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Biology

Un modèle de souris de l’instabilité lombaire de colonne vertébrale

Published: April 23, 2021 doi: 10.3791/61722
Automatic Translation
1, 1, 2, 2
1Spine Research Institute, Longhua Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Department of Integrative Medicine, Huashan Hospital, Fudan University

Summary

Nous avons développé un modèle lombaire de souris de dégénérescence intervertébrale de disque par résection des processus spinous de L3-L5 avec les ligaments supra- et inter-spinous et le détachement des muscles paraspinous.

Abstract

La dégénérescence intervertébral du disque (IDD) est un changement pathologique commun conduisant à des lalgies. Des modèles animaux appropriés sont souhaités pour comprendre les processus pathologiques et évaluer de nouveaux médicaments. Ici, nous avons introduit un modèle de souris d’instabilité lombaire de la colonne vertébrale (LSI) induit chirurgicalement qui développe idd à partir de 1 semaine après l’opération. Dans le détail, la souris sous anesthésie a été opérée par incision de la peau du bas du dos, L3-L5 processus épineux d’exposition, détachement des muscles paraspinous, résection des processus et des ligaments, et la fermeture de la peau. L4-L5 IVDs ont été choisis pour l’observation. Le modèle LSI développe l’IDD lombaire par porosité et hypertrophie dans les plaques d’extrémité à un stade précoce, diminution du volume du disque intervertébral, rétrécissement du noyau pulposus à un stade intermédiaire, et perte osseuse dans les vertèbres lombaires (L5) à un stade ultérieur. Le modèle de souris LSI a les avantages d’une forte opérabilité, aucune exigence d’équipement spécial, reproductibilité, peu coûteux, et relativement courte période de développement IDD. Cependant, l’opération de LSI est toujours un trauma qui cause l’inflammation dans la première semaine après opération. Ainsi, ce modèle animal convient à l’étude de l’IDD lombaire.

Introduction

La dégénérescence du disque intervertébral (IDD) est généralement observée chez le vieillissement et même chez les jeunes causée par de nombreuxfacteurs 1. La chirurgie pour les patients qui souffrent de DDI, causant des lingots et des mouvements altérés, est habituellement effectuée à un stade ultérieur ou dans des cas graves et a des risques potentiels tels que la non-union ou l’infection2. Un traitement non opératoire idéal exige une compréhension complète du mécanisme de la DDI. Le modèle animal idd sert d’outil crucial pour les études du mécanisme idd et l’évaluation du traitement de la DDI.

De plus grands animaux ont été choisis pour des modèles d’IDD tels que des primates, des moutons, des chèvres, des chiens, et des lapins en raison de leur similitude avec la structure anatomique humaine dans une large mesure et de la forte opérabilité en termes de taille des disques intervertébraux (IVDs)3,4,5,6,7,8. Cependant, ces modèles animaux sont longs et coûteux9. Mouse IVD est une mauvaise représentation de l’IVD humain basée sur des mesures géométriques du rapport d’aspect, du rapport de pulposus de noyau au rapport de zone de disque, et de la hauteurnormalisée 10. Malgré la différence de taille, le segment ivd lombaire de souris présente des propriétés mécaniques semblables à la DIV humaine comme la compression et la rigidité de torsion11. En outre, le modèle idd de souris a l’avantage du développement à faible coût, relativement court d’IDD, et plus d’options pour les animaux génétiquement modifiés et les anticorps utilisés dans d’autres études mécanistes12,13,14,15.

Les modèles d’IDD induits par l’expérimentation varient des inducteurs et des applications. Par exemple, la dégénérescence extracellulaire induite par la collagène (ECM) est appropriée pour la recherche sur la régénération ecm16. Le phénotype génétiquement modifié est approprié pour étudier la fonction génétique dans le processus d’IDD et dans les thérapies génétiques17. Les modèles annulaires d’incision fibreuse et de fumée imitent le trauma et la non-inflammation induite IDD12,18.

L’instabilité spinale (SI) conduit à une colonne vertébrale instable qui n’est pas dans un état optimal d’équilibre. Il peut être causé par un mouvement anormal d’un segment de mouvement lombaire en raison de la faiblesse du tissu de soutien environnant comme les ligaments et les muscles. Il est également communément vu après opération de fusion spinale19. Si est considéré comme la principale cause de la DDI. Par conséquent, nous visons à développer un modèle de souris SI (axé sur la colonne lombaire) qui imite le processus iddhumain 20,21.

