Summary
Presentamos un sistema de microinyección diseñado para electrofisiología y entrega asistida de sondas experimentales (es decir, nanosensores, microelectrodos), con infusión de fármacos opcional. Los componentes microfluídicos ampliamente disponibles se acoplan a una cánula que contiene la sonda. Se incluye un protocolo paso a paso para la construcción de microincrimógenos, con resultados durante la perfusión de muscimol en corteza macaca.
Abstract
Este sistema de microinyección está diseñado para la infusión de fármacos, la electrofisiología y la entrega y recuperación de sondas experimentales, como microelectrodos y nanosensores, optimizados para su uso repetido en animales despiertos y comportándose. El sistema de microinyección se puede configurar para múltiples propósitos: (1) disposición simple de la cánula para la colocación de una sonda experimental que de otro modo sería demasiado frágil para penetrar en la dura mater, (2) infusión microfluica de un medicamento, ya sea de forma independiente o acoplada a una cánula que contenga una sonda experimental (es decir, microelectrodo, nanosensor). En este protocolo explicamos la construcción paso a paso del microinyectador, su acoplamiento a componentes microfluídicos, y el protocolo para el uso del sistema in vivo. Los componentes microfluídicos de este sistema permiten la entrega de volúmenes en la escala de nanolitros, con un daño de penetración mínimo. La infusión de fármacos se puede realizar de forma independiente o simultánea con sondas experimentales como microelectrodos o nanosensores en un animal despierto y que se comporta. Las aplicaciones de este sistema van desde medir los efectos de un fármaco en la actividad eléctrica cortical y el comportamiento, hasta la comprensión de la función de una región específica de la corteza en el contexto del rendimiento conductual basado en mediciones de sonda o nanosensor. Para demostrar algunas de las capacidades de este sistema, presentamos un ejemplo de infusión de muscimol para la inactivación reversible del campo ocular frontal (FEF) en macaco rhesus durante una tarea de memoria de trabajo.
Introduction
La electrofisiología y los métodos de inyección de fármacos se utilizan ampliamente en neurociencia para estudiar la actividad y el comportamiento neuronal, in vivo, en roedores y primates. Durante las últimas tres décadas, las mejoras de los primeros modelos de inyector permitieron una técnica más precisa y menos invasiva, y la grabación simultánea y la inyección de drogas en sitios cerebrales específicos1,2,3. Para los primates en particular, la capacidad de entregar con precisión pequeños volúmenes con un daño tisular mínimo es fundamental si la técnica se va a utilizar para el estudio de funciones cognitivas avanzadas que requieren animales altamente entrenados. Los avances recientes incluyen mediciones electrofisiológicas y químicas crónicas en combinación con la estimulación utilizando sondas implantadas4,y el registro combinado y la administración de fármacos microfluídicos se han pilotado recientemente en roedores5. El sistema de inyección descrito aquí permite la grabación electrofisiológica, estimulación, y la administración precisa de fármacos, y ya se ha implementado con éxito en múltiples laboratorios de primates6,7,8.
La creciente disponibilidad de sensores delicados y especializados, como nanosensores9,10 con aplicaciones de neurociencia, exige un método fiable para conseguir la sonda a través de la dura mater sin dañar los frágiles dispositivos nanoescala o puntas de microelectrodos.
Diseñamos un sistema de microinyección que supera los desafíos técnicos de combinar estos métodos utilizando componentes fácilmente disponibles y de bajo costo, y facilita dos funciones principales: (i) La capacidad de colocar una sonda experimental frágil, como una microelectrodo o nanosensor, a través de la dura mater y el tejido neural, protegido de cualquier daño. Esta funcionalidad permite la colocación de la sonda experimental en lugares específicos, entregado mediante el uso de la cánula como guía a través del tejido neural. (ii) La capacidad de utilizar un microelectrodo para realizar experimentos que combinan grabaciones de electrofisiología y estimulación eléctrica con inyección de fármacos.
