och fäst dem försiktigt.
- Justera stimulering tid och nuvarande intensitet.
- Kontrollera kontakten kvaliteten på den TDC-stimulatorn. Optimal kontakt går från 7 till 10 på en skala 1 till 10.
-
Stimulering
- Starta stimulering.
- Observera den nuvarande upprampning till 30 s till det valda värdet och underhålla sig stadig för den fastställda tiden, sedan, i slutet av sessionen ramp ner igen.
- Aktivera knappen sham för kontroll möss.
- Observera den nuvarande upprampning till 30 s till det valda värdet och sedan ner till 1 för resten av perioden stimulering med en sista ramp till det valda värdet i slutet med en sammanhängande ramp ner.
- När stimulering sessionen är klar, noggrant överföra djuret till en redan uppvärmd (37 ° C) bur i 10 min.
Observera. Djuren börjar vakna upp efter 3 min. - Stänga av inandning anestesi systemet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Kirurgiska protokollet presenterade långsiktig implantatets stabilitet för minst en månad, med inga inflammatoriska signaler på webbplatsen stimuleras heller inga andra oönskade effekter. Alla djur överlevde de kirurgiska proceduren och TDC sessionerna (n = 8). I detta experiment, var TDC implantat placerad över de M1 och M2 cortices (+ 1,0 mm främre-bakre och 0,0 mm i sidled till bregma). En vecka senare, TDC (n = 3-4) och placebo (n = 3) möss var stimuleras under fem dagar under 10 min på 0,35 mA. Kontakt kvalitet (CQ) värdena registrerades för att bedöma implantatet livskraft och inga signifikanta skillnader mellan grupperna under en 5-dagars stimuleringsbehandling (figur 3A). Genom att använda denna djurmodell, stimulering framgång kan bestämmas genom utvärderingen av genen uttrycksnivåerna för hjärnan som härrör neurotrofa faktorn (BDNF) och glial fibrillary sura protein (Fredsgenomförande). Både BDNF och Fredsgenomförande presenteras betydligt högre mRNA nivåer i cortex under implantatet jämfört med gruppen placebo. Effekterna av TDC på genuttryck verkar vara begränsad till specifika gener sedan uttryck det verksamhet-reglerade cytoskelettet-associerade proteinet (ARC) och synapsin 1 (SYN1) gener inte var ändrat (figur 3B).
Figur 1 . Experimentell steg som används för implantat kirurgi och stimulering. En schematisk flödesschema över stegen genom TDC implantat placering, TDC setup och stimuleringsbehandling. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2 . TDC Setup. Rätt överlägsna bilden motsvarar aschematic av den TDC nuvarande stimulator (A), som innehåller en display för aktuell intensitet och stimulering varaktighet (B), en CQ skalning (C) från 1 till 10 och en sann nuvarande display (D). Den TDC stimulatorn har även knappar för att aktivera sham stimulering (E) att starta stimulering (F), och att avbryta protokollet (G). De två rattarna används för att justera den nuvarande intensitet (H) och stimulering varaktighet (I). På/av-knappen är beläget på baksidan (J). Två kvinnliga insertable ingångar utnyttjas för elektrodkablar (K, minuspolen) (L, positiv pol). Den rätt sämre bild showsthe djur setup med huvudet elektroden av Ag/Granulatfyllda (O) och kroppen elektroden tillverkad i Förnicklad mässing (M) uppsättningar och deras respektive dimensioner. En auto justeras termisk plattform (N) underhåller djurets temperatur och isofluran blandas med 100% syrgas (P) levereras via stereotaxic gasmasken (Q). Infällt (R) visar placeringen av anoden i förhållande till de kortikala motor regionerna M1 och M2 (S). Det TDC headstage består av en implanterbar innehavaren (T) fylld med koksaltlösning (0,9% NaCl) (U) som är stängd med en pin-typ elektrod (V) bifogas ett plastlock (W). Respektive dimensioner skildras i millimeter (D = diameter, H = höjd, ID = innerdiameter). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3 . Kontakta kvalitet och gen uttryck förändringar frammanade av TDC. (A) ingen statistiska skillnader observerades för kontakt kvalitet (CQ) bland grupperna. Tvåvägs upprepade åtgärder ANOVA, behandling kontra dag interaktion (F4,30 = 0.552, P = 0.698), behandling faktor (F4,30 = 0.349, P = 0,810), dag faktor (F1,30 = 0,157, P = 0.694). (B) kvantitativa polymerase chain reaktion gen uttryck data för BDNF (hjärnan som härrör neurotrofa faktor)Fredsgenomförande (glial fibrillary sura protein)ARC (aktivitet-reglerade cytoskelettet-associerade protein) och SYN1 (synapsin 1). mRNA nivåer av både BDNF (p = 0.0081) och Fredsgenomförande (p = 0.0108) ökades medan ingen förändring upptäcktes för ARC (p = 0.0760) och SYN1 (p = 0.508), enligt D'Agostino-Pearson normalitet test följt av oparade parametriska Students t-test. Fold förändringar beräknades med hjälp av 2- ΔΔCQ -metoden i förhållande till RPL13A gen. I alla grafer, TDC koncernen är magenta och sham grupp är grönt; n = 3-4/grupp. Data är uttryckta som medelvärde och ± S.E.M. felstaplar. n.s. = signifikanta, p ≤ 0.05*, p ≤ 0.01* *. