Summary
Wir entwickelten ein Lumbar-Bandscheibendegeneration Maus-Modell durch Resektion von L3–L5 Spinnprozesse zusammen mit supra- und inter-spinous Bänder und Ablösung von paraspinous Muskeln.
Abstract
Die Bandscheibendegeneration (IDD) ist eine häufige pathologische Veränderung, die zu Schmerzen im unteren Rückenbereich führt. Für das Verständnis der pathologischen Prozesse und die Bewertung neuer Medikamente sind geeignete Tiermodelle erwünscht. Hier haben wir ein chirurgisch induziertes Lumbale-Spine-Instabilitätsmodell (LSI) eingeführt, das IDD ab 1 Woche nach der Operation entwickelt. Im Detail wurde die Maus unter Anästhesie durch tiefen Rückenhautschnitt,L3–L5 Spinnprozesse Exposition, Ablösung der paraspinösen Muskeln, Resektion von Prozessen und Bändern, und Hautverschluss operiert. Für die Beobachtung wurden L4–L5 IVDs ausgewählt. Das LSI-Modell entwickelt Lenden-IDD durch Porosität und Hypertrophie in Endplatten in einem frühen Stadium, Abnahme des Bandscheibenvolumens, Schrumpfung des Zellkerns pulposus im Zwischenstadium und Knochenverlust bei Lendenwirbeln (L5) in einem späteren Stadium. Das LSI-Mausmodell hat die Vorteile einer starken Bedienbarkeit, keine Anforderung an spezielle Ausrüstung, Reproduzierbarkeit, kostengünstig und relativ kurze Zeit der IDD-Entwicklung. Allerdings ist die LSI-Operation immer noch ein Trauma, das Entzündungen innerhalb der ersten Woche nach der Operation verursacht. Somit eignet sich dieses Tiermodell für die Untersuchung von Lenden-IDD.
Introduction
Bandscheibendegeneration (IDD) wird häufig bei alternden und sogar jungen Menschen durch viele Faktoren verursacht1. Die Operation für Patienten, die an IDD leiden, die Schmerzen im unteren Rückenbereich und Bewegungsstörungen verursachen, wird in der Regel zu einem späteren Zeitpunkt oder in schweren Fällen durchgeführt und birgt potenzielle Risiken wie Nicht-Union oder Infektion2. Ideale nicht-operative Behandlung erfordert ein umfassendes Verständnis des IDD-Mechanismus. Das IDD-Tiermodell dient als entscheidendes Werkzeug für Studien des IDD-Mechanismus und die Bewertung der IDD-Behandlung.
Größere Tiere wurden für IDD-Modelle wie Primaten, Schafe, Ziegen, Hunde und Kaninchen aufgrund ihrer Ähnlichkeit mit der menschlichen anatomischen Struktur in hohem Maße und der starken Funktionsfähigkeit in Bezug auf die Größe von Bandscheiben (IVDs)3,4,5,6,7,8gewählt. Diese Tiermodelle sind jedoch zeitaufwändig und kostenintensiv9. Maus IVD ist eine schlechte Darstellung des menschlichen IVD basierend auf geometrischen Messungen des Seitenverhältnisses, Desnukle pulposus zu Bandscheibenflächenverhältnis und normalisierter Höhe10. Trotz des Größenunterschieds weist das Mauslen-IVD-Segment mechanische Eigenschaften auf, die dem menschlichen IVD ähneln, wie Kompression s.11. Darüber hinaus hat Maus-IDD-Modell den Vorteil von niedrigen Kosten, relativ kurze IDD-Entwicklung, und mehr Optionen für genetisch veränderte Tiere und Antikörper in weiteren mechanistischen Studien verwendet12,13,14,15.
Experimentell-induzierte IDD-Modelle unterscheiden sich von den Induktoren und Anwendungen. Zum Beispiel ist kollagennaseinduzierte extrazelluläre Matrix (ECM) Degeneration für die ECM-Regenerationsforschunggeeignet 16. Genetisch veränderter Phänotyp eignet sich zur Untersuchung der Genfunktion im IDD-Prozess und in genetischen Therapien17. Annulus Faserschnitt und Rauchmodelle imitieren Trauma und nicht-Entzündung induziertE IDD12,18.
