Summary
В настоящей рукописи подробно описано, как изолировать гиппокампа артериолы и капилляры из мозга мыши и как надавить на них для давления myography, иммунофлюоресценции, биохимии и молекулярных исследований.
Abstract
От тонких поведенческих изменений до поздней стадии деменции, сосудистые когнитивные нарушения обычно развивается после ишемии головного мозга. Инсульт и остановка сердца удивительно сексуально диморфных заболеваний, и оба вызывают ишемию головного мозга. Тем не менее, прогресс в понимании сосудистых когнитивных нарушений, а затем разработки секс-специфических методов лечения, была частично ограничена проблемами в исследовании микроциркуляции мозга из моделей мыши в функциональных исследованиях. Здесь мы представляем подход к изучению капилляров к артериолу сигнализации в ex vivo гиппокампа капилляра-паранхимального артериола (HiCaPA) препарат из мозга мыши. Мы описываем, как изолировать, кануляции и давления микроциркуляции для измерения диаметра артериоляров в ответ на стимуляцию капилляров. Мы показываем, какие соответствующие функциональные элементы управления могут быть использованы для проверки целостности подготовки HiCaPA и отображения типичных результатов, в том числе тестирование калия в качестве нервно-сосудистого связующего агента и эффект недавно характеризуется ингибитор Kir2 внутренне выправила калий канала семьи, ML133. Кроме того, мы сравниваем ответы в препаратах, полученных от мышей мужского и женского пола. Хотя эти данные отражают функциональные исследования, наш подход также может быть использован в молекулярной биологии, иммунохимии и электрофизиологии исследований.
Introduction
Pial циркуляции на поверхности мозга был объектом много исследований, отчасти из-за его экспериментальной доступности. Однако топология сосуды головного мозга создает отдельные регионы. В отличие от надежной пиальной сети, богатой анастомосами со значительной способностью перенаправлять кровоток, внутримозговые паренхимальные артериолы (ПА) представляют ограниченное обеспечение, каждый из которых пронизывает дискретный объем нервной ткани1,2. Это создает узкое место влияние на кровоток, который, в сочетании с уникальными физиологическими особенностями3,4,5,6,7,8, делает внутримозговые артериолы важным местом для мозгового кровотока (CBF) регулирование9,10. Несмотря на технические проблемы, присущие изоляции и канистра ПА, в последнее десятилетие наблюдается повышенный интерес к ex vivo функциональных исследований с использованием под давлением судов11,12,13,14,15,16,17. Одной из причин такого повышенного интереса является значительный исследовательский опыт, проведенный на нервно-сосудистых сцепления (NVC), механизм поддержания мозга функциональной гиперемии18.
На региональном уровне, CBF может быстро увеличиться после локальной нейроннойактивации 19. Сотовые механизмы и сигнальные свойства, контролирующие NVC, не полностью понятны. Тем не менее, мы определили ранее непредвиденную роль для капилляров мозга во время NVC в зондировании нейронной активности и переводе его в гиперполяризующий электрический сигнал, чтобы расшифывать вверх по течению артериолы20,21,22. Потенциалы действий23,24 и открытие крупнопроводимого Ca 2-активированныхканалов K(BK) на астроцитарных эндфутах25,26 увеличивают интерстициальную концентрацию иона калия, что приводит к активации сильного внутреннего выпрямителя K(Кир) каналов в сосудистом эндотелии капилляров. Этот канал активируется внешнимK, но и самой гиперполяризации. Распространение через разрыв узлов, гиперполяризующий ток затем регенерирует в соседних капиллярных эндотелиальных клеток до артериола, где он вызывает релаксацию миоцитов и CBF увеличение20,21. Изучение этого механизма привело нас к разработке под давлением капиллярно-паранхимального артериола (CaPA) для измерения диаметра артериоляров во время стимуляции капилляров с помощью вазоактивных агентов. Препарат CaPA состоит из консервированного внутримозгового артериола сегмента с нетронутыми, вниз по течению капиллярных последствий. Концы капилляров сжимаются на дно камерного стекла микропипеттом, который окклюзии и стабилизирует все сосудистое образование20,21.
