Summary
Este artigo descreve como realizar testes de comportamento sexual em camundongos machos.
Abstract
O comportamento sexual é altamente específico das espécies. Embora os roedores tenham comportamentos sexuais ligeiramente diferentes, ratos e ratos têm um padrão de comportamento sexual semelhante. O objetivo deste artigo é descrever o modelo feminino induzido por hormônios e o procedimento experimental para avaliação do comportamento sexual de camundongos machos. Os elementos comportamentais sexuais mais importantes são demonstrados no vídeo e nas ilustrações. Os passos críticos, as vantagens e limitações do teste de comportamento sexual também são explicados. Finalmente, os parâmetros de comportamento são apresentados, e os processos de montagem, intromissão e ejaculação no acasalamento são distinguidos. Os parâmetros comportamentais são avaliados em termos da duração e contagem ocorridas durante o período de teste.
Introduction
O comportamento sexual em camundongos machos maduros resulta da interação de uma série de sistemas hormonais e sistemas neurais relacionados e interdependentes em diferentes circuitos cerebrais1. Também requer experiências de desenvolvimento, aprendizado, contexto e um parceiro apropriado. A análise comportamental é uma importante reflexão sobre a função neural ou neurocrina. Assim, o estudo do comportamento sexual em modelos animais tem sido amplamente utilizado na neurociência comportamental e em outras pesquisas relacionadas2. O etograma dos comportamentos sexuais em roedores tem sido explicado em muitos artigos e livros1,3,4. Por exemplo, a descrição de Scahs e Barfield sobre o comportamento sexual no rato5 ajudou a entender um padrão comportamental semelhante em camundongos5. O rato é um dos sujeitos mais usados para estudos comportamentais. Hull et al.6 deram uma introdução detalhada dos comportamentos sexuais do rato masculino: Quando um rato macho encontra uma fêmea, ele começa a investigar a região anogenital da fêmea. Em seguida, o macho pressiona suas patas dianteiras contra os flancos da fêmea para montar a fêmea por trás. A fêmea apresenta uma postura sexualmente receptiva característica, dobrando sua coluna em um arco e movendo sua cauda para um lado do corpo, expondo um introitido de abertura para a penetração sexual do macho (ou seja, lordose). Após a montagem, o macho faz impulsos pélvicos rápidos e rasos, seguidos por impulsos vaginais lentos e profundos. Após inúmeras intromissões, um impulso de longa duração resulta na ejaculação do sêmen, durante o qual o camundongo macho pode congelar por cerca de 25 s antes de desmontar ou cair da fêmea6. Na ejaculação, as glândulas acessórias do rato macho podem produzir uma mistura contendo sêmen que endurece para formar o plugue copulatório. Finalmente, após a ejaculação, o macho começa a se arrumar genitalmente e demonstra falta de interesse pela fêmea. Em resumo, a seqüência básica do comportamento sexual masculino consiste em farejar, seguir, montar, intromissão, ejaculação e tratamento pós-ejaculação. O comportamento sexual do rato apresenta diferenças de tensão. Por exemplo, as latências de ejaculação variam de 594 a 6943 s, e os números de intromissões variam de 5 a mais de 100. As latências pós-ejaculação variam de 17 a 60 min. No entanto, a introdução de uma nova fêmea pode diminuir esse intervalo de tempo. Em alguns casos, o macho ejacula na primeira intromissão com a nova fêmea7.
