Summary
هنا يصف لنا وضع بروتوكول لقياس معدل الترشيح الكبيبي (GFR) في واعية، تتحرك بحرية الفئران باستخدام جهاز GFR عبر الجلد.
Abstract
تحليل عبر الجلد لمعدل الترشيح الكبيبي (GFR) هو أسلوب المنشأة المستخدمة لتقييم الوظيفة الكلوية في نماذج الماوس وفار من إصابة الكلي الحاد وأمراض الكلي المزمنة. يتكون نظام القياس من كاشف fluorescence المنمنمة التي ترتبط مباشرة الجلد على الجزء الخلفي الحيوانات واعية، تتحرك بحرية، وتدابير حركية الإفراز للتتبع GFR الخارجية، فلوريسسين-isothiocyanate (فيتك) سينيسترين مترافق (الاينولين تناظرية). وقد وصفت هذا النظام بالتفصيل في الفئران. ومع ذلك، بسبب صغر حجمها، قياس GFR transcutaneous في الفئران تحديات إضافية التقنية. في هذه الورقة نقدم لذلك أول دليل عملي مفصل باستخدام شاشات GFR عبر الجلد في الفئران استناداً إلى تجربة مشتركة من ثلاثة محققين المختلفة الذين يقومون بهذا التحليل في الفئران على مدى عدد من السنوات.
Introduction
استخدام transcutaneous GFR مراقبين في الفئران أولاً أبلغت شرايبر والزملاء في عام 2012، وتم التحقق من صحتها بمقارنة القياسات GFR التي تم الحصول عليها باستخدام هذا الأسلوب، مع النتائج التي حصلت عليها قياس مباشر لإزالة بولس فيتك-سينيسترين من عينات الدم المسلسل1. وحتى الآن، كان هناك 35 منشورا لاستعراض الأقران التي استخدمت transcutaneous GFR مراقبين في الجرذان والفئران (يمكن الاطلاع على قائمة مستوفاة بانتظام مقالات صحفية وملخصات المؤتمرات التي يستخدم فيها جهاز GFR الإكلينيكية في ميديبيكون الموقع2). قياسات GFR عبر الجلد في الفئران والجرذان وقد وصفت في عدد من المنشورات1،3،،من45، وشريط فيديو تعليمي مما يدل على استعمالها في الفئران تم نشر6. ومع ذلك، والقياس في الفئران يعرض تحديات تقنية إضافية. هنا، نحن نقدم أول دليل عملي مفصلة لاستخدام شاشات GFR عبر الجلد في الفئران.
وهناك مجموعة متنوعة من الأسباب لماذا بدأت المحققين لصالح استخدام شاشات GFR عبر الجلد لتقييم الوظيفة الكلوية في نماذج القوارض. قياس عبر الجلد لإزالة سينيسترين فيتك قد ثبت أن توفر مقياسا أكثر حساسية ودقة من وظيفة الكلي مقارنة بالمعلمات التقليدية لوظيفة الكلي مثل مصل الدم وكرياتينين اليوريا النيتروجين (بون)7، 8. من خلال تنفيذ خوارزمية تحسين تقييم، أظهرت فريدمان وزملاؤه أن يصل النظام إلى الدقة مقارنة بمعيار الذهب، تقنية ضخ مستمر ل قياس GFR3. كما أظهرت الدراسات الحديثة أنه يمكن استخدام التحليل المتسلسل باستخدام transcutaneous GFR مراقبين لدراسة التغيرات المبكرة في وظيفة الكلي، فضلا عن الانتعاش وظيفية بعد التعريفي لإصابة الكلي الحاد (أكي) دون التدخل في دم الحيوانات وحدة التخزين أو الهليوكبتر، نظراً للفحص لا يتطلب متسلسلة الدم أخذ العينات9،10. القدرة على قياس GFR بدقة عالية وحساسية مرارا وتكرارا في الحيوان نفسه يجعل هذا الأسلوب جذابة لمجموعة متنوعة من التخصصات المختلفة للبحث. استخدمت شاشات GFR عبر الجلد بالشركات الصيدلانية لتقييم سمية مركبات جديدة، وكذلك في الجامعات للبحوث الأساسية ومتعدية الجنسيات.