Ранее мы сделали инструментальные инновации, изображая препараты CaPA из коры мыши20,21 и артериол от крыс миндалины13 и гиппокампа16,17. Поскольку гиппокампа сосуды получает больше внимания из-за его восприимчивости к патологическим условиям, здесь мы предоставляем пошаговый метод для подготовки КаПА из мыши гиппокампа (HiCaPA), который может быть использован не только в функциональных исследованиях NVC, но и в молекулярной биологии, иммунохимии и электрофизиологии.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все эксперименты были одобрены Институциональным комитетом по уходу и использованию животных (IACUC) Университета Колорадо, медицинский кампус Аншуц и были проведены в соответствии с руководящими принципами Национальных институтов здравоохранения.
1. Решения
- Используйте MOPS-буферный солен для вскрытия и держать образцы на 4 градусов по Цельсию до их использования. Не газ раствора. Подготовка MOPS буферный физраствор со следующим составом: 135 мМ NaCl, 5 мМ KCl, 1 мМ KH2PO4, 1 мМ MgSO4, 2,5 мМ CaCl2, 5 мМ глюкозы, 3 мМ MOPS, 0,02 мМ EDTA, 2 мМ пируват, 10 мг/м.
- Используйте искусственную спинномозговую жидкость (aCSF) в качестве раствора для ванны и раствора пипетки. Газ как aCSF и Ca2 "-свободный aCSF с 5% CO2, 20% O2,и N2 баланс. Подготовка раствора со следующим составом: 125 мМ NaCl, 3 мМ KCl, 26 мМ NaHCO3, 1,25 мМ2PO4, 1 мМ MgCl2, 4 мМ глюкозы, 2 мМ CaCl2, pH 7.3 (с аэрацией с 5% CO2, 20% O2,и N2 баланса).
- Получить максимальное расширение в номинально Ca2 "-бесплатноaCSF (0 мМ "Ca2"o, 5 мМ EGTA).
2. Органная камерная подготовка
- Вставьте боросиликатные стеклянные капилляры (внешний диаметр - 1,2 мм; внутренний диаметр - 0,69 мм; длина - 10 см) в стеклянный шкив. Потяните капилляр, чтобы сделать длинный, тонкий кончик на одном конце.
- К одной стороне камеры добавьте канюлю, которая может подключиться к миниатюрной перистальтической насос, чтобы люминесцентно поддавлением судна. Под микроскопом вскрытия, разорвать кончик канюли так, что он достаточно мал, чтобы соответствовать сосуд угодья, но достаточно большой, чтобы позволить решения течь через кончик. Убедитесь, что наконечник примерно 10-15 мкм в диаметре.
- Заполните канюли с помощью шприца с прикрепленным фильтром 0,22 мкм с кислородом aCSF. Убедитесь, что в канюле нет пузырьков воздуха или мусора.
- Добавьте еще две канюли на противоположную сторону камеры. Не нарушайте их советы.
3. Рассечение и изоляция гиппокампа
- Эвтанизировать и обезглавить мышь. Для этого эксперимента используйте 8-недельную мышь C57BL6/J для сравнения различий между самцами и самками. Введите мышь с пентобарбиталом и обезглавить хирургическими ножницами.
- Используя небольшие ножницы рассечения, вырезать кожу вдоль средней линии в верхней части головы. Переместите кожу в стороны.
- Начиная с каудальной стороны черепа, вырезать череп вдоль средней линии, пока обонятельные луковицы не будут достигнуты. Удалите части черепа до тех пор, пока мозг не будет выставлен.
- Медленно удаляйте мозг, начиная с носа мыши. Отделите мозг от обонятельных луковиц, черепных нервов и спинного мозга, прорезая структуры с небольшими ножницами вскрытия.
- Поместите мозг в вскрытие пластины с достаточным раствором MOPS, чтобы полностью погрузить его. Используя микроскоп рассечения, поместите мозг в центре пластины вскрытия с брюшной стороны вниз.