Os principais eventos para a avaliação do comportamento sexual são a montagem, a intromissão e a ejaculação. Os cientistas comportamentais recomendaram a medição não apenas da frequência de cada ação, mas também de sua latência e intervalo de tempo5,8. Alguns dos principais indicadores de medição em estudos anteriores incluem: número de montagens, número de intromissões, latência de montagem, latência de ejaculação, latência de montagem pós-ejaculatória (ou intervalos pós-ejaculatórios), latência pós-ejaculatória, número de séries copulatórias e duração de séries copulatórias. Park et al.8 e Sachs et al.5 descreveram como identificar cada ação de montagem, intromissão e ejaculação de roedores. A montagem é definida como o macho montando a fêmea por trás, palpando seus flancos com suas patas dianteiras, e empurrando seu pênis rapidamente e repetidamente sem inserção peniana. A intromissão, também conhecida como inserção peniana, é identificada por um ou mais dos seguintes atos: um impulso longo e profundo após impulsos rasos rápidos, um chute rápido com uma perna traseira, e uma retirada lateral marcada do macho da fêmea. A ejaculação é identificada por um impulso pélvico terminal que é mais lento e profundo do que o de uma intromissão e uma redução na elevação da perna traseira. Uma série copulatória é identificada por cada seqüência desde a montagem até a ejaculação. As definições de parâmetros comportamentais utilizados no presente estudo estão listadas da seguinte forma: 1) Latência de montagem: o tempo desde a introdução da fêmea até a primeira montagem do macho; 2) Latência de intromissão: o tempo desde a introdução do sexo feminino até a primeira intromissão; 3) Latência ejaculação: o tempo da primeira intromissão à primeira ejaculação (geralmente após o último impulso pélvico); 4) Latência de montagem pós-ejaculatória: o tempo da ejaculação para a próxima montagem; 5) Latência de intromissão pós-ejaculatória: o tempo de ejaculação e a próxima intromissão; 6) Número de montagens: o número de tempos de montagem antes da primeira ejaculação; 7) Número de intromissões: o número de intromissões antes da primeira ejaculação; 8) Número de séries copulatórias: o número de séries copulatórias durante o período de observação; 9) Duração das séries copulatórias: o tempo de todas as séries copulatórias durante o período de observação.
O comportamento sexual e o comportamento relacionado podem ser conduzidos tanto na gaiola do homem quanto em uma arena fechada, entre as quais um aparelho chamado caixa espelhada "Sem Segredos" de Rissman é introduzido para observar o comportamento de acasalamento3. Uma câmera de vídeo é colocada na frente da caixa para gravar simultaneamente a ação dos ratos a partir de uma visão lateral e através de um espelho inclinado a partir de uma visão ventral. No entanto, este método requer luzes brilhantes, o que inevitavelmente leva a uma maior habitação, a fim de eliminar o estresse ambiental em camundongos. Quanto ao método de medição, recomenda-se a análise comportamental baseada em vídeo para registrar e quantificar o comportamento4. Um gravador de vídeo que tenha uma opção de avanço de vídeo quadro a quadro com velocidades recomendadas de obturador maiores que 1/1000 s pode ser usado para registrar movimentos rápidos do mouse. A câmera infravermelha de alta resolução é necessária ao gravar em um ambiente escuro. Para analisar o filme, é necessário um computador com um agarrador de quadros para permitir que os quadros individuais de comportamento sejam capturados para manipulação do computador. Os camundongos são extremamente versáteis e podem apresentar comportamento compensatório após quase qualquer tratamento. A ambiguidade pode existir sobre cada parte do corpo em movimento4. Assim, a análise de alguns comportamentos pode exigir ainda maior resolução e câmeras de velocidade mais altas.
Os comportamentos sexuais masculinos em camundongos são afetados por muitos fatores, incluindo diferenças de tensão, alterações hormonais e mutantes genéticos1,3,9,10. McGill e Blight11 ilustraram as diferenças de tensão nos comportamentos de acasalamento do rato. Por exemplo, os machos C57BL/6 normalmente ganham a intromissão rapidamente e ejaculam em cerca de 20 min11. DBA/2 machos são lentos para ganhar intromissão, mas ejaculam rapidamente. Os machos balb/c são lentos para alcançar a ejaculação (latência média de 1 h) devido a um longo período de namoro11. A testosterona facilita e mantém o comportamento sexual masculino2, e mudanças nos níveis de testosterona podem alterar o desempenho do comportamento sexual12. Tanto a castração cirúrgica quanto o tratamento antiandrogênio podem reduzir o nível de testosterona e resultar em um rápido declínio dos comportamentos sexuais e até mesmo motivação sexual e excitação sexual13. A testosterona administrada pode restaurar comportamentos pré-copulatórios e copulatórios em camundongos castrados. Por fim, ratos de nocaute e knockdown exibem diferenças nas facetas dos comportamentos sexuais em comparação com ratos do tipo selvagem. Por exemplo, camundongos machos com mutações direcionadas de Adcy3, Cnga2 e Gnao apresentam uma capacidade reduzida de detectar feromôno, enquanto os ratos de nocaute Trpc2 mostram preferência de parceiro alterada14,15,16. Outros efeitos de transgênicos e nocautes sobre o comportamento sexual de camundongos são explicados por Crawley3.