Spinale Instabilität (SI) führt zu einer instabilen Wirbelsäule, die sich nicht in einem optimalen Gleichgewichtszustand befindet. Es kann durch abnormale Bewegung eines Lendenbewegungssegments aufgrund der Schwäche des umgebenden unterstützenden Gewebes wie Bänder und Muskeln verursacht werden. Es wird auch häufig nach der Wirbelsäulenfusion19gesehen. SI gilt als Hauptursache für IDD. Daher wollen wir ein SI-Mäusemodell (fokussiert auf die Lendenwirbelsäule) entwickeln, das den menschlichen IDD-Prozess20,21imitiert.
Im Protokoll führten wir das Verfahren zur Etablierung der Lumbale Spinal Instability (LSI) Mausmodell durch die Resektion von Lenden drittel (L3) zu lumbar fünften (L5) spinnösen Prozessen zusammen mit den supraspinösen und interspinösen Bändern (Abbildung 1A,B). Das Tiermodell entwickelt IDD bereits nach einer Woche nach der Operation, wie Hypertrophie und Porosität in Endplatten (EPs) zeigen. IVD Volumen beginnt 2 Wochen nach der Operation durch 16 Wochen zusammen mit erhöhter IVD-Score zu verringern, die den Grad der IDD anzeigt. Wir glauben, dass das detaillierte und visualisierte Verfahren für Forscher nützlich ist, um das LSI-Mausmodell in ihrem Labor zu etablieren und bei Bedarf auf die IDD-Forschung anzuwenden.
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Protocol
Die beschriebenen Untersuchungen entsprechen den Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren der National Institutes of Health und wurden vom Shanghai University of Traditional Chinese Medicine Animal Care and Use Committee genehmigt. Alle chirurgischen Manipulationen wurden unter tiefer Anästhesie durchgeführt und die Tiere hatten während des Eingriffs zu keinem Zeitpunkt Schmerzen.
1. Vorbereitung vor der Operation
- Instrumentensterilisation: Dampfsterilisieren sie chirurgische Instrumente in einem Autoklaven (121 °C für 15 min) vor der Operation. Packen Sie Instrumente in einen Metallbehälter und halten Sie sie, bis sie in der Chirurgie verwendet werden.
- Einrichtung der Operationsplattform: Weisen Sie für die Operation eine Bankfläche von mindestens 60 cm x 60 cm zu. Reinigen Sie die Oberfläche der Fläche mit 75% Alkohol und decken Sie mit einem Medizinischen Einwegtuch. Legen Sie eine sterile chirurgische Instrumentenpackung, Reagenzien, chirurgische Gegenstände auf ein medizinisches Einwegtuch innerhalb der oberen 1/3 des Bereichs. Lassen Sie die restlichen 2/3 der Fläche für den chirurgischen Eingriff sauber. Fügen Sie ein Hotpad unter chirurgischem Pad für thermische Unterstützung.
- Tierzubereitung
- Legen Sie das Tier (C57BL/6J Mäuse, männlich, 8 Wochen alt) in die Induktionskammer. Schalten Sie den Verdampfer bei einer Induktionsstufe von 4% für Isofluran und 4 L/min für Sauerstoff ein. Nachdem das Tier vollständig anästhesiert ist, halten Sie das Anästhetikum mit dem Nasenkegel und der Anästhesiezufuhr auf einem Niveau von 1,5% für Isofluran und 0,4 L/min für Sauerstoff während der Operation. Überwachen Sie das Tier auf Atmung.
- Chlortetracyclin-Hydrochlorid-Augensalbe auftragen, um Hornhauttrockenheit während der Operation zu verhindern.
- Rasieren Sie den Operationsbereich auf der Rückenfläche von der unteren Brustregion bis zur Spitze der sakralen Region mit einem kleinen Tierschneider. Entfernen Sie das rasierte Fell mit Gewebetüchern.
