Summary
We demonstreren eencellige cultuur van bacteriën in gigantische blaasjes (GVS). Gv's met bacteriële cellen werden bereid door de druppel overdrachtsmethode en werden geïmmobiliseerd op een ondersteund membraan op een glas substraat voor directe observatie van bacteriële groei. Deze aanpak kan ook worden aangepast aan andere cellen.
Abstract
We ontwikkelden een methode voor het kweken van bacteriële cellen op het eencellige niveau binnen gigantische blaasjes (GVS). Bacteriële celcultuur is belangrijk voor het begrijpen van de functie van bacteriële cellen in de natuurlijke omgeving. Vanwege de technologische vooruitgang kunnen verschillende bacteriële celfuncties op het eencellige niveau in een besloten ruimte worden onthuld. Gv's zijn sferische micro-sized compartimenten samengesteld uit amfifiele lipide moleculen en kan verschillende materialen, met inbegrip van cellen houden. In deze studie werd een enkele bacteriële cel ingekapseld in 10 – 30 μm GVs door de druppel overdrachtmethode en werden de Gv's die bacteriële cellen bevatten geïmmobiliseerd op een ondersteund membraan op een glas substraat. Onze methode is nuttig voor het observeren van de real-time groei van enkele bacteriën binnen GVs. We gekweekte Escherichia coli (E. coli) cellen als een model binnen GVS, maar deze methode kan worden aangepast aan andere celtypen. Onze methode kan worden gebruikt in de wetenschap en industriële gebieden van microbiologie, biologie, biotechnologie, en synthetische biologie.
Introduction
De cultuur van bacteriële cellen op het eencellige niveau heeft steeds meer aandacht gekregen. Het kweken van bacteriële cellen op het eencellige niveau in een besloten ruimte kan een verheldende werking van bacteriële functies zoals fenotypische variabiliteit1,2,3,4, Celgedrag5, 6 , 7 , 8 , 9, en antibioticaresistentie10,11. Door de recente ontwikkelingen in cultuur technieken kan de cultuur van enkele bacteriën worden bereikt in een besloten ruimte, zoals in een goed-chip4,7,8, gel druppel12,13 en water-in-olie (W/O) druppel5,11. Om het begrip of gebruik van enkele bacteriële cellen te bevorderen, zijn verdere technische ontwikkelingen van teelttechnieken nodig.
Blaasjes die de biologische celmembraan nabootsen zijn sferische compartimenten bestaande uit amfifiele moleculen en kunnen verschillende materialen vasthouden. Blaasjes zijn geclassificeerd op grootte en omvatten kleine blaasjes (SVs, diameter < 100 nm), grote blaasjes (LVs, < 1 μm), en reuzen blaasjes (GVs, > 1 μm). SVs of Lv's worden vaak gebruikt als medicijn dragers vanwege hun affiniteit met het biologische celmembraan14. Gv's zijn ook gebruikt als een reactor systeem voor de bouw van protocellen15 of kunstmatige cellen16. Inkaping van biologische cellen in GVS is gemeld17,18, en dus GVS tonen potentieel als een celkweek systeem in combinatie met het reactor systeem.
Hier beschrijven we samen met een video van experimentele procedures hoe Gv's kunnen worden gebruikt als nieuwe celkweek schepen19. Gv's met bacteriën werden gemaakt door de druppel overdrachtsmethode20 en werden vervolgens geïmmobiliseerd op een ondersteund membraan op een afdekglas. We gebruikten dit systeem om bacteriële groei op het eencellige niveau binnen GVs in real-time te observeren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. bereiding van Gv's die bacteriële cellen bevatten door middel van de overdrachtsmethode druppel
- Bereid lipide stamoplossingen van 1-Palmitoyl-2-oleoyl-SN-glycero-3-fosfocholine (POPC, 10 mM, 1 mL) en 1,2-distearoyl-SN-glycero-3-foshoethanolamine-N-[biotinyl (polyethyleenglycol)-2000] (Biotine-PEG-DSPE, 0,1 mM, 1 mL) in chloroform/ methanoloplossing (2/1, v/v) en bewaar de kolf bij-20 °C.
- Bereiding van een lipide-bevattende olie oplossing
- Giet 20 μL van de POPC-oplossing en 4 μL van de Biotine-PEG-DSPE-oplossing in een glazen buis (Figuur 1b (i)).
