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JoVE Journal Cancer Research
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Cancer Research

Ein orthotopisches Resektions-Mausmodell für Bauchspeicheldrüsenkrebs

Published: September 24, 2020 doi: 10.3791/61726
Automatic Translation
1,2,4,5, 1,2, 1,2, 1,2, 3, 1, 1,2, 1,2, 1,2
1Pancreatic Research Group, South Western Sydney Clinical School, University of New South Wales, 2Ingham Institute for Applied Medical Research, 3Centre for Circulating Tumour Cell Diagnostics and Research, Ingham Institute for Applied Medical Research, 4Surgical Innovations Unit, Westmead Hospital, 5Westmead Clinical School, University of Sydney

Summary

Im klinischen Kontext werden Patienten mit lokalisierten Bauchspeicheldrüsenkrebs einer Pankreastektomie unterzogen, gefolgt von einer adjuvanten Behandlung. Dieses hier berichtete Protokoll zielt darauf ab, eine sichere und effektive Methode zur Modellierung dieses klinischen Szenarios bei nackten Mäusen durch orthotopische Implantation von Bauchspeicheldrüsenkrebs zu etablieren, gefolgt von distaler Pankreatektomie und Splenektomie.

Abstract

Es mangelt an zufriedenstellenden Tiermodellen, um eine adjuvante und/oder neoadjuvante Therapie bei Patienten zu untersuchen, die für eine Operation von Bauchspeicheldrüsenkrebs (PC) in Betracht gezogen werden. Um diesen Mangel zu beheben, beschreiben wir ein Mausmodell mit orthotopischer Implantation von PC, gefolgt von distaler Pankreatektomie und Splenektomie. Das Modell hat sich als sicher und geeignet flexibel für die Untersuchung verschiedener therapeutischer Ansätze in adjuvanten und neoadjuvanten Umgebungen erwiesen.

In diesem Modell wird ein Pankreastumor zunächst erzeugt, indem eine Mischung aus menschlichen Bauchspeicheldrüsenkrebszellen (Luciferase-markiertes AsPC-1) und humanen krebsassoziierten Pankreas-Sternzellen in die distale Bauchspeicheldrüse von Balb / c athymischen Nacktmäusen implantiert wird. Nach drei Wochen wird der Krebs durch Re-Laparotomie, distale Pankreatektomie und Splenektomie reseziert. In diesem Modell kann die Biolumineszenz-Bildgebung verwendet werden, um den Fortschritt der Krebsentwicklung und die Auswirkungen von Resektion / Behandlungen zu verfolgen. Nach der Resektion kann eine adjuvante Therapie gegeben werden. Alternativ kann eine neoadjuvante Behandlung vor der Resektion erfolgen.

Repräsentative Daten von 45 Mäusen werden vorgestellt. Alle Mäuse wurden einer erfolgreichen distalen Pankreatektomie / Splenektomie ohne Probleme mit der Hämostase unterzogen. Ein makroskopischer proximaler Pankreasrand größer als 5 mm wurde bei 43 (96%) Mäuse. Die technische Erfolgsrate der Pankreasresektion betrug 100%, mit 0% früher Mortalität und Morbidität. Keines der Tiere starb in der Woche nach der Resektion.

Zusammenfassend beschreiben wir eine robuste und reproduzierbare Technik für ein chirurgisches Resektionsmodell von Bauchspeicheldrüsenkrebs bei Mäusen, das das klinische Szenario nachahmt. Das Modell kann für die Prüfung von adjuvanten und neoadjuvanten Behandlungen nützlich sein.

Introduction

Das duktale Adenokarzinom der Bauchspeicheldrüse (Bauchspeicheldrüsenkrebs [PC]) ist mit einer schlechten Prognose verbunden1. Die chirurgische Resektion bleibt die einzige potenziell heilende Behandlung für PC und sollte für Patienten mit Erkrankungen im Frühstadium in Betracht gezogen werden. Leider ist selbst bei R0-Resektion (d.h. tumorfreie Resektionsränder) die Rezidivrate (lokal oder von unentdeckter metastasierter Erkrankung) hoch2,3. Daher ist eine systemische adjuvante Therapie bei fast allen Patienten indiziert, die sich einer Resektion4 unterziehen. Während die neoadjuvante Therapie heute nur noch für grenzwertig resezierbare Krebsarten empfohlen wird, erweitern sich ihre Indikationen so, dass ihre routinemäßige Anwendung im Mittelpunkt vieler klinischerForschungen steht 5,6,7,8. Um neuartige Therapieansätze für PC mit Resektion zu entwickeln, müssen diese Ansätze zunächst in präklinischen Modellen bewertet werden, die klinische Settings genau rekapitulieren.

