Summary
El desarrollo y la prueba de dispositivos endovasculares para el tratamiento del aneurisma intracraneal siguen siendo de gran importancia. La mayoría de los modelos de aneurisma utilizados hoy en día pasan por alto las características importantes de una pared arterial degenerada o la hemodinámica de una verdadera bifurcación. Por lo tanto, nuestro objetivo fue diseñar un nuevo modelo de bifurcación de bolsas arteriales en conejos.
Abstract
El tratamiento endovascular para los aneurismas intracraneales ganó importancia en las últimas décadas, por lo que existe una mayor necesidad de probar dispositivos endovasculares. Los modelos animales que respetan las condiciones reológicas, hemodinámicas y de la pared del aneurisma están altamente justificados. Por lo tanto, el objetivo del presente estudio fue diseñar una nueva técnica quirúrgica estandarizada y reproducible para crear aneurismas de bifurcación de bolsa arterial autóloga con condiciones de pared no modificadas y modificadas en conejos.
Los aneurismas de bifurcación se crearon por anastomosis de extremo a lado de la arteria carótida común derecha en la izquierda, ambas sirviendo como arterias madre para la bolsa arterial, que fue cosida microquirúrgicamente. Se tomaron injertos de la arteria carótida común proximal derecha, ya sea para el grupo control (n = 7, reimplantación autóloga inmediata) o modificado (n = 7, incubado con 100 unidades internacionales de elastasa durante 20 minutos antes de la reimplantación autóloga). La permeabilidad de la bolsa y la arteria madre se controlaron mediante angiografía de fluorescencia inmediatamente después de la creación. En el seguimiento (28 días), todos los conejos se sometieron a angiografía por resonancia magnética mejorada con contraste y angiografía por fluorescencia seguida de recolección de aneurismas, evaluación macroscópica e histológica.
Un total de 16 hembras de conejos blancos de Nueva Zelanda fueron operados. Dos animales murieron prematuramente. En el seguimiento, el 85,72% de todos los aneurismas seguían siendo patentados. Ambos grupos revelaron un aumento en el tamaño del aneurisma con el tiempo; esto fue más pronunciado en el grupo control (6,48 ± 1,81 mm3 en el momento de la creación frente a 19,85 ± 6,40 mm3 en el seguimiento, p = 0,037) que en el grupo modificado (8,03 ± 1,08 mm3 en el momento de la creación frente a 20,29 ± 6,16 mm3 en el seguimiento, p = 0,054).
Nuestros hallazgos demuestran la idoneidad de este nuevo modelo de conejo que permite la creación de aneurismas de bifurcación con diferentes condiciones de pared en un enfoque microquirúrgico. Dada la excelente permeabilidad a largo plazo y la propiedad del crecimiento del aneurisma a lo largo del tiempo, este modelo puede servir como una herramienta importante para la evaluación preclínica de nuevas terapias endovasculares.
Introduction
La hemorragia subaracnoidea resultante de la ruptura del aneurisma intracraneal (IA) puede controlarse eficazmente mediante técnicas de oclusión endovascular o microquirúrgica 1,2,3,4. Diferentes terapias endovasculares, para superar la principal limitación de la recurrencia de la IA después del enrollamiento, ganaron importancia en las últimas décadas generando una mayor necesidad de probar dispositivos endovasculares. Para probar estos nuevos enfoques de tratamiento, los modelos animales apropiados que respetan las propiedades reológicas, la hemodinámica y las condiciones de la pared del aneurisma están altamente justificados 5,6,7. En este contexto, tanto los estudios clínicos como preclínicos ya han revelado el importante papel de las afecciones de la pared del aneurisma con respecto a la ruptura y recurrencia del aneurisma después de la oclusión, centrándose especialmente en la pérdida de células murales 7,8,9.
Hasta ahora, los aneurismas experimentales en conejos se han creado con mayor frecuencia ya sea por tocones de arteria carótida común (CCA) incubados con elastasa o bolsas venosas suturadas en una bifurcación artificial de CCA. 10,11,12,13,14,15,16 Así, nunca se ha descrito un verdadero modelo de bifurcación de bolsa arterial.
El objetivo de este estudio fue diseñar una técnica segura, rápida y estandarizada para la creación microquirúrgica de aneurismas de bifurcación con diferentes condiciones de pared en un modelo de conejo (Figura 1). Esto se logró suturando bolsas arteriales no modificadas y modificadas en una bifurcación artificial creada de ambas CCA.
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Protocol
Toda la atención veterinaria se realizó de acuerdo con las directrices institucionales (todos los experimentos fueron aprobados por el Comité Local para el Cuidado de los Animales del Cantón de Berna, Suiza (BE 108/16)) y se llevó a cabo bajo la supervisión de un anestesiólogo veterinario certificado por la junta. Las directrices de ARRIVE y los principios de las 3R se siguieron estrictamente17,18.
NOTA: Aloje a todos los animales a una temperatura ambiente de 22 \ u201224 Celsius (° C) y mantenga un ciclo de luz / oscuridad de 12 horas (h). Proporcione acceso gratuito a la dieta de agua, pellets y heno ad libitum en todo momento. Los análisis estadísticos se realizaron mediante la prueba no paramétrica de Wilcoxon-Mann-Whitney-U. Se consideró significativo un valor de probabilidad (p) de ≤ 0,05.