- Enthaartiscreme auf den rasierten Bereich auftragen und dort nicht länger als 3 min lassen. Entfernen Sie die Creme mit Gaze und bündig mit 2 ml von 0,9% steriler Saline.
- Legen Sie ein maßgeschneidertes chirurgisches zylindrisches Pad (Abbildung 2A) unter den Bauch der Maus, um die Lendenwirbelsäule zu erhöhen und den chirurgischen Eingriff zu erleichtern.
2. Exposition des Lendendrittels zu lumbe fünften (L3–L5) spinlösen den Prozessen
- Verwenden Sie den Zeigefinger, um die subkutanen spinösen Prozesse der Lendenwirbel zu berühren, die eher nach außen gerichtet sind, und vergleichen Sie sie mit Brustwirbeln und Sakralwirbeln, um die Lendenregion zu identifizieren.
- Spülen Sie die Haut mit 75% Alkohol. Führen Sie einen 3–4 cm großen Hautschnitt über dem Holzbereich von der mittleren Thoraxregion bis zur Hüfte mit einer Skalpellklinge durch, um die Faszie freizulegen.
- Identifizieren Sie die Lendenwirbelsäule durch die Morphologie der hinteren Faszie, die auf die Spitzen der spinösen Prozesse eingeführt wird. Im Detail unterscheiden sich die dritte Lendenleine (L3) bis zur ersten sakralen (S1) Faszien durch ihre "V"-Formen von anderen Faszien. Die letzte "V"-Spitze verbindet sich mit der ersten sakralen (S1) Faszien und die erste "V"-Spitze entspricht dem L 3-Spinnprozess (Abbildung 2B).
- Machen Sie die hinteren paraspinösen Muskeleinschnitte entlang der spinlösen Prozesse von L3 bis L5 seitlich seitlich seitlich mit einer Skalpellklinge(Abbildung 2C). Kontrollieren Sie die Schnitttiefe in Richtung der Facetten, um Blutungen zu reduzieren.
- Trennen Sie die Muskelschichten mit zwei ophthalmologischen Zangen, um L3 bis L5 Spinnprozesse und supraspinöse Bänder auszusetzen.
3. Resektion von L3–L5 Spinnprozessen zusammen mit den Bändern
- Trennen Sie einzelne Spinnprozesse, indem Sie interspinöse Bänder mit Venusscheren abschneiden (Abbildung 2D).
- Resektieren Sie die L3–L5 Spinnprozesse zusammen mit den Interspinenbändern mit Venusscheren (Abbildung 2E).
- Den Hautschnitt mit sterilem Seide geflechtt (Nähte Größe 5.0) ohne Wiederanhaftung der paravertebralen Muskeln.
- Chlortetracyclin Hydrochlorid Augensalbe auf die chirurgische Stelle auftragen.
- Verabreichen Sie Buprenorphin-SR (25 uL pro Gramm Mausgewicht) unmittelbar nach der LSI-Operation wegen Analgesie.
- Legen Sie die Tiere in eine warme Kammer und überwachen Sie während der Genesung von der Anästhesie. Überwachen Sie die Nahrungs- und Wasseraufnahme, bevor Sie die Tiere in den heimischen Käfig zurückbringen.
- Überwachen Sie das Tier einmal täglich für die ersten 3 Tage nach der Operation. Das Tier sollte in der Lage sein, einen normalen Appetit zu haben und sollte ohne Anzeichen von Eus, Blutungen oder Schwellungen heilen. Sie können eine geringfügige Beeinträchtigung der Fortbewegung haben.
- Durchführung von Scheinoperationen nur durch ablösen der hinteren paravertebralen Muskeln von den L3–L5 Wirbeln.
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Representative Results
Das LSI-Mausmodell wird in den Studien des IDD-Mechanismus, der IDD-Behandlung, der Endplatten-Degeneration (EP) wie Sklerose und der sensorischen Innervation in EP20,21,22,23angewendet. Die LSI-Maus entwickelt IDD- und EP-degenerative Veränderungen, wie identifiziert, durch verringertes IVD-Volumen und -Höhe, erhöhtes EP-Volumen und erhöhte IVD- und EP-Werte.