Orthotope Mausmodelle von PC wurden in der Vergangenheit häufig verwendet, um medikamentöse Behandlungen zu testen9,10. Viele davon wurden durch Injektion von Krebszellen allein in die Bauchspeicheldrüse der Maus produziert, was zu Tumoren führte, denen das für PC charakteristische prominente Stroma fehlte. In jüngerer Zeit sind orthotopische Co-Injektionsmodelle, wie das, das wir zuerst durch Injektion einer Mischung aus menschlichen PC- und menschlichen Pankreas-Sternzellen (PSCs, die Hauptproduzenten des kollagenen Stromas im PC) entwickelt haben, regelmäßig verwendet11,12. Die Tumoren, die durch eine solche Co-Injektion von Krebs und Stromazellen erzeugt werden, weisen (i) sowohl die Krebselemente als auch die charakteristische stromale (desmoplastische) Komponente von PC auf und (ii) eine verbesserte Proliferation und Metastasierung von Krebszellen11. Somit ähnelt dieses Modell stark dem menschlichen PC. Während eine Reihe von Resektionsmodellen des orthotopischen PCbeschrieben wurden 13,14,15,16, hat keines die klinischen Realitäten der Pankreasresektion beim Menschen so genau wie dieses Modell widergespiegelt und war daher suboptimal für die Prüfung adjuvanter oder neoadjuvanter Behandlungen.

Ziel des vorgestellten Mausmodells war es, zu demonstrieren, wie man: (i) orthotopischen Bauchspeicheldrüsenkrebs erfolgreich implantiert und gleichzeitig die unbeabsichtigte peritoneale Verbreitung minimiert und (ii) den Krebs anschließend vollständig reseziert. Das Papier hebt Tipps und mögliche Fallstricke dieser Technik hervor.

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Protocol

Alle Verfahren wurden von der Animal Care and Ethics Committee der University of New South Wales genehmigt (17/109A). Weibliche athymische Balb / c-Nacktmäuse im Alter von 8-10 Wochen mit einem Gewicht von 16-19 g wurden für dieses Protokoll verwendet. Mäuse wurden in Mikroisolatorkäfigen untergebracht und mit handelsüblichem pelletiertem Futter und Wasser ad libitumgefüttert.