1. Fase prequirúrgica
- Realice un examen clínico preoperatorio detallado de todos los conejos planificados para la cirugía inmediatamente al lado de una sala de operaciones silenciosa y aséptica que mantenga una temperatura de 23 ± 3 ° C.
- Registre el peso de cada animal, evalúe macroscópicamente las membranas mucosas, el tiempo de recarga capilar y la calidad del pulso.
- Más adelante realizar auscultación cardíaca con estetoscopio y palpación abdominal.
- Sobre la base de los hallazgos clínicos, atribuir una clasificación de la Sociedad Americana de Anestesiólogos (ASA) a cada conejo19. Incluya solo animales con una puntuación ASA I en el estudio.
- Afeitar ambas orejas externas con una afeitadora eléctrica y aplicar crema de prilocaína-lidocaína en ambas arterias y venas auriculares.
- Sedar al conejo con una combinación de 20 miligramos (mg)/killograma (kg) de ketamina, 100 mg/kg de dexmedetomidina y 0,3 mg/kg de metadona inyectada por vía subcutánea (SC) a través de una jeringa.
- Deje a cada animal sin molestar durante al menos 15 minutos.
- A partir de entonces, bajo oxigenación suplementaria con 3 litros (l)/minuto (min) a través de una mascarilla suelta y monitorización constante a través de un pulsioxímetro, colocar una cánula de 22 G en la arteria central auricular izquierda y otra cánula de 22 G en la vena auricular del oído contralateral.
- Afeitarse el campo quirúrgico (cuello) e inyectar 0,75% de ropivacaína periincisional por vía intradérmica. A continuación, afeitarse la frente y prepararse para colocar sensores electroencefalográficos (EEG) pediátricos.
- Inducir anestesia general con propofol 1-2 mg/kg por vía intravenosa (IV) para que surta efecto. Luego intuba inmediatamente la tráquea de todos los conejos con un tubo de silicona (3 milímetros (mm) de diámetro interno) bajo control capnográfico. Después, transporta a todos los conejos a la sala de operaciones, colócalos en recostada dorsal y conecta el tubo a un sistema de círculo pediátrico.
- Lograr la profundización y el mantenimiento de la anestesia a través del isoflurano en oxígeno, apuntando a una concentración máxima de isoflurano de marea final del 1,3%.
- Asegurar la monitorización clínica e instrumental (oximetría de pulso, doppler y presión arterial invasiva, electrocardiograma de 3 derivaciones, EEG, monitorización de la temperatura rectal y gases inhalados y exhalados) hasta la extubación traqueal.
- Para mantener la hidratación, proporcione lactato de Ringer a una infusión de velocidad continua (CRI) de 5 ml/kg/h a través del acceso venoso. Siempre confirme la anestesia adecuada usando pellizcos en los dedos de los pies en un intervalo de 10 min.
- Desinfectar el campo quirúrgico con povidona yodada del manubrium sterni a ambos ángulos de la mandíbula. Ahora, realice un drapeado estéril del campo quirúrgico.
- Durante la cirugía, proporcione analgesia con lidocaína a un CRI de 50 microgramos (μg)/kg/min y fentanilo a 3\u201210 μg/kg/h. Aplicar ventilación espontánea o asistida así como hipercapnia permisiva. Realice un análisis de gases en sangre arterial al menos una vez durante la cirugía.
- Tratar la hipotensión relevante (presión arterial media < 60 mmHg) con noradrenalina. Prevenga la hipotermia (temperatura rectal ≤ 38 °C) utilizando una almohadilla térmica o un sistema de calentamiento de aire forzado de calefacción.
2. Fase quirúrgica – Paso I
- Comience la cirugía con una incisión mediana en la piel desde el manubrium sterni hasta el nivel de los ángulos de la mandíbula / laringe. Diseccionar bruscamente la piel y los tejidos blandos con un bisturí, tijeras quirúrgicas y fórceps. Separe el subcutis y la almohadilla de grasa medialmente mediante disección roma.
- Ingrese a la cresta superior anterior del músculo esternocleidomastoideo medialmente en el lado izquierdo mediante disección roma, utilizando micro pinzas y tijeras quirúrgicas.
- Macroscópicamente, realice una preparación contundente y separe cuidadosamente el CCA izquierdo del nervio vago distalmente para evitar la paresia laríngea mediante el uso de micro pinzas y tijeras quirúrgicas (Figura 2). Nótese que la bifurcación del CCA izquierdo sirve como punto de referencia intraoperatorio (Figura 3 y Figura 4A). Para todos los pasos siguientes, use un esparcidor de tejidos blandos para mejorar la visualización quirúrgica.
- Después de la preparación exitosa y la liberación del CCA distal izquierdo del nervio vago, administre papaverina (40 mg / ml, 1: 1 diluido en solución de cloruro de sodio isotónico al 0,9%) localmente. Proteja continuamente todos los segmentos de los vasos con micro hisopos seguidos de una administración adicional de papaverina externamente. Coloque el CCA izquierdo empapado de papaverina debajo del tejido muscular autólogo para proteger el vaso del secado bajo la luz del microscopio de operación.