- Damp het organische oplosmiddel door de luchtstroom in om een lipide-film te vormen en plaats de film in een exsiccator voor 1 uur om het organische oplosmiddel volledig te verdampen (Figuur 1b (II)).
Opmerking: Het is noodzakelijk om het organische oplosmiddel in een rook afzuigkap te verdampen. - Voeg 200 μL minerale olie (0,84 g/mL, tabel met materialen) toe aan de glazen injectieflacon (Figuur 1b (III)).
- Wikkel het openings gedeelte van de glazen flacon met film en soniceren het in een ultrasoon bad (120 W) gedurende ten minste 1 uur (Figuur 1b (III)). De uiteindelijke concentraties van POPC en biotine-PEG-DSPE zijn respectievelijk 1 mM en 0,002 mM.
- Pre-cultuur van bacteriële cellen
- Inoculeren E. coli in 1x lb medium (1 g gistextract, 2 g bacto Tryptone en 2 g natriumchloride in 200 ml gedeïoniseerd water) van een lb-plaat en incuberen bij 37 °c gedurende 12 – 14 uur ('s nachts).
- Na incubatie, verzamel 20 μL van de cultuur oplossing en breng over naar 1,98 mL vers 1x LB medium, en kweek de cellen opnieuw voor 2 uur.
- Controleer de extinctie op 600 nm (OD600) waarde van de pre-cultuur oplossing (bereid in stap 1.3.2). Er moet een pre-cultuur oplossing van OD600 = 1,0 – 1.5 worden gebruikt.
- Bereiding van de buitenste en binnenste waterige oplossingen van GVs
- Los glucose op in 1x LB medium om een buitenste waterige oplossing van GVs te bereiden. bereid 20 mL van een Stock glucoseoplossing (500 mM).
- Verdun de Stock glucoseoplossing met 1x LB medium tot 200 mM (tabel 1).
- Los sucrose op in 1x LB medium om een innerlijke waterige oplossing van GVs te bereiden. bereid 20 mL van een voorraad sacharoseoplossing (500 mM).
- Meng de pre-cultuur oplossing (OD600 = 1,0 – 1.5), sacharoseoplossing (500 mm) en 1x lb medium (tabel 1). De uiteindelijke OD600 waarde van de kweek oplossing moet 0,01 – 0.015 zijn en de uiteindelijke sacharose concentratie moet 200 mm bedragen.
Opmerking: Wees voorzichtig om osmotische druk te vermijden. Het is noodzakelijk om de concentratie tussen de binnenste en buitenste waterige oplossing in evenwicht te brengen.
- Bereiding van water-in-olie (W/O) druppeltjes met bacteriële cellen
- Voeg 2 μL van de binnenste waterige oplossing van GVs (bereid in stap 1.4.4) toe aan 50 μL van de olie oplossing met lipiden (minerale olie met POPC en biotine-PEG-DSPE) in een 0,6 mL hard plastic buis (Figuur 1b (IV)).
- Emulgeer de twee componenten in de plastic buis door de buis met de hand te tikken (Figuur 1b (v)).
- Vorming van Gv's die bacteriële cellen bevatten
- Voeg 50 μL van de buitenste waterige oplossing van GVs (bereid in stap 1.4.2) toe in een 1,5 mL hard plastic buisje (Figuur 1b (VI)) en 150 laag de olie oplossing met lipiden (minerale olie met popc en BIOTINE-Peg-dspe) zachtjes op het oppervlak van de buitenste waterige oplossing (Figuur 1b (VII)). Incuberen dit monster bij kamertemperatuur (RT, 25 °C) gedurende 10 – 15 minuten. Controleer of de interface van de olie-en waterige oplossingen plat is.
- Voeg met behulp van een pipet (Figuur 1b (VIII)) 50 μL van de oplossing met een druppel (in stap 1.5.2 bereid) toe aan de interface van de olie-en waterige oplossing.
- Centrifugeer de 1,5 mL hard plastic buis (van stap 1.6.2) gedurende 10 min bij 1.600 x g bij RT in een desktop centrifuge (Figuur 1b (IX)). Na centrifugeren, zuig de olie (bovenste laag) uit de 1,5-mL hard plastic buis met behulp van een pipet, en het verzamelen van de GVs met bacteriële cellen (Figuur 1b (x)).