Nuestro sistema utiliza un tubo guía para penetrar la dura, junto con una cánula que funciona tanto para la administración de fármacos (cuando se utiliza el sistema para la microinfusión) y proporciona protección adicional para el microelectrodo o nanosensor (tanto al pasar a través de la dura y tejido neural). Este sistema se puede construir fácilmente con componentes ampliamente disponibles comercialmente, que son baratos y fáciles de encontrar. Minimizamos el daño de penetración mediante el uso de una cánula de diámetro pequeño (diámetro exterior OD a 235 m, ID de diámetro interior a 108 m).
Aquí presentamos instrucciones paso a paso para la construcción y configuración microinérmica del sistema microfluídico. Explicamos los pasos necesarios para el uso del microinyectador, ya sea de forma independiente o acoplado al sistema microfluídico para la inyección de fármacos. Un enfoque similar se puede aplicar con cualquier sonda experimental frágil, como un nanosensor9,10. La sonda puede ser frontal o posteriormente cargada en la cánula (dependiendo del diseño), y estará protegida contra el daño al penetrar en la dura y el tejido neural. Proporcionamos datos de ejemplo de un experimento in vivo con primates no humanos, en el que utilizamos un microelectrodo de tungsteno para realizar estimulación eléctrica, y posteriormente inyectamos muscimol en el campo ocular frontal (FEF) mientras el animal realizaba una tarea de saccada guiada por memoria (MGS).
Protocol
Los procedimientos experimentales siguieron la Guía de los Institutos Nacionales de Salud para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio y las Directrices y Políticas de la Sociedad de Neurociencia. Los protocolos para procedimientos experimentales y conductuales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Utah.
1. Construcción del Microinyectare para Estimulación y Grabación (Figura 1a)
- Mida la longitud de la cánula y la sonda (en este ejemplo un nanosensor). La sonda debe ser más larga que la cánula por la longitud que debe sobresalir de la punta de la cánula (dependiendo del diseño de la sonda) más aproximadamente 2 cm.
- Bajo una lupa o un microscopio (aumento de 10x), cargue la sonda en la cánula; si es posible, es preferible una carga posterior para proteger la punta de la sonda.
NOTA: Este paso, realizado manualmente, es un reto. Se recomienda practicar con un microelectrodo bajo una lupa antes de intentar con una sonda experimental real. -
Pase la cánula (que contiene la sonda) a través de la férula superior, la unión en T y la férula inferior.
- Si la sonda es sólo un cable sin accesorios, vuelva a cargarlo en la cáula e inserte el ensamblaje en la unión en T desde la férula inferior. La parte superior de la cánula (lado plano) debe colocarse en el centro de la unión en T, dentro de la parte inferior, pero no en la férula superior. La sonda experimental o el biosensor deben sobresalir por encima de la parte superior de la férula superior.
NOTA: Las férulas hechas a medida también se pueden hacer perforando un agujero en los tapones de la férula utilizando brocas de micro broca, el tamaño del agujero se basa en el diámetro necesario para apretar la cánula a la unión en T.
- Si la sonda es sólo un cable sin accesorios, vuelva a cargarlo en la cáula e inserte el ensamblaje en la unión en T desde la férula inferior. La parte superior de la cánula (lado plano) debe colocarse en el centro de la unión en T, dentro de la parte inferior, pero no en la férula superior. La sonda experimental o el biosensor deben sobresalir por encima de la parte superior de la férula superior.
- Utilice la llave de férula para apretar las férulas en la parte superior e inferior de la unión en T. No apriete demasiado. Se puede añadir un pequeño trozo de tubo para fortalecer el soporte del electrodo dentro de la férula superior.
- Soldar pines de oro a cada uno de los terminales de la sonda (señal, tierra, etc.), de acuerdo con las especificaciones de la sonda.
- Ajuste la posición relativa de la sonda y la cánula. Mida la distancia que la sonda sobresale de la cánula bajo aumento y ajuste manualmente desde el extremo superior (la sonda puede deslizarse libremente dentro de las férulas).
- Agregue pegamento epoxi entre los pasadores de oro y la férula superior para fijar la sonda a la férula.
- Desenrosque la férula superior para retirar la sonda dentro de la cánula. Confirme visualmente que la sonda está completamente dentro de la cánula bajo aumento.
- Conecte el inyector al micromotor.
2. Construcción del Microinyectrode para perfusión de drogas (Figura 1b)
- Fije el extremo plano o "no biselado" de la cánula a la parte inferior de la unión en T utilizando una férula. Utilice la llave de férula para apretar la férula.