Aqui, um dos procedimentos mais comuns para avaliar o comportamento sexual na combinação de um camundongo macho com uma fêmea ovariectomizada que foi hormonalmente preparado para ser receptivo é descrito. Um protocolo experimental é apresentado para a realização de experimentos de comportamento sexual em camundongos. Além disso, um exemplo de mudança nos padrões de comportamento sexual resultantes do isolamento social em camundongos CD-1 é mostrado.
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Protocol
Todos os experimentos foram realizados em conformidade com as diretrizes dos Princípios de Cuidados Com Animais Laboratoriais (NI Publication nº 80-23, revisado em 1996) e a aprovação e supervisão da Academia de Centro Experimental de Animais do Instituto de Medicina Desenvolvimento vegetal (China).
1. Criação animal
- Abrigar camundongos fêmeas e machos a 25 °C para ciclos escuros de 12 h de luz/12 h.
- Fornecer acesso gratuito à água e uma dieta de pelotas padrão.
- Permita que os ratos se acostumem ao seu ambiente por 7 dias antes da operação se transportados de uma instalação diferente.
2. Ovariectomia em camundongos femininos
- Anestesiar a fêmea (8 semanas pós-natal, não menos que 6 semanas de idade) com isoflurano (~4-5% para indução, ~1-2% para manutenção) em 100% de oxigênio através de uma máscara de cone facial.
- Verifique se a profundidade adequada da anestesia foi alcançada certificando-se de que não há movimentos voluntários para maiores de 30 s, em combinação com uma taxa respiratória adequada (por exemplo, 1 respiração por 2 s ou mais). Alternativamente, teste a resposta do mouse à pressão suave nos dedos das patas traseiras.
NOTA: A taxa respiratória normal é de ~180/min. Uma queda de taxa de 50% é aceitável durante a anestesia17.- Use pomada oftálmica para evitar a secagem da córnea e trauma ocular enquanto estiver anestesia.
- Mantenha a temperatura corporal do mouse acima de 36 °C. Forneça suporte térmico suplementar durante o período de anestesia quando necessário.
- Esterilizar e desinfetar todos os instrumentos cirúrgicos e superfícies duras da mesa de operação com 75% de etanol antes do uso.
- Coloque o animal em uma cortina estéril.
- Raspe a pele bilateralmente sobre a coluna lombar na parte de trás do camundongo para expor a pele.
- Esterilizar a pele exposta com 75% de etanol.
- Faça uma única incisão midline (cerca de 0,5 cm de comprimento) na parte de trás do centro das duas raízes da coxa em direção à cabeça de ~1 cm de distância (a posição é mostrada na Figura 1).
- Use uma tesoura pequena para penetrar na pele para libertar suavemente o tecido subcutâneo do músculo subjacente, a fim de expor a camada muscular.
- Localize o ovário a fina camada muscular e faça uma pequena incisão (cerca de 5 mm de comprimento) para entrar na cavidade peritoneal.
- Use uma pinça pequena para puxar o tecido ligeiramente no lado esquerdo da cavidade abdominal para mostrar o ovário esquerdo envolvendo em torno do tecido adiposo branco (uma massa translúcida e irregular como visto a olho nu, ver Figura 1).
- Retraia a almofada de gordura ovariana ao redor do ovário com fórceps contundentes para expor o oviduto.
- Realize uma única ligadura ao redor do oviduto para evitar sangramento.
- Use uma tesoura pequena para cortar o oviduto suavemente e remova o ovário.