- Используя лезвие бритвы, разрежьте мозг пополам вдоль продольной трещины. Держите лезвие так, чтобы острый край был параллельным нижней части пластины вскрытия. Прижмите лезвие через мозг одним ударом. Переместите одно полушарие в сторону пластины.
- Выполните следующие шаги для каждого полушария отдельно или параллельно.
- Поместите одно полушарие в центре пластины, чтобы средняя линия обращена вниз. Затем используйте лезвие бритвы, чтобы разрезать поперечную трещину, чтобы удалить мозжечок и ствол мозга. Нажмите лезвие прямо через ткань.
- Поверните полушарие так, чтобы медиальная сторона обращена вверх(рисунок 1А). Используйте один шпатель, чтобы держать мозг на месте. Используя второй шпатель, вставьте наконечник ниже мозоли корпуса и совок под, чтобы удалить таламус, перегородка, и гипоталамус, охватывающих гиппокампа(рисунок 1B).
- Убедитесь, что гиппокамп теперь виден как изогнутая структура вблизи задней стороны мозга. Используя один шпатель для удержания мозга на месте, используйте второй шпатель, чтобы зачерпнуть гиппокамп из мозга(рисунок 1C).
- Перенесите гиппокампа на новую пластину вскрытия, заполненную примерно на полпути раствором MOPS. Отбросьте остальную часть мозга.
4. Гиппокампальная артериол изоляция
- Выполнить следующие шаги для каждого гиппокампа.
- Прикрепите одного из гиппокампов, используя небольшие булавки на каждом конце раздела. Гиппокампальная артерия обращена вверх.
- Используя очень острые щипточки, аккуратно растянуть небольшие участки гиппокампа. Это ослабит ткани, окружающие артериолы, что делает его легче вскрыть их.
- Поиск через ткани пневмличных гиппокампа, чтобы определить внешнюю поперечную артерию (Рисунок 1C)16,27.
- Аккуратно возьмите внешнюю поперечную артерию и медленно вытащите ее из ткани, чтобы собрать артериолы и капилляры, пронизырующие область CA3 гиппокампа.
- После того, как Есть не более сосудов, которые будут удалены из ткани, отбросить гиппокампов. Держите сосуды на льду в тарелках, пока они не используются.
5. Гиппокампа капиллярно-паранхимальной артериальной каниляции
- Найти артериол с ветвью, которая заканчивается капиллярами. Перенесите его в органную камеру. Убедитесь, что артериол составляет около 15-30 мкм при полностью расширенной(рисунок 1D).
- Тщательно смонтируйте кровеносный сосуд, нажав кончик канюли через стенку артериола ниже целевой области. Тщательно сдвиньте сосуд на канюлу, пока не будет достаточно ткани, чтобы поместить галстук.
- Сделайте рыхлый узел с 12-0 нейлоновыми швами так, чтобы он помещается над кровеносным сосудом и канюлей. Используйте полузацепный узел для обеспечения связей. Затем потяните концы, чтобы затянуть узел и закрепить артериол до канюли. Удалите любые посторонние ветви сосуда ниже галстука, осторожно потянув их с щипками.
- Сделайте еще один галстук и закрепите его на другом конце артериола, чтобы запечатать его.
- Опустите канюль с прикрепленным сосудом, пока она не будет плоской против крышки на дне камеры. Будьте осторожны, чтобы не опустить канюль слишком много, или он сломается.
- Используя одну канюлу на противоположной стороне камеры, опустите ее так, чтобы точка ее прикрепляет галстук на конце артериола.
- Используйте третью канюлу, чтобы прикрепить капиллярную ветвь к крышке. Поместите кончик близко к концу ветви, оставляя концы капилляров открытыми (не под канюлей).
6. Давление миографии
- Переместите камеру из области вскрытия в микроскоп с помощью программного обеспечения для записи.
- Соедините поток и выпав труб к камере для перфузии. Начните перфузию с подогревом aCSF (37 градусов по Цельсию) при скорости потока 4 мл/мин.
- Прикрепите прессующую канюлю к перистальтической насосу в паре с трансдузатором давления и доведите внутреннее давление до 20 мм рт. ст.
