Summary
Hier presenteren we een protocol om te verkrijgen stromale vasculaire breuk van adipeus weefsel door middel van een reeks van mechanische processen, waaronder membraanemulsificatie en meerdere centrifugations.
Abstract
Stromale vasculaire breuk (SVF) is uitgegroeid tot een regeneratieve instrument voor verschillende ziekten; wetgeving regelt echter strikt de klinische toepassing van cel-producten met behulp van collagenase. Hier presenteren we een protocol voor het genereren van een injecteerbare mengsel van SVF cellen en inheemse extracellulaire matrix uit vetweefsel langs zuiver mechanische weg. Lipoaspirates zijn een centrifuge gestoken en gesponnen op 1.200 x g gedurende 3 minuten. De middenlaag wordt verzameld en gescheiden in twee lagen (hoge dichtheid onderaan) en lage dichtheid vet op de top. De bovenste laag is direct geëmulgeerd door intersyringe verschuift, met een snelheid van 20 mL/s voor 6 x tot 8 x. Het geëmulgeerd vet wordt gecentrifugeerd bij 2.000 x g gedurende 3 minuten, en de kleverige substantie onder de olie laag is verzameld en gedefinieerd als de extracellulaire matrix (ECM) / SVF-gel. De olie in de bovenste laag wordt verzameld. Ongeveer 5 mL olie is toegevoegd aan 15 mL high-density vet en geëmulgeerde door intersyringe verschuift, met een snelheid van 20 mL/s voor 6 x tot 8 x. Het geëmulgeerd vet wordt gecentrifugeerd bij 2.000 x g gedurende 3 minuten, en de kleverige substantie is ook ECM/SVF-gel. Na de transplantatie van de ECM/SVF-gel in naakt muizen, is de prothese geoogst en beoordeeld door histologische onderzoek. Het resultaat geeft aan dat dit product heeft het potentieel om te regenereren in normale adipeus weefsel. Deze procedure is een eenvoudige, effectieve mechanische dissociatie te condenseren van de cellen van de FØROYA ingebed in hun natuurlijke ondersteunende ECM voor regeneratieve doeleinden.
Introduction
Stamcel-therapieën bieden een paradigmaverschuiving voor weefselherstel en regeneratie zodat zij een alternatieve therapeutische regime voor verschillende ziekten1 bieden kunnen. Stamcellen (b.v., geïnduceerde pluripotente stamcellen en embryonale stamcellen) hebben een groot therapeutisch potentieel maar zijn beperkt als gevolg van cel regelgeving en ethische overwegingen. Adipeus afkomstige mesenchymale stromale/stamcellen (ASC's) zijn eenvoudig te verkrijgen van lipoaspirates en niet onderworpen aan dezelfde beperkingen; het is dus een ideale celtype voor praktische regeneratieve geneeskunde2geworden. Bovendien, ze zijn nonimmunogenic en hebben overvloedige hulpbronnen van autologe vet3.
ASC's zijn op dit moment verkregen voornamelijk door collagenase-gemedieerde vertering van het vetweefsel. De stromale vasculaire breuk (SVF) van vetweefsel bevat ASC's, Endotheel progenitor cel, pericytes en immuuncellen. Hoewel het verkrijgen van een hoge dichtheid van SVF/ASC's enzymatisch bleek te hebben gunstige effecten, regelt de wetgeving in verschillende landen strikt de klinische toepassing van cel-gebaseerde producten met behulp van collagenase4. Het vetweefsel met collagenase voor 30 min tot 1 h te verkrijgen van SVF cellen verteren verhoogt het risico van zowel exogene materiaal bij de voorbereiding en de biologische verontreiniging. De aanhangend cultuur en de zuivering van ASC's, die dagen tot weken duurt, vereisen specifieke laboratoriumapparatuur. Bovendien, in de meeste studies, SVF cellen en ASC's worden gebruikt in suspensie. Zonder de bescherming van de extracellulaire matrix (ECM) of een andere vervoerder, vrije cellen zijn kwetsbaar, veroorzaken een slechte cel bewaren na injectie en compromis de therapeutische resultaat5. Al deze redenen beperken de verdere toepassing van stamcel therapie.