- Cambie de lado mientras maximiza la comodidad del cirujano durante el procedimiento quirúrgico. Repita el mismo procedimiento quirúrgico en el lado derecho. Diseccionar el CCA distal y proximalmente hasta los puntos de referencia predefinidos (bifurcación carótida a nivel de los ángulos de la mandíbula/laringe y vena yugular interna; Figura 4A,B). Vuelva a insertar un esparcidor y administre micro hisopos y papaverina como se describió anteriormente.
- Antes de la ligadura del CCA proximal derecho, inyecte heparina (500 unidades internacionales [UI]/kg) sistémicamente a través de un catéter venoso para el oído.
- Use un microscopio quirúrgico de ahora en adelante. Primero, ligar el CCA proximal derecho con una sutura no absorbible 4-0 directamente al final del punto de referencia proximal macroscópicamente visible para evitar cualquier tensión en el vaso arterial.
- En segundo lugar, aplicar una ligadura no absorbible 6-0 exactamente 4\u20125 mm distalmente mediante el uso de un clip de vaso para la medición, considerando que después de cortar distalmente de la primera ligadura 4-0, la bolsa arterial resultante será de longitud estandarizada de aproximadamente 3\u20124 mm en cada animal (Figura 5A,C).
- Después de apretar la ligadura 6-0, pinza el CCA derecho lo más distalmente posible con un clip de vaso temporal (como se usa normalmente en la cirugía de aneurisma cerebral) para evitar cualquier daño endotelial y crear un segmento de vaso largo para la irrigación con el fin de prevenir la trombogénesis (Figura 5B).
- Ahora realice un corte distal a la ligadura no absorbible 4-0. Para cosechar la bolsa arterial (Figura 5C), realice un segundo corte distal a la ligadura no absorbible 6-0.
- Limpie la bolsa arterial meticulosamente de todo el tejido blando y mida su longitud, anchura y profundidad (Figura 5C) con un clip de vaso. Si no se necesita ninguna modificación adicional, mantenga el injerto arterial autólogo en una solución heparinizada (500 UI/100 ml en cloruro de sodio isotónico al 0,9%) a temperatura ambiente hasta su uso posterior.
3. Degradación de la bolsa arterial
- Si se necesita una degradación de la bolsa arterial, límpiela meticulosamente de tejido blando y preincubarla con 100 UI de elastasa porcina disuelta en 5 ml de Tris-buffer a temperatura ambiente el día del experimento durante 20 min. No utilice una técnica de cepillo. Incubar la bolsa arterial intra y extraluminalmente mediante el uso de un agitador.
- Antes de colocar la bolsa en una solución heparinizada de cloruro de sodio isotónico al 0,9%, deslícela suavemente tres veces durante 3 minutos con fórceps anatómicos en una solución de cloruro de sodio isotónico al 0,9% para eliminar la elastasa porcina restante.
- Si es necesario, mantenga la luz de la bolsa arterial abierta con un microtubo hecho de silicona; proteja meticulosamente el CCA izquierdo y derecho durante todo el procedimiento quirúrgico con micro acolchados húmedos.
4. Fase quirúrgica – Paso II
- Para una mayor preparación del CCA, coloque dos micro hisopos redondos directamente debajo de él para mover la arteria más superficialmente. Ahora, coloque un micro hisopo con un acolchado púrpura debajo del CCA izquierdo en el tercio distal para una mejor visualización de la arteria.
- Enjuague el CCA proximal derecho con una solución de cloruro de sodio isotónico al 0,9% combinado con 500 UI de heparina disuelta en 100 ml de cloruro de sodio isotónico al 0,9%. Para crear una anastomosis libre de tensión, coloque el CCA derecho debajo de la almohadilla de grasa / musculatura peritraqueal mediante el uso de tijeras quirúrgicas para tunelizarlo hacia el lado izquierdo. Extirpar el tejido blando de la arteria.
- Ahora realice una incisión de boca de pez de 2 mm en el lado proximal del CCA derecho utilizando una micro tijera y fórceps.
- Cambie el lado de la mesa de operaciones. Recorte el CCA distal izquierdo con otro clip de vaso temporal seguido del CCA izquierdo proximal con dos clips de vaso temporales. Proteja todos los segmentos de los vasos expuestos de la desecación bajo la luz quirúrgica con microhisopos húmedos.
- Liberar completamente el tercio distal de la CCA izquierda del tejido blando y realizar una arteriotomía. Use micro pinzas quirúrgicas y agarre suavemente un poco de tejido blando. Ahora eleve la arteria e incite lentamente el CCA distal izquierdo con una micro tijera quirúrgica. Enjuague los segmentos de los vasos con heparina (500 UI disueltas en 100 ml de solución isotónica de cloruro de sodio al 0,9%).
- Después de realizar la arteriotomía con micro pinzas curvas y micro tijeras, agrandar la arteriotomía situada en el tercio distal del CCA izquierdo distalmente, midiendo aproximadamente 2 veces el diámetro del romo derecho de la arteria carótida y el injerto autólogo. Esto permite un flujo sanguíneo suficiente en la bolsa arterial.