Protocol
أجريت جميع التجارب على الحيوانات وفقا للمبادئ التوجيهية المحلية في المملكة المتحدة والولايات المتحدة الأمريكية. التجارب التي أجريت في جامعة ليفربول أجريت تحت ترخيص الممنوح بموجب قانون المملكة المتحدة للحيوانات (الإجراءات العلمية) عام 6891، ووافقت عليها لجنة الأخلاقيات في جامعة ليفربول. جميع التجارب على الحيوانات في المركز الطبي بجامعة فاندربيلت أقرتها لجنة الاستخدام ورعاية الحيوان المؤسسية فاندربيلت.
1. إعداد فيتك-سينيسترين
- إعداد 40 مغ/مل فيتك-سينيسترين في الفوسفات مخزنة المالحة (PBS).
ملاحظة: يمكن تخزين مختبرين في-20 درجة مئوية لعدة أشهر مع أي انخفاض ملحوظ في الجودة؛ ولكن ينبغي تجنب دورات تجميد أذاب متعددة. فيتك-سينيسترين حساسة للضوء--الحفاظ على أنبوب محمية من الضوء. - حساب حجم فيتك-سينيسترين المطلوبة لكل الماوس:
- تزن كل الماوس في كل يوم للقياس.
- الجرعة الموصى بها 0.15 مغ فيتك-سينيسترين كل جرام من وزن الجسم.
2. إعداد الماوس
- إعداد أقفاص منفصلة للفئران بينما يخضعون لقياس GFR. توفير المناشف الورقية الماصة والكريات عدد قليل من المواد الغذائية.
3-إزالة الشعر من الماوس (1-2 أيام قبل قياس GFR)
- تخدير الماوس مع إيسوفلوراني 3%، ومرة واحدة الماوس نائماً، المحافظة على التخدير مع إيسوفلوراني 1.5-2%، تبعاً لمعدل التنفس الماوس. ضع الماوس عرضه على منصة لحرارة.
- استخدام ماكينة حلاقة كهربائية، تسير عكس اتجاه الفراء، لإزالة معظم الفراء من جانب واحد من الماوس مرة أخرى. يحلق من الجزء العلوي من الخلفيتين حتى الرقبة، وعبر أضلاعه.
- تطبيق طبقة رقيقة من كريم إزالة الشعر للمنطقة حلق باستخدام براعم القطن (الشكل 1A). نقل براعم القطن ضد اتجاه الفراء ضمان تطبيق الكريم قريبة من الجلد قدر الإمكان.
- إزالة الكريم بعد 1 – 3 دقيقة قبل غسله مع مسحات القطن والماء الدافئ. لا تقوم بقياس إذا ظهر الجلد الأحمر وغضب جداً بعد القياس، وعدم تكرار إزالة الشعر داخل ح 72 لتجنب الأضرار بالجلد.
4-إعداد جهاز العرض GFR عبر الجلد
- استخدام واحد من اثنين من الأحجام من التصحيحات التي تتوفر. الأول هو 2.5 × 3 سم2 في الحجم ويمكن استخدامها مباشرة للقياسات في الفئران. التصحيحات الأخرى 6 × 3 سم2 في الحجم ويراد استخدامها في الفئران أو الحيوانات الكبيرة ولكن يمكن أن تخفض إلى حجم أصغر لاستخدامها في الفئران.
- قشر بمساندة من جانب واحد للتصحيح وعصا الجهاز GFR على الجانب لاصقة، تحديد المواقع المصابيح بالضبط أعلاه نافذة واضحة.
- قص التصحيح لاصقة الزائدة لتناسب حجم البطارية والعصا على جانب واحد من التصحيح للبطارية.
5-إرفاق جهاز GFR عبر الجلد
- تخدير الماوس مع إيسوفلوراني كما هو موضح في الخطوة 3، 1 وضع الماوس عرضه على لوحة حرارة. تخدير الفئران إلا لموضع مراقبة GFR عبر الجلد وحقن فيتك-سينيسترين؛ السماح للتعافي من التخدير لقياس الاضمحلال فيتك.
- تنظيف البشرة قبل حلق مع الإيثانول 70%. ضع حوالي 12 سم شريط الحرير هيبوالرجينيك تحت الماوس (الشكل 1B؛ عرض الشريط ينبغي أن تخفض إلى 1.5 – 2 سم حيث أنها ليست واسعة جداً للماوس).