Voor het verkrijgen van ASC's uit vetweefsel zonder collagenase-gemedieerde spijsvertering, verschillende mechanische processing procedures, met inbegrip van centrifugeren, mechanische hakken, versnipperen, pureren en hakken, geweest ontwikkelde6,7 , 8 , 9. deze methoden worden verondersteld te condenseren weefsel en ASC's door mechanisch verstoren volwassen adipocytes en hun olie-bevattende blaasjes. Deze preparaten, hoge concentraties van ASC's, toonde bovendien aanzienlijk therapeutisch potentieel als regeneratieve geneeskunde in dierlijke8,9,10 modellen.
In 2013 introduceerde Tonnard et al. de nanofat enten techniek, waarbij de overlegging van de geëmulgeerd lipoaspirates van intersyringe verwerking van11. De shearing kracht gemaakt door de intersyringe verschuiven kan selectief volwassen adipocytes breken. Op basis van hun bevindingen, ontwikkelde we een zuiver mechanisch verwerkingsmethode die verwijdert de meeste van de lipide en vloeistof in de lipoaspirates, verlaten alleen SVF cellen en gespreide ECM, oftewel ECM/SVF-gel12. Hierin beschrijven we de details van de mechanische proces van mens-afgeleide adipeus weefsel te produceren van de ECM/SVF-gel.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dit onderzoek werd goedgekeurd door de ethische Review Board in Nanfang ziekenhuis, Guangzhou, China. Adipeus weefsel werd bijeengezocht uit gezonde donoren die gaf schriftelijke geïnformeerde toestemming deel te nemen aan de studie. Alle dierproeven werden goedgekeurd door het Nanfang ziekenhuis institutionele Animal Care en gebruik Comité en uitgevoerd volgens de richtlijnen van de National Health and Medical Research Council (China).
1. ECM/SVF-gel voorbereiding
- Oogst de vet.
- Liposuctie uitvoeren op een mens met een 3-mm MPS canule, waarin diverse scherpe kant gaten van 1 mm in diameter, aan de-0.75 atm voor zuigdruk.
- 200 mL lipoaspirates in een steriele zak verzamelen.
- Coleman vet te bereiden.
- Breng de lipoaspirates in vier 50 mL tubes en laat de geoogste vet zich nog steeds voor 10 min.
- Het vet op de bovenste laag in twee 50 mL tubes verzamelen met behulp van een pipet wide-tip over te dragen, en werp het vloeibare gedeelte op de onderste laag.
- Met behulp van 50 mL buizen, centrifugate de vetlaag bij 1.200 x g bij kamertemperatuur (RT) gedurende 3 minuten.
- De bovenste laag (ongeveer 80 mL) definiëren als Coleman vet.
- De bovenste 2/3 van de Coleman vet overbrengen in een tube 20 mL met behulp van een pipet wide-tip, en dit gedeelte definiëren als low-density vet.
- De lagere 1/3 van de Coleman vet overbrengen naar een andere tube van 20 mL met behulp van een pipet wide-tip, en dit gedeelte definiëren als high-density vet.
- Het produceren van ECM/SVF-gel van low-density vet.
- Met behulp van twee 20 mL spuiten verbonden door een vrouw-naar-vrouw Luer-Lock connector (met een inwendige diameter van 2,4 mm), 20 mL van low-density vet intershift.
- Houd de verschuivende snelheid stabiel (bij 20 mL/s) en herhaal voor 6 x tot 8 x.
- Centrifugate het mengsel bij 2.000 x g bij RT gedurende 3 minuten.
- Het gedeelte van de olie bij de top in een tube 10 mL verzamelen met behulp van een pipet wide-tip op RT voor verder gebruik.
- Verzamelen van de kleverige substantie in de middenlaag, oftewel ECM/SVF-gel(Figuur 1),met behulp van een pipet wide-tip, en gooi de vloeistof op de onderste laag.
- Het produceren van ECM/SVF-gel van high-density vet.
- Voeg 5 mL olie (verzameld uit stap 1.3.4) tot 15 mL high-density vet.
- Intershift van het gemengde vet tussen spuiten 6 x tot 8 x tot een flocculate wordt waargenomen binnen de emulsie.
- Centrifugate het mengsel bij 2.000 x g bij RT gedurende 3 minuten.
- Werp het gedeelte van de olie op de top.