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Under de senaste åren, har neurostimulering tekniker in i klinisk praxis som en lovande förfarande att behandla neuropsykiatriska störningar23. För att minska den begränsning som införts av bristen på kunskap av neurostimulering mekanismer, presenterade vi här en musmodell för TDC som transporterar en elektrod som kan rikta hjärnregioner. Eftersom elektroden är kroniskt implanterbara, möjliggör denna djurmodell utredningen av långvariga biologiska effekter frammanade av TDC (för minst 1 månad) i komplex stimulering mönster. Den beskrivna TDC djurmodell presenterar hög implantatet tolerans och liten chans att infektion om genomförs korrekt. Sammantaget är kirurgi stegen att placera implantatet för snabb och enkel utförande (30 min/djur). En ytterligare fördel med denna TDC-modell är att det är möjligt att spåra elektrod kontakt kvalitet och faktiska nuvarande stimulering värden.
Den största nackdelen med denna djurmodell är korrekt implantat fixering på musens kranium. Under operationen är det viktigt att begränsa djurets huvud på ett sätt som ingen laterala huvudet skiftande är möjligt (huvudet kommer bara gå vertikalt). Detta kommer att försäkra att djurens hårbotten är helt i linje med implantatets beräkningsunderlag, korrekt fixering med dentala cement och högre precision i modulerande avsedda målområdet. Det är viktigt att göra snittet tillräckligt stor för att få implantatet. En större sänkning kan vara nödvändigt för vissa TDC implantat. Med hjälp av två till fyra kirurgiska krokar tillverkade av injektionssprutor kommer att öka området cementerade. Men Undvik att placera krokar för nära till djurets ögon ta bort varje möjlighet av lesioner. Försiktigt skrapa hårbotten kommer att förbättra vidhäftningen av den Super-lim och cement på kraniet, kan eventuellt kvarvarande skräp hindra bra implantat anslutning. Dessutom när du tillämpar den dentala cementen, förbereda det första lagret med en högre viskositet, vilket undviker cement köra ner djurets kranium. Varje cement lager måste tillåtas torka minst 4 minuter eftersom tillämpa cement över våta lager kommer att fördröja härdning av de nedre lagrarna och kan orsaka implantatet att skifta eller ens falla. Från erfarenhet, måste det finnas högst 3 lager av cement runt implantatet att undvika obstruktion av gängan. För både lim och cement, vara säker på att upprätthålla deras tillämpning begränsas till implantatets bas. Undvika att rester till spridningen av implantatet, som kommer att minska ytans ledningsförmåga och lägre TDC effekterna.
Implanterbara elektroden används i detta förfarande var inte fabricerade internt men förvärvas från en medicinsk forskningsföretag specialiserade på att producera neuromodulation enheter. Implantaten är gjorda av polypropylen med 9 mm höjd och en yttre och inre diameter 5,7 mm och 3,5 mm, respektive. Det kan hålla en saltlösning totalvolym på 80 µL. Den överlägsna delen av implantatet är förberedd med en skruv tråd att få en pin-typ elektrodhållare. Pin-typ elektrodhållares yttre kroppen är också gjord av polypropylen mät 4 mm hög med en 5,3 mm yttre diameter och en 3,75 mm innerdiameter. Elektroden stiftet är tillverkad av Ag/Granulatfyllda, ett inert material som används på grund av dess icke-upplösning egenskaper (figur 2). Eftersom platsen för implantatet är en kritisk faktor för effektiv TDC, är det viktigt att välja en korrekt elektrod storlek enligt regionen av intresse. De implantat som används i denna djurmodell upptar en yta av 9.61 cm2, sprids det elektriska fältet över en 1,75 mm radie från avsedda hjärnan koordinaten vilket resulterar i en 36,3967 μA/cm2 strömtäthet. Möjligen, TDC stimulans avrättades i detta protokoll var mestadels riktad till de M1 och M2 cortices.