Dans le protocole, nous avons introduit la procédure d’établissement de l’instabilité lombaire spinale (LSI) modèle de souris par la résection du tiers lombaire (L3) à lombaire cinquième (L5) processus épineux avec les ligaments supraspinous et interspinous (Figure 1A,B). Le modèle animal développe la DDI dès 1 semaine après la chirurgie, comme le montrent l’hypertrophie et la porosité dans les plaques d’extrémité (EP). Le volume ivd commence à diminuer 2 semaines après chirurgie par 16 semaines avec le score accru de IVD, qui indique le degré d’IDD. Nous croyons que la procédure détaillée et visualisée est utile pour les chercheurs d’établir le modèle de souris LSI dans leur laboratoire et de s’appliquer à la recherche idd au besoin.

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Protocol

Les enquêtes décrites sont conformes aux Lignes directrices pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire des Instituts nationaux de la santé et ont été approuvées par le Comité de soins et d’utilisation des animaux de l’Université chinoise traditionnelle de Shanghai. Toutes les manipulations chirurgicales ont été exécutées sous anesthésie profonde et les animaux n’ont pas éprouver la douleur à n’importe quel stade pendant la procédure.

1. Préparation pré-opération

  1. Stérilisation aux instruments : Stériliser à la vapeur les instruments chirurgicaux dans un autoclave (121 °C pendant 15 minutes) avant la chirurgie. Emballez les instruments dans un récipient métallique et conservez-les jusqu’à ce qu’ils soient utilisés dans la chirurgie.
  2. Configuration de la plate-forme chirurgicale : Assigner une surface de banc d’au moins 60 cm x 60 cm pour l’opération. Nettoyez la surface de la zone avec 75% d’alcool et couvrez avec une serviette médicale jetable. Placez un sac d’instruments chirurgicaux stériles, des réhésifs, des articles chirurgicaux sur une serviette médicale jetable dans le 1/3 supérieur de la zone. Laissez les 2/3 restants de la zone propres pour l’opération chirurgicale. Ajouter un hotpad sous la garniture chirurgicale pour le soutien thermique.
  3. Préparation animale
    1. Placer l’animal (souris C57BL/6J, mâle, 8 semaines) dans la chambre d’induction. Allumez le vaporisateur à un niveau d’induction de 4% pour l’isoflurane et de 4 L/min pour l’oxygène. Après l’anesthésie complète de l’animal, maintenir l’anesthésie avec le cône nasal et l’administration anesthésique à un niveau de 1,5% pour l’isoflurane et de 0,4 L/min pour l’oxygène pendant la chirurgie. Surveillez la respiration de l’animal.
    2. Appliquer de la chlortetracycline hydrochlorure pommade oculaire pour prévenir la sécheresse cornéenne pendant la chirurgie.
    3. Raser la zone chirurgicale sur la surface dorsale de la région thoracique inférieure jusqu’au sommet de la région sacrée à l’aide d’une petite tondeuse à animaux. Retirer la fourrure rasée avec des lingettes de tissu.
    4. Appliquer la crème depilatory sur la zone rasée et la laisser là au plus tard 3 min. Retirer la crème avec de la gaze et rincer avec 2 mL de solution saline stérile à 0,9 %.
    5. Placez un tampon cylindrique chirurgical sur mesure(figure 2A)sous l’abdomen de la souris pour soulever la colonne lombaire et faciliter l’opération chirurgicale.