- Fije una pequeña pieza de tubo capilar (1,5 cm) a la parte superior de la unión en T pasándolo a través de la férula estándar. Apriete con una llave de férula.
- Vuelva a cargar el microelectrodo a través del tubo capilar, la unión en T, la cánula y las férulas correspondientes.
- Asegúrese de que el extremo posterior del electrodo sobresalga a menos de 1 cm de la parte posterior del tubo capilar, y la punta del electrodo sobresale de la cánula a la distancia deseada en la parte inferior. La posición del electrodo se puede ajustar manualmente desde el extremo superior.
- Soldar un pasador de oro al terminal de microelectrodos.
- Agregue pegamento epoxi entre el pasador de oro y la férula superior para unir el microelectrodo a la férula.
- Desenrosque la férula superior para retirar la sonda dentro de la cánula. Confirme visualmente que el microelectrodo está completamente retraído en la cánula.
3. Construcción del circuito microfluídico (Figura 2)
- Coloque una tabla de planchar sobre una superficie estable. Coloque las dos válvulas de tres vías paralelas a los lados más largos de la placa, a una distancia de aproximadamente 6 pulgadas con un puerto (el que siempre está abierto) uno frente al otro. Utilice tornillos para fijar las válvulas a la placa de pan.
- Coloque una regla junto a las válvulas (para medir y realizar un seguimiento del movimiento de los fluidos dentro del tubo capilar).
- Cargue una mezcla de aceite de baja viscosidad 1:1 y colorante de alimentos (marcador) en la jeringa hermética y colóquela en la bomba Marker. Corte una pieza de tubo capilar y utilice casquillos estándar y conectores Luer-lock para conectar la jeringa a uno de los puertos de la válvula de entrada. Esta es la "línea de marcador".
- Corte un trozo corto de tubo capilar para la "línea de regla". Utilice casquillos estándar para apretar los puertos de cara de las válvulas.
- Corte dos trozos más largos de tubo capilar para conectar la válvula de salida al microinyectorde y para conectar la bomba de fármacos a la válvula de entrada (utilice casquillos estándar).
NOTA: La longitud de estas dos líneas depende de la configuración experimental, una debe ser lo suficientemente larga como para llegar desde el aparato de infusión al animal, y la otra de la bomba de drogas a la válvula de entrada. Utilice una piedra de corte para cortar el tubo capilar.
4. Montaje del Microinyectrode en el Microdrive(Figura 3)
- Asegúrese de que el microelectrodo/sonda experimental esté retraído en la cánula antes del montaje.
NOTA: El tubo guía debe estar en posición en micromotor. - Conecte un adaptador a medida al microinyectrode.
- Cargue la carga superior del microinyectare rode a través del tubo guía y fíjelo al adaptador con tornillos.
- Mida la posición del micromotor (profundidad) en la que el microinyector sobresale del tubo guía y, a continuación, retírelo a 1 cm para prepararlo para la inserción.
- Para experimentos de microinfusión, conecte la "línea cerebral" a la abertura de unión en T no utilizada del microinyectorde. Utilice una férula estándar y apriete con la llave de férula.
5. Flushing y Preparación del Sistema Microfluídico
- Coloque el micromotor con el microinyectador sobre un vaso de precipitados de desecho.
- Cargue la clorhexidina (p. ej., nolvasan; disuelta a 20 g/L) en la jeringa gaseosa de 1 ml y colóquela en la bomba de drogas. Gire la dirección de flujo de las válvulas de tal forma que el líquido pase desde la bomba de drogas a través de la válvula hasta la línea de la válvula y salga de la "línea cerebral".
- Enjuague el circuito con clorhexidina utilizando un caudal bajo (50-200 l/min) durante un mínimo de 10 min. Repita los pasos 5.2 a 5.3 con solución salina estéril y luego aire.
NOTA: Es importante comprobar si hay fugas en esta etapa. Aplique suavemente toallitas libres de pelusas en las uniones para ayudar a revelar cualquier fuga de líquido a través de las férulas. - Cargue el medicamento en la jeringa estanca de 500 l, comprima el aire y luego colóquelo en la bomba de drogas. Fluya a 50 l/min hasta que fluyan unas gotas del microinyectorde.