- Запустите программное обеспечение для записи. Отрегулируйте настройки микроскопа и изображения, чтобы получить максимально четкое изображение. Начните запись после оптимизации настроек для программного обеспечения обнаружения.
- Увеличьте давление судна до 40 мм рт. ст. при записи артериального диаметра с помощью программного обеспечения для обнаружения края.
- Разрешить 15-20 мин, чтобы вымыть раствор MOPS из камеры с aCSF, и пусть подготовка HiCaPA уравновесить и развивать миогенный тон.
- Чтобы проверить жизнеспособность сосуда, нанесите 1 раствор N309 на перфузию для ванны (см. рисунок 2A,B и раздел Представитель результаты). Артериолярный сегмент должен расширяться, демонстрируя около 30-40% миогенного тона, как ранее описано3,14,20.
7. Фокусная стимуляция капиллярных концов
- После того, как базовый тон для артериола был установлен и эндотелиальной функции оценивается, проверить реакцию стимуляции капилляров.
- Используя стеклянный шкив, сделать канюли так, что есть тонкая точка на одном конце. Перерыв наконечник от канюли так, что препарат испытания может течь через кончик плавно на 5 пси.
- Заполните канюлю с лекарством решение интереса и добавить его к 3-осевой микроманипулятор прилагается к микроскопу. Соедините трубку из системы выброса давления к канюле.
- Медленно опустите канюль в ванну возле капилляров, стараясь не попасть в какую-либо часть сосуда или оборудования в камере. Маневр кончик канюли рядом с концами капилляров, не касаясь их. Держите кончик канюли недалеко от coverslip, чтобы предотвратить судно от стимулировали, если канюля утечки.
- Когда готовы стимулировать капилляры, опустите канюли к крышке и просто рядом с капиллярами. Активируйте систему выброса давления с желаемым временем выброса (здесь 20 с). Как только стимуляция закончена, поднять канюли немного, чтобы избежать дальнейшей стимуляции.
- Повторите стимуляцию по мере необходимости. Изменение системы выброса давления канюли для тестирования различных соединений наркотиков.
- Чтобы подтвердить, что стимулируются только капилляры, заполните канюли раствором 1 км NS309 и повторите вышеперечисленные шаги.
ПРИМЕЧАНИЕ: Капиллярные эндотелиальные клетки не выражают каналы Kи, активированные NS309, поэтому артериол не должен реагировать на стимуляцию. Если артериол диатецируется, то канюлю необходимо будет переместить или диаметр отверстия должен быть меньше (см. Рисунок 2A,B и раздел Представитель Результаты).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Эндотелиальная малопроводимость (SK) и промежуточная проводимость (IK) Ca2 -чувствительныеканалы K- оказывают расширительное влияние на диаметр ПА. Ванна применение 1 мкм NS309, синтетический IK и SK канал агонист, вызванные вблизи максимального расширения(Рисунок 2A,B). Однако капиллярные эндотелиальные клетки не имеют каналов IK и SK и не гиперполяризовались в ответ на NS30920. В результате, стимулирующие капиллярные концы с 1 МКм NS309 путем выброса фокусного давления (20 с, 5 пси) не вызвали вверх по течению артериолярного расширения(рисунок 2A,B). Этот результат указывает на то, что NS309 не достиг артериола в препаратах HiCaPA и может быть использован в качестве контроля для оценки пространственного ограничения соединения, применяемого на капилляры путем выброса давления.
Этот препарат был принципиально разработан для измерения наизнанку электрической сигнализации от капилляров до ПА. Используя препарат HiCaPA, мы применили aCSF, содержащий 10 мМК, на капиллярные концы и измерили расширение артериоляров вверх по течению(рисунок 2A,C), как мы ранее делали в препаратах CaPA из корковых сосудок20. Затем мы исследовали, в первый раз, насколько нам известно, капилляры до артериола электрической сигнализации у самок мышей с помощью препаратов HiCaPA. Артериолярное расширение, вызываемые стимуляцией капилляров с 10 мМК, не отличалось между препаратами от мышей мужского и женского пола(рисунок 2A,C).