2. bereiding van een GV-observatiesysteem (bacterieel celkweek systeem)
-
Bereiding van kleine blaasjes (Sv's) voor constructie ng a ondersteund dubbelmembraan
- Giet 20 μL van de POPC-oplossing en 4 μL van de Biotine-PEG-DSPE-oplossing in een glazen buis (met gebruikmaking van dezelfde lipidesamenstelling als gebruikt voor GV-voorbereiding in stap 1,1).
- Damp het organische oplosmiddel door de luchtstroom in om een lipide-film te vormen en plaats dit monster in een exsiccator voor 1 uur om het organische oplosmiddel volledig te verdampen.
- Voeg 200 μL 200 mM glucose toe in 1x LB medium (de buitenste waterige oplossing van GVs) op de glazen injectieflacon.
- Wikkel het openings gedeelte van de glazen flacon met film en soniceren het in een ultrasoon bad (120 W) gedurende ten minste 1 uur.
- Bereid SVs door de extrusiemethode21 met behulp van een mini-extruder en polycarbonaat membraan met 100 nm poriegrootte.
-
Voorbereiding van een handgemaakte kamer
- Boor een gat van 7 mm met een holle stoot op een dubbel-geconfronteerd zegel (10 mm x 10 mm x 1 mm).
- Plak de dubbel-geconfronteerd afdichting met het gat op een afdekglas (30 mm x 40 mm, dikte 0,25 – 0,35 mm).
-
Bereiding van een ondersteund dubbelmembraan op het afdekglas in het gat van de kamer
- Voeg 30 μL van de SV-oplossing toe aan het gat van de kamer (bereid in punt 2,2) en incuberen bij RT gedurende 30 minuten.
- Was het gat voorzichtig tweemaal met 20 μL 1x LB medium met 200 mM glucose (de buitenste waterige oplossing van GVs) door pipetteren.
-
Immobilisatie van Gv's op de ondersteund dubbelmembraan op het afdekglas in het gat van de kamer
- Introduceer 10 μL neutravidin met de buitenste waterige oplossing van GVs (1 mg/mL) in het gat en inincuberen bij RT gedurende 15 minuten.
- Was het gat voorzichtig tweemaal met 20 μL 1x LB medium met 200 mM glucose (de buitenste waterige oplossing van GVs) door pipetteren.
- Voeg alle oplossing met GVs (bereid in stap 1.6.3) toe aan het gat van de kamer en sluit af met een afdekglas (18 mm x 18 mm, dikte 0,13 – 0.17 mm) (Figuur 2b).
-
Microscopische observatie van bacteriële celgroei binnen GVs
- Stel een microscopisch verwarmingssysteem in met een omgekeerde Microscoop uitgerust met een 40x/0.6 numerieke diafragma (NA) objectief lens met een lange werkafstand (Figuur 2b).
- Plaats de kamer op het microscopische verwarmingssysteem (Figuur 2b). Inbroed de GVs met bacteriële cellen in de kamer in een statische toestand gedurende 6 uur bij 37 °C.
- Vastleggen en opnemen van Microscoop beelden van bacteriële celgroei binnen GVs elke 30 min met behulp van een wetenschappelijke complementaire metaaloxide Semiconductor (sCMOS) camera.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
We presenteren een eenvoudige methode voor het genereren van GVs met enkele bacteriële cellen met behulp van de druppel methode (Figuur 1). Figuur 1a toont een schematisch beeld van de neerslag van GVS die bacteriën bevatten. W/O druppels met bacteriën worden overgebracht over de olie-water (lipide monolayer) interface door centrifugeren te vormen GVs. Het verschil in dichtheid tussen sucrose (binnenste waterige oplossing) en glucose (buitenste waterige oplossing) helpt ook de kruising van de olie-water-interface van de W/O druppeltjes. Het is noodzakelijk om de osmotische druk in de binnenste en buitenste waterige oplossing te bewaken, omdat een klein verschil in concentratie tussen deze oplossingen kan leiden tot vervorming en ineenstorting van GVs. Een stroomdiagram voor het voorbereiden van Gv's met bacteriële cellen door de druppel methode wordt weergegeven in Figuur 1b. Door deze procedure te volgen, kunnen Gv's die enkelvoudige bacteriële cellen bevatten, gemakkelijk worden verkregen.