- وضع الشريط بحيث فقط حوالي 2 سم على الجانب الأيمن للماوس، والباقي على اليسار. أمثال حافة واحدة أكثر من الجانب الأيمن من الشريط التنسيب السهل وإزالتها بعد القياس. تعليمات اليسار واليمين للخطوات 5.3 و 5.6 لوضع الجهاز على الجانب الأيمن للحيوان ويمكن تبديل لوضع الجهاز على الجانب الأيسر من الحيوان إذا لزم الأمر.
- توصيل البطارية بالجهاز وإزالة الدعم من البطارية ووضعه بشكل أمن على رأس الجهاز. الجهاز جاهز للاستخدام والحصول على البيانات ويبدأ عند بدء الثنائيات التي ينبعث منها قدر الضوء الأزرق (المصابيح) وامض.
- إزالة الدعم من الجهاز ووضعه على الجلد حلق. موقف الجهاز مثل أن يكون الإطار فضح المصابيح فوق الأضلاع – لم يكن لديك أنها قريبة جداً إلى العمود الفقري أو أطرافه (الشكل 1).
- تأمين الجهاز مع الشريط الأبيض. تأمين الجانب الأيمن الأول (الشكل 1)، التفاف محكم حول حواف كل جهاز، ثم الالتفاف على الجانب الأيسر حول الماوس والأجهزة (الشكل 1E). ومن الناحية المثالية، على الجانب الأيسر من الشريط فقط يغطي الجهاز، وينتهي الجانب الأيمن تحت البطن للماوس.
- قم بإرفاق الشريط بالضغط عليه جنبا إلى جنب مع محيط الجسم الماوس. الشريط يجب أن ترفق بحزم، ولكن غير محكم. إذا أنها فضفاضة جداً، ثم سيتم نقل الجهاز حول أكثر من اللازم وتسبب حركة المصنوعات اليدوية. ومع ذلك، لا ينبغي ضيق حيث أنه يحد من التنفس أو الحركة أو يضع الكثير من الضغط على الجلد.
- ترك الجهاز دون تغيير لمدة 3 دقائق قبل الحقن فيتك-سينيسترين للسماح بخلفية ثابتة قراءة الواجب اتخاذها. في هذا الوقت، الحارة الذيل مع لوحة الحرارة أو القفازات مليئة بالمياه الدافئة للتحضير لحقن الوريد الذيل (في حالة استخدام هذا الطريق).
6-فيتك-سينيسترين حقن
- إعداد حقنه الأنسولين مع المبلغ المحسوب فيتك-سينيسترين المطلوبة للحقن (وهذا يمكن تقريب إلى أقرب ميكروليتر 10).
- إدارة فيتك-سينيسترين بذيل الوريد أو حقن الرجعية-المداري. ينبغي أن تدار فيتك-سينيسترين في بلعه السلس ولكن سرعة واحدة لتجنب قمم متعددة على المنحنى التخليص. فمن الأفضل لإدارة فقط جرعة جزئي بدلاً من محاولات متعددة لإدارة فيتك-سينيسترين.
7-قياس GFR
- ضع الماوس في قفص بمفرده للتعافي من التخدير isoflurane وطيلة فترة القياس.
- مراقبة الماوس في القفص ح 1.5 ثم قم بإزالة الجهاز. إزالة الجهاز من الماوس واعية سريعة وفعالة، وعموما جيد التحمل بالماوس، ولكن قد تفضل المستخدمين الجدد تسكين الماوس لهذه الخطوة.
- كأحد الخيارات، تخدير الماوس مع إيسوفلوراني.
- كخيار آخر، ضع الماوس على الرف السلك أعلى القفص، السماح للماوس لفهم قضبان معدنية بينما يتم إزالة الجهاز.
- سحب قبالة الشريط الجص الأبيض من أسفل البطن في حركة واحدة سريعة، على نحو سلس، وإزالة الجهاز والجص سوداء من الجلد. كن حذراً من أن عدم فصل البطارية من الجهاز بعد.
- العودة الماوس إلى قفصة المنزل.