1. Orthotope Bauchspeicheldrüsenkrebs-Implantation

  1. Bereiten Sie die Zellen für die Implantation vor. Berechnen Sie zunächst die Anzahl der für das Verfahren erforderlichen Zellen (1 x 106 Luciferase-markierte AsPC-1-Zellen und 1 x 106 krebsindierte menschliche Pankreas-Sternzellen [CAhPSCs] sind für jedes Tier erforderlich).
    1. Halten Sie diese Zellen in einem befeuchteten, temperaturkontrollierten CO 2-Inkubator und führen Sie routinemäßige Mykoplasmentests durch. Kulturmedium für AsPC-1 und CAhPSCs sind RPMI 1640 (mit 300 mg/L L-Glutamin, 20% v/v fötalem Rinderserum, 1% v/v Penicillin/Streptomycin) und IMDM (mit 4 mM L-Glutamin, 10% v/v fötalem Rinderserum, 1% v/v Penicillin/Streptomycin).
    2. Verwenden Sie Standard-Zellkulturtechniken, um die Zellen zu einer Zellsuspension zu trypsinisieren. Neutralisieren Sie das Trypsin unter Verwendung des jeweiligen vollständigen Kulturmediums mit einem Volumen, das doppelt so groß ist wie das der verwendeten Trypsinlösung.
    3. Waschen Sie diese Zellen zweimal mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) und resuspendieren Sie sie in eine Mischung, die 1 x 106 AsPC-1-Zellen und 1 x 106 CAhPSCs in einer 50 μL-Zellsuspension enthält.
    4. Halten Sie diese Suspension bis zum Gebrauch auf Eis.
  2. Bereiten Sie eine Biosicherheitswerkbank der Klasse II für das Verfahren vor. Verwenden Sie eine Heizmatte, die von einem sterilen Kunststoffvorhang überlagert wird. Verwenden Sie zur Vergrößerung während des Eingriffs ein Paar 2,5- bis 3,5-fache Vergrößerungslupen.
  3. Bereiten Sie Geldbörsentupfer vor, indem Sie ein Loch mit einem Durchmesser von 1 cm in einen Mulltupfer schneiden. Sichern Sie dieses Loch mit einer Geldbörsennäht. Hierfür kann jede feine geflochtene Naht verwendet werden (z.B. 5/0 Polyglykolsäure naht). Geflochtenes Nahtmaterial wird empfohlen, da es den losen Knoten nach dem Anziehen an Ort und Stelle bleiben lässt. Dies ist in Abbildung 1adargestellt.
  4. Betäuben Sie die Maus mit 80 mg/kg Ketamin und 10 mg/kg Xylazin durch intraperitoneale Injektion.
  5. 5 mg/kg Enrofloxacin Antibiotikaprophylaxe, 2,5 mg/kg Flunixin-Analgesie und 1 ml 0,9% Kochsalzlösung subkutan verabreichen.
  6. Nach der Betäubung legen Sie die Maus auf das sterile Feld in Rückenlage und tragen Sie Povidon-Jod gefolgt von 70% Ethanol für die Hautvorbereitung auf.
  7. Machen Sie einen Längsschnitt in die Haut des linken Schädelquadranten des Abdomens und betreten Sie dann den Bauch, indem Sie die Muskelschicht zwischen der Zwiege einschneiden.
  8. Laden Sie eine 29 G Insulinspritze mit 50 μL Zellsuspension auf – dies entspricht 1 x 106 CAhPSCs und 1 x 106 Luciferase-markierten AsPC-1-Zellen pro Injektion. Montieren Sie es auf dem Injektionsgerät. Das Design und die Funktion dieser Injektionsvorrichtung werden in Abbildung 1b und ihrer Legende ausführlich erläutert.
  9. Legen Sie den Geldbörsenabstrich über den Laparotomieschnitt und äußerlich dann die Milz und den Pankreasschwanz durch die Öffnung dieses Tupfers. Ziehen Sie die Geldbörse fest, um den Körper der Bauchspeicheldrüse sanft zu umschließen und den Pankreasschwanz für die Injektion freizulegen. Es ist wichtig, so eng zu sein, dass die Gaze die Bauchspeicheldrüse umlaufend kontaktiert und gleichzeitig nicht einschnürt.
  10. Greifen Sie mit einer Zangen den Schwanz der Bauchspeicheldrüse und legen Sie vorsichtig eine seitliche Spannung darauf. Punktieren Sie die ventrale Peritonealoberfläche mit der Nadel in einem flachen Winkel und injizieren Sie dann die Zellsuspension langsam und kontrolliert (über 10-15 s) mit dem Injektionsgerät in die Bauchspeicheldrüse.
  11. Achten Sie während des Injektionsprozesses sorgfältig auf Leckagen - sowohl um die Injektionsstelle (durch Reflux) als auch auf der anderen Seite des Pankreasläppchens (im Falle einer durchgehenden Penetration). Wenn eine sichtbare Leckage auftritt, stoppen Sie die Injektion und notieren Sie das Leckagevolumen, indem Sie das Volumen des verbleibenden Injektionsmittels in der Spritze überprüfen. Wenn die Leckage ein kleines Volumen (<10 μL) hat, absorbieren Sie dann jede Leckage mit Gaze und positionieren Sie die Nadel in ein anderes Pankreasläppchen, um die Injektion abzuschließen.
  12. Ersetzen Sie Milz und Bauchspeicheldrüse und schließen Sie die Bauchdecke mit 5/0 Polyglykolsäurenaht in kontinuierlicher Weise. Schließen Sie die Skin mit Clips.
  13. Überwachen Sie die Maus in einem erwärmten Käfig, bis sie sich von der Narkose erholt hat. Sobald Sie wach und aufmerksam sind, bewegen Sie die Maus zurück in ihren Käfig.