Om bacteriële celgroei binnen Gv's te observeren, werd een oorspronkelijk cultuur systeem geconstrueerd voor microscopische observatie (Figuur 2). Gv's die bacteriën bevatten, werden geïmmobiliseerd op een ondersteund membraanoppervlak bedekt met neutravidin op een afdekglas (Figuur 2a). Deze immobilisatie techniek heeft langdurige observatie van Gv's mogelijk gemaakt.
Typische fase-contrast microscopie beelden van de verschillende grootte Gv's met enkele bacteriële cellen worden weergegeven in Figuur 3. In dit experiment, we ook verkregen GVs met bacteriële cellen met maten variërend van 10 μm tot 30 μm. Figuur 3 toont bacteriële groei op het eencellige niveau binnen GVS met verschillende grootten van 10,7 μm (Figuur 3a) en 28 μm (Figuur 3b). Voor beide maten van GVs, E. coli cellen onderging rek en divisie processen, met een of twee E. coli cellen groeien tot een zeer groot aantal cellen over 6 h. Dus, E. coli cellen groeide stabiel binnen de GVS.
De relatieve frequentie van Gv's met een bepaald aantal bacteriële cellen wordt weergegeven in Figuur 4. In onze experimentele toestand (OD600 = 0,01 – 0.015) werden bacteriële cellen ingekapseld op het enkele celniveau in ongeveer 10% van de verkregen GVS (lege gv's waren ongeveer 80%). De Gv's die op het niveau van één cel zijn ingekapseld, waren ongeveer 50% van de Gv's die bacteriële cellen bevatten, zoals geraamd op basis van de inzet van Figuur 4.
Figuur 1: experimentele procedures van GVs die bacteriën bevatten. a) schema van gv's die bacteriën bevatten die zijn bereid door middel van een druppel overdrachtsmethode. W/O-microdroplets die bacteriën bevatten, passeren een lipide-monolaag-interface door middel van centrifugale kracht en vormen vervolgens een lipide-dubbellaags membraan. b) stroom van de synthese van gv's die bacteriën bevatten. i) organisch oplosmiddel dat lipiden bevat (POPC en biotine-PEG-DSPE, 100:0,2 molaire verhouding). II) lipide-folie aan de onderzijde van de glazen injectieflacon. III) olie oplossing die lipiden bevat. IV) mengsel van 50 μL olie oplossing en 2 μL binnenste waterige oplossing (200 mM sucrose en 1x LB medium) die bacteriële cellen bevatten. (v) Emulgering met de hand tikken (meer dan 50 keer). VI) 50 μL van de buitenste waterige oplossing (200 mM glucose in 1x LB medium). VII) gelaagdheid van 150 μL olie oplossing op de buitenste waterige oplossing. VIII) gelaagdheid van de W/O druppel oplossing. IX) centrifugeren van de buis. (x) Neergeprecipiteerde GVs met bacteriële cellen na de aspiratie van de olie. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 2: de o bservatie systeem van bacteriële celcultuur binnen GVs. a) gv's worden geïmmobiliseerd op een ondersteund membraan door middel van biotin-neutravidin binding op het afdekglas. Gv's worden geïnfiltreerd door een verwarmingssysteem. b) beeld van het waarnemingssysteem, met inbegrip van een handgemaakte kamer. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 3: fase-contrast Microscoop beelden van Gv's die enkelvoudige bacteriecellen bevatten (aangegeven door de zwarte pijlen). Snap-shots van bacteriële celgroei binnen verschillende grootte GVs. (a) Vesicle grootte = 10,7 μm. b) Vesikel grootte = 28 μm. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 4: statistische analyse van het aantal ingekapselde bacteriële cellen per gv. De relatieve frequenties van Gv's werden als histogrammen uitgezet. Inzet: vergroting van de relatieve frequenties van Gv's die bacteriële cellen bevatten van enkelvoudige tot 10 < cellen. In totaal werden 235 Gv's geanalyseerd. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
| Buitenste waterige oplossing | Binnenste waterige oplossing | Definitieve | |
| 500 mM glucose met LB medium | 200 μL | – | 200 mM |
| 500 mM sucrose met LB medium | – | 200 μL | 200 mM |
| 1x LB medium | 300 μL | 295 μL | – |
| Pre-cultuur oplossing (OD600 = 1,0 – 1.5) | – | 5 μL | OD600 = 0,01 – 0.015 |
| Totaal volume | 500 μL | 500 μL |