- De kleverige substantie in de middenlaag (ECM/SVF-gel) te verzamelen door met behulp van een precisiepipet wide-tip en gooi de vloeistof op de onderste laag.
- Meng de ECM/SVF-gel uit stap 1.3.5 en 1.4.5.
2. naakt muismodel ECM/SVF-gel Graft
- Anesthetize van de naakte muizen (8 weken oud, vrouwelijke) met Isofluraan (1% - 3%) inademing verdoving op een dierlijke operatie kamer.
- De ECM/SVF-gel overbrengen in een 1 mL spuit.
- Sluit de 1 mL spuit met een botte infiltratie canule.
- Invoegen de canule subcutaan elke flank van de muis.
- Injecteren 0.3 mL van de ECM/SVF-gel.
3. de weefsels oogsten op 3, 15 en 90 dagen na ECM/SVF-gel injectie
- Anesthetize van de muizen met Isofluraan (1% - 3%) inademing verdoving.
- Offeren de muizen door de cervicale dislocatie methode.
- Maak een incisie op de middellijn van de muis de dorsale huid met chirurgische schaar.
- Ontleden en oogst de vet enten aan beide zijden van de muis. Het vet enten 's nachts in de paraformaldehyde 4% op RT insluiten.
- Uitdrogen van het weefsel in de toenemende concentraties van ethanol: 70% ethanol, twee wijzigingen, 1 h elke; 80% ethanol, een verandering, 1 h; 95% ethanol, een verandering, 1 h; 100% ethanol, drie wijzigingen, 1,5 h elke; xyleen, drie wijzigingen, 1,5 h elk.
- Het weefsel met paraffine (58-60 ° C), twee wijzigingen, elke 2U te infiltreren.
- Het weefsel inbedden in paraffineblokken. Secties bij een dikte van ongeveer 4 µm snijden en leg ze op dia's.
4. de haematoxyline en eosine-kleuring
- Deparaffinize de paraffine blok dia's door inweken hen in xyleen I, II en III (elke 10 min).
- De weefselsecties hydrateren door hen door dalende concentraties (100%, 100%, 95%, 80%, 70%) van ethanol baden voor elke 3 min.
- Spoel de weefselsecties in gedistilleerd water (5 min).
- Vlek de weefselsecties in Haematoxyline gedurende 5 minuten.
- Spoel de weefselsecties in stromend kraantjeswater voor 20 min. Decolorize in 1% zuur alcohol (1% HCl in 70% alcohol) voor 5 s. spoeling in stromend kraantjeswater totdat de secties zijn blauw weer.
- Voeg twee tot drie druppels van eosine Y kleurstof rechtstreeks op de dia's Pipetteer, en laat de kleurstof instellen voor 10 min.
- Het wassen van de dia's in leidingwater voor 1-5 min.
- Uitdrogen van de dia's in de toenemende concentraties (70%, 80%, 95%, 100%, 100%) van ethanol voor elke 3 min.
- Schakel de dia's in xyleen I en II voor elke 5 min.
- Monteer de dia's in de montage van de media.
5. immunefluorescentie kleuring
- Deparaffinize de weefselsecties in xyleen I, II en III (elke 5 min).
- De weefselsecties hydrateren door hen door verschillende concentraties (100%, 100%, 95%, 95%, 70%) van alcohol baden voor elke 3 min.
- Incubeer de secties in een 3% H2O2 oplossing in methanol op RT gedurende 10 minuten.
- Spoel de dia's 2 x met gedestilleerd water, 5 minuten elk.
- Drop de dia's in een dia mand. Voeg 300 mL 10 mM citraat buffer (pH 6.0) en de dia's bij 95-100 ° C gedurende 10 minuten uit te broeden.
- De dia's in RT gedurende 20 minuten afkoelen.
- Spoel de dia's 2 x met fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS), 5 minuten elk.
- Voeg 100 µL van 10% foetale runderserum op de dia's, en broeden in een bevochtigde ruimte bij RT gedurende 1 uur.
- Incubeer de secties met primair antilichaam oplossing (cavia anti-muis Perilipin, 1:400) bij 4 ° C's nachts.
- Spoel de dia's met PBS 3 x, 5 minuten elk.
- Incubeer de secties met secundair antilichaam oplossing (geit anti-guinea pig-488 IgG) voor 2 h op RT.