- Saque la bolsa arterial de la solución salina heparinizada. Coloque la bolsa en el campo quirúrgico, donde se planea la bifurcación. Comience a suturar la parte posterior de la carada derecha roma ubicada caudalmente con una sutura 9-0 no absorbible, seguida de una sutura en el lado posterior ubicado cranealmente al nivel de la incisión de la boca del pez. Termina de coser la parte trasera de distal a proximal mediante puntadas simples.
- Durante la sutura, mantenga húmedas todas las bolsas preincutadas de elastasa con riego continuo. Mientras sutura la pared del vaso de la bolsa, use micro fórceps quirúrgicos curvos para abrir suavemente el lumen con su punta. Siempre que sutura partes del CCA izquierdo o proximal derecho, use micro pinzas quirúrgicas rectas. Después, sutura la parte posterior horizontal.
- A continuación, sutura el lado frontal horizontal, comenzando en la cúpula del aneurisma que se mueve hacia su base. Después, comience con puntos de sutura individuales distalmente en la parte frontal moviéndose caudalmente.
- Para todos los pasos 4.5\u20124.8 mientras se sutura la anastomosis, preste atención solo para agarrar la parte del vaso cerca de la arteriotomía para evitar la estenosis iatrogénica. Además, humedezca continuamente todos los segmentos de los vasos durante todo el procedimiento quirúrgico extraluminalmente con una jeringa llena de solución de cloruro de sodio heparinizada (500 UI disueltas en 100 ml de cloruro de sodio isotónico al 0,9%) y protéjalos con micro hisopos húmedos.
- Antes de terminar la anastomosis, irrigar todo el complejo con solución heparinizada de cloruro de sodio isotónico al 0,9% intraluminal (500 UI disueltas en 100 ml de cloruro de sodio isotónico al 0,9%). Tenga en cuenta que las bolsas arteriales modificadas con elastasa deben coserse lo más rápido posible debido a su fuerte tendencia a secarse y trombosarse. Debido al comportamiento agresivo de la concentración de elastasa residual en la bolsa con respecto a la digestión de los vasos circunferenciales, proceda rápidamente con la cirugía para volver a perfundir el complejo del vaso rápidamente.
- Retire todas las pinzas vasculares temporales por pasos.
- Retire la abrazadera distal del CCA izquierdo. Acepte un sangrado menor y manténgalo imprimiendo suavemente micro hisopos en la anastomosis. Después, retire la abrazadera del CCA derecho, presione suavemente con micro hisopo y fórceps para evitar la formación de trombos.
- Si es necesario, reemplace los clips vasculares temporales para proporcionar suficiente coagulación. Después, alivie ambos clips de vasos del lado izquierdo proximalmente. Si es necesario en cualquier paso, reemplace los clips para permitir la coagulación o para realizar una nueva costura.
- En esta etapa realizar angiografía por fluorescencia del complejo vascular (Figura 6 y Figura 7).
NOTA: La angiografía por fluorescencia se realiza administrando 1 ml de fluoresceína IV, utilizando 2 filtros de paso de banda, un teléfono inteligente con cámara de video y un foco de bicicleta. Este procedimiento ya ha sido descrito en otra parte 20,21,22. - Por último, cierre el situ operativo. Readapta y sutura suavemente la almohadilla de grasa con una sutura reabsorbible 3-0 con ganglios individuales para proteger la anastomosis. Cierre subcutis y piel de la misma manera.
5. Fase postquirúrgica
- Suspender la administración de isoflurano y analgesia sistémica al final de la cirugía y proporcionar extubación traqueal tan pronto como el reflejo de deglución haya regresado.
- Administrar 0,5 mg/kg de meloxicam IV, 10 mg/kg de aspirina (ASS) IV, 100 μg de vitamina B12 SC y 20 mg/kg de clamoxilo IV.
- Proporcionar oxigenación suplementaria y calentamiento activo hasta que los conejos hayan recuperado espontáneamente la reclinación esternal.
- Realizar seguimiento postoperatorio y cuidado de animales cuatro veces al día durante los tres primeros días, de acuerdo con las pautas para la evaluación y manejo del dolor en roedores y conejos23,24.
- Administrar analgesia postoperatoria a través de un parche de fentanilo (12 μg/h) aplicado en el oído externo, meloxicam una vez al día SC durante tres días y metadona como terapia de rescate SC, de acuerdo con la hoja de puntuación para la evaluación del dolor. Administrar 250 UI/kg de heparina de bajo peso molecular (HBPM) por vía subcutánea durante tres días en todos los conejos.