- Verifique cuidadosamente o oviduto para confirmar se todos os tecidos ovarianos foram removidos. O ovário é de cerca de 5 mm × 4 mm × 3 mm com nódulos irregulares na superfície.
- Coloque a parte restante do oviduto de volta na cavidade abdominal.
- Suturar a camada muscular com suturas absorvíveis.
- Puxe a pele para o lado direito para expor a camada muscular do lado direito e remova o ovário direito repetindo os passos 2.9-2.16.
- Feche a incisão cutânea usando suturas absorvíveis.
- Injete cada rato intraperitonealmente com sódio penicilina (10.000 unidades/10 g por rato) para prevenir infecções.
- Injete lidocaína (4 mg/kg, 0,4 mL/kg de uma solução de 1%) abaixo da pele ao longo do local da incisão. Também forneça ibuprofeno (50-60 mg/kg/dia; 10 mL de Motrin infantil em 500 mL de água) continuamente na água potável por 3 dias para tratamento da dor.
- Coloque cada rato em uma gaiola esterilizada individualmente.
- Mantenha-se observação por aproximadamente 1-2 h até que esteja totalmente recuperado da anestesia.
- Recupere animais em toalhas de papel em uma gaiola limpa sem roupa de cama. Esta etapa minimiza o risco de obstrução traqueal ou pneumonia. Fornecer suporte térmico suplementar durante a recuperação anestésia. Monitore o local cirúrgico para evitar a ruptura da ferida.
- Após o período de recuperação (aproximadamente 24 horas após a cirurgia), coloque os ratos de volta à gaiola de casa.
- Não realize o experimento por pelo menos 2 semanas após a cirurgia.
3. Estrus induzidas por hormônios em fêmeas
- Determine o estágio estreto das fêmeas realizando uma mancha vaginal como descrito em McLean et al.18. Nenhuma mudança no ciclo de estrus indica que a ovariectomia da fêmea foi bem sucedida.
- Injete benzoato estradiol (20 μg por rato, dissolvido em 0,1 mL de azeite esterilizado, intraperitonealmente) 48 h antes do teste de comportamento sexual.
- Injete progesterona (500 μg por rato, dissolvida em 0,1 mL de óleo, intraperitonealmente) 4 h antes do teste de comportamento sexual.
NOTA: A elegibilidade de uma fêmea estrus é determinada pela mulher aceitando a inserção genital de um rato masculino 3 ou mais vezes, quando convivem com um macho sexualmente ativo e experiente em uma gaiola.
4. Preparação para o teste de comportamento sexual
- Realizar o teste de comportamento sexual de ratos machos em uma caixa de campo retangular e aberta (40 cm x 40 cm x 40 cm) com paredes de plexiglass pretas, exceto por uma parede frontal transparente que permite a observação do movimento do rato.
- Defina a iluminação geral da sala para 650 lux.
NOTA: Os ratos não devem ser iluminados diretamente para evitar padrões de comportamento anormais. - Use uma câmera digital ligada a um computador para filmar o movimento e o comportamento dos ratos.
- Realize o teste comportamental nos camundongos machos durante as primeiras horas do ciclo escuro.
5. Habitação
- Mantenha a sala de experiências em silêncio.
- Coloque os ratos para serem testados no centro da caixa de campo aberto, permitindo que eles explorem o ambiente livremente por 30 min.
- Habituar ratos por 2 dias consecutivos antes do dia de teste no aparelho para evitar o estresse do novo ambiente.
NOTA: Os ratos devem se mover e explorar livremente sem sentir estresse. Tanto camundongos machos quanto fêmeas precisam ser habituados ao ambiente de teste.
6. Ensaios comportamentais
- Ligue a câmera antes do início do teste.
- Coloque o mouse para ser testado no centro do campo aberto na caixa de teste, permitindo exploração livre por 5 min para se adaptar ao ambiente.
- Coloque uma fêmea em estrus na caixa de teste.
- Registre os comportamentos sociais e de acasalamento e as interações entre camundongos machos e fêmeas por 30 min.
- Desligue a câmera e confirme se o vídeo está salvo.