- Remoje el tubo guía en clorhexidina (disuelto a 20 g/L) durante 15 min.
- Gire la dirección de la válvula de salida hacia la "línea de lavado". Avance la bomba de marcador hasta que se observe un borde claro de color y aceite en la línea de la regla. Asegúrese de que siempre hay aceite entre la droga y el color con el fin de no mezclar los dos materiales solubles en agua y perder el borde afilado entre ellos. Marque la posición inicial de esta línea de aceite/teñido (con un trozo de cinta o marcador).
- Gire la dirección de la válvula de salida hacia la línea del cerebro.
6. Realización de grabación o un experimento de infusión
NOTA: Los pasos de manejo de animales variarán dependiendo del laboratorio y el experimento. Los siguientes pasos se realizarán después de la configuración quirúrgica necesaria y se ha realizado la preparación para exponer la dura. Después del experimento, todos los pasos necesarios después del procedimiento deben realizarse de acuerdo con los protocolos aprobados institucionalmente.
- Conecte el micromotor a la cámara de grabación. Baje el tubo guía para penetrar la dura.
NOTA: El tubo guía no debe penetrar más allá de la dura para evitar dañar la corteza. - Bajar el microinyector a aproximadamente 2 mm por encima del sitio para la grabación / inyección en el cerebro.
- Apriete la férula superior (microelectrodo/biosensor saliente) y conecte los pasadores de oro al sistema de grabación. Siga avanzando el microinyectida hasta el sitio de destino.
NOTA: Recuerde incluir la distancia que el microelectrodo extiende más allá de la cánula en los cálculos. - Para experimentos de infusión, utilice la bomba de microjeringa manual para mover la columna de aceite en 1 cm cada 3 min (60 nL/min). Una vez que se haya infundido el volumen deseado, cambie la válvula de salida hacia la línea de lavado.
NOTA: El volumen infundido variará en función de las especies modelo y el área del cerebro objetivo. Las tasas de flujo más rápidas pueden dañar el tejido neural. - Cuando los experimentos estén completos, retraiga el microinyectorde dentro del tubo guía (deje la sonda sobresaliendo). A continuación, retire el micromotor para el lavado. Enjuague el sistema microfluídico como se describe en los pasos 5.1-5.5. para prepararse para la reutilización.
NOTA: En nuestra experiencia, el microinyectorde durará varios usos si se toma el cuidado adecuado. La calidad de grabación electrofisiológica disminuye más rápido que la capacidad de inyección.
Representative Results
Realizamos la inyección de un agonista GABAa (muscimol) para la inactivación reversible del campo ocular frontal (FEF), mientras que el animal realizó una tarea de saccade guiada por memoria11. En esta tarea, se presentan los fijadores animales y un objetivo visual periférico. El animal mantiene la fijación mientras recuerda la ubicación objetivo, y una vez que el punto de fijación desaparece, ejecuta un movimiento ocular sacádico a la ubicación recordada para recibir una recompensa. El microinyectida fue construido de acuerdo con las instrucciones de la Figura 1b. El volumen de perfusión para el experimento de ejemplo fue de 850 nL. El rendimiento conductual en la tarea de saccade guiado por memoria (MGS) en varias ubicaciones y horas en relación con la perfusión de muscimol se muestra en la Figura 4. Los mayores déficits de rendimiento se observaron a 2 a 3 h después de la perfusión.