2. Exposition du tiers lombaire à la cinquième lombaire (L3-L5)processus épineux

  1. Utilisez l’index pour toucher les processus épineux sous-cutanés des vertèbres lombaires, qui sont plus à l’extérieur, et comparez avec les vertèbres thoraciques et les vertèbres sacrées pour identifier la région lombaire.
  2. Rincer la peau à l’aide de 75% d’alcool. Effectuez une incision de 3 à 4 cm sur la peau médiane au-dessus de la région du bois d’œuvre, de la région mi-thoracique à la hanche à l’aide d’une lame de scalpel pour exposer le fascia.
  3. Identifier la colonne lombaire par la morphologie du fascia postérieur inséré sur les extrémités des processus épineux. Dans le détail, le troisième fasciae lombaire (L3)au premier fasciae sacré (S1)se distingue des autres fasciae par ses formes « V ». La dernière pointe « V » se connecte au premier fascia sacré (S1)et la première pointe « V » correspond au processus épineux L3 (Figure 2B).
  4. Faire les incisions musculaires paraspinous postérieures le long des processus épineux de L3 à L5 des deux côtés latéralement avec une lame de scalpel (Figure 2C). Contrôler la profondeur de l’incision vers les facettes pour réduire l’hémorragie.
  5. Séparez les couches musculaires à l’aide de deux forceps ophtalmiques pour exposer les processus épineux L3 à L5 et les ligaments supraspinous.

3. Résection des processus épineux L3-L5 avec les ligaments

  1. Séparez les processus épineux individuels en coupant les ligaments interspinous à l’aide de cisaillementsVenus ( Figure 2D).
  2. Réséquez lesprocessus épineuxL 3 -L5 ainsi que les ligaments interspinous avec des cisailles venus (Figure 2E).
  3. Suture l’incision de peau avec la soie stérile tressée (taille de suture 5.0) sans réattachment des muscles paravertebral.
  4. Appliquer l’onguent d’oeil d’hydrochlorure de chlortetracycline sur le site chirurgical.
  5. Administrer buprénorphine-SR (25 uL par gramme de poids de la souris) immédiatement après la chirurgie LSI pour l’analgésie.
  6. Placez les animaux dans une chambre chaude et surveillez pendant la récupération de l’anesthésie. Surveillez la consommation de nourriture et d’eau avant de retourner les animaux dans la cage d’origine.
  7. Surveillez l’animal une fois par jour pendant les 3 premiers jours suivant l’opération. L’animal doit être en mesure d’avoir un appétit normal et doit guérir sans aucun signe de pus, hémorragie, ou gonflement. Ils peuvent avoir une déficience mineure dans la locomotion.
  8. Effectuez des opérations simulées uniquement par le détachement des muscles paravertébraux postérieurs desvertèbresL 3 -L5.

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Representative Results

Le modèle de souris LSI est appliqué dans les études sur le mécanisme IDD, le traitement de la DDI, la dégénérescence des plaques d’extrémité (EP) comme la sclérose, et l’innervation sensorielle dans EP20,21,22,23. La souris LSI développe des changements dégénératifs d’IDD et d’EP, tels qu’identifiés, par la diminution du volume et de la hauteur ivd, l’augmentation du volume du PE et l’augmentation des scores IVD et EP.

La colonne vertébrale thoracique et lombaire inférieure disséquée et fixe a été examinée par tomographie micro calculée à haute résolution (μCT) commeprécédemment décrit 20,21. Le lombaire thoracique inférieur avec des nervures ont été inclus pour l’identification desvertèbresL3 -L 5 (figure 3A). Les rayons X de la colonne vertébrale L3-L5 sur une vue latérale indiquent l’existence et l’inexistence de processus épineux dans les groupes Sham et LSI (Figure 3B). Les résultats sont plus clairs par la reconstruction 3D de la colonne vertébrale L3-L5 sur une vue oblique antérieure gauche (figure 3C) et par l’image transversale d’unevertèbreL 3 -L5 (Figure 3D).

Des images coronal du L4-L5 IVD ont été utilisées pour effectuer des analyses histomorphométriques 3D de l’IVD20 (Figure 4A). Le volume ivd est défini comme la région d’intérêt (ROI) couvrant tout l’espace invisible entre lesvertèbres L 4 et L5. Paramètre : Tv (volume total de tissus) a été utilisé pour l’analyse structurale 3D( figure 4B). Le volume de DIV a augmenté de façon significative 1 semaine après la chirurgie et a commencé à diminuer de 2 semaines à 16 semaines après l’opération, comme on l’a observé à la figure 4C.

La hauteur de l’espace IVD variait de l’antérieur au postérieur (Figure 4E,G). LSI a eu un effet significatif sur le site arrière. Ainsi, le plan coronal postérieur d’un tiers de l’espace IVD a été choisi pour la mesure de la hauteur IVD (Figure 4D,E). La hauteur de la DIV est passé de 2 semaines à 16 semaines après la chirurgie (figure 4F), ce qui était conforme aux résultats en volume ivd (figure 4C).