Наконец, еще одним фундаментальным преимуществом такого подхода является возможность применения фармакологических инструментов в ванне перед стимуляцией капилляров. Здесь мы проверили эффект ML133, недавно разработанного ингибитора Kir228. Добавление 10 МКМ ML133 к перфузии ванны практически отменили капиллярно-индуцированного артериолярного расширения в ответ на 10 мМ К- в препаратах HiCaPA от мужчин и самок мышей(Рисунок 2A, C). Последний результат говорит о том, что канал Kir2.1 опосредует электрическую сигнализацию в женских сосудах головного мозга, как мы ранее описали в корковой микроциркуляции мужского мозга.
Рисунок 1: Методология изоляции и давления гиппокампа капиллярно-паранхимальных артериол (HiCaPA) препарат из мыши. (A) Свежеизолированный мозг разрезается пополам в сагитальной плоскости после межгемисферной трещины и помещается с медиальной стороной вверх. (B) Таламус, перегородка, и гипоталамус аккуратно удаляются, чтобы выявить гиппокампа. (C) Гиппокамп тщательно удаляется. (D) Артериолы с капиллярными деревьями изолированы от гиппокампа и один конец сегмента артериоляров канисписируется с микропипететом, подключенным к системе давления, а другой конец окклюзион. Капиллярные концы запечатываются и поддерживаются против крышки кончиком стеклянной пипетки. Внутренний диаметр контролируется с помощью системы обнаружения края в одном или нескольких регионах артериола. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Фокусная стимуляция капилляров с 1 мкм NS309 не влияет на диаметр артериоляров вверх по течению, в отличие от стимуляции с aCSF, содержащей 10 мМК. (A) Представитель записи вверх по течению артериолярного диаметра, показывающий эффект применения ванны 1 мкм NS309 с последующим последовательным капиллярных концов стимуляции (20 s, 5 psi) с 1 ММ NS309 и с aCSF, содержащим 10 мМ К, в отсутствие или присутствии ингибитора канала Kir2 ML133. Применение 10 мМ Кк на капилляры привело к быстрому расширению артериоляров вверх по течению, которое было заблокировано 10 МКм ML133. NS309 не вызвал одизания. Отсутствие артериолярного расширения вверх по течению в ответ на стимуляцию капилляров с помощью NS309 показывает, что выброшенные давлением соединения не достигают артериола. (B) Сводные данные, показывающие изменения диаметра, индуцированные 1 мкм NS309 применяется в ванне или на капиллярных концах (n No 14; )p lt; 0.0001, парный t-тест). (C) С) Сводные данные, показывающие изменения диаметра артериоляров, индуцированные 10 мМК, наносятся непосредственно на капилляры в препаратах HiCaPA от мужских (n No 6) или женских (n No 8) мышей до и после 10 мкм ML133 был применен в ванне (яп. л.с.; 0.0005, n.s. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Препарат HiCaPA под давлением HiCaPA (гиппокампа капиллярно-паранхимального артериола), описанный в настоящей рукописи, является продолжением нашей устоявшейся процедуры изоляции, давления и изучения паренхимальных артериол29. Недавно мы сообщили, что Kir2.1 каналов в мозге капиллярных эндотелиальных клеток чувство увеличивается в "Kйo, связанных с нейронной активации, и генерировать восходящий гиперполяризующий сигнал, который расширяет вверх по течению артериолей20. Выявление этой ранее непредвиденной роли для капилляров стало возможным частично путем разработки препарата CaPA из корковой микроциркуляции20,21. Данная рукопись представляет собой аналогичный экспериментальный подход, но из более глубокой и ограниченной структуры мозга мыши, чтобы описать простой и воспроизводимый подход к исследованию капилляров к артериоле сигнализации во время нервно-сосудистых связей.