Figura 1: Fabricación paso a paso de microinyectida. (a) Configuración para uso independiente del sistema microfluídico. La cánula y la sonda se miden para confirmar que la punta de la sonda puede sobresalir a la longitud deseada (por ejemplo, 150 m). La sonda está cargada frontalmente en la cánula. La cánula se pasa a través de la unión en T y se une en la parte inferior, con el extremo plano en el centro de la unión en T; el extremo posterior de la sonda continúa a través de la férula superior. El microinyectón se finaliza soldando los pasadores de oro en cada uno de los terminales de la sonda y añadiendo pegamento entre ellos y la férula superior para la estabilidad. La conexión al sistema de adquisición depende del diseño de la sonda. En este ejemplo, nuestra sonda es un nanosensor con tres pistas. (b) Configuración para uso con sistema microfluídico. Para acoplar el microinyectador al sistema microfluídico, se utiliza un trozo de tubo capilar para la parte superior de la unión En T. La sonda puede estar cargada en la parte delantera o trasera. La línea microfluídica se conecta a la tercera abertura de unión en T. En este ejemplo usamos un microelectrodo. Vea la imagen ampliada de la punta de una cánula en la que el microelectrodo fue sobresalía apretando la férula superior. Consulte la Tabla de materiales para obtener una lista de los elementos utilizados en la construcción. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Sistema microfluídico. La configuración de dos válvulas permite controlar la dirección del flujo hacia el microinyectador o hacia la línea de lavado para solucionar problemas. El circuito se basa en dos válvulas de 3 puertos conectadas mediante tubos capilares y férulas estándar. Las jeringas herméticas se utilizan para transportar e inyectar el medicamento de perfusión y el marcador. Una bomba de jeringa programable permite el lavado automático del sistema y la carga del medicamento. Una bomba de microjeringa manual permite la inyección y visualización controladas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Montaje de microinyección en un micromotor hidráulico con y sin capacidad de inyección. Paso 4.1: Un adaptador a medida permite la fijación del microinyector a la microunidad. Un solo tornillo conecta el adaptador a la microunidad; dos tornillos aseguran microinyectida al adaptador. La férula superior debe desenroscarse al menos 2 vueltas para proteger la punta del microelectrodo/sonda experimental al cargar el microinyector en el tubo guía del micromotor. Paso 4.3: Inserte el microinyectón en el tubo guía desde la parte superior. Paso 4.4: Si realiza microinfusión, conecte la línea de fármacos a la tercera abertura de unión en T utilizando una férula de plástico. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Tarea de saccade guiada por memoria durante la perfusión de muscimol en FEF. (a) El microinyectorde se colocó en el hemisferio derecho, área FEF. (b) Rendimiento conductual durante una tarea MGS en la que ocho objetivos se colocan periféricamente. Ejecutamos 4 bloques de la tarea MGS, antes y tres veces después de la inyección. La gráfica polar muestra el rendimiento (excentricidad) en cada uno de estos momentos (color), para diferentes ubicaciones en relación con el punto de fijación (ángulo en el trazado polar). El rendimiento disminuyó claramente en el hemicampo visual izquierdo 2 h después de la inyección (traza azul, mitad izquierda de la parcela polar). (c) Trazas de Saccade para 8 ubicaciones de memoria periférica antes (izquierda) y después de la inyección de muscimol en el FEF (derecha, 1 y 3 h después de la infusión). La precisión de Saccade en el hemicampo visual izquierdo (mitad izquierda de las parcelas polares) disminuyó después de la inyección de muscimol. Escala en grados de ángulo visual (dva). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Discussion
Actualmente hay varios métodos disponibles para realizar la administración simultánea de fármacos y la electrofisiología. Nuestro sistema está destinado a tener la flexibilidad de ser utilizado para grabaciones ya sea de forma independiente o en combinación con la inyección de fármacos, y tener la capacidad de colocar con precisión cualquier sonda experimental frágil, como un nanosensor o un microelectrodo, protegido de cualquier daño, a través de la dura mater y el tejido neural. El sistema permite un control preciso de los volúmenes de infusión de fármacos a simple vista (17 nL de precisión mostrada en estudios anteriores en nuestro laboratorio3).
Hay sistemas más especializados para la inyección a presión con diámetros más pequeños12. Esos sistemas permiten múltiples sitios de grabación, pero la compleja configuración de software y hardware necesario para el control del sistema conlleva costos más altos para cada uno de los componentes, y tiene menos flexibilidad para interactuar con sondas experimentales que aún no se comercializan a gran escala. Además, nuestro inyector no requiere un implante crónico y proporciona un gran grado de flexibilidad: compatible con biosensores para medir señales químicas y electrofisiológicas, y capaz de infundir fármacos también, con el potencial de medir el efecto de las infusiones de fármacos localizados en estas respuestas.