2. Krebsresektionschirurgie: Distale Pankreatektomie und Splenektomie

  1. Der Zeitpunkt der Resektion in Bezug auf die Implantation kann je nach experimentellem Protokoll variieren. Lassen Sie die Tumoren im Allgemeinen mindestens 3 Wochen vor der Resektion wachsen, optimieren Sie dies jedoch empirisch für die jeweilige implantierte Krebszellenlinie.
  2. Führen Sie am Tag vor der Resektionsoperation eine Biolumineszenzbildgebung an den Tieren durch, um das Vorhandensein eines lokalisierten Primärtumors zu bestätigen. Beachten Sie, dass diese bildgebungsstudie einfach verwendet wird, um Mäuse mit offensichtlicher extrapankreasartiger Erkrankung von der Resektion auszuschließen. Weder Größe noch Strahlungsfluss sollten als Schwellenwerte für die Bestimmung der Eignung für die Resektion verwendet werden.
    1. Mäuse wiegen und intraperitoneal (150 mg/kg) mit D-Luciferin injizieren.
    2. Bestimmen Sie den Zeitpunkt des Bildgebungsschritts in Bezug auf die Luciferin-Injektion für jedes Experiment durch die Durchführung einer luciferin-kinetischen Kurve. Der Zeitraum, in dem der Strahlungsfluss über 90% seines Maximums liegt, stellt den optimalen Zeitpunkt für die Biolumineszenzbildgebung dar (in diesem Experiment 18 bis 26 Minuten nach der Injektion).
    3. Induzieren Sie die Anästhesie und halten Sie die Verwendung von Isofluran (4% bzw. 3% mit Sauerstoff) aufrecht und führen Sie die Bildgebung mit einem biolumineszierenden Bildgebungsgerät (z. B. IVIS Lumina II) durch. Verwenden Sie automatische Belichtungs- und Binning-Einstellungen (diese können jedoch für den erwarteten Strahlungsfluss optimiert werden).
  3. Bereiten Sie die Biosicherheitswerkbank der Klasse II für das Verfahren vor. Verwenden Sie eine Heizmatte, die von einem sterilen Kunststoffvorhang überlagert wird. Verwenden Sie zur Vergrößerung während der Dissektion ein Paar 2,5- bis 3,5-fach vergrößerungs-chirurgische Lupen.
  4. Betäuben Sie die Maus mit 80 mg/kg Ketamin und 10 mg/kg Xylazin durch intraperitoneale Injektion.
  5. 5 mg/kg Enrofloxacin Antibiotikaprophylaxe, 2,5 mg/kg Flunixin-Analgesie und 1 ml 0,9% Kochsalzlösung subkutan verabreichen.
  6. Legen Sie die Maus auf das sterile Feld in Rückenlage und tragen Sie Povidon-Jod gefolgt von 70% Ethanol für die Hautvorbereitung auf.
  7. Machen Sie einen Längsschnitt in die Haut des linken Schädelquadranten des Abdomens, vorzugsweise durch die vorherige Schnittstelle.
  8. Sezieren Sie die Haut unverblümt von der darunter liegenden muskulösen Bauchdecke und legen Sie dann einen alm selbsthaltenden Retraktor, um die Hautwunde offen zu halten.
  9. Schneiden Sie die Muskelschicht zwischen der Zette nur auf eine Seite der Nahtlinie der vorherigen Operation und verlängern Sie dann den Schnitt, um die gesamte vorherige Nahtlinie zu entfernen.
  10. Äußeren Sie die Milz und die distale Bauchspeicheldrüse und ziehen Sie sie kranial zurück. Am kaudalen Aspekt der Bauchspeicheldrüse kann der Dickdarm durch filmische Adhäsionen gebunden sein. Wenn dies gefunden wird, sezieren Sie den Dickdarm unverblümt ab.
  11. Geben Sie vorsichtig ein Paar Zangen dorsal an den Körper der Bauchspeicheldrüse und der Milzgefäße und öffnen Sie diesen Raum. Dies gibt ein Segment der Bauchspeicheldrüse für die nachfolgende Ligatur frei.
  12. Ligaieren Sie den Körper der Bauchspeicheldrüse proximal zum Tumor mit einem Titanligaturclip und transektieren Sie dann die Bauchspeicheldrüse distal dazu mit Kauter. Eine alternative Möglichkeit, den Pankreasstumpf zu kontrollieren, besteht darin, ihn vor der Transsektion in Kontinuität mit 5/0 Polyglykolsäurenäht zu ligieren.
  13. Ziehen Sie die Bauchspeicheldrüse kaudal zurück und kauterisieren Sie die gastrosplenischen Gefäße zwischen dem Schädelpol der Milz und dem Magen.
  14. Entfernen Sie die Probe und bestätigen Sie die Hämostase.
  15. Schließen Sie die Bauchdecke mit 5/0 Polyglykolsäurenaht kontinuierlich. Schließen Sie die Skin mit Clips.