Die sezierte und fixierte untere Brust- und Lendenwirbelsäule wurden mit der hochauflösenden Micro Computed Tomography (CT) wie zuvorbeschrieben 20,21untersucht. Zur Identifizierung der L3-L5-Wirbel wurde dieuntere Brustlumbemitbbale mit Rippen einbezogen (Abbildung 3A). Röntgenaufnahmen derL3–L5 Wirbelsäule auf einer seitlichen Ansicht deuten auf das Vorhandensein und Dasinbestehen von spinösen Prozessen in Schein- und LSI-Gruppen hin (Abbildung 3B). Die Ergebnisse werden durch 3D-Rekonstruktion derL3–L5 Wirbelsäule auf einer linken vorderen schrägen Ansicht (Abbildung 3C) und durch Querbild einesL3–L5 Wirbels (Abbildung 3D) deutlicher.
Koronale Bilder der L4–L5 IVD wurden verwendet, um 3D histomorphometrische Analysen von IVD20 durchzuführen (Abbildung 4A). IVD-Volumen ist definiert als der Bereich von Interesse (ROI), der den gesamten unsichtbaren Raum zwischen L4 und L5 Wirbeln abdeckt. Parameter: TV (Gesamtgewebevolumen) wurde für die 3D-Strukturanalyse verwendet (Abbildung 4B). IVD-Volumen deutlich erhöht 1 Woche nach der Operation und begann von 2 Wochen auf 16 Wochen nach der Operation zu verringern, wie in Abbildung 4Cbeobachtet.
Die Höhe des IVD-Raums variierte vom vorderen bis zum hinteren Bereich (Abbildung 4E,G). LSI hatte einen erheblichen Einfluss auf die hintere Seite. So wurde die hintere eindrittelhafte koronale Ebene des IVD-Raums für die IVD-Höhenmessung gewählt (Abbildung 4D,E). Die IVD-Höhe verringerte sich von 2 Wochen auf 16 Wochen nach der Operation (Abbildung 4F), was mit den Befunden im IVD-Volumen übereinstimmte (Abbildung 4C).
Koronale Bilder des L4–L5 IVD-Raums wurden auf 3D-histomorphometrische Analysen sowohl von Schädel- als auch kaudalen Endplatten (Eps)(Abbildung 5A)angewendet. Das Volumen der Endplatte (EP) ist definiert, um sichtbare Knöchernplatten in der Nähe der Wirbel abzudecken (Abbildung 5A,B)21. Die vordere einviertel koronale Ebene von fünf aufeinanderfolgenden Bildern von Schädel EP wurde für die 3D-Rekonstruktion verwendet (Abbildung 5C), die bei LSI-Mäusen erhöhte Hohlräume innerhalb der Schädel-EP zeigte (Abbildung 5D). Die Ergebnisse wurden auch durch einen erhöhten Prozentsatz der trabekulären Trennwerte angezeigt, die größer oder gleich 0,089 waren (Abbildung 5E). In der Zwischenzeit stiegen die EP-Volumina nach der Operation deutlich an (Abbildung 5F). Caudal EPs weisen einen ähnlichen Phänotyp von LSI auf (Abbildung 5G,H), was auf EINE EP-Hypertrophie und eine Zunahme der Hohlräume hindeutet.
L5 Wirbelkörper wurden rekonstruiert, indem die Umrisse aller Querabschnitte jedes L5 Wirbelkörpers ohne Zubehör gezeichnet und alle 2D-Bilder in ein 3D-Modell umgewandelt wurden. Die Konstruktion und Analyse erfolgte mit kommerzieller Software (z.B. NRecon v1.6 bzw. CTAn v1.9). Die Volumina der L5 Wirbel nehmen nach der Operation leicht zu, weisen jedoch nur einen statistischen Unterschied zwischen Scheingruppe und 16-wöchiger LSI-Gruppe auf (Abbildung 6B). Ein signifikanter Rückgang der BV/TV war auch 16 Wochen nach der Operation vorhanden, was darauf hindeutet, dass LSI wirbelchen Knochenverlust in einem späteren Stadium verursacht (Abbildung 6A,C).