El diseño permite que la sonda experimental sobresalga después de la penetración de la dura para evitar daños en la estructura de la sonda. Esta característica permite que la multifuncionalidad del dispositivo, penetre en la dura sin correr el riesgo de sufrir daños en ninguna sonda experimental como nanosensores a escala nanométrica10. Sin embargo, hay una limitación de la longitud que se puede sobresalir, restringida por el número de vueltas de la férula, limitada a 1 mm para las férulas estándar. Hay un daño tisular mínimo debido al pequeño diámetro de la cánula (228 m).
En el experimento que mostramos, el sistema se utilizó para realizar la entrega controlada de muscimol para la inactivación reversible de FEF, simultáneamente con estimulación eléctrica o registro extracelular (neurona única, potencial de campo local) utilizando un microelectrodo. Este experimento en FEF requiere microestimulación del FEF para confirmar vectores de saccade antes de la inactivación, y el fármaco fue infundido para estudiar la memoria de trabajo durante la inactivación reversible de FEF. Es poco probable que una grabación de la misma neurona única aislada se puede mantener antes y después de la inyección de fármaco; sin embargo, pudimos registrar los potenciales de campo localantes y después de la perfusión. Aquí, mostramos un experimento que combina inyección, grabación y estimulación eléctrica.
Una vez configurado, el método es muy fiable y robusto. Sin embargo, debido a la precipitación de moléculas pequeñas (por ejemplo, sal) dentro del pequeño tubo y los puertos, se requiere un lavado completo después de cada experimento con el fin de mantener los microfluídicos libres de obstrucciones y fugas. Debido a la simplicidad de todo el circuito, cada componente se puede reemplazar de forma independiente para facilitar la solución de problemas.
Aunque el método se demostró en el área de FEF en un primate no humano, el principio se puede aplicar a cualquier otra área del cerebro donde se desea alguna combinación de estimulación eléctrica, registro e inyección de fármacos, en especies de tamaño de roedores o más grandes.
Disclosures
Ninguno.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por fondos de los Institutos Nacionales de Salud (NIH), subvenciones EY026924 y EY014800 (a B.N.), una beca sin restricciones de investigación para prevenir la ceguera, Inc., Nueva York, Nueva York al Departamento de Oftalmología y Ciencias Visuales, de Utah, y los fondos de puesta en marcha proporcionados a R.E. por la Escuela de Ingeniería Henry Samueli y el Departamento de Ingeniería Eléctrica de la Universidad de California, Irvine. Este método se basa en un informe anterior de un método similar desarrollado en el laboratorio del Dr. Tirin Moore, publicado en Noudoost & Moore 2011, Journal of Neuroscience Methods. Los autores agradecen a la Dra. Kelsey Clark por sus comentarios sobre el manuscrito.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3-port manual valves | LabSmith | Manual 3-Port Selector Valve (MV201-C360) | https://products.labsmith.com/mv201-manual-3-port-selector-valve/#.XNYEC9NKh26 |
| Cannulae | Vita Needle Company | 304 Stainless steel tubing, Outer Diameter 228μm, Inner Diameter 165μm | Vita Needle Master Tubing Gauge Chart |
| Cleaving stone | Molex | Cleaving stone 1" x 1" (part No. 1068680064) | Highly recommended to follow method for cleaving capillary tubing: https://www.cmscientific.com/info_sheets/cleaving_procedure.pdf |
| Clorhexidine diacetate | Walmart | Nolvasan solution disinfectant (AAP311) | Used for microfluidic circuit flushing, dissolved at 20 g/L |
| Custom adapter | Custom provider | - | Custom machined adapter to connect microinjectrode to hydraulic microdrive |
| Driver | LabSmith | T7 TORX driver for installing breadboard screws (LS-TORX Driver) | https://products.labsmith.com/ls-torx-driver/#.XO8sndNKh25 |