8-قراءة وتقييم البيانات
- بعناية قم بفصل البطارية من الجهاز
- قم بتوصيل الجهاز بكبل USB وقم بتوصيل الكبل بالكمبيوتر
- فتح برنامج قراءة (Sensor_ctrl_app.exe)
- بالترتيب، انقر فوق "الاتصال" أو "قراءة" أو "إعادة تسمية"، ومن "حفظ"، ثم قم بإغلاق البرنامج
- معالجة وتقييم البيانات في تحليل البرمجيات كما هو موضح في هذا الدليل كل منهما
Representative Results
في هذا القسم نقدم نتائج تمثيلية لاستخدام جهاز العرض GFR عبر الجلد. وقد استخدمت جهاز العرض عبر الجلد في مجموعة متنوعة من السلالات الماوس ونماذج من AKI وكد2.
ويبين الشكل 2 منحنيات التخليص فيتك-سينيسترين الممثل في الفئران الذكور بالب/c قبل وبعد الإصابة ضخه الاسكيمية (IRI) مع استئصال contralateral المتزامنة. فيتك-سينيسترين سرعة مسح من الدوران في الفئران صحية (الشكل 2A)، ولكن إزالة تأخر كبير في الفئران مع AKI (الشكل 2، ج). في الفئران مع AKI شديدة جداً، قد لا توجد أي تغيير في الأسفار فيتك-سينيسترين أثناء فترة القياس 90 دقيقة، مما يشير إلى غياب تام للترشيح الكبيبي (الشكل 2).
قياس GFR عبر الجلد يتم كسبها، ويمكن استخدامها لرصد التغيرات في وظائف الكلي في الفئران نفسها عبر نقاط زمنية متعددة. ويصور الشكل 3 تغييرات في GFR تحددها قياسات التخليص عبر متتابعة الجلد فيتك-سينيسترين في الأساس، وبعد حمل فرجينيا (الاسكيمية أحادية الجانب مع استئصال contralateral المتزامنة) أيام 1 و 2 و 4. تتضمن البيانات أظهرت فيتك-سينيسترين إزالة نصف العمر (الشكل 3A)، وحساب GFR (الشكل 3B) من نصف إزالة فيتك-سينيسترين المقاسة، كما وصفت شرايبر وآخرون1.
في الشكل 4، حملت أمراض الكلي المزمنة (كد) في الفئران الذكور بالب/c بأداء IRI الانفرادي المطول تليها استئصال contralateral المتأخر، ك وصف11. وقيمت GFR بالتخليص عبر الجلد فيتك-سينيسترين في يوم 26 بعد IRI الأولية. الزيادة في العمر النصفي فيتك-سينيسترين (الشكل 4 أ)، وبالتالي الانخفاض في GFR (الشكل 4 باء)، يشير إلى ضعف في وظيفة الكلي في هذه الفئران. وتبين هذه البيانات أن قياس GFR transcutaneous يمكن استخدامها لقياس التغيرات في وظائف الكلي في الفئران بكد.
ويبين الشكل 5A أن نصف العمر سينيسترين فيتك يرتبط عن كثب مع التقييم النسيجي شبه كمي للإصابة أنبوبي عبر النطاق الكامل من GFR القياسات في يصب الفئران والفئران بالحدة المختلفة من AKI المستحثة بفرجينيا. وفي المقابل، أظهر مصل الدم وكرياتينين اليوريا النيتروجين (بون) إيجابية ولكن الارتباط الأضعف مع إزالة فيتك-سينيسترين (الشكل 5، ج)، مما يشير إلى أن القياسات GFR transcutaneous توفر مقياسا يعول عليه أكثر من كلوي الإصابة (إصابة أنبوبي عشرات) عقب AKI IRI المستحثة من أما كرياتينين المصل أو كعكة.