LSI induziert IVD-Degeneration und EP-Degeneration, wie durch erhöhte IVD- und EP-Scores24 (Abbildung 7A,C) angezeigt wird. Eine Reduktion der intrazellulären Vakuolen von Zellkernpulposuszellen wurde in LSI-Gruppen beschleunigt (Abbildung 7B). Hohlräume erhöhen sich in LSI EPs (Abbildung 7D) begleitet mit einer erhöhten Anzahl von Osteoklasten, wie durch Fallenfärbung angegeben (Abbildung 7E,F).
Die Daten wurden als Mittelwert ± s.d. Die statistische Signifikanz wurde durch den t-Testeines Schülers bestimmt. Der Signifikanzgrad wurde als p < 0,05 definiert. Alle Datenanalysen wurden mit SPSS 15.0 durchgeführt.
Abbildung 1: Schematic des LSI-Mausmodells. (A) Anatomie vonL3–L5 Wirbeln im unteren Rückenbereich der Maus. (B) Resektion von Spinnprozessen zusammen mit Interspinen- und supraspinösen Bändern (markiert blass). Eine rote gepunktete Linie zeigt eine Schnittebene an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Exposition vonL3–L5 Spinnprozessen und LSI-Betrieb. (A) Ein maßgeschneidertes zylindrisches Pad wird unter den Bauch der Maus gelegt. (B) Exposition der Lendenfaszien und Identifizierung von L3 bis S1 Spinnprozesse durch "V"-Formen. (C) Seitliche paraspinöse Muskeleinschnitte auf beiden Seiten von L3 bis L5 spinlösen Prozessen. (D) Exposition einzelner spinlösen Prozesse durch Abschneiden von Spinnbändern. (E) Resektion vonL3–L5 Spinnprozessen mit inter- und supra-spinösen Bändern. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: LSI-Identifikation nach (A) Lokalisation vonL3–L5 Wirbeln durch Rippen mit Brustwirbeln in Röntgenstrahlen. (B) Röntgenstrahlen auf einer seitlichen Ansicht und (C) 3D-Rekonstruktion auf einer linken vorderen schrägen Ansicht von L3–L5 Wirbeln in Sham- und LSI-Gruppen. (D) Querebene des Lendenwirbels mit der Resektion des Spinnprozesses. (D) wurde von Bian et al.21geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: LSI reduziert das IVD-Volumen. (A) Konsekutive Bilder des unsichtbaren Raumes (Rot) zwischen L4 und L5 EPs werden für die 3D-Rekonstruktion verwendet. (B) DAS IVD-Volumen wird durch das Fernsehbild von (A) definiert. (C) Quantifizierung des Volumens L4–L5 IVD zu fünf Zeitpunkten nach der Operation. N = 8 pro Gruppe. Die Daten werden als Mittelwert ± s.d. *p < 0,05, **p < 0,01 im Vergleich zu Schein angezeigt. (D) Querebene und (E) Mittel-Sagittal-Ebene von Lendenwirbelkörpern. Blaue Doppelpfeile zeigen den Anteroposteriordurchmesser an. Gelbe Linie zeigt hintere 1/3-Ebene an. (F) Rekonstruktion von Schädel- und Kaudal-EPs mit fünf aufeinanderfolgenden Bildern der hinteren 1/3 koronalen Ebene von L4–L5. Rot zeigt DEN IVD-Raum an. (G) Mittelsagittalebene von L4–L5. (C) wurde von Bian et al.20geändert. (F,G) wurden von Bian et al.21geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: LSI induziert EP-Hypertrophie und Porosität. (A) Koronale Ebene von L4–L5. Rote gepunktete Linie zeigt Bild von kaudal EP für 3D-Konstruktion verwendet. (B) Rekonstruktion von kaudalen L4 und Kranial L5. Blaue Karikatur zeigt kaudal EP von L4–L5. (C) Mittelsagittalebene von L4–L5. Blaue Doppelpfeile zeigen den Anteroposteriordurchmesser an. Gelbe Linie zeigt vordere 1/4-Ebene an. (D) Rekonstruktion von Schädel-EPs durch fünf aufeinander folgende Bilder der vorderen 1/4-Ebene von L4–L5. (E,G) Prozentsatz der trabekulären Trennungsverteilung von Kranial -E) und Kaudal (G) EPs, die aus CT-Analysen gewonnen wurden. (F,H) Quantifizierung von Schädel (F) und Kaudal (H). L4–L5 EP Volumen in angegebenen Zeitpunkten. N = 8 pro Gruppe. Die Daten werden als Mittelwert ± s.d.