| Epoxy glue | LabSmith | Two-part high-strength epoxy adhesive (LS-EPOXY) for metal and plastic bonding | https://products.labsmith.com/ls-epoxy-12ml-epoxy-adhesive/#.XO8t89NKh24 |
| Ferrule | LabSmith | One-Piece Fitting (C360-100) for connecting capillary, thru hole sized for 360μm OD capillary | https://products.labsmith.com/one-piece-fitting#.XNYEaNNKh24 |
| Ferrule plug | LabSmith | One-Piece Plug (C360-101) for use in any -C360 port | https://products.labsmith.com/one-piece-fitting-plug/#.XNYFl9NKh24 |
| Ferrule wrench | LabSmith | 1/8" hex wrench for installing one-piece fittings and plugs (LS-HEX 1/8" Hex Wrench) | https://products.labsmith.com/ls-hex-1-8-hex-wrench/#.XO8sqtNKh24 |
| Gastight syringe | Hamilton Company | 500μL gastight syringe model 1750 (81220) and 1mL gastight syringe model 1001 (81320) | https://www.hamiltoncompany.com/laboratory-products/syringes/81220#top |
| Gold pins | Aim-Cambridge | Male gold plated crimp-on connector pin (40-9856M) | https://www.masterelectronics.com/aim-cambridge-cinch-connectivity-solutions/409856m-10109145.html |
| Lint-free wipes | Kimberly Clark | Kimtech Science Kimwipes Delicate Task | Lint-free wipes, used to identify leaks in the system |
| Liquid food color | McCormick & Co. | Water based, black liquid food color (52100581873) | https://www.mccormick.com/spices-and-flavors/extracts-and-food-colors/food-colors/black-food-color |
| Low viscosity oil | Clearco Products Co. | Pure Silicone Fluid Octamethyltrisiloxane with a viscosity of 1cSt at 25°C (PSF-1cSt) | http://www.clearcoproducts.com/pure-silicone-super-low-viscosity.html |
| Luer-Lock connector | LabSmith | Luer-Lock Adapter (C360-300), female fitting for connecting Luer Lock syringe to 360μm capillary tubing | https://products.labsmith.com/luer-lock-adapter-assembly#.XO81MtNKh24 |
| Micro drill bits | Grainger | Micro drill bit, 0.23mm (414H85) | https://www.grainger.com/category/machining/drilling-and-holemaking/drill-bits/machining-drill-bits/micro-drill-bits |
| Microelectrode | FHC | Metal microelectrode, tungsten with epoxy insulation | https://www.fh-co.com/category/metal-microelectrodes |
| Oil hydraulic micromanipulator | Narishige Group | Oil Hydraulic Micromanipulator with guide tube attached (MO-96) | http://products.narishige-group.com/group1/MO-96/chronic/english.html |
| Polymicro Capillary Tubing | Molex | Polymicro Flexible Fused Silica Capillary Tubing (TSP150375), Outer Diameter 375µm, Inner Diameter 150µm | Polymicro Capillary Tubing |
| Programmable syringe pump | Harvard Apparatus | Standard Infuse/Withdraw Pump, programmable (70-2213) | https://www.harvardapparatus.com/standard-infuse-withdraw-pump-11-pico-plus-elite-programmable-syringe-pump.html |
| Ruler | Empire | Stainless steel 6" Stiff ruler (27303) | http://www.empirelevel.com/rulers.php |
| Screw set | LabSmith | Valve mounting screw set (LS-SCREWS .25), thread-forming screws (2-28 x 1/4”) to mount valves to breadboard | https://products.labsmith.com/ls-screws-25#.XO8widNKh24 |
| Standard Breadboard | LabSmith | 4" x 6" platform (LS600), with 0.25" hole spacing for mounting fluid circuit | https://products.labsmith.com/standard-breadboard/#.XO8xDdNKh24 |
| Sterile saline (sodium chloride) 0.9% | Baxter | 0.9% Sodium Chloride sterile | Sterile Intravenous Infusion |
| Sterile syringe filters | Millipore Sigma | MilliporeSigma™ Millex™-GP Sterile Syringe Filters with PES Membrane (SLGPM33RS) | https://www.fishersci.com/shop/products/emd-millipore-millex-sterile-syringe-filters-pes-membrane-green-4/slgpm33rs |
| Stoelting manual microsyringe pump | Stoelting Company | Manual infusion/withdrawal pump (51222) | https://www.stoeltingco.com/manual-infusion-withdrawal-pump-2649.html |
| T-junction | LabSmith | Interconnect tee (C360-203) for combining flow streams, for use with 360μm OD capillary tubing | https://products.labsmith.com/interconnect-tee#.XO8z8dNKh24 |
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