رقم 1: إرفاق جهاز GFR عبر الجلد. صور فوتوغرافية لإزالة الشعر (A)، والتنسيب للشريط تحت الماوس (ب)، وضع الجهاز على الجلد (ج) للماوس، وتأمين الجهاز بالتفاف الشريط حول الماوس والأجهزة (د-ه) من فضلك انقر هنا عرض نسخة أكبر من هذا الرقم-
رقم 2: منحنيات التخليص المثال فيتك-سينيسترين في ذكور الفئران بالب/c قبل وبعد الإصابة ضخه الاسكيمية (IRI) مع استئصال contralateral المتزامنة. إزالة المنحنيات في خط الأساس (A)، ويوم واحد بعد الجراحة IRI (ب) في الماوس نفسه، مما يشير إلى ضعف وظيفة الكلي في هذه الماوس. (ج) إزالة المنحنى من ماوس أكثر شدة من المصابين بعد أي آر أي جراحة يوم واحد. وكان هناك لا تطهير فيتك-سينيسترين خلال فترة القياس، مما يشير إلى الفشل الكلوي. تمثل النقاط السوداء البيانات البيانات الخام والخطوط الزرقاء تمثل تناسب 3 ثلاجات وخطوط خضراء تمثل فواصل الثقة 95%. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-
الشكل 3: الفئران الذكور بالب/ج، سن 8-10 أسابيع خضع الاسكيمية أحادية الجانب مع استئصال contralateral المتزامنة (n = 5)- GFR المقررة في الأساس وفي أيام 1 و 2 و 4 بعد الجراحة، ومقارنة مع الفئران التحكم تعمل بالشام (n = 5). واستخدمت نصف فيتك-سينيسترين في (A)، جنبا إلى جنب مع وزن الجسم الفئران، لحساب GFR في (ب). نقاط البيانات تمثل الحيوانات الفردية، وتمثل أشرطة الخطأ يعني والخطأ القياسي. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-
الشكل 4: الذكور بالب/ج الفئران سن 8-10 أسابيع خضع الاسكيمية أحادية الجانب مع استئصال contralateral تأخر في يوم 8 (n = 5)- GFR قيمت قبل يوم 26 وتمت مقارنة الفئران مطابقة سن مراقبة صحية (n = 5). واستخدمت نصف فيتك-سينيسترين في (A)، جنبا إلى جنب مع وزن الجسم الفئران، لحساب GFR في (ب). نقاط البيانات تمثل الحيوانات الفردية، وأشرطة الخطأ تمثل المتوسط والانحراف المعياري. سجلت إصابة أنبوبي 0-50 استناداً إلى درجة تشكيل نخر ويلقي المراقبين أعمى (اليسار إلى اليمين) في أقسام الكلي شيف الملطخة حمض الدوري. هذا الأسلوب تم تكييفها من وانغ وزملاؤه12. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-
الرقم 5: الترابط بين ثلاثة تدابير للدالة/تلف الكلي (التقييم النسيجي للإصابة أنبوبي (n = 39)، كرياتينين المصل (ن = 30) والدم اليوريا النيتروجين (بون) (ن = 30)) مع إزالة فيتك-سينيسترين (عمر). خضع بالب/ج الفئران الذكور لفترات متفاوتة لقط بيديكلي الكلوي أحادية الجانب (25 – 45 دقيقة) أو جراحة الشام، مع استئصال contralateral المتزامن للحث على شدة مختلفة أكي، وتم تقييم المعلمات وظيفة الكلي والأنسجة في يوم 4 بعد IRI. وأظهرت النتيجة إصابة أنبوبي علاقة إيجابية قوية مع إزالة فيتك-سينيسترين (؛ ص2 = 0.88)، في حين أظهرت كرياتينين المصل (ب)، وبون (ج) إيجابية لكن الارتباط الأضعف مع إزالة فيتك-سينيسترين (ص2 = 0.64 و 0.52، على التوالي). الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-
Discussion
هذه المخطوطة والفيديو التدريب المصاحب توفير مبادئ توجيهية عملية لاستخدام عبر الجلد شاشات GFR في الفئران. من أهم الخطوات في الإجراء الملحق الصحيح للجهاز على ظهر الحيوان، والتفاف الشريط حول البطن بشكل أمن. أفضل وضع قليلاً اليسرى أو اليمنى من خط الوسط، عبر القفص الصدري. التصحيح والجهاز بحاجة لإلحاقها بحزم بالجلد، ولكن لا تكون ضيق حيث أنها تحد من التنفس، الحركة، أو تؤثر على الدورة الدموية في الجلد تحت الجهاز، كما سيؤدي ذلك إلى القياسات الخاطئة/غير دقيقة. وبالإضافة إلى ذلك، نظراً لرصد حدوث في الفئران واعية بعد أنهم استعادوا من التخدير، تصحيح وضع الجهاز من جانب الجسم مع تدخل أدنى من نتائج الحركة في القياسات عبر الجلد مع القليل من المصنوعات اليدوية حركة. ولهذا السبب، من المهم أن لا يتم وضع الجهاز قريبة جداً من الأطراف العليا حيث أن الفئران يمكن أن تتحرك أكتافهم بحرية.