* p < 0,05 im Vergleich angezeigt. Sham. (D-H) wurden von Bian et al.21geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 6: LSI verursacht Wirbelknochenverlust im späten Stadium. (A) Rekonstruktion von L5 Wirbelkörpern in 16-wöchigen Sham- und LSI-Gruppen. (B,C) Quantifizierung von L5 Wirbel TV (B) und BV/TV (C). N = 8 pro Gruppe. Die Daten werden als Mittelwert ± s.d.* p < 0,05, ** p < 0,01 im Vergleich angezeigt. Sham. (B) wurde von Bian et al.21geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 7: LSI führt zu EINER DEgeneration von IVD und EP. (A) IVD-Score bei LSI oder Scheinmäusen als Hinweis auf IVD-Degeneration. (B) Repräsentative Bilder von Safranin O Färbung für NPs in L4–L5 IVD. Weiß zeigt Vakuolen an. Rot zeigt Proteoglycan an. (C) EP-Score in LSI oder Scheingruppe als Hinweis auf EP-Degeneration. (D) Repräsentative Bilder von Safranin O-Fast grüne Färbung für kaudalEnl 4–L5 EPs. Grün/blau Flecken verkalkte Hohlräume. (E) Repräsentative Bilder der Fallfärbung für kaudale L4–L5 EPs. Violett zeigt Trap+an. N = 6 pro Gruppe. Die Daten werden als Mittelwert ± s.d.* p < 0,05, ** p < 0,01 im Vergleich angezeigt. Sham. (F) Quantifizierung von Fallen+ Osteoklasten in (E). (A,B) wurden von Bian et al.20geändert. (C–F) wurden von Bian et al.21geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Wir entwickelten das Lumbar-Spine-Instabilitäts-Mausmodell auf Basis des halsförmigen Spondylose-Mausmodells, bei dem die hinteren paravertebralen Muskeln von den Wirbeln abgetrennt und die spinnösen Prozesse zusammen mit den supraspinösen und interspinösen Bändern25resektiert wurden. Wir führten eine ähnliche Operation an der Lendenwirbelsäule durch, die prominentere spinöse Prozesse hat. Das LSI-Mausmodell entwickelte eine ähnliche IDD in der Lendenwirbelsäule.
Zu den Vorteilen des LSI-Modells gehören eine starke Bedienbarkeit, keine Anforderung an eine spezielle Ausrüstung, Reproduzierbarkeit und eine relativ kurze Zeit der IDD-Entwicklung.
Hier werden einige wichtige Punkte vorgestellt, um die Erfolgsquote während der Operation zu verbessern. Dies sind auch die entscheidenden Schritte. Entfernen Sie zunächst das Haar auf dem unteren Rückenteil, so klar wie möglich, da alle rasierten Haare, die in der Wunde zurückgelassen werden, eine anaphylaktische Reaktion verursachen können. Zweitens wird ein zylindrisches Pad oder ein anderes Pad empfohlen, um die Lendenwirbel zu erhöhen. Drittens, verwenden Sie Mikroschere, um die Einschnitttiefe und Blutungen zu steuern. Wenn Hämatokosewährend während der Operation bemerkt wird, stoppen Sie die Operation und opfern Sie die Maus, da die Maus während oder nach der Operation nicht überleben wird. Viertens wird eine Erneute Anbringung des paraspinösen Muskels nicht empfohlen, da die Wiederanbringung die Instabilität ausmachen kann. Fünftens reduziert eine vollständige Resektion der gesamten L3–L5 Spinnprozesse die Variabilität im Einzelmodell. Sechstens, vermeiden Sie verletzungen umliegende Nerven und Blutgefäße, sonst kann die Maus nicht-kanonische pathologische Veränderungen entwickeln. Wenn die Modelle nicht den typischen Phänotyp aufweisen, wie in den Ergebnissen dargestellt, überprüfen Sie die oben genannten sechs Punkte.