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Representative Results
Después de una serie piloto de siete animales, se incluyeron un total de 16 animales en el protocolo experimental. Dos animales murieron prematuramente y, por lo tanto, fueron excluidos del análisis final (12,5% de mortalidad). Calculado en 14 animales, la tasa de permeabilidad inmediata del aneurisma durante la angiografía por fluorescencia fue del 71,43% tanto en el grupo control como en el modificado. Cuatro aneurismas tuvieron que ser reabiertos con evacuación consecutiva de trombos y después de una angiografía de fluorescencia repetida hubo una permeabilidad documentada en todos los casos (100%). La tasa de permeabilidad del aneurisma en la angiografía por RM y fluorescencia fue del 85,72% en el control y del 85,72% en el grupo modificado con elastasa en el seguimiento después de 28 días (dos animales mostraron trombosis completa de la arteria madre y el aneurisma y, por lo tanto, fueron excluidos de análisis adicionales). Se observó trombosis parcial mediante el análisis de reconstrucciones tridimensionales de la RM (Figura 9) en 3 de los 12 casos restantes. Ambos grupos demostraron un aumento en el tamaño del aneurisma con el tiempo; grupo control: 6,48 ± 1,81 mm3 en el momento de la creación vs. 19,85 ± 6,40 mm3 en el seguimiento, p = 0,037 (todas las pruebas estadísticas se realizaron mediante la prueba no paramétrica de Wilcoxon-Mann-Whitney-U); grupo modificado: 8,03 ± 1,08 mm3 en el momento de la creación vs. 20,29 ± 6,16 mm3 en el seguimiento, p = 0,054), sin mostrar significación entre ambas tasas de crecimiento (p = 0,87). No hubo hemorragia postoperatoria relacionada con el aneurisma. La duración media del procedimiento quirúrgico para el grupo de control fue de 164 ± 10 min (rango, 122\u2012187 min) en comparación con 201 ± 13 min (rango, 158\u2012250 min) para el grupo modificado. Se necesitó un promedio de 24 ± 1 suturas interrumpidas (rango, 21\u201226) para crear aneurismas en el grupo de control, 25 ± 2 (rango, 18\u201228) puntos en el grupo de elastasa. La Figura 8 y la Figura 9 muestran características histológicas, así como mediciones morfométricas CE-3D-MRA de aneurismas de bifurcación en el día 28.
Figura 1: Diagrama de flujo de la configuración experimental.
En total, después de una fase de prueba de siete animales, 16 animales fueron operados y aleatorizados al grupo de control o al pretratamiento con elastasa. Dos animales murieron en el curso postoperatorio temprano. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Paso operativo inicial.
Paso quirúrgico inicial, que representa la arteria carótida izquierda (flecha blanca), el nervio vago (flecha negra) (A) y la separación cuidadosa de la arteria carótida izquierda del nervio vago distalmente para evitar la paresia laríngea (B). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Esquema de los pasos quirúrgicos.
Se muestra el arco aórtico (§) con ambas arterias carótidas (arteria carótida izquierda, x; arteria carótida derecha, #) de un conejo blanco de Nueva Zelanda (A). En la arteria carótida derecha proximal, se realiza una ligadura 4-0 y se agrega una ligadura 6-0 distalmente (B). La bolsa arterial autóloga (*) ya ha sido cosechada y el romo de la arteria carótida derecha se sutura al tercio distal de la arteria carótida izquierda (C) creando la bifurcación arterial compleja artificial (D). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Bifurcación de la arteria carótida izquierda como hito distal para el lado izquierdo y derecho (A, negro *) y la vena yugular interna como punto de referencia proximal para la preparación del lado derecho (B, blanco *). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Las fotografías muestran las ligaduras proximales 4-0 y 6-0 de la arteria carótida derecha para crear una nueva bolsa arterial vital (A), la colocación del clip en la arteria carótida derecha por encima de las dos ligaduras (B) y la bolsa autóloga recolectada (C). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: Creación de aneurismas complejos arteriales vitales (A) y después del pretratamiento con elastasa (A.1) (*).
La misma situación después de realizar una angiografía por fluorescencia que muestra permeabilidad de las arterias progenitoras y de los propios aneurismas (B, B.1). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7: Angiografía por fluorescencia del complejo vascular.
Fotografía alejada (A) de los lugares quirúrgicos después de la creación de un aneurisma de bifurcación complejo pretratado con elastasa (x). Negro * representa la arteria carótida común derecha, blanco * la izquierda. La línea punteada muestra la mitad del cuello. La misma situación después de realizar una angiografía por fluorescencia que muestra la permeabilidad de las arterias progenitoras y del propio aneurisma (B). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8: Ejemplo de histología en un zoom digital de 2 y 20 veces de un aneurisma vital en constelación de bifurcación.
La pared vital (#) está marcada por una alta densidad celular. * representa la luz del aneurisma, a la luz de la derecha, b la luz de la arteria carótida proximal izquierda, § el lado luminal magnificado del aneurisma. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 9: Los hallazgos histológicos se correlacionaron con las imágenes por resonancia magnética.