من المهم أن تضطرين الفئران يوم أو يومين قبل قياس GFR، إزالة الشعر يؤثر على قياس إزالة فيتك-سينيسترين، مع البيانات الأولية تشير إلى أن إزالة الشعر قبل قياس GFR يزيد عبر الجلد مباشرة الظاهر نصف عمر فيتك-سينيسترين. إليه هذا غير معروف. ولذلك، من أجل الحصول على قياسات موثوقة عبر نقاط زمنية متعددة وبين التجارب، من المستصوب تضطرين الفئران في وقت مبكر، للسماح للجلد للتعافي من هذه العملية قبل المتابعة مع قياسات GFR. ينبغي عدم تطبيق كريم إزالة الشعر لنفس المنطقة من الجلد داخل ح 72 طلب مسبق، لتجنب الأضرار الكيميائية على الجلد. في كثير من الحالات، إعادة نمو الفراء يستغرق عدة أيام أو حتى أسبوع، وحتى إعادة التطبيق لإزالة الشعر كريم داخل ح 72 يمكن تجنبها بسهولة.
لتصل إلى 50% من مصل الدم يفرز كرياتينين قسم أنبوبي في الفئران13، ولأن هناك زيادة الاستيعاب من اليوريا من الكلوية عند الفئران المجففة14، كرياتينين المصل وبون علامات سوء الوظيفة الكلوية. ومع ذلك، بسبب راحتهم، تواصل هذه الاختبارات استخدامها كمقياس الرئيسي للوظيفة الكلوية في الدراسات الإكلينيكية AKI وكد في الفئران. بيد تمشيا مع مساهمة كبيرة من إفراز أنبوبي لإفراز الكرياتينين في الفئران مع العادي أو بالقرب من وظيفة كلوية طبيعية13، كرياتينين المصل أظهرت العلاقة قليلاً مع إزالة فيتك-سينيسترين في معدلات إزالة الألغام عالية (منخفضة عمر فيتكسينيسترين)، التي تشير إلى أن الكرياتينين تدبير غير حساسة لوظيفة الكلي في الفئران مع إصابة الكلي معتدل. على النقيض من ذلك، بينما كعكة يرتبط ارتباطاً جيدا مع إزالة فيتك-سينيسترين في الفئران مع الكلوي معتدل، هناك ترابط الفقراء بين بون وفيتك-سينيسترين التخليص في الفئران مع أشد الضرر الكلي (من نصف العمر فيتك-سينيسترين عالية). المرجح أن يحدث هذا بسبب آثار الاستيعاب اليوريا المرتبطة بالجفاف في الحيوانات المريضة بإصابة الكلي الحادة.
وميزة رئيسية لقياس GFR عبر الجلد، بالمقارنة مع سائر التخليص بلعه أو تقنيات ضخ مستمر لقياس GFR، أنها تتطلب عناية توقيت مجموعات الدم أو البول. يمكن أن تكون هذه تحديا كبيرا في الفئران كما لديهم كميات الدم الإجمالي المنخفض وإخراج البول مقارنة بالفئران. وعلاوة على ذلك، تحتاج الفئران إلى معالجة فقط للحجز على الجهاز والحقن، ولكن ليس فينيبونكتوريس متعددة، كما هو مطلوب بلعه الكلاسيكية التخليص تجارب15. وعلاوة على ذلك، مدة التخدير قصيرة، وعلى هذا النحو فمن الممكن لإجراء القياسات المتكررة في الفئران الفردية على مر الزمن. التردد الذي يمكن إجراء القياسات أساسا يعتمد على الحالة الصحية للفئران، والاستعداد للباحث للحقن الوريدي، والأنظمة المؤسسية المحلية على دورات متكررة من التخدير. في الفئران صحية، يصب، يمكن إجراء قياسات GFR عبر الجلد يوميا، مع آثار ضئيلة أو لا الضارة على الماوس. بيد أن الفئران المصابين يعانون من AKI أو كد من غير المحتمل أن تتسامح مع دورات التخدير المتكررة وكذلك الفئران صحية وهكذا ينبغي تخفيض تواتر القياسات.