Des images coronales del’espaceL 4 -L5 IVD ont été appliquées à des analyses histomorphométriques 3D des plaques d’extrémité crânienne et caudale (Eps) (Figure 5A). Le volume de la plaque d’extrémité (EP) est défini pour couvrir la plaque osseuse visible près des vertèbres (figure 5A,B)21. Le plan coronal antérieur d’un quart de cinq images consécutives d’EP crânien a été utilisé pour la reconstruction 3D (Figure 5C), qui a montré une augmentation des cavités dans l’EP crânien chez les souris LSI (Figure 5D). Les résultats ont également été indiqués par un pourcentage accru de valeurs de séparation trabéculaire qui étaient supérieures ou égales à 0,089(figure 5E). Pendant ce temps, les volumes de PE ont considérablement augmenté après lachirurgie ( Figure 5F). Les PE caudales présentent un phénotype similaire de LSI (figure 5G,H), indiquant que l’ISL entraîne une hypertrophie ep et une augmentation des cavités.

L5 corps vertébraux ont été reconstruits en dessinant le contour de toutes les sections transversales de chaque corps vertébral L5 sans accessoires et en convertissant toutes les images 2D en un modèle 3D. La construction et l’analyse ont été effectuées avec des logiciels commerciaux (p. ex., NRecon c1.6 et CTAn v1.9, respectivement). Les volumes devertèbre L 5 augmentent légèrement après la chirurgie, mais n’ont qu’une différence statistique entre le groupe factice et le groupe LSI de 16 semaines (figure 6B). Une diminution significative de BV/TV était également présente 16 semaines après chirurgie, indiquant que LSI cause la perte vertébrale d’os à un stade postérule (figure 6A,C).

LSI induit la dégénérescence ivd et la dégénérescence ep comme indiqué par l’augmentation des scores IVD et EP24 (Figure 7A,C). Une réduction des vacuoles intracellulaires des cellules pulposus du noyau a été accélérée dans les groupes LSI (Figure 7B). Augmentation des cavités dans les PI LSI (figure 7D) accompagnée d’une augmentation du nombre d’ostéoclastes, comme l’indique la coloration des pièges (figure 7E,F).

Les données ont été montrées comme moyen ± s.d. La signification statistique a été déterminée par le t-test d’un élève. Le niveau d’importance a été défini comme p < 0,05. Toutes les analyses de données ont été effectuées à l’aide du SPSS 15.0.