3. Postoperatives Management

  1. Überwachen Sie die Maus unmittelbar nach der Betäubung (für beide oben genannten Verfahren) in einem erwärmten Käfig, bis sie sich von der Betäubung erholt hat. Sobald Sie wach und aufmerksam sind, bewegen Sie die Maus zurück in ihren Käfig. Überwachen Sie die Tiere in der postoperativen Phase auf Schmerzen und Anzeichen von Stress. 0,05 mg/kg Buprenorphin durch subkutane Injektion verabreichen und die Tiere 12 Stunden lang genau beobachten.
  2. Überwachen Sie anschließend die Mäuse täglich auf Gewicht, Nahrungsaufnahme und Aktivität. Untersuchen Sie Die Schnittstellen und tasten Sie die Tumorgröße ab. Entfernen Sie hautliche Clips am siebten postoperativen Tag.
  3. Euthanasiern Sie die Maus, wenn humane Endpunkte erreicht sind. Zu diesen humanen Endpunkten gehören: Verlust des Körpergewichts >20%, Merkmale von nicht behandelbarem Stress (einschließlich gebeugter Haltung, Bewegungsmangel oder Pflege) und Tumorgröße größer als 1 cm3, wie durch externe Palpation geschätzt.

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Representative Results

Neunundfünfzig aufeinanderfolgende Mäuse wurden einer Implantationsoperation unterzogen. Bruttoleckagen traten bei acht (14%) Mäuse. Der Grad der Leckage zum Zeitpunkt der Injektion wird wie oben im Protokollabschnitt beschrieben geschätzt. Nach drei Wochen, um diese implantierten Tumoren wachsen zu lassen, wurde eine Biolumineszenz-Bildgebung vor der Resektion durchgeführt, um Mäuse mit grober metastasierender Erkrankung vor der Resektion auszuschließen. Fünfundvierzig (76%) Mäuse wurden einer chirurgischen Resektion unterzogen.

Alle 45 (100%) Mäuse wurden erfolgreich einer distalen Pankreatektomie / Splenektomie ohne Probleme mit Der Hämostase unterzogen. Ein makroskopischer proximaler Pankreasrand größer als 5 mm wurde bei 43 (96%) Mäuse.

Zum Zeitpunkt der Resektion wurden lokale Metastasen in 9/45 (20%) Mäuse – meist in der Nahtlinie (diskontinuierlich mit dem Primärtumor), wobei drei der neun zusätzliche isolierte Knötchen auf der größeren Kurve des Magens und einer einen subkapsulären Knoten auf der Leber zeigen. Der primäre Pankreastumor haftete bei fünf (11%) Mäuse und zur Leber in einem (2%) Maus. Diese adhärenten Strukturen wurden en bloc herausgeschnitten.

Die mittlere (REM) Operationszeit (Induktion bis Verschluss) betrug 22 (0,9) Minuten. Keines der Tiere starb innerhalb von 1 Woche nach der Resektion.

Eine Woche nach der Resektion wurden Mäuse einer Biolumineszenz-Bildgebung unterzogen, um Resterkrankungen zu erkennen. Das Verhältnis der maximalen Ausstrahlung über der ventralen Oberfläche der Maus wurde mit dem des Hintergrunds verglichen. Zweiunddreißig (71%) Mäuse hatten ein maximales Strahlungsverhältnis (Maus:Hintergrund) von <10, was auf eine minimale oder keine Resterkrankung hindeutet.

Figure 1B
Abbildung 1: Maßgeschneiderte Geräte zur Erleichterung der Tumorimplantation. a) Purse-String-Mulltupfer: i) zentrales Loch miteinemDurchmesser von etwa 1 cm, durch das der Pankreasschwanz zum Zeitpunkt der Injektion gelegt wird; (ii) Geldbörsen-String-Naht um das Loch; iii) zweischichtige Gaze; iv) Einzelwurfknoten; v) ein Glied des Nahtmaterials wird mit einem sterilisierenden Indikatorband an der Gaze befestigt; vi) Am anderen Ende des Nahtmaterials befindet sich ein Griff aus Indikatorband. b)Injektionsvorrichtung: (I) Betätigungsspritze. Schlitze, die durch den Körper dieser Spritze geschnitten werden, ermöglichen die Montage der Injektionsspritze (mit der Zellsuspension; nicht gezeigt) auf diesem Spritzenkörper; (II) Controller-Spritze. Dieser ist mit Wasser gefüllt. Ein Durchsenken des Kolbens an der kleineren Controller-Spritze durch den OP-Assistenten führt zu einer Verschiebung des größeren Betätigungsspritzenkolbens. Die Verschiebung des Betätigungskolbens ist kleiner, aber mit einem mechanischen Vorteil, der es der Injektion ermöglicht, den mit dem Injektionsspritzenmechanismus verbundenen Widerstand sowie den Widerstand des Gewebes gegen die Ausdehnung durch das Injektionsmittel zu überwinden. Dies ermöglicht eine präzise und reibungslose Injektion von 50 μL über 10–15 Sekunden; (III) Anschlussrohr aus Polytetrafluorethylen (PTFE) mit einem Innendurchmesser von 0,5 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Discussion