القيد الرئيسي لقياس GFR عبر الجلد، مقارنة بأساليب إزالة بلعه لقياس GFR في الفئران أن حركية الإفراز تقاس فقط كتغيير في كثافة fluorescence النسبي على مر الزمن، وليس تركيزات الراسم المطلق. وبسبب هذا، فمن الممكن لقياس ثابت معدل من الانحلال الأسى واحد من إفراز الحركية، وتقدير قريب جداً من GFR تطبيع على حجم خارج الخلية16فقط. للتعبير عن GFR في مل/دقيقة، قد حجم خارج الخلية من الحيوان تقدير استخدام معامل التحويل الذي أنشئ في الدراسات السابقة التي كانت قياسات متزامنة من تركيزات البلازما فيتك-سينيسترين إجراء1. ومع ذلك، عامل التحويل هذا قد لا بشكل صحيح تقدير حجم السوائل خارج الخلية على قدم المساواة جيدا في جميع الفئران، نظراً لحجم السوائل يمكن أن تتأثر بمجموعة متنوعة من عوامل خارجية، بما في ذلك العمر، والجنس، والحالة ترطيب (والتي يمكن أن تتأثر بالعمليات الجراحية التدخلات، فضلا عن إصابة الكلي)، والوزن17. بيد يخضع قياس GFR transcutaneous خلافا بلعه الجرعات أسلوب تقييم GFR في الفئران، أقل تقلب تتوقف على المشغل كما أنه لا يتأثر بالجرعات أخطاء أو أخطاء في توقيت مجموعات الدم.
قيد آخر من تقنية قياس GFR transcutaneous أن الأساس إشارة تحولات قد تحدث أثناء القياس سبب تبيض فلوروفوريس الجلد والتخدير اللازمة لحقن الجهاز المرفق والتتبع. هذا القيد ألقي فريديمان والزملاء بتنفيذ خوارزمية تصحيح3. أن تنفيذ هذه الخوارزمية التي أدت إلى تحسين الدقة في تقنية مماثلة لأسلوب تسريب مستمر من الاقتطاعات GFR عبر الجلد.
المتداولة وسؤال ما إذا كان يؤثر لون بشرة في سلالات مختلفة من الماوس عبر الجلد تطهير فيتك-سينيسترين. لون بشرة يقلل كثافة إشارة فيتك-سينيسترين حيث تمتص الصبغات الداكنة الإثارة زرقاء وخضراء انبعاث إشارات من القياسات فيتك-سينيسترين. معدل إفراز فيتك-سينيسترين غير مستقلة عن مجمل إشارة كثافة. وعلاوة على ذلك، في حين انخفاض إشارة المقاسة، الإشارات الخلفية أيضا أقل في الفئران المصطبغة. لأن الإشارات الخلفية عبارة عن خليط من أوتوفلوريسسينسي فلوروفوريس الجلد وانعكاس الضوء الإثارة، وجدنا أن نسبة الإشارات الخلفية إلى حد أقصى مماثل، أو حتى أفضل، في الحيوانات المصطبغة. وباﻹضافة إلى ذلك، التحف الحركة، التي يسببها التعرض للجلد المحيطة بها ليعكس الضوء، خفضت في الفئران المصطبغة منذ الضوء المنعكس أيضا تمتصه بشرة.
وفي الختام، يسمح هذا الأسلوب وقد قدمنا دقة قياس GFR في واعية، تتحرك بحرية الفئران لجميع أنواع البشرة. كما التقنية مستقلة لأخذ عينات من الدم، يمكن استخدامه مرارا وتكرارا على الحيوان نفس الملاحظات طولية في نماذج كد، وكذلك لقياس التغيرات السريعة التي تحدث بعد تحريض أكي من GFR.
Disclosures
ق د ك وجي يس هي العاملين في ميديبيكون GmbH الصانع والموزع لرصد GFR عبر الجلد.
ق د ك وجي من المخترعين على البراءات وطلبات البراءات لتقدم التكنولوجيا.