Микроциркуляция мозга является изысканно хрупкой, и некоторые практики, особенно минимизация растяжения и обработки сосудов, должны использоваться для обеспечения выживания артериол и капилляров. Спонтанное развитие миногемного тона является первым показателем жизнеспособности препарата30. Эндотелиальная функция может быть оценена путем добавления агониста NS309 каналов SK и IK к раствору ванны, что должно вызвать почти максимальное расширение. В случае неспособности развить тон или ответ на применение ванны NS309, препарат следует заменить на другой. NS309 также используется для проверки распространения фокусной стимуляции капилляров. Потому что капиллярные эндотелиальные клетки отсутствие SK и IK каналов20, локальная доставка NS309 на капилляры путем выброса давления не должно иметь никакого влияния на вверх по течению артериолярного диаметра, как показано на рисунке 2, иллюстрирующие, что соединения не случайно стимулировать артериол. После проверки этих шагов можно проверить сигнализацию капилляров к артериоле.
Здесь мы рассмотрели электрическую сигнализацию, стимулируя капилляры с aCSF, содержащим 10 мМ К. Тем не менее, различные способы сигнализации могут быть изучены с помощью нынешнего подхода, стимулируя капилляры с различными известными вазоактивными агентами или нейротрансмиттерами. Еще одним преимуществом этого препарата является возможность исследовать и в конечном итоге сравнить NVC между различными животными и между различными регионами мозга. Это особенно интересно, потому что мозг не является равномерно мишенью цереброваскулярных патологий31,32. Общее ограничение представленного здесь подхода заключается в том, что при изоляции микроциркуляции теряются важнейшие компоненты нервно-сосудистого блока, такие как нейроны и астроциты. Другие препараты, такие как черепное окно для визуализации in vivo CBF, поддерживают структуру неповрежденного нервно-сосудистого блока и более уместны для изучения NVC в неповрежденной системе. Тем не менее, в подготовке черепного окна, parenchymal артериозы трудно изображение без конкретного оборудования, как мультифотон микроскоп, и более глубокие области, такие как гиппокамп, остаются трудными для изображения. В этой связи, подход, разработанный в лаборатории Filosa с использованием светящегося потока, чтобы вызвать миогенный тон в ломтиках мозга представляет собой элегантную связь между ломтик мозга и in vivo подходы33. Тем не менее, окружающие нервной ткани могут ограничить проникновение препарата применяется местно, увеличивая его вне цели потенциал и делает интерпретации трудно, потому что несколько типов клеток подвергаются воздействию наркотиков. В первую очередь мы разработали наш подход ex vivo для решения этих потенциальных проблем. В заключение я хотел бы сказать, что для полного изучения NVC следует использовать несколько подходов.
Таким образом, в настоящем докладе описывается ex vivo нетронутыми подготовки под давлением гиппокампа артериози и капилляры, что позволяет эффекты фармакологических и биологических агентов, которые будут проверены на функциональные параметры на дискретных позиций вдоль капиллярно-артериол континуума.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Авторы хотели бы поблагодарить Джулс Морин за глубокие комментарии к рукописи. Это исследование было профинансировано наградами от некоммерческой организации CADASIL Together We Have Hope, Центра здоровья и исследований женщин и NHLBI R01HL136636 (FD).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.22µm Syringe Filters | CELLTREAT Scientific Products | 229751 | |
| 12-0 Nylon (12cm) Black | Microsurgery Instruments, Inc | S12-0 NYLON | |
| Automatic Temperature Controller | Warner Instruments | TC-324B | |
| Borosilicate Glass O.D.: 1.2 mm, I.D.: 0.68 mm | Sutter Instruments | B120-69-10 | |
| Bovine serum albumin | Sigma-Aldrich | A7030 | |