Vanligtvis, varierar elektrod konfigurationen beroende på avsedda retande eller hämmande stimulering effekterna (anodal kontra katodal). Även om strömmar alltid rinner ut ur anoden i riktning mot katoden, ger genom att placera elektroden i inverterad terminal positioner olika elektrofysiologi effekter. Till exempel när joner flöde från katoden i riktning mot anoden, definieras förfarandet brukar som en katodal stimulering24. I detta experiment utfört vi anodal stimulering där anoden placerades över de M1/M2 cortices och katoden lades ner på djurets bröstkorg. Således, i vår TDC setup, det förväntas att stimulering producerar excitatoriska potentialer25. TDC effekten kan också regleras genom förändringarna i nuvarande intensitet och varaktighet. De flesta studier på gnagare har använt strömmar varierar mellan 0,2 och 1,0 mA. TDC strömmar förväntas generera koncentrerad värme reser genom elektroden. Den direkta kontakten av TDC elektroden till djurets huvud måste undvikas. Användning av dirigering medier sträcker sig avståndet mellan elektroden och kraniet och förhindrar de skadliga effekterna av lokala kemiska reaktioner på biologisk vävnad. Det är möjligt att en hög Joniska koncentration i flytande beteende media kan orsaka gasbildning och bubblor resulterade från elektrolys23,24. Men det är osannolikt att har hänt i vår TDC modell sedan isoton koksaltlösning och låg aktuella leveransen kan minska risken för sådana komplikationer24. Andra ledande medier kan dock också användas med liknande effektivitetsvinster, såsom geléartad och grädde-liknande ledare24.
När du väljer den TDC stimulatorn, är det viktigt att överväga funktioner för flexibel konfiguration. För detta protokoll, vi använde en stimulator som drivs av två 9 V alkaliska batterier, vilket gör en förväntad varaktighet 1 h av stimulering på 0,35 mA. Detta stimulator äger ett 0,02 till 1 mA strömområde med 10 μA upplösning, idealisk för gnagare stimulering. Det är viktigt att den TDC stimulatorn är utrustad med ett faktiska nuvarande indikator och kontakt kvalitet (CQ) feedbacksystem att undersöka optimal stimulering förhållanden. Indikatorn för aktuell försäkrar när programmerade stimulering intensiteten är uppfylls. I denna TDC modell är den vanligaste faktorn för felaktig aktuell bubblor i saltlösning. Problemet kan indikeras av CQ feedback-systemet, som mäter kontakten av båda elektroderna genom ledande medium och djurets kropp. Det TDC-stimulator som används i detta experiment visar CQ (SMARTscan) värden varierar från 1 till 10 på en led skala. Denna skala bygger på spänningsvärden som kan härleda motstånd enligt Ohms lag. LED 1 indikerar lite eller atypiska lågt motstånd, led 2 anger öppen krets och led 3 till 10 anger dålig till optimal kvalitet (figur 2-MOM). CQ registrerades dagligen för TDC och sham grupper att verifiera elektrod livskraft. Det är anmärkningsvärt att CQ medelvärdet under stimulering session var högre än 7, vilket innebär att önskad strömmar levereras. Övergripande, inga statistiska skillnader observerades för CQ bland de grupperna eller dag av stimulering (figur 3A). För att ytterligare verifiera vår TDC modell, utfört vi kvantitativa polymerase chain reaktioner (qPCR) för att undersöka om fem TDC sessioner (10 min, 350 μA) ändra kortikala genuttryck. Vi hittade att mRNA nivåer av BDNF och Fredsgenomförande höjdes i M1/M2 cortex av TDC grupper, i förhållande till Sham möss (figur 3B). Dessa resultat överensstämmer med andra studier19,25.