Acknowledgments
هذا العمل كان يدعمها مركز فاندربيلت لأمراض الكلي (فكد)، ومولت جزئيا بالمنح التالية: وزارة الدفاع PR161028 و R01DK112688 (مارك دي كايستيكير)
نحن نعترف بدعم لليرة سورية، الساعة ووزن الجسم من لجنة نهر الميكونج و EPSRC BBSRC تمولها المملكة المتحدة التجدد الطب منصة '' سلامة وفعالية، مع التركيز على محور تكنولوجيات التصوير '' (MR/K026739/1).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Transdermal GFR monitor (comes with 1 device, 2 batteries and 1 charger) | MediBeacon GmbH | TDM-MH001 | Reading software: MPD Lab; Analysis software: MPD Studio |
| Additional Batteries | MediBeacon GmBH | PWR-BT0001 | |
| Attachment patches | MediBeacon GmbH | small: PTC-SM001; large: PTC-LG001 | |
| FITC-sinistrin | MediBeacon GmbH | FTC-FS001 | |
| Hypoallergenic silk tape | e.g. Durapore (1538-2), or Kendall (7138C), or Leukosilk (01032-00) | ||
| Anaesthesia chamber, isoflurane, oxygen | |||
| Heat pad | |||
| Electric shaver | |||
| Depilatory (hair removal) cream | e.g. Veet or Nair | ||
| Cotton buds | |||
| Cotton swabs | |||
| Timer | |||
| Scales | |||
| 70% ethanol wipes |
References
- Schreiber, A., et al. Transcutaneous measurement of renal function in conscious mice. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 303 (5), F783-F788 (2012).
- MediBeacon. Related Publications. , Available from: http://www.medibeacon.com/preclinical/publications/ (2018).
- Friedemann, J., et al. Improved kinetic model for the transcutaneous measurement of glomerular filtration rate in experimental animals. Kidney International. 90 (6), 1377-1385 (2016).
- Schock-Kusch, D., et al. Reliability of transcutaneous measurement of renal function in various strains of conscious mice. PLoS One. 8 (8), e71519 (2013).
- Schock-Kusch, D., et al. Transcutaneous assessment of renal function in conscious rats with a device for measuring FITC-sinistrin disappearance curves. Kidney International. 79 (11), 1254-1258 (2011).
- Herrera Pérez, Z., Weinfurter, S., Gretz, N. Transcutaneous Assessment of Renal Function in Conscious Rodents. Journal of Visualized Experiments. (109), 53767 (2016).
- Cowley, A. W. Jr, et al. Progression of glomerular filtration rate reduction determined in conscious Dahl salt-sensitive hypertensive rats. Hypertension. 62 (1), 85-90 (2013).
- Scarfe, L., et al. Measures of kidney function by minimally invasive techniques correlate with histological glomerular damage in SCID mice with adriamycin-induced nephropathy. Scientific Reports. 5, 13601 (2015).
- Lazzeri, E., et al. Endocycle-related tubular cell hypertrophy and progenitor proliferation recover renal function after acute kidney injury. Nature Communications. 9 (1), 1344 (2018).
- Street, J. M., et al. The role of adenosine 1a receptor signaling on GFR early after the induction of sepsis. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 314 (5), F788-F797 (2018).
- Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice. Journal of Visualized Experiments. (78), (2013).
- Wang, W., et al. Endotoxemic acute renal failure is attenuated in caspase-1-deficient mice. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 288 (5), F997-F1004 (2005).
- Eisner, C., et al. Major contribution of tubular secretion to creatinine clearance in mice. Kidney International. 77 (6), 519-526 (2010).
- Bankir, L., Yang, B. New insights into urea and glucose handling by the kidney, and the urine concentrating mechanism. Kidney International. 81 (12), 1179-1198 (2012).
- Qi, Z., et al. Serial determination of glomerular filtration rate in conscious mice using FITC-inulin clearance. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 286 (3), F590-F596 (2004).
- Peters, A. M. The kinetic basis of glomerular filtration rate measurement and new concepts of indexation to body size. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 31 (1), 137-149 (2004).
- Chapman, M. E., Hu, L., Plato, C. F., Kohan, D. E. Bioimpedance spectroscopy for the estimation of body fluid volumes in mice. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 299 (1), F280-F283 (2010).