(A) Ejemplo de zoom digital de 2 veces de bolsa arterial modificada cosida sobre una bifurcación arterial Se muestra la cúpula parcial trombosada del aneurisma (#), la luz del aneurisma (*), la luz del proximal izquierdo (b) y distal (a), así como la luz de la arteria carótida derecha (c). (B) representa las mediciones morfométricas CE-3D-MRA del aneurisma después de 28 días. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| n | Tiempo de operación (min) |
Peso (g) | # de Suturas (n) |
Diámetro de la arteria parental proximal al aneurisma (mm) |
Tiempo de sutura (min) |
Diámetro de la arteria madre distal al aneurisma (mm) |
Línea de base del aneurisma de diámetro (mm) |
Línea base de volumen (mm3) |
Seguimiento del aneurisma de diámetro (mm) |
Seguimiento por volumen (mm3) |
|
| Bolsas vitales | |||||||||||
| 1 | 187 | 4100 | 24 | 2.5 | 54 | 2.8 | 1 | 1.96 | 1.5 | 5 | |
| 2 | 183 | 4200 | 24 | 3.3 | 53 | 2.9 | 1 | 2.35 | 2.8 | 7.73 | |
| 3 | 163 | 3800 | 26 | 3.4 | 66 | 3 | 1.5 | 4.71 | 3.1 | 28.03 | |
| 4 | 122 | 3600 | 22 | 2.8 | 42 | 2.8 | 2 | 6.28 | 3.2 | 47.37 | |
| 5 | 180 | 3700 | 24 | 3.2 | 45 | 3 | 2 | 10.99 | 2 | 15.82 | |
| 6 | 149 | 3700 | 21 | 2.3 | 47 | 2.2 | 2 | 12.56 | 3.1 | 15.11 | |
| SeM ± medio | 164.00 ± 10.22 | 3850.00 ± 99.16 | 23,50 ± 0,72 | 2,92 ± 0,19 | 51,17 ± 3,52 | 2,78 ± 0,12 | 1,58 ± 0,201 | 6,48 ± 1,81 | 2,62 ± 0,29 | 19,85 ± 6,40 | |
| Bolsas de elastasa | |||||||||||
| 1 | 158 | 3400 | 26 | 2.9 | 76 | 2.6 | 2 | 9.42 | 2.1 | 12.26 | |
| 2 | 180 | 3400 | 27 | 3.5 | 43 | 2.8 | 2 | 10.99 | 3.3 | 46.16 | |
| 3 | 250 | 3900 | 27 | 3.5 | 70 | 3.2 | 1.4 | 6.59 | 2.2 | 10.1 | |
| 4 | 208 | 4200 | 28 | 3 | 45 | 2.6 | 2 | 9.42 | 2.6 | 24 | |
| 5 | 192 | 3660 | 18 | 2.8 | 53 | 2.8 | 2 | 8.24 | 2.7 | 4.03 | |
| 6 | 217 | 3200 | 24 | 2.7 | 58 | 2.8 | 1.5 | 3.53 | 2.2 | 25.16 | |
| SeM ± medio | 200,83 ± 13.00 | 3626.67 ± 151.58 | 25.00 ± 1.51 | 3,07 ± 0,14 | 57,50 ± 5,43 | 2,80 ± 0,09 | 1,82 ± 0,12 | 8.03 ± 1.08 | 2,52 ± 0,19 | 20,29 ± 6,16 | |
| p-valor | 0.06 | 0.22 | 0.14 | 0.46 | 0.42 | 0.5 | // | 0.46 | // | 0.87 | |
Tabla 1: Características quirúrgicas y mediciones morfométricas CE-3D-MRA.
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Discussion
Nuestro estudio demuestra la viabilidad de crear un verdadero modelo de aneurisma de bifurcación con diferentes condiciones de pared en conejos. En general, se incluyeron en el estudio 14 conejos blancos hembra de Nueva Zelanda con un peso medio de 3,7 ± 0,09 kg y una edad media de 112 ± 3 días. El 85,72% de todos los aneurismas permanecieron patentes durante un seguimiento a los 28 días. Dos animales murieron prematuramente (12,5% de mortalidad).
Estudios previos sugirieron una variedad de modelos de aneurisma extracraneal para analizar el manejo del tratamiento del aneurisma endovascular 25,26,27,28. Sin embargo, ninguno de estos ha permitido la comparación de diferentes condiciones de pared. Experimentos anteriores ya estudiaron aneurismas descelularizados en un modelo29 de rata de pared lateral de aneurisma. El modelo presentado en el presente estudio representa un refinamiento traslacional, ya que aún no se ha descrito en la literatura un verdadero modelo de bifurcación de bolsas arteriales que imite diferentes condiciones de pared. Además, los aneurismas intracraneales en humanos ocurren con mayor frecuencia en las bifurcaciones arteriales30,31. Además, se demostró que los modelos de conejos estaban muy cerca de los humanos en lo que respecta a la hemodinámica y la comparabilidad del sistema de coagulación y, además, se demostró que eran rentables 32,33,34.
Los modelos de bolsas venosas en conejos (únicamente, bilobulares complejos, bisaculares complejos o con cuellos anchos) ya han sido bien descritos. 12,13,35,36 Como se mencionó, aún no se ha descrito la técnica de implantar verdaderas bolsas arteriales o paredes de vasos degenerados en una bifurcación artificial. 37,38,39 En nuestro estudio, la tasa de mortalidad fue del 12,5%. En comparación con la literatura con altas tasas de morbilidad y mortalidad de hasta el 50%, nos mantuvimos claramente por debajo y, por lo tanto, demostramos la viabilidad de crear aneurismas complejos de bifurcación arterial en conejos con baja morbilidad, mortalidad y altas tasas de permeabilidad de aneurisma a corto y largo plazo27. Un factor adicional importante que permitió reducir las tasas de morbilidad y mortalidad en esta serie de conejos fue la implementación de técnicas quirúrgicas a partir de experiencias anteriores de nuestro laboratorio12. Ejemplar, la técnica de preparación cuidadosa de un segmento largo de la CCA izquierda se aplicó y refinó para simplemente diseccionar el tercio distal, especialmente para evitar lesiones iatrogénicas en el nervio vago y los nervios laríngeos superiores. Además, el tejido blando altamente trombogénico se extrajo meticulosamente de ambos CCA antes de realizar una anastomosis sin tensión. Las suturas, siempre comenzando en la parte posterior para un mejor control visual, se mantuvieron bajas en número para evitar la trombogénesis iatrogénica. Si era necesario, se realizó el sellado con tejido graso autólogo alrededor de la anastomosis para minimizar el riesgo de sangrado postoperatorio; del mismo modo, la readaptación y sutura de la almohadilla de grasa directamente sobre la anastomosis proporcionó un efecto protector adicional. Una preparación y disección controlada del nervio vago con fibras laríngeas asociadas, así como una preparación suficiente de la CCA correcta proximal y distalmente para crear una anastomosis sin tensión, juegan un papel clave en la reducción de la mortalidad y la morbilidad por dificultad respiratoria o parálisis laríngea12.