- Tire a fêmea da caixa de teste e registre a formação de um plugvaginal.
NOTA: Um rato feminino que aceitou o acasalamento não pode ser empregado em outro teste de comportamento sexual em um dia. - Coloque a fêmea de volta em sua jaula.
- Devolva o macho para sua jaula.
- Limpe a urina, as fezes e o preenchimento dentro do aparelho.
- Remova o cheiro dos ratos testados com 75% de etanol.
- Inicie o teste do próximo mouse masculino repetindo os passos 6.1-6.10.
7. Extração de dados comportamentais
- Reprodução da gravação de vídeo e extraia os parâmetros comportamentais (ver Figura 2).
- Registre o número de montagens em 30 min.
- Registre o número de intromissões em 30 min. Conte um impulso pélvico como uma intromissão.
- Registre o tempo desde a introdução da fêmea até a primeira montagem como latência de montagem.
- Registre o tempo desde a introdução da fêmea até a primeira intromissão como latência de intromissão.
- Registre o tempo desde a primeira intromissão até a primeira ejaculação como latência de ejaculação.
- Registre o tempo da ejaculação até a próxima montagem como latência pós-ejaculatória do monte.
- Número recorde de séries copulatórias em 30 min. Uma série copulatória é cada seqüência da montagem à ejaculação.
- Registre o tempo de todas as séries copulatórias em 30 min como a duração da série copulatória.
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Representative Results
Mostra-se uma comparação do comportamento sexual entre camundongos CD-1 criados isoladamente e ratos CD-1 abrigados em grupo. Os camundongos CD-1 masculinos foram aleatoriamente atribuídos a um grupo criado pelo isolamento (IS, um rato por gaiola, n = 30) e um grupo em grupo (GH, cinco ratos por gaiola, n = 15). Os camundongos foram submetidos à criação de isolamento do dia 23 ao dia 93. Em seguida, ambos os grupos de camundongos foram avaliados por comportamento sexual. Nosso estudo constatou que a taxa de sucesso da cópula tende a ser menor no grupo do EI do que no grupo GH (IS: 80,0%, GH: 86,7%), embora não tenha sido observada diferença estatisticamente significativa entre os grupos (p = 0,458). A latência de montagem foi maior no grupo do EI do que no grupo GH (p = 0,002, Figura 3A),indicando que o primeiro precisava de mais tempo para iniciar o comportamento sexual. A latência da intromissão foi maior no grupo do EI do que no grupo GH (p = 0,015, Figura 3B),indicando que o primeiro precisou de um tempo maior para realizar a inserção do pênis na vagina da fêmea. Não foi observada diferença estatisticamente significante entre os dois grupos em termos de latência de ejaculação e latência pós-ejaculatória. A duração da série copulatória foi menor no grupo do EI do que no grupo GH (p = 0,002, Figura 3C). Não foram observadas diferenças estatisticamente significativas entre os dois grupos em termos do número de montagens, número de intromissões e número de séries copulatórias19 (ver Tabela 1).
| Criado siodiado | Agrupamento | t/t' | P | |
| N | 30 | 15 | ||
| Latência de montagem a | 788,70 ± 262,77 | 365,03 ± 288,65 | -3.87 | 0.002 |
| Latência de intromissão | 937,30 ± 369,87 | 542,94 ± 352,40 | -2.75 | 0.015 |
| Latência de ejaculação | 16,58 ± 9,78 | 17,37 ± 13,03 | -0.2 | 0.845 |
| Latência de montagem pós-ejaculatória | 173,00 ± 89,84 | 192,87 ± 106,91 | 0.58 | 0.565 |
| Duração das séries copulatórias | 88,27 ± 52,40 | 151,65 ± 40,87 | 3.44 | 0.002 |
| Número de montagens b | 2,4±2,0 | 3.3±3.3 | 1.09 | 0.282 |
| Número de intromissões | 20,1±12,9 | 22,6±12,3 | 0.58 | 0.564 |
| Número de séries copulatórias | 7,0±4,3 | 9,3±4,6 | 1.55 | 0.131 |
| Média ± SD; uma unidade é a segunda (s). b unidade é conta. | ||||
Tabela 1: Parâmetros comportamentais sexuais de ratos criados isoladamente e agrupados.