Figure 1
Figure 1 : Schéma du modèle de souris LSI. (A) Anatomie desvertèbresL 3 -L5 dans le bas du dos de la souris. (B) Résection des processus épineux avec les ligaments interspinous et les ligaments supraspinous (pâle marqué). Une ligne pointillée rouge indique un plan de section. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2
Figure 2 : Exposition des processus épineux L3-L5 et de l’opération LSI. (A) Un tampon cylindrique sur mesure est placé sous l’abdomen de la souris. (B) Exposition des fasciae lombaires et identification des processus épineux L3 à S1 par des formes « V ». (C) Incisions musculaires paraspinous latérales des deux côtés de L3 à L5 processus épineux. (D) Exposition des processus épineux individuels en coupant les ligaments interspinous. (E) Résection des processus épineux L3-L5 avec ligaments inter- et supra-épineux. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3
Figure 3 : Identification LSI par μCT. (A) Localisation desvertèbresL 3 -L5 par côtes avec vertèbres thoraciques dans les rayons X. (B) Rayons X sur une vue latérale et (C) reconstruction 3D sur une vue oblique antérieure gauche desvertèbresL 3 -L5 dans les groupes Sham et LSI. (D) Plan transversal de vertèbre lombaire avec la résection du processus épineux. (D) a été modifié à partir de Bian et coll.21. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 4
Figure 4 : LSI réduit le volume ivd. (A) Des images consécutives de l’espace invisible (Rouge) entre L4 et L5 EP sont utilisées pour la reconstruction 3D. (B) volume IVD est défini par le téléviseur de (A). (C) Quantification du volume L4-L5 IVD à cinq points de temps après l’opération. N = 8 par groupe. Les données sont indiquées comme ± moyenne s.d. *p < 0,05, **p < 0,01 contre Sham. (D) Plan transversal et (E) plan mi-sagittal des corps vertébraux lombaires. Les doubles flèches bleues indiquent un diamètre antétéposterior. La ligne jaune indique le plan postérieur 1/3. (F) Reconstruction des EP crâniens et caudaux à l’aide de cinq images consécutives du plan coronal postérieur 1/3 de L4-L5. Le rouge indique l’espace IVD. (G) Plan mi-sagittal de L4-L5. (C) a été modifié à partir de Bian et coll.20. (F,G) ont été modifiés à partir de Bian et coll.21. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 5
Figure 5 : LSI induit l’hypertrophie et la porosité du PE. (A) Plan Coronal de L4-L5. La ligne pointillée rouge indique l’image de l’EP caudal utilisé pour la construction 3D. (B) Reconstruction de caudal L4 et crânien L5. Dessin animé bleu indique EP caudal de L4-L5. (C) Plan mi-sagittal de L4-L5. Les doubles flèches bleues indiquent un diamètre antétéposterior. La ligne jaune indique le plan antérieur 1/4. (D) Reconstruction des EP crâniens par cinq images consécutives du plan antérieur 1/4 de L4-L5. (E,G) Pourcentage de distribution trabéculaire de séparation des EP crâniens (E) et caudales(G)obtenus à partir d’analyses μCT. (F,H) Quantification du crânien (F) et caudal (H). L4–L5 EP volume dans les délais indiqués. N = 8 par groupe. Les données sont indiquées comme ± moyenne s.d.* p < 0,05 contre. feinte. (D-H) ont été modifiés à partir de Bian et coll.21. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 6
Figure 6 : LSI provoque une perte osseuse vertébrale à un stade avancé. (A) Reconstruction des corpsvertébraux L 5 en groupes Sham et LSI de 16 semaines. (B,C) Quantification desvertèbres L 5 TV (B) et BV/TV (C). N = 8 par groupe. Les données sont indiquées comme ± moyenne s.d.* p < 0,05, ** p < 0,01 contre. feinte. (B) a été modifié à partir de Bian et coll.21. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 7
Figure 7 : LSI mène à la dégénérescence ivd et ep. (A) score IVD chez LSI ou souris factices comme une indication de la dégénérescence IVD. (B) Images représentatives de Safranin O tacher pour les PC en L4-L5 IVD. Le blanc indique les vacuoles. Le rouge indique protéoglycane. (C) score EP dans LSI ou groupe factice comme une indication de la dégénérescence EP. (D) Images représentatives de Safranin O-Fast taches vertes pour caudal L4-L5 EP. Taches vertes/bleues cavités calcifiées. (E) Images représentatives de la coloration des pièges pour caudal L4-L5 EP. Violet indique Piège+. N = 6 par groupe. Les données sont indiquées comme ± moyenne s.d.* p < 0,05, ** p < 0,01 contre. feinte. (F) Quantification de Piège+ ostéoclastes dans (E). (A,B) ont été modifiés à partir de Bian et coll.20. (C-F) ont été modifiés à partir de Bian et coll.21. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

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Discussion

Nous avons développé le modèle lombaire de souris d’instabilité de colonne vertébrale basé sur le modèle cervical de souris de spondylosis dans lequel les muscles paravertebral postérieur des vertèbres ont été détachés et les processus épineux avec les ligaments supraspinous et interspinous ont été réséqués25. Nous avons effectué une opération similaire sur la colonne lombaire, qui a des processus épineux plus importants. Le modèle de souris LSI a développé une IDD similaire dans la colonne lombaire.

Les avantages du modèle LSI incluent une forte opérabilité, l’obligation d’un équipement spécial, la reproductibilité et une période relativement courte de développement de la DDI.