Tabel 1: de samenstelling en volumes van de buitenste en binnenste waterige oplossingen van GVs.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Hier beschrijven we een methode voor het kweken van bacteriële cellen op het eencellige niveau binnen GVs. Deze eenvoudige methode omvat het vormen van gv's met bacteriële cellen op het eencellige niveau door gebruik te maken van de druppel overdrachtsmethode. Vergeleken met andere benaderingen voor het verkrijgen van Gv's die bacteriële cellen bevatten, heeft deze methode twee voordelen: (i) het is gemakkelijk te ontwikkelen en (II) een klein volume (2 μL) van de monsteroplossing is nodig om de GVs te bereiden. De druppel methode20 voor het bereiden van gv's met bacteriële cellen is eenvoudiger dan de klassieke hydratatie22 en microfluïdica methoden17. De klassieke hydratatie methode22 is bijvoorbeeld een eenvoudige en eenvoudige methode voor het voorbereiden van GVS, maar de inkapings efficiëntie van materialen in GVS is vrij laag en minimaal een paar honderd microliter monster is vereist. De recent ontwikkelde cellulose papier-abetted hydratatie23 en gel-geassisteerde hydratatie24 methoden voor het maken van GVS hebben een hoge inkapseling efficiëntie van biomoleules in vergelijking met de klassieke hydratatie methode22. Hun inkapings efficiëntie is net zo hoog als die van de druppel overdrachts techniek, en er wordt verwacht dat deze twee methoden de inkaping van cellen binnen Gv's mogelijk kunnen maken. Bovendien bevat de microfluïdica-methode17 nauwkeurig afzonderlijke cellen in gv's en toont een zeer hoge inkapings efficiëntie van materialen in GVS, maar vereist ingewikkelde behandeling en technieken voor het fabriveren van micro apparaten en een grote monstervolume (ten minste een paar milliliter) om de buis te stromen.
In dit protocol is de stabiliteit van de olie-water-interface belangrijk voor het verkrijgen van Gv's die bacteriële cellen bevatten (Figuur 1b (VII)). Om veel Gv's te verkrijgen, is het essentieel om de olie-water-interface te laten afvlakken. Daarom is een goede voorbereiding van de oliefase noodzakelijk. We soniceerde de oliefase voor ten minste 1 uur in een High-Power ultrasoon bad (120 W) om de lipide moleculen volledig op te lossen. Het is belangrijk om de oliefase op de buitenste waterige oplossing onmiddellijk na sonicatie te laag te maken (Figuur 1b (VII)).
De hier beschreven methode heeft twee beperkingen. Ten eerste, GVs breken vaak en bacteriecellen lekken in de buitenste waterige oplossing. Dit is omdat tijdens GV-vorming sommige W/O-druppels niet door de olie-water-interface kunnen worden overgedragen en worden gescheurd. Dit is onvermijdelijk bij het gebruik van de druppel transfer methode20. Bovendien kunnen Gv's tijdens observatie breken. De stabiliteit van Gv's moet worden verbeterd, zoals door het gebruik van een kunstmatig cytoskelet dat GVs25stabiliseert. Ten tweede kan het aantal ingekapselde bacteriële cellen niet perfect worden beheerst. Figuur 4 toont aan dat een groot aantal bacteriële cellen in de GVS is ingekapseld en daarom is het moeilijk om het aantal bacteriële cellen in gv's te beheersen met behulp van de overdrachtsmethode druppel. Om het celnummer te bepalen, kan microfluïdica technologie worden gebruikt.
Gv's kunnen hun binnenste waterige oplossing effectiever beheersen dan andere materialen (gel druppeltjes12,13 of W/O druppels5,11). De waterige condities van de binnenste en buitenste oplossingen van Gv's worden bijvoorbeeld gewijzigd door de natuurlijke membraan permeabiliteit26 of permeabiliteit gefaciliteerd door een membraan porie16 of Transporter27. In de huidige methode, olie moleculen (minerale olie in dit geval) bleef in het membraan20. De invloed van de olie overgebleven in het membraan op de permeabiliteit van nutriënten of zuurstof voor bacteriële groei is onbekend. Hoewel we niet de natuurlijke membraan permeabiliteit van voedingsstoffen of zuurstof kennen, wij zijn van mening dat de hoeveelheid voedingsstoffen of zuurstof in het groeimedium voldoende voor bacteriële groei in de huidige studie was. De natuurlijke membraan permeabiliteit van nutriënten of zuurstof is zeer belangrijk voor bacteriële celgroei en is een belangrijk onderwerp voor toekomstige studie. De techniek voor het beheersen van permeabiliteit kan niet worden uitgevoerd met behulp van de kweekmethode met gel druppeltjes12,13 of W/O druppels5,11. Gv's zullen dus de eerste keuze worden voor bacteriële kweek toepassingen in een besloten ruimte.