Figura 1: Ovariectomia de camundongos fêmeas. A posição da incisão vertical e o ovário da mão direita são mostrados. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Processo de comportamento sexual de camundongos. A seta vermelha indica a fêmea e a seta amarela indica o macho. (A)O macho farejou áreas anal-genitais no início do comportamento sexual. (B) O macho monta a fêmea. (C) A postura de intromissão do macho. (D)A ejaculação do macho. (E) O macho que cuida das áreas genitais após a ejaculação. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Resultados do teste de comportamento sexual. (A)Gráfico de caixa da latência de montagem de ratos IS e GH. (B) Parcela da caixa da latência de intromissão de ratos is e GH. (C) A duração total do acasalamento dos ratos IS e GH. *p < 0,05, **p < 0,01. Esta figura foi modificada a partir de Liu et al.19. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Existem alguns passos críticos no protocolo apresentado. Em relação à ovariectomia das fêmeas, a abertura da incisão cirúrgica pelas costas é menos prejudicial do que a do abdômen. Dado que a posição do ovário é profunda, puxar outros órgãos quando a incisão é cortada do abdômen muitas vezes leva a sangramento e resulta em visão cirúrgica pouco clara20. Realizamos a incisão nas costas para alcançar o ovário facilmente e encurtar o tempo cirúrgico, bem como garantir a segurança da cirurgia.
A manutenção de condições estéreis durante a cirurgia é importante para a sobrevivência. Quatro variáveis principais são consideradas durante um procedimento cirúrgico: o espaço cirúrgico, os instrumentos, o cirurgião e o animal. Para o espaço cirúrgico, incluindo espaços de trabalho e salas cirúrgicas, todas as superfícies necessárias são limpas e desinfetadas com desinfetantes apropriados (por exemplo, alvejante diluído, produtos de peróxido de hidrogênio) antes da cirurgia. Além disso, recomenda-se vapor pressurizado com uma autoclave. Durante um procedimento cirúrgico, o fluxo de tráfego é limitado na sala cirúrgica. Em um procedimento cirúrgico, instrumentos e materiais recém-esterilizados devem ser utilizados para cada animal. Quando os instrumentos caem fora do campo estéril ou ficam contaminados, eles devem ser imediatamente substituídos. Enquanto isso, depois de lavar/esfregar bem as mãos e braços, os cirurgiões precisam vestir todos os trajes estéreis, incluindo um vestido estéril e luvas cirúrgicas estéreis. Se algum material estiver contaminado, o artigo afetado precisa ser alterado imediatamente antes da cirurgia (por exemplo, vestido novo ou luva cirúrgica). Por fim, os cabelos do local cirúrgico e da área circundante devem ser removidos para a prevenção da contaminação. A pele deve ser esfregada com 75% de etanol após a depilação. Cortadores elétricos ou creme depilatório podem ser usados para remover o cabelo. Antes da cirurgia, uma cortina estéril é colocada sobre o animal permitindo o acesso ao local cirúrgico para a prevenção da contaminação.
Três aspectos do tratamento pós-cirúrgico dos animais requerem atenção: recuperação anestésita, analgesia e monitoramento do local cirúrgico e remoção de sutura. Após a conclusão do procedimento cirúrgico, os animais devem ser monitorados durante a recuperação da anestesia. O animal não deve ser deixado desacompanhado até que tenha recuperado consciência suficiente para manter a recumbância espartal e não deve ser devolvido à companhia de outros animais até que tenha sido totalmente recuperado. Além disso, devem ser fornecidas condições adequadas de recuperação, incluindo um ambiente quente e livre de objetos que possam causar danos. Por exemplo, toalhas de papel em vez de roupa de cama de espigão de milho são usadas na recuperação dos ratos e grandes brinquedos ou bacias de água são removidos de grandes canetas de animais. De acordo com as diretrizes da Universidade de Minnesota, a ovariectomia feminina causa dor moderada a severa. Assim, a analgesia deve ser administrada diretamente no pós-operatório por injeção parenteral ou gavage oral21. Neste estudo, uma injeção de lidocaína a pele foi realizada após a cirurgia e a água contendo ibuprofeno foi administrada por pelo menos 1-2 dias para tratamento da dor. No entanto, um veterinário deve ser consultado no desenvolvimento do plano analgésico. Por fim, a saúde pós-cirúrgica do animal e o local cirúrgico devem ser observados e registrados por, no mínimo, 3 dias. Uma linha de operação ou clipes de ferida são usados para suturar a incisão, que deve ser removida da pele 7-14 dias após a cirurgia21. Neste estudo, utilizou-se uma linha absorvível para suturar a incisão para evitar a remoção da sutura.