El uso del régimen de anticoagulación con LMH durante tres días, el uso de ASS (proporcionado como una sola inyección inmediatamente después de la operación) junto con la administración sistémica recién iniciada de heparina antes de cerrar el CCA derecho condujo a un aneurisma del 85,72% y a la permeabilidad del vaso parental. Estos resultados están en línea con nuestras experiencias previas con los modelos de bolsa venosa 10,11,12,13,40. En este sentido, la angiografía por fluorescencia intraoperatoria también contribuyó a buenas tasas de permeabilidad a largo plazo con una reducción de la morbilidad. En los casos de detección de trombos en el propio aneurisma o en la arteria madre, se realizó la reapertura de la anastomosis con evacuación del trombo20. No se ha observado hemorragia espontánea por aneurisma. Sin embargo, la irrigación extraluminal continua y la protección de los vasos con micro hisopos húmedos, así como la irrigación intraluminal con solución salina heparinizada al 0,9% contribuyeron aditivamente a contrarrestar las influencias trombogénicas. En nuestra opinión, la anestesia equilibrada y la monitorización intraoperatoria y postoperatoria extensa y continua también influyeron positivamente en la mortalidad y la morbilidad. Extender el cuidado analgésico durante al menos 72 h y garantizar una alimentación ininterrumpida podría haber contribuido a reducir otras complicaciones como las úlceras por estrés gastrointestinal.
Varios estudios han demostrado un aumento más fuerte del tamaño del aneurisma en aneurismas deteriorados a lo largo del tiempo 7,29. En nuestra serie, estos hallazgos no pudieron ser confirmados. El grupo de control demostró un crecimiento significativo del aneurisma a lo largo del tiempo. Sin embargo, el valor p del grupo modificado mostró una tendencia hacia un patrón de crecimiento significativo en comparación con el grupo control (p = 0,054). Esta tasa de crecimiento insignificante con volúmenes iguales en el grupo de elastasa modificada después de 28 días podría explicarse al menos parcialmente por el gran volumen inicial de aneurismas. Además, el número de animales pequeños, así como el seguimiento de solo 28 días es una razón potencial por la que se observó un crecimiento extenso de aneurismas solo en dos casos. Además, hay una curva de aprendizaje involucrada para el cirujano 14,15,41.
Todavía falta una comparación directa de las bolsas de bifurcación modificadas con control y elastasa, en términos de tratamiento con bobina endovascular. Para las bolsas venosas, ya se notificó una tasa de oclusión inicial completa e incompleta del 35% y 65%27. Después de 3\u20126 meses de seguimiento, la oclusión completa podría ser objetivada en un 15%27. En cuanto a las excelentes tasas de permeabilidad de este nuevo modelo animal presentado, las bolsas degeneradas arteriales pueden evaluarse más a fondo con embolización en bobina, tratamiento con stent o embolización en bobina asistida por stent en un entorno prospectivo en condiciones fisiológicas y fisiopatológicas.
Las bolsas arteriales modificadas con elastasa son difíciles de coser porque las paredes de la bolsa son muy pegajosas; la bolsa en sí reacciona muy trombogénicamente y, por lo tanto, el lumen no está tan naturalmente abierto en comparación con el grupo de control. Al suturar la bolsa, asegúrese de que no se aplique tensión en los vasos circunferentes porque la elastasa se comporta agresivamente en el deterioro de la angioarquitectura de las arterias parentales como se mencionó anteriormente.
Por último, este modelo, si se practica durante un cierto período de tiempo, proporciona un gran valor para los residentes neuroquirúrgicos en la adaptación de las habilidades microquirúrgicas mediante la realización continua de procedimientos altamente microquirúrgicos42. Después de la capacitación inicial, las técnicas se pueden aplicar y realizar fácilmente de manera segura y estandarizada.
Las limitaciones de este estudio son el bajo número de animales en términos de un estudio de viabilidad, así como las posibles propiedades trombogénicas del material de sutura y la bolsa arterial modificada. Más adelante, este modelo representa un modelo de aneurisma extracraneal que no se puede establecer equivalente a un entorno intracraneal. Además, este modelo requiere muchos recursos (un veterinario, un asistente quirúrgico, una enfermera y máquinas de anestesia). Una ventaja del enfoque es la posibilidad de implantar bolsas arteriales modificadas con elastasa y no modificadas en una cirugía. Por lo tanto, los principios de las 3R con respecto al bienestar animal se siguen estrictamente.