- Spoel de dia's met PBS 3 x, 5 minuten elk.
- Het water rond de sectie met een schoon papieren zakdoekje vegen.
- 4 ', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) en Alexa Fluor 488-geconjugeerd isolectin in de cirkel ter dekking van de sectie op de dia vallen.
- Monteren van de coverslips en laat ze drogen in het donker.
- Het observeren van de dia's met een fluorescente microscoop.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Na het verwerken van het vet van de Coleman op ECM/SVF-gel, neemt het volume van de weggegooide olie 80% van het uiteindelijke volume, en slechts 20% van het vetweefsel onder de olie laag bewaard wordt beschouwd als ECM/SVF-gel(Figuur 1). ECM/SVF-gel heeft een gladde vloeistof-achtige textuur die het mogelijk maakt om te gaan via een fijne naald van 27 G; echter, Coleman vet bestaat uit een integraal obesitas structuur met grote vezels en kan alleen maar gaan via een canule 18 G (Figuur 1B).
Op dag 3 na de transplantatie verscheen grote aantallen kleine preadipocytes met meerdere intracellulaire lipide druppels, uitgebreide goed gevacuoliseerd bindweefsel en geïnfiltreerde ontstekingscellen. Vanaf dag 15, het aantal ontstekingscellen begon te krijgen geleidelijk verminderd en adipocytes begon te rijpen. Overdag 90, had allermeest naar de gevacuoliseerd bindweefsel in de transplantaten plaatsgemaakt voor volwassen adipocytes (Figuur 2, bovenste deelvenster).
ECM/SVF-gel transplantaten bevatte een paar perilipin-positieve adipocytes, 3 dagen na de transplantatie. Kleine preadipocytes met meerdere intracellulaire lipide druppels begon te verschijnen op dag 15. Elk veld van de ECM/SVF-gel graft secties op dag 90 toonde talrijke perilipin-positieve adipocytes en de nieuw gevormde bloedvaten (Figuur 2, lagere paneel).
Figuur 1 : Beelden van de ECM/SVF-gel. Gecentrifugeerde Coleman vet en ECM/SVF-gel na het verwerken van (A). ECM/SVF-gel kan gemakkelijk worden geïnjecteerd door een 27 G naald; Coleman vet kan echter alleen doorgeven via een canule 18 G (B). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 2 : Histologische wijziging in de ECM/SVF-gel na de transplantatie. ECM/SVF-gel toonde uitgebreide goed gevacuoliseerd bindweefsel en het infiltreren van ontstekingscellen op dag 3. Allermeest naar de gevacuoliseerd bindweefsel werd vervolgens vervangen door een structuur met volwassen adipocytes (bovenste deelvenster). Immunefluorescentie kleuring toont dat het grootste deel van het weefsel bestaat uit het perilipin-negatieve gebied op dag 3. Dag 15 verscheen een groot deel van de perilipin + adipocytes. Talrijke perilipin-positieve adipocytes bleken na 90 dagen (lagere paneel). De schaal balken = 100 µm. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Stamcel-based regeneratieve therapie blijkt een grote potentiële voordelen in verschillende ziekten. ASC's zijn uitstekende therapeutische kandidaten omdat ze gemakkelijk te verkrijgen en de capaciteit voor weefselherstel en de regeneratie van nieuwe weefsels15. Er zijn echter beperkingen aan het uitbreiden van de klinische toepassing ervan, omdat het vereist gecompliceerde procedures om cellen en collagenase voor de verwerking van6te isoleren. Het is dus essentieel voor het ontwikkelen van een eenvoudige techniek om het verkrijgen van stamcellen zonder het gebruik van collagenase.