| CaCl2 dihydrate | Sigma-Aldrich | C3881 | |
| D-(+)-Glucose | Sigma-Aldrich | G5767 | |
| Dissection Scope | Olympus | SZ11 | |
| ECOLINE VC-MS/CA 4-12 — complete Pump with Drive and MS/CA 4-12 pump-head | Ismatec | ISM 1090 | |
| EGTA | Sigma-Aldrich | E4378 | |
| Fine Scissors - Sharp | Fine Science Tools | 14063-09 | |
| Inline Water Heater | Warner Instruments | SH-27B | |
| Integra™ Miltex™Tissue Forceps | Fisher Scientific | 12-460-117 | |
| KCl | Sigma-Aldrich | P9333 | |
| KH2PO4 | Sigma-Aldrich | P5379 | |
| Magnesium sulfate heptahydrate | Sigma-Aldrich | M1880 | |
| MgCl Anhydrous | Sigma-Aldrich | M8266 | |
| Micromanipulator | Narishige | MN-153 | |
| ML 133 hydrochloride | Tocris | 4549 | |
| MOPS | Sigma-Aldrich | M1254 | |
| NaCl | Sigma-Aldrich | S9625 | |
| NaH2PO4 | Sigma-Aldrich | S9638 | |
| NaHCO3 | Sigma-Aldrich | S8875 | |
| NS309 | Tocris | 3895 | |
| Picospritzer III - Intracellular Microinjection Dispense Systems, 2-channel | Parker Hannifin | 052-0500-900 | |
| Pressure Servo Controller with Peristaltic Pump | Living Systems Instrumentation | PS-200 | |
| Sodium pyruvate | Sigma-Aldrich | P3662 | |
| Super Fine Forceps | Fine Science Tools | 11252-20 | |
| Surgical Scissors - Sharp-Blunt | Fine Science Tools | 14001-13 | |
| Vertical Micropipette Puller | Narishige | PP-83 |
References
- Nishimura, N., Schaffer, C. B., Friedman, B., Lyden, P. D., Kleinfeld, D. Penetrating arterioles are a bottleneck in the perfusion of neocortex. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (1), 365-370 (2007).
- Shih, A. Y., et al. Robust and fragile aspects of cortical blood flow in relation to the underlying angioarchitecture. Microcirculation (New York, N.Y.:1994). 22 (3), 204-218 (2015).
- Cipolla, M. J., Smith, J., Kohlmeyer, M. M., Godfrey, J. A. SKCa and IKCa Channels, Myogenic Tone, and Vasodilator Responses in Middle Cerebral Arteries and Parenchymal Arterioles: Effect of Ischemia and Reperfusion. Stroke. 40 (4), 1451-1457 (2009).
- Nystoriak, M. A., et al. Fundamental increase in pressure-dependent constriction of brain parenchymal arterioles from subarachnoid hemorrhage model rats due to membrane depolarization. AJP: Heart and Circulatory Physiology. 300 (3), H803-H812 (2011).
- Dabertrand, F., Nelson, M. T., Brayden, J. E. Acidosis dilates brain parenchymal arterioles by conversion of calcium waves to sparks to activate BK channels. Circulation Research. 110 (2), 285-294 (2012).
- Dabertrand, F., Nelson, M. T., Brayden, J. E. Ryanodine receptors, calcium signaling, and regulation of vascular tone in the cerebral parenchymal microcirculation. Microcirculation (New York, N.Y.:1994). 20 (4), 307-316 (2013).
- Cipolla, M. J., et al. Increased pressure-induced tone in rat parenchymal arterioles vs. middle cerebral arteries: role of ion channels and calcium sensitivity. Journal of Applied Physiology. 117 (1), 53-59 (2014).
- De Silva, T. M., Modrick, M. L., Dabertrand, F., Faraci, F. M. Changes in Cerebral Arteries and Parenchymal Arterioles with Aging: Role of Rho Kinase 2 and Impact of Genetic Background. Hypertension. 71 (5), 921-927 (2018).
- Shih, A. Y., et al. The smallest stroke: occlusion of one penetrating vessel leads to infarction and a cognitive deficit. Nature Neuroscience. 16 (1), 55-63 (2013).
- Koide, M., et al. The yin and yang of KV channels in cerebral small vessel pathologies. Microcirculation (New York, N.Y.:1994). 25 (1), (2018).
- Girouard, H., et al. Astrocytic endfoot Ca2+ and BK channels determine both arteriolar dilation and constriction. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (8), 3811-3816 (2010).
- Dabertrand, F., et al. Prostaglandin E2, a postulated astrocyte-derived neurovascular coupling agent, constricts rather than dilates parenchymal arterioles. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 33 (4), 479-482 (2013).