En resumen, presentamos un protocolo novedoso, reproducible y estandarizado para crear aneurismas autólogos de bifurcación de bolsa arterial que imitan diferentes condiciones de pared. Dada la excelente permeabilidad a largo plazo y la propiedad del crecimiento del aneurisma a lo largo del tiempo también en el grupo de bolsas no modificadas y modificadas, este modelo puede servir como una herramienta importante para una evaluación preclínica adicional de nuevos dispositivos endovasculares. Sin duda, estos resultados tienen que ser confirmados en una serie más grande.
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Disclosures
Este trabajo fue apoyado por los fondos de investigación del Consejo de Investigación, Kantonsspital Aarau, Aarau, Suiza y la fundación científica nacional suiza SNF (310030_182450). Los autores son los únicos responsables del diseño y la realización del estudio presentado y no declaran intereses contrapuestos.
Acknowledgments
Los autores agradecen a Olgica Beslac y Kay Nettelbeck por su excelente apoyo y asistencia técnica durante la fase perioperatoria y a Alessandra Bergadano, DVM, PhD, por la supervisión dedicada de la salud animal a largo plazo.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3-0 resorbable suture | Ethicon Inc., USA | VCP428G | |
| 4-0 non-absorbable suture | B. Braun, Germany | G0762563 | |
| 6-0 non-absorbable suture | B. Braun, Germany | C0766070 | |
| 9-0 non-absorbable suture | B. Braun, Germany | G1111140 | |
| Adrenaline | Amino AG | 1445419 | any generic |
| Amiodarone | Helvepharm AG | 5078567 | any generic |
| Anesthesia machine | Dräger | any other | |
| Aspirin | Sanofi-Aventis (Suisse) SA | 622693 | any generic |
| Atropine | Labatec Pharma SA | 6577083 | any generic |
| Bandpass filter blue | Thorlabs | FD1B | any other |
| Bandpass filter green | Thorlabs | FGV9 | any other |
| Bipolar forceps | any other | ||
| Bicycle spotlight | any other | ||
| Biemer vessel clip (2 x) | B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland | FD560R | temporary |
| Bispectral index (neonatal) | any other | ||
| Blood pressure cuff (neonatal) | any other | ||
| Clamoxyl | GlaxoSmithKline AG | 758808 | any generic |
| Dexmedetomidine | Ever Pharma | 136740-1 | any generic |
| Electrocardiogram electrodes | any other | ||
| Elastase | Sigma Aldrich | 45125 | any generic |
| Ephedrine | Amino AG | 1435734 | any generic |
| Esmolol | OrPha Swiss GmbH | 3284044 | any generic |
| Fentanyl (intravenous use) | Janssen-Cilag AG | 98683 | any generic |
| Fentanyl (transdermal) | Mepha Pharma AG | 4008286 | any generic |
| Fluoresceine | Curatis AG | 5030376 | any generic |
| Fragmin | Pfizer PFE Switzerland GmbH | 1906725 | any generic |
| Glyco | any generic | ||
| Heating pad | any other | ||
| Isotonic sodium chloride solution (0.9%) | Fresenius KABI | 336769 | any generic |
| Ketamine | Pfizer | 342261 | any generic |
| Laboratory shaker | Stuart | SRT6 | any other |
| Lidocaine | Streuli Pharma AG | 747466 | any generic |
| Longuettes | any other | ||
| Metacam | Boehringer Ingelheim | P7626406 | any generic |
| Methadone | Streuli Pharma AG | 1084546 | any generic |
| Microtubes | any other | ||
| Micro needle holder | any other | ||
| Midazolam | Accord Healthcare AG | 7752484 | any generic |
| Needle holder | any other | ||
| O2-Face mask | any other | ||
| Operation microscope | Wild Heerbrugg | any other | |
| Papaverine | Bichsel | any generic | |
| Prilocaine-lidocaine creme | Emla | any generic | |
| Propofol | B. Braun Medical AG, Switzerland | any generic | |
| Pulse oxymeter | any generic | ||
| Rectal temperature probe (neonatal) | any other | ||
| Ropivacaine | Aspen Pharma Schweiz GmbH | 1882249 | any generic |
| Scalpell | Swann-Morton | 210 | any other |
| Small animal shaver | any other | ||
| Smartphone | any other | ||
| Soft tissue forceps | any other | ||
| Soft tissue spreader | any other | ||
| Stainless steel sponge bowls | any other | ||
| Sterile micro swabs | any other | ||
| Stethoscope | any other | ||
| Straight and curved micro-forceps | any other | ||
| Straight and curved micro-scissors | any other | ||
| Straight and curved forceps | any other | ||
| Surgery drape | any other | ||
| Surgical scissors | any other | ||
| Syringes 1 ml, 2ml and 5 ml | any other | ||
| Tris-Buffer | Sigma Aldrich | 93302 | any generic |
| Vascular clip applicator | B. Braun, Germany | FT495T | |
| Vein and arterial catheter 22 G | any generic | ||
| Vitarubin | Streuli Pharma AG | 6847559 | any generic |
| Yasargil titan standard clip (2 x) | B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland | FT242T | temporary |
References
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