In deze studie presenteerden we een zuiver mechanisch proces van vetweefsel te verkrijgen van SVF cellen, die beschermd worden door de inheemse obesitas ECM. Dit proces is bovendien collagenase-vrij. Een eerdere studie ten opzichte van verschillende intersyringe verwerking keer en bleek dat de intersyringe verwerking van standaard Coleman vet voor 1 min op een debiet van 10 mL/s het optimale protocol is voor het produceren van ECM/SVF-gel12. Met behulp van het verschuiven van de intersyringe, worden de meeste adipocytes in de lipoaspirates vernietigd, met het merendeel van de FØROYA cellen en ECM bewaard. Intersyringe verschuiven is dus de belangrijkste stap van het hele proces. De intersyringe verschuiven snelheid en de tijd besteed aan het uitvoeren van de verschuiving bepalen het niveau van de vernietiging van het vetweefsel omdat de sheering kracht gemaakt door het intersyringe proces gekoppeld aan de wisselende snelheid is. Wij stellen voor dat de verschuivende snelheid moet stabiel op 20 mL/s. onvoldoende vernietiging leidt tot resterende ongewenste adipocytes, terwijl overdestruction resulteert in beschadiging van de FØROYA-cellen. Het product van dit protocol kan worden gedefinieerd als ECM/SVF-gel, alleen als het bereikt de volgende criteria: 1) het eindvolume is ~ 20% van het oorspronkelijke volume; 2) het wordt gemakkelijk door een 27 G naald geïnjecteerd. Een eerdere studie aangetoond dat de ECM/SVF-gel hoge dichtheden van beide CD45 bevat-/ CD31- / CD34 + ASC's en de celdichtheid SVF is > 4.0 x 105 cellen/mL12.
Tijdens het proces van het maken van ECM/SVF-gel, was centrifugeren transiënte 2 x, vóór en na de intersyringe verschuiven. Voordat de intersyringe verschuiven, gebruiken we centrifugeren te maken "ingedeeld dichtheden" vet. Dit is een andere belangrijke stap. Het is bewezen dat de high-density vetlaag op de bodem, na het centrifugeren, rijk aan verkorte ECM is, maar minder olie, heeft terwijl de lage dichtheid vetlaag op de top meer olie heeft maar minder ECM vezel16,17. Aldus, moeten deze twee lagen op twee verschillende manieren worden verwerkt. Lage dichtheid vet kan direct de intersyringe verwerking te vernietigen de adipocytes ondergaan. De high-density vet op de onderste laag vereist echter extra olie om de vernietiging van adipocytes. De toegevoegde olie kan het verminderen van de dichtheid van high-density vet, waardoor het veel gemakkelijker verplaatsen. Bovendien, de olie kan helpen meer olie-extract van de gebroken adipocytes; waterige vloeistof kunnen echter niet. Dus, we extra olie toegevoegd aan de high-density vet. Het centrifugeren na de intersyringe verschuiven is te scheiden van de olie-gedeelte van de FØROYA cellen en ECM. Olie moet worden vermeden in het eindproduct.
De transplantatie van ECM/SVF-gel resulteerde in een geweldige retentie tarief. Zoals we hierboven vermeld, de belangrijkste stap van de verwerking van ECM/SVF-gel is intersyringe verschuift, die vernietigt allermeest naar de adipocytes. Dus bleef beetje adipocytes in de ECM/SVF-gel. Zoals blijkt uit Figuur 2, wordt een klein gebied van de perilipin-positieve verscheen in de getransplanteerde ECM/SVF-gel op dag 3. Echter na 15 dagen, veel van de perilipin-positieve adipocytes verscheen en volwassen werd na 90 dagen. Een eerdere studie heeft aangetoond dat de transplantatie van ECM/SVF-gel regeneratie14van de cel-gemedieerde adipeus weefsel van de gastheer geïnduceerde. Met behulp van anti-human leukocyte antigeen te identificeren van de oorsprong van de nieuw gevormde adipocytes, ontdekten we dat, hoewel de meeste van de cellen in de SVF waren graft-afgeleide, allermeest naar de nieuw gevormde adipeus weefsel was gastheer-afgeleide. ECM/SVF-gel heeft een grote regeneratieve functie, zoals we eerder gemeld. Dit product had grote therapeutische effecten in de wond genezing van12. Bovendien, het bijgedragen aan een verbetering van de overlevingskansen van de gratis klep in een muismodel door een snellere angiogenese10.