O estrus da fêmea foi artificialmente controlado com ovariectomia e uso hormonal, em vez de usar uma fêmea com estrus naturais. Esse passo foi dado para garantir a consistência da receptividade sexual da fêmea no teste e garantir a confiabilidade das medidas ao monitorar o comportamento de acasalamento masculino. Além disso, a fêmea estrus induzida por hormônios pode ser reutilizada em um conjunto de experimentos, e a influência da gravidez é prevenida. Estrus na fêmea é induzida pela injeção de benzoato estradiol e progesterona antes do experimento. Este método é fácil de gerenciar, tem uma alta taxa de sucesso, e várias fêmeas estrus podem ser obtidas ao mesmo tempo, melhorando consideravelmente a eficiência do teste.
Ratos sexualmente ingênuos e experientes mostram padrões de comportamento diferentes. É preciso prestar atenção à confiabilidade do teste-reteste do experimento em vários estágios de desenvolvimento de camundongos. A mudança dinâmica do comportamento sexual precisa ser considerada antes da realização do teste e na fase de design experimental. Neste estudo, homens sexualmente ingênuos foram utilizados para o teste de comportamento sexual e apenas a primeira ocorrência de comportamento sexual foi medida sem qualquer treinamento antes do teste. A cópula é o resultado final de uma série de detecção de feromôno, montagem, intromissão e ejaculação. Há uma limitação ao presente protocolo experimental quando aplicado a camundongos mutantes. Por exemplo, camundongos machos com mutações direcionadas de Adcy3, Cnga2 e Gnao apresentam capacidade reduzida de detectar feromônonos14,15,16, enquanto os ratos de nocaute Trpc2 mostram a preferência do parceiro alterado22. O presente protocolo pode não ser capaz de exibir o comportamento sexual de camundongos mutantes devido à sua capacidade reduzida de detectar feromônonas.
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Disclosures
Os autores não têm nada para revelar.
Acknowledgments
Agradecemos a Lu Cong, Zhang Hongxia, Zhang Beiyue e Hu Mi por suas sugestões para os experimentos.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Choral hydrate | Sinopharm Chenmical Reagent Co., Ltd. | 20160225 | |
| Coated VICRYL Plus Sutures | Ethicon, Inc. | missing | |
| Estradiol benzoate | J&K Scientific, Ltd. | L930Q170 | |
| Ethanol absolute | Beijing Chemical Works Co., Ltd. | 20160715 | |
| Ibuprofen (Children's Motrin) | Shanghai Johnson & Johnson Co., Ltd. | 160629478 | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co., Ltd. | 217180501 | |
| Lidocaine | HebeI Tiancheng Pharmacreutical Co., Ltd. | 1170506107 | |
| Male and female CD-1 mice | Vital River Beijing | SCXK( )2013-0023 |
|
| Olive oil | |||
| Penicillin sodium | North China Pharmaceutical Co., Ltd. | F5126420 | |
| Progesterone | J&K Scientific, Ltd. | LR50Q07 | |
| Sony digital camera | Sony Corporation | HDR-CX290E | |
| Test box | DIY | ||
| ThinkStation Computer | Lenovo | S/N PCOGLQKG | |
| Vaporizer for Isoflurane | RWD Life Science Co., Ltd. | E05904-009M |
References
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