Onze bacteriecultuur methode is een mogelijk nieuw concept en instrument in microbiologie19 om onbekende milieu bacteriën te kweken voor het verkrijgen of analyseren van hun metabolische producten. Bovendien zijn onze bacteriële cel-bevattende Gv's een hybride systeem van een kunstmatig celmodel (GVs) en een levende cel (bacteriële cellen) om een nieuw hulpmiddel te maken voor biotechnologie28 en bottom-up synthetische biologie29.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Dit werk werd gesteund door een toonaangevend initiatief voor uitstekende jonge onderzoekers (LEADER, No. 16812285) van het ministerie van onderwijs, cultuur, sport, wetenschap en technologie (MEXT) van Japan, een subsidie-in-Aid voor onderzoek jonge wetenschappers (nr. 18K18157, 16K21034) van Japan Society for the Promotion of Science (JSPS) tot M.M., en subsidie-in-Aid van MEXT naar K.K. (nr. 17H06417, 17H06413).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bactotryptone | BD Biosciences | 211705 | |
| Chloroform | Wako Pure Chemicals | 032-21921 | |
| Cover glass (18 × 18 mm) | Matsunami Glass Ind. | C018181 | thickness 0.13–0.17 mm |
| Cover glass (30 × 40 mm) | Matsunami Glass Ind. | custom-order | thickness 0.25–0.35 mm |
| Desktop centrifuge | Hi-Tech Co. | ATT101 | swing rotor type |
| Double-faced seal (10 × 10 × 1 mm) | Nitoms | T4613 | |
| Glass vial | AS ONE | 6-306-01 | Durham fermentation tube |
| Glucose | Wako Pure Chemicals | 049-31165 | |
| Inverted microscope | Olympus | IX-73 | |
| Methanol | Wako Pure Chemicals | 133-16771 | |
| Microscopic heating stage system | TOKAI HIT | TP-110R-100 | |
| Mineral oil | Nacalai Tesque | 23334-85 | |
| Mini-extruder | Avanti Polar Lipids | 610000 | |
| Neutravidin | Thermo Fisher Scientific | 31000 | |
| Objective lens | Olympus | LUCPLFLN 40×/0.6 NA | |
| Polycarbonate membranes | Avanti Polar Lipids | 610005 | pore size 100 nm |
| sCMOS camera | Andor | Zyla 4.2 plus | |
| Sodium chloride | Wako Pure Chemicals | 191-01665 | |
| Sucrose | Wako Pure Chemicals | 196-00015 | |
| Ultrasonic bath | AS ONE | ASU-3D | |
| Yeast extract | BD Biosciences | 212750 | |
| 0.6 mL lidded plastic tube | Watson | 130-806C | |
| 1.5 mL lidded plastic tube | Sumitomo Bakelite Co. | MS4265-M | |
| 1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphocoline | Avanti Polar Lipids | 850457P | POPC |
| 1,2-distearoyl-snglycero-3-phosphoethanolamine-N-[biotinyl(polyethyleneglycol)-2000] | Avanti Polar Lipids | 880129P | Biotin-PEG-DSPE |
References
- Ozbudak, E. M., Thattai, M., Kurtser, I., Grossman, A. D., van Oudenaarden, A. Regulation of noise in the expression of a single gene. Nature Genetics. 31, 69-73 (2002).
- Rosenfeld, N., Young, J. W., Alon, U., Swain, P. S., Elowitz, M. B. Gene regulation at the single-cell level. Science. 307, 1962-1965 (2005).
- Eldar, A., Elowitz, M. B. Functional roles for noise in genetic circuits. Nature. 467, 167-173 (2010).
- Hashimoto, M., et al. Noise-driven growth rate gain in clonal cellular populations. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (12), 3251-3256 (2016).
- Boedicker, J. Q., Vincent, M. E., Ismagilov, R. F. Microfluidic confinement of single cells of bacteria in small volumes initiates high-density behavior of quorum sensing and growth and reveals its variability. Angewandte Chemie International Edition. 48, 5908-5911 (2009).