Ein resektionales orthotopisches Mausmodell für Bauchspeicheldrüsenkrebs ist wichtig, da es die Prüfung adjuvanter und neoadjuvanter Behandlungen ermöglicht. Dies ist besonders wichtig bei Bauchspeicheldrüsenkrebs, wo eine Operation die effektivste Behandlung bleibt, aber mit einem hohen Rezidivrisiko verbunden ist. Dieser Artikel beschreibt eine Methode, die zuverlässig einen Bauchspeicheldrüsenkrebs erzeugt, der potenziell mit Resektion heilbar ist, und repliziert das klinische Szenario, in dem eine neoadjuvante / adjuvante Therapie erforderlich ist.

Bedeutung gegenüber bestehenden Methoden
Trotz der Bedeutung adjuvanter und neoadjuvanter Therapien bei Bauchspeicheldrüsenkrebs gibt es in der Literatur nur wenige gut beschriebene orthotopische Resektionsmausmodelle. Diese beschriebenen Resektionsmodelle variierten in ihrer Wiedergabetreue der klinischen Situation beim Menschen. Diese früheren Modelle können grob klassifiziert werden in: (i) nur Tumorexzision mit Fluoreszenzführung; (ii) subtotale Pankreasresektion ohne Splenektomie; iii) distale Pankreatektomie/Splenektomie.

Tumorexzision mit Fluoreszenzführung wurde in der größten Anzahl von Berichten beschrieben15,17,18,19,20,21. Viele dieser Arbeiten stammen aus derselben Forschungsgruppe. Leider wird beim Menschen die lokale Exzision des Tumors allein (Enukleation) beim Pankreasadenokarzinom (PC) aufgrund der hohen Wahrscheinlichkeit eines lokalen Wiederauftretens sowie der Unfähigkeit, den Lymphknotenstatus zu beurteilen, nicht durchgeführt22,23. Daher trübt die Verwendung einer nicht klinisch relevanten Vergleichsgruppe (nicht fluoreszenzgesteuerte Enukleation) die Berichterstattung über die onkologischen Ergebnisse in Arbeiten, die diese Technik beschreiben. Es überrascht nicht, dass die Nicht-Fluoreszenz-Enukleationsgruppen ausnahmslos übermäßige Rezidivratenauf hatten 15,20,21. Im Gegensatz dazu beschrieben Torgenson et al.14 eine ähnliche fluoreszenzgesteuerte Resektionstechnik und berichteten über eine relativ niedrige Rezidivrate von 58% (acht Wochen nach der Resektion). Insgesamt scheinen diese Studien den Nutzen der Fluoreszenzführung für die Visualisierung von Resterkrankungen während der Operation zu demonstrieren. Dies ist jedoch noch nicht der Standard der Behandlung beim Menschen, was eine Einschränkung in Bezug auf die Verwendung in einem Mausmodell darstellt, das darauf abzielt, das klinische Szenario zu replizieren. Dies kann sich natürlich ändern, wenn die fluoreszenzgesteuerte Chirurgie in der klinischen Praxis weit verbreitet wäre.

Ein weiteres Resektionsmodell basierte auf einer subtotalen Pankreatektomie ohne Splenektomie für einen tumor implantierten Tumor, der in den Körper der Bauchspeicheldrüse implantiert wurde13,24. Die klinische Relevanz wird auch in Frage gestellt, da es sich bei der beschriebenen Operation weder um eine Pankreatikoduodenektomie noch um eine distale Pankreatektomie handelte, wie sie beim Menschen durchgeführt wurde. Es überrascht nicht, dass diese Mäuse auch unter hohen Raten von Tumorrezidien litten, sowohl entfernt als auch lokal. Besonders bemerkenswert ist, dass ein Milzrezidien häufig war, was entweder auf eine unzureichende Resektion oder eine mögliche Peritonealtumoraussaat bei der Implantationhindeutet 24.