Der Erfolg dieses LSI-Modells kann anhand von zwei goldenen Standards bewertet werden, darunter ein verringertes IVD-Volumen, gemessen durch die MRT von Kleintieren oder durch die CT, und einen IVD-Score auf der Grundlage der histologischen Beobachtung. Das LSI-Modell entwickelt IDD bereits 2 Wochen nach der LSI-Operation, entwickelt aber bereits 1 Woche Porosität in Endplate, wie beobachtet. Es eignet sich für die Studie über Zellkernpulpe Schrumpfung, Endplattensklerose, IDD im Zusammenhang mit Osteoklast-induzierten Zytokinen, IDD-induzierte Osteoporose (16 Wochen nach LSI) etc.
Das LSI-Modell hat einige Einschränkungen. DIE LSI-Operation ist ein relativ großes Trauma für die Maus. Die Entzündung ist unvermeidlich und in der Regel innerhalb von 7 Tagen nach der Operation gesehen. Somit ist dieses Modell nicht geeignet, um frühe pathologische Veränderungen von IDD zu beobachten, insbesondere innerhalb von 7 Tagen, die durch mechanische Belastungsänderungen verursacht werden.
Das Modell kann durch Targeting auf verschiedene Lendenwirbel wie nur L5 oder von L1 bis L5geändert werden. Gesunde Kontrolle wird zusätzlich zu Scheingruppen empfohlen.
Zusammenfassend haben wir ein chirurgisch induziertes Lumbar IDD-Mausmodell entwickelt und das Verfahren visualisiert, um anderen zu helfen, das Tiermodell zu reproduzieren und es in IDD-Studien anzuwenden.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (81973607) und Essential Drug Research and Development (2019ZX09201004-003-032) vom Ministerium für Wissenschaft und Technologie Chinas unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Chlortetracycline Hydrochloride Eye Ointment | Shanghai General Pharmaceutical Co., Ltd. | H31021931 | Prevent eye dry, Prevent wound infection |
| C57BL/6J male mice | Tian-jiang Pharmaceuticals Company (Jiangsu, CN) | SCXK2018-0004 | Animal model |
| Disposable medical towel | Henan Huayu Medical Devices Co., Ltd. | 20160090 | Platform for surgical operation |
| Inhalant anesthesia equipment | MIDMARK | Matrx 3000 | Anesthesia |
| Isoflurane | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd. | 1903715 | Anesthesia |
| Lidocaine hydrochloride | Shandong Hualu Pharmaceutical Co., Ltd. | H37022839 | Pain relief |
| Medical suture needle | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd. | 20S0401J | Suture skin |
| Ophthalmic forceps | Shanghai Medical Devices (Group) Co., Ltd. Surgical Instruments Factory | JD1050 | Clip the skin |
| Ophthalmic scissors(10cm) | Shanghai Medical Devices (Group) Co., Ltd. Surgical Instruments Factory | Y00030 | Skin incision |
| silk braided | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd. | 11V0820 | Suture skin |
| Small animal trimmer | Shanghai Feike Electric Co., Ltd. | FC5910 | Hair removal |
| Sterile surgical blades(12#) | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd. | 35T0707 | Muscle incision |
| Veet hair removal cream | RECKITT BENCKISER (India) Ltd | NA | Hair removal |
| Venus shears | Mingren medical equipment | Length:12.5cm | Clip the muscle and spinous process |
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