- Christopher, M., Waters, B. L. B. Quorum sensing: cell-to-cell communication in bacteria. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 21, 319-346 (2005).
- Inoue, I., Wakamoto, Y., Moriguchi, H., Okano, K., Yasuda, K. On-chip culture system for observation of isolated individual cells. Lab on a Chip. 1, 50-55 (2001).
- Wang, P., et al.
- Reshes, G., Vanounou, S., Fishov, I., Feingold, M. Cell shape dynamics in Escherichia coli. Biophysical Journal. 94, 251-264 (2008).
- Balaban, N. Q., Merrin, J., Chait, R., Kowalik, L., Leibler, S. Bacterial Persistence as a Phenotypic Switch. Science. 305, 1622-1625 (2004).
- Brouzes, E., et al. Droplet microfluidic technology for single-cell high-throughput screening. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (34), 14195-14200 (2009).
- Zengler, K., et al.
- Eun, Y., Utada, A. S., Copeland, M. F., Takeuchi, S., Weibel, D. B. Encapsulating bacteria in agarose microparticles using microfluidics for high-throughput cell analysis and isolation. ACS Chemical Biology. 6, 260-266 (2011).
- Allen, T. M., Cullis, P. R. Liposomal drug delivery systems: From concept to clinical applications. Advanced Drug Delivery Reviews. 65, 36-48 (2013).
- Szostak, J. W., Bartel, D. P., Luisi, P. L.
- Noireaux, V., Libchaber, A. A vesicle bioreactor as a step toward an artificial cell assembly. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (51), 17669-17674 (2004).
- Tan, Y. C., Hettiarachchi, K., Siu, M., Pan, Y. R., Lee, A. P. Controlled microfluidic encapsulation of cells, proteins, and microbeads in lipid vesicles. Journal of the American Chemical Society. 128 (17), 5656-5658 (2006).
- Chowdhuri, S., Cole, C. M., Devaraj, N. K. Encapsulation of Living Cells within Giant Phospholipid Liposomes Formed by the Inverse-Emulsion Technique. ChemBioChem. 17, 886-889 (2016).
- Morita, M., Katoh, K., Noda, N. Direct observation of bacterial growth in giant unilamellar vesicles: a novel tool for bacterial cultures. ChemistryOpen. 7, 845-849 (2018).
- Pautot, S., Frisken, B. J., Weitz, D. A. Production of Unilamellar Vesicles Using an Inverted Emulsion. Langmuir. 19 (7), 2870-2879 (2003).
- Hope, M. J., Bally, M. B., Webb, G., Cullis, P. R. Production of large unilamellar vesicles by a rapid extrusion procedure. Characterization of size distribution, trapped volume and ability to maintain a membrane potential. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 812, 55-65 (1985).
- Tsumoto, K., Matsuo, H., Tomita, M., Yoshimura, T. Efficient formation of giant liposomes through the gentle hydration of phosphatidylcholine films doped with sugar. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 68, 98-105 (2009).
- Li, A., Pazzi, J., Xu, M., Subramaniam, A. B. Cellulose abetted assembly and temporally decoupled loading of cargo into vesicles synthesized from functionally diverse lamellar phase forming amphiphiles. Biomacromolecules. 19, 849-859 (2018).
- Weinberger, A., et al. Gel-assisted formation of giant unilamellar vesicles. Biophysical Journal. 105, 154-164 (2013).
- Kurokawa, C., et al. DNA cytoskeleton for stabilizing artificial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (28), 7228-7233 (2017).
- Nourian, Z., Roelofsen, W., Danelon, C. Triggered gene expression in fed-vesicle microreactors with a multifunctional membrane. Angewandte Chemie International Edition. 51, 3114-3118 (2012).
- Dezi, M., Di Cicco, A., Bassereau, P., Levy, D. Detergent-mediated incorporation of transmembrane proteins in giant unilamellar vesicles with controlled physiological contents. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (18), 7276-7281 (2013).
- Trantidou, T., Dekker, L., Polizzi, K., Ces, O., Elani, Y. Functionalizing cell-mimetic giant vesicles with encapsulated bacterial biosensors. Interface Focus. 8, 20180024 (2018).
- Elani, Y., et al. Constructing vesicle-based artificial cells with embedded living cells as organelle-like modules. Scientific Reports. 8, 4564 (2018).