Quelques points clés sont présentés ici pour aider à améliorer le taux de réussite pendant l’opération. Ce sont aussi les étapes critiques. Tout d’abord, enlever les cheveux sur la partie inférieure du dos, aussi clair que possible, parce que tous les cheveux rasés laissés dans la plaie peut causer une réaction anaphylactique. Deuxièmement, un tampon cylindrique ou tout autre tampon est recommandé pour soulever les vertèbres lombaires. Troisièmement, utilisez des micro ciseaux pour contrôler la profondeur de l’incision et l’hémorragie. Lorsque l’hématocoelia est remarqué pendant l’opération, arrêter l’opération et sacrifier la souris puisque la souris ne survivra pas pendant ou après la chirurgie. Quatrièmement, le rattachement du muscle paraspinous n’est pas recommandé parce que le rattachement peut rattraper l’instabilité. Cinquièmement, une résection complète de l’ensemble desprocessus épineuxL 3 -L5 réduit la variabilité du modèle individuel. Sixièmement, évitez de blesser les nerfs environnants et les vaisseaux sanguins, sinon, la souris peut développer des changements pathologiques non canoniques. Si les modèles n’affichent pas le phénotype typique tel qu’indiqué dans les résultats, vérifiez les six points ci-dessus.

Le succès de ce modèle LSI peut être évalué par deux normes d’or, y compris la diminution du volume ivd mesurée par IRM des petits animaux ou par μCT, et un score IVD basé sur l’observation histologique. Le modèle LSI développe idd dès 2 semaines après la chirurgie LSI, mais développe la porosité en endplate dès 1 semaine, comme observé. Il convient à l’étude sur le rétrécissement pulpeux du noyau, la sclérose en plaques, la DDI liée aux cytokines induites par l’ostéoclaste, l’ostéoporose induite par la DDI (16 semaines après l’ISL), etc.

Il y a certaines limites dans le modèle LSI. L’opération LSI est un traumatisme relativement grand pour la souris. L’inflammation est inévitable et généralement observée dans les 7 jours suivant l’opération. Ainsi, ce modèle n’est pas adapté pour observer les changements pathologiques précoces de l’IDD, en particulier dans les 7 jours causés par des changements mécaniques de chargement.

Le modèle peut être modifié en ciblant différentes vertèbres lombaires telles que L5 seulement ou de L1 à L5. Un contrôle sain est également recommandé en plus des groupes factices.

En résumé, nous avons développé un modèle de souris Lombaire induite par chirurgie et avons la procédure visualisée pour aider d’autres personnes à reproduire le modèle animal et à l’appliquer dans des études d’IDD.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Ces travaux ont été soutenus par la National Natural Science Foundation of China (81973607) et Essential Drug Research and Development (2019ZX09201004-003-032) du ministère chinois des Sciences et de la Technologie.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Chlortetracycline Hydrochloride Eye Ointment Shanghai General Pharmaceutical Co., Ltd. H31021931 Prevent eye dry, Prevent wound infection
C57BL/6J male mice Tian-jiang Pharmaceuticals Company (Jiangsu, CN) SCXK2018-0004 Animal model
Disposable medical towel Henan Huayu Medical Devices Co., Ltd. 20160090 Platform for surgical operation
Inhalant anesthesia equipment MIDMARK Matrx 3000 Anesthesia
Isoflurane Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd. 1903715 Anesthesia
Lidocaine hydrochloride Shandong Hualu Pharmaceutical Co., Ltd. H37022839 Pain relief
Medical suture needle Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd. 20S0401J Suture skin
Ophthalmic forceps Shanghai Medical Devices (Group) Co., Ltd. Surgical Instruments Factory JD1050 Clip the skin
Ophthalmic scissors(10cm) Shanghai Medical Devices (Group) Co., Ltd. Surgical Instruments Factory Y00030 Skin incision
silk braided Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd. 11V0820 Suture skin
Small animal trimmer Shanghai Feike Electric Co., Ltd. FC5910 Hair removal
Sterile surgical blades(12#) Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd. 35T0707 Muscle incision
Veet hair removal cream RECKITT BENCKISER (India) Ltd NA Hair removal
Venus shears Mingren medical equipment Length:12.5cm Clip the muscle and spinous process

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Biologie Numéro 170 disque intervertébral maladie dégénérative du disque lombaire colonne vertébrale processus épineux modèle de souris in vivo
Un modèle de souris de l’instabilité lombaire de colonne vertébrale
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Liu, S., Sun, Y., Dong, J., Bian, Q. … More

Liu, S., Sun, Y., Dong, J., Bian, Q. A Mouse Model of Lumbar Spine Instability. J. Vis. Exp. (170), e61722, doi:10.3791/61722 (2021).

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