Neurostimulering experimentella Djurstudier kan ge nya insikter om vad hjärnan mekanismerna med relevans för neuropsykiatriska störningar. Beroende på den experimentella konfigurationen, kan TDC församlingen i denna djurmodell också kombineras med en befintlig optogenetic eller elektrofysiologi headstage att producera en setup för samtidig inspelning och stimulering, tillsammans med en mängd hjärnan exempelexperiment. Dessa metoder skulle vara svårt för att genomföra på människor. Därför erbjuder möjlighet att infoga flexibla tillägg till den för närvarande rapporterade djur TDC ett framstående bidrag för förståelsen av de neurala subtraherar TDC och den logiska grunden för dess terapeutiska användning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen
Acknowledgments
Vi tackar Mr Rodrigo de Souza för hjälp att upprätthålla mus kolonier. L.A.V.M är postdoktor uddar. Detta arbete stöds av bidraget PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD Ultra-Fine 50U Syringe | BD | 10033430026 | For intraperitonially injection. |
| Shaver (Philips Multigroom) | Philips (Brazil) | QG3340/16 | For surgical site trimming. |
| Surgical Equipment | |||
| Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | KOPF | 940 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars | KOPF | 922 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Cannula Holder | KOPF | 1766-AP | For implant positioning. |
| Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand | WPI | PZMIII-BS | For bregma localization and implant positioning. |
| Temperature Control System Model | KOPF | TCAT-2LV | For animal thermal control. |
| Cold Light Source | WPI | WA-12633 | For focal brightness |
| Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging | VetEquip | 901820 | For isoflurane delivery and safety. |
| VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter | VetEquip | 931401 | Delivery system safety measures. |
| Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder | KOPF | 923-B | For animal restriction and O2 and isoflurane delivery. |
| Oxygen regulator, E-cylinder | VetEquip | 901305 | For O2 regulation and delivery. |
| Oxygen hose – green | VetEquip | 931503 | For O2 and isoflurane delivery. |
| Infrared Sterilizer 800 ºC | Marconi | MA1201 | For instrument sterilization. |
| Surgical Instruments | |||
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | For incision. |
| Surgical Hooks | INJEX | 1636 | In House Fabricated - Used to clear the surgical site from skin and fur. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For skin grasping. |
| Surgical Consumables | |||
| Vetbond | 3M | SC-361931 | For incision closing. |
| Cement and Catalyzer KIT (Duralay) | Reliance | 2OZ | For implant fixation. |
| Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) | JnJ | 75U | For surgical site antisepsis. |
| 24 Well Plate (Tissue Culture Plate) | SARSTEDT | 831,836 | For cement preparation. |
| Application Brush | parkell | S286 | For cement mixing and application. |
| Pharmaceutics | |||
| Xylazin (ANASEDAN 2%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P10160 | For anesthesia induction. |
| Ketamine (DOPALEN 10%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P30101 | For anesthesia induction. |
| Isoflurane (100%) | Cristália (Brazil) | 100ML | For anesthesia maintenance. |
| Lidocaine (XYLESTESIN 5%) | Cristal Pharma | - | For post-surgical care. |
| Ketoprofen (PROFENID 100 mg) | Sanofi Aventis | 20ML | For post-surgical care. |
| Ringer's Lactate Solution | SANOBIOL LAB | 7898153652145 | For post-surgical care. |
| TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) | Alcon | 631 | For eye lubrification and protection. |
| Stimulation | |||
| Animal Transcranial Stimulator | Soterix Medical | 2100 | For current generation. |
| Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) | Soterix Medical | 2100 | Electrode support (Implant). |
| Pin-type electrode (Ag/AgCl) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Pin-type electrode cap | Soterix Medical | 2100 | For implant protection. |
| Body Electrode (Ag/AgCl Coated) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Saline Solution (0.9%) | FarmaX | 7896902206441 | Conducting medium for current delivery. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For tDCS setup. |
| Real Time Polymerase Chain Reaction | |||
| BioRad CFX96 Real Time System | BioRad | C1000 | For qPCR |
| SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) | BioRad | 1725271 | For qPCR |
| Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 | BioRad | HSP9601 | For qPCR |
| Microseal "B" seal pct c/ 100 | BioRad | MSB1001 | For qPCR |
References
- Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
- Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
- Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
- Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047 (2015).
- Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
- Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
- Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
- Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
- Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
- San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
- Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
- Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
- Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
- Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
- Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
- Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
- Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
- Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
- Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
- Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2 (2017).
- Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180 (2015).