Ni et al.16 beschrieben ein distales Pankreatektomie/Splenektomie-Modell, das mit Fluoreszenzbildgebung durchgeführt wurde. Enttäuschend ist, dass trotz der Verwendung einer klinisch relevanten Operation (mit Fluoreszenzführung) das Überleben selbst in der distalen Pankreatektomiegruppe sehr kurz war (mittleres Überleben von 18 Tagen). Dieser Grad der fortschreitenden Erkrankung scheint noch schlimmer zu sein als die palliativen Behandlungsmodelle25,26,27, was auf das mögliche Vorhandensein einer groben Resterkrankung nach der Resektion hindeutet. Zuletzt berichteten Giri et al.28 über ein distales Pankreatektomie- und partielles Splenektomie-Mausmodell. Diese Studie ist insofern bemerkenswert, als sie ein immunkompetentes Mausmodell für Krebs darstellt. Diese Studie berichtete jedoch über ein fast universelles lokales und anderes intraperitoneales Tumorrezidiven, was möglicherweise auf okkulte iatrogene Metastasen bei der Implantation hinweist.

Die Verwendung von Mausmodellen, bei denen nach der Resektion eine grobe Resterkrankung vorliegt, um adjuvante Behandlungen zu testen, kann unangemessen sein. Das Problem ist, dass die Behandlung von groben Resterkrankungen nicht wirklich als adjuvante Behandlung eingestuft werden kann, sondern eher als Behandlung mit palliativer Absicht betrachtet werden sollte. In diesem Fall bieten solche Mausmodelle keinen Vorteil gegenüber nicht-resektionalen Modellen mit Erkrankungen mit geringem Volumen.

Tipps und Fallstricke kritischer Schritte
Tumorimplantationsverfahren
Um das klinische Szenario zu replizieren, gibt es in diesem Modell unterschiedliche Herausforderungen, die sich auf die Implantations- und Resektionsverfahren beziehen. Für das Implantationsverfahren sind die größten Herausforderungen, die es zu meistern gilt, die erfolgreiche Implantation und die Vermeidung von Leckagen. Diese beiden Probleme hängen miteinander ab, da ein Versagen der Injektion zu einem groben Austreten der Tumorzellsuspension in die Bauchhöhle führen würde. Dies würde ein Mausmodell mit Peritonealmetastasen erzeugen, das unabhängig von der Pankreasresektion fortschreitet. Dies spiegelt das bekannte klinische Szenario beim Menschen wider, in dem die Pankreasresektion bei metastasierendem PC das Patientenergebnis nicht beeinflusst. Dies ist die Grundlage der Staging-Laparoskopie beim Menschen29.

Der Erfolg der Implantation des Tumors kann intraoperativ als die erfolgreiche Erzeugung einer "Blase" der Zellsuspension ohne offensichtliche Leckage gesehen werden. Am wichtigsten für ein gutes Ergebnis ist die genaue Platzierung der Nadel im Pankreasparenchym. Dies konnte nur erreicht werden, indem die Bauchspeicheldrüse "gestreckt" wurde, so dass die peritoneale Oberfläche straff ist. Die Punktion sollte mit der Nadelschräge nach oben (ventral) erfolgen. Sobald die Nadel die Peritonealoberfläche durchsticht, sollte sie vorgeschoben werden, während die Nadelspitze leicht angehoben wird, so dass die abgeschränkte Oberfläche direkt unter das Peritoneum gleitet. Dies verhindert eine versehentliche Durch- und Durchpunktion der Bauchspeicheldrüse, ein häufiger Fallstrick aufgrund der geringen Abmessungen der Pankreasläppchen der Maus. Sobald sich die gesamte Fase in der Substanz der Bauchspeicheldrüse befindet, wird die Zellsuspension injiziert. Die Vergrößerung des Sehvermögens mit chirurgischen Lupen ist sehr wünschenswert, um die Tiefe der Nadeleindringtiefe genau zu visualisieren.