- Longden, T. A., Dabertrand, F., Hill-Eubanks, D. C., Hammack, S. E., Nelson, M. T. Stress-induced glucocorticoid signaling remodels neurovascular coupling through impairment of cerebrovascular inwardly rectifying K+ channel function. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (20), 7462-7467 (2014).
- Dabertrand, F., et al. Potassium channelopathy-like defect underlies early-stage cerebrovascular dysfunction in a genetic model of small vessel disease. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (7), E796-E805 (2015).
- Pires, P. W., Sullivan, M. N., Pritchard, H. A. T., Robinson, J. J., Earley, S. Unitary TRPV3 channel Ca2+ influx events elicit endothelium-dependent dilation of cerebral parenchymal arterioles. AJP: Heart and Circulatory Physiology. 309 (12), H2031-H2041 (2015).
- Johnson, A. C., Cipolla, M. J. Altered hippocampal arteriole structure and function in a rat model of preeclampsia: Potential role in impaired seizure-induced hyperemia. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 37 (8), 2857-2869 (2016).
- Johnson, A. C., Miller, J. E., Cipolla, M. J. Memory impairment in spontaneously hypertensive rats is associated with hippocampal hypoperfusion and hippocampal vascular dysfunction. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. , (2019).
- Iadecola, C. The Neurovascular Unit Coming of Age: A Journey through Neurovascular Coupling in Health and Disease. Neuron. 96 (1), 17-42 (2017).
- Roy, C. S., Sherrington, C. S.
- Longden, T. A., et al. Capillary K+-sensing initiates retrograde hyperpolarization to increase local cerebral blood flow. Nature Neuroscience. 20 (5), 717-726 (2017).
- Harraz, O. F., Longden, T. A., Dabertrand, F., Hill-Eubanks, D., Nelson, M. T. Endothelial GqPCR activity controls capillary electrical signaling and brain blood flow through PIP2 depletion. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (15), E3569-E3577 (2018).
- Harraz, O. F., Longden, T. A., Hill-Eubanks, D., Nelson, M. T. PIP2 depletion promotes TRPV4 channel activity in mouse brain capillary endothelial cells. eLife. 7, 351 (2018).
- Hodgkin, A. L., Huxley, A. F. A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve. The Journal of Physiology. 117 (4), 500-544 (1952).
- Ballanyi, K., Doutheil, J., Brockhaus, J. Membrane potentials and microenvironment of rat dorsal vagal cells in vitro during energy depletion. The Journal of Physiology. 495 (Pt 3), 769-784 (1996).
- Filosa, J. A., et al. Local potassium signaling couples neuronal activity to vasodilation in the brain. Nature Neuroscience. 9 (11), 1397-1403 (2006).
- Attwell, D., et al. Glial and neuronal control of brain blood flow. Nature. 468 (7321), 232-243 (2010).
- Coyle, P. Vascular patterns of the rat hippocampal formation. Experimental Neurology. 52 (3), 447-458 (1976).
- Wang, H. R., et al. Selective inhibition of the K(ir)2 family of inward rectifier potassium channels by a small molecule probe: the discovery, SAR, and pharmacological characterization of ML133. ACS Chemical Biology. 6 (8), 845-856 (2011).
- Pires, P. W., Dabertrand, F., Earley, S. Isolation and Cannulation of Cerebral Parenchymal Arterioles. Journal of Visualized Experiments. (111), 1-11 (2016).
- Bayliss, W. M. On the local reactions of the arterial wall to changes of internal pressure. The Journal of Physiology. 28 (3), 220-231 (1902).
- Montagne, A., et al. Blood-brain barrier breakdown in the aging human hippocampus. Neuron. 85 (2), 296-302 (2015).
- Zhang, X., et al. Circulating heparin oligosaccharides rapidly target the hippocampus in sepsis, potentially impacting cognitive functions. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (19), 9208-9213 (2019).
- Kim, K. J., Filosa, J. A. Advanced in vitro approach to study neurovascular coupling mechanisms in the brain microcirculation. The Journal of Physiology. 590 (7), 1757-1770 (2012).