SVF-gel is een autologe injectable met inheemse ECM en functionele cellulaire componenten. Het product is gegenereerd op basis van lipoaspirate door een eenvoudig mechanisch proces, die gemakkelijk kan worden uitgevoerd zonder enige bezorgdheid over regelgevingskwesties. Het regeneratieve effect van ECM/SVF-gel blijft echter onduidelijk. Om beter karakteriseren de gunstige effecten van ECM/SVF-gel, zijn verdere onderzoeken te karakteriseren van de moleculaire mechanismen van het regeneratieve effect van ECM/SVF-gel op de weg.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Dit werk werd gesteund door de National Nature Science Foundation uit China (81471881, 81601702, 81671931), de Stichting van de natuurwetenschappen van de provincie Guangdong (2014A030310155), en het beheerder Stichting van Nanfang ziekenhuis (2014B009, 2015Z002, 2016Z010, 2016B001).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Alexa Fluor 488-conjugated isolectin GS-IB4 | Molecular Probes | I21411 | |
| guinea pig anti-mouse perilipin | Progen | GP29 | |
| DAPI | Thermofisher | D1306 | |
| wide tip pipet | Celltreat | 229211B | |
| Confocal microscope | Leica | TCS SP2 | |
| nude nice | Southern Mdical University | / | |
| light microscope | Olympus | / | |
| 50 mL tube | Cornig | 430828 | |
| sterile bag | Laishi | / | |
| microtome | Leica | CM1900 | |
| centrifuge | Heraus |
References
- Bateman, M. E., et al. Using Fat to Fight Disease: A Systematic Review of Non-Homologous Adipose-Derived Stromal/Stem Cell Therapies. Stem Cells. 36 (9), 1311-1328 (2018).
- Baer, P. C., Geiger, H. Adipose-derived mesenchymal stromal/stem cells: tissue localization, characterization, and heterogeneity. Stem Cells International. , 812693 (2012).
- Gimble, J. M., Katz, A. J., Bunnell, B. A. Adipose-derived stem cells for regenerative medicine. Circulation Research. 100 (9), 1249-1260 (2017).
- Halme, D. G., Kessler, D. A.
- Cheng, N. C., Wang, S., Young, T. H. The influence of spheroid formation of human adipose-derived stem cells on chitosan films on stemness and differentiation capabilities. Biomaterials. 33 (6), 1748-1758 (2012).
- van Dongen, J. A., et al. Comparison of intraoperative procedures for isolation of clinical grade stromal vascular fraction for regenerative purposes: a systematic review. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (1), 261-274 (2018).
- van Dongen, J. A., et al. The fractionation of adipose tissue procedure to obtain stromal vascular fractions for regenerative purposes. Wound Repair and Regeneration. 24 (6), 994-1003 (2016).
- Mashiko, T., et al. Mechanical Micronization of Lipoaspirates: Squeeze and Emulsification Techniques. Plastic and Reconstructive Surgery. 139 (1), 79-90 (2017).
- Feng, J., et al. Micronized cellular adipose matrix as a therapeutic injectable for diabetic ulcer. Regenerative Medicine. 10 (6), 699-708 (2015).
- Zhang, P., et al. Ischemic flap survival improvement by composition-selective fat grafting with novel adipose tissue derived product - stromal vascular fraction gel. Biochemistry and Biophysics Research Communication. 495 (3), 2249-2256 (2018).
- Tonnard, P., et al. Nanofat grafting: basic research and clinical applications. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (4), 1017-1026 (2013).
- Yao, Y., et al. Adipose Extracellular Matrix/Stromal Vascular Fraction Gel: A Novel Adipose Tissue-Derived Injectable for Stem Cell Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 139 (4), 867-879 (2017).
- Yao, Y., et al. Adipose Stromal Vascular Fraction Gel Grafting: A New Method for Tissue Volumization and Rejuvenation. Dermatologic Surgery. 44 (10), 1278-1286 (2018).
- Zhang, Y., et al. Improved Long-Term Volume Retention of Stromal Vascular Fraction Gel Grafting with Enhanced Angiogenesis and Adipogenesis. Plastic and Reconstructive Surgery. 141 (5), 676-686 (2018).
- Sun, B., et al. Applications of stem cell-derived exosomes in tissue engineering and neurological diseases. Reviews in the Neurosciences. 29 (5), 531-546 (2018).
- Allen, R. J., et al. Grading lipoaspirate: is there an optimal density for fat grafting. Plastic and Reconstructive Surgery. 131 (1), 38-45 (2013).
- Qiu, L., et al. Identification of the Centrifuged Lipoaspirate Fractions Suitable for Postgrafting Survival. Plastic and Reconstructive Surgery. 137 (1), 67-76 (2016).