Eine Reihe von Techniken kann verwendet werden, um das Risiko einer versehentlichen Leckage weiter zu minimieren.
Auswahl eines großen Läppchens zur Injektion. Kleine Läppchen erfordern höhere Drücke, um sich aufzublasen (nach dem Laplaceschen Gesetz), wodurch das Risiko eines Auslaufens um die Nadel an der Einstichstelle erhöht wird.
Optimierung der Einspritzgeschwindigkeit. Die Verwendung einer Injektionsvorrichtung (Abbildung 1b), mit der die Zellsuspension über 10-15 Sekunden injiziert werden kann, dient drei Zwecken. Erstens verringert es die Geschwindigkeit der Druckänderung in der Bauchspeicheldrüse, gibt den Geweben Zeit zur Deform und reduziert das Risiko eines Rückflusses der Suspension. Zweitens kann der Injektionsprozess überwacht und gegebenenfalls gestoppt und die Nadel neu positioniert werden. Jede Leckage kann durch eine Povidon-Jod-getränkte Gaze aufgewischt werden. Drittens befreit es den Bediener davon, den Kolben drücken zu müssen, so dass sich der Bediener darauf konzentrieren kann, die Nadelspitze in der Bauchspeicheldrüse zu halten, während der Assistent die Zellsuspension injiziert.
Verwendung einer zweilagigen Purse-String-Gaze. Diese Gaze bildet einen Kragen um den Pankreasschwanz, der jedes Austreten der Zellsuspension absorbiert und somit die Kontamination in der Bauchhöhle minimiert.

Einige Studien in der Literatur haben eine extrazelluläre Matrixmischung (Matrigel) verwendet, die sich mit der Zeit nach der Injektion verfestigt13,15,24. Dies kann das Risiko von Leckagen nach der Injektion verringern. Ein potenzieller Nachteil dieser Strategie besteht jedoch darin, dass Matrigel oder andere ähnliche extrazelluläre Matrixlösungen nicht-physiologische Wirkungen auf PSCs30ausüben können. Zum Beispiel wurde gezeigt, dass Matrigel PSCs ruhig macht, wodurch die Auswirkungen von PSCs im Modell31,32möglicherweise negiert werden. Eine Alternative zur Injektion von Krebszellen ist die orthotope Implantation von Tumorgewebe (entweder direkt von Patienten oder von subkutanen Mausmodellen). Diese Ansätze haben jedoch ihre eigenen Nachteile. Erstens kann Heterogenität durch Probenahmefehler oder durch Variationen im Volumen des implantierten Gewebes entstehen. Eine solche Heterogenität kann die Leistungsfähigkeit nachfolgender Behandlungsvergleiche verringern. Zweitens kann das Passieren von Tumorgewebe mit einem subkutanen Mausmodell zur Selektion von Subklonen führen, die ein anderes biologisches Verhalten als der ursprüngliche Patiententumor aufweisen.

Tumorresektionsverfahren
In diesem Modell haben wir ein distales Pankreatektomie/ Splenektomieverfahren verwendet, das dem beim Menschen ähnelt. Die Herausforderungen im Zusammenhang mit der Resektionschirurgie hängen von pathologischen und anatomischen Faktoren ab.

Der wichtigste pathologische Faktor ist die Tumorverbreitung. Die lokale Ausbreitung mit geringem Volumen kann zum Zeitpunkt der Pankreasresektion reseziert werden, obwohl dies auf die Möglichkeit einer weiter entfernten Peritoneal- und anderen Metastasierung hinweisen kann. Wir entfernen routinemäßig die Nahtlinie von der ersten Operation, da es sich um einen möglichen Bereich des lokalen Wiederauftretens handelt. Ist der Tumor an umgebenden Strukturen wie der Bauchdecke oder dem linken Leberlappen befestigt, können diese en blocreseziert werden. Anatomisch gesehen ist der Schlüsselschritt die Sezierung der Ebene dorsal zum Körper der Bauchspeicheldrüse. Die Milzvene kann oft hinter der Bauchspeicheldrüse visualisiert werden, sobald die Bauchspeicheldrüse äußerlich ist. Dies ist ein wichtiger Meilenstein, da die embryologische unblutige Ebene sofort dorsal dazu ist.

Es gibt zwei weitere mögliche anatomische Fallstricke in dem hier beschriebenen Modell. Der Dickdarm kann am kaudalen Aspekt des Pankreaskörpers haften. Das Versäumnis, diese Struktur zu mobilisieren, könnte zu einer versehentlichen Darmverletzung zum Zeitpunkt der Pankreasteilung oder Ligatur führen. Die gastrosplenischen Gefäße sind klein und können leicht bluten, wenn sie avulsiert oder unzureichend kauterisiert werden. Darüber hinaus zieht sich der Blutungspunkt nach dem Avulsieren oft tief in den Bauch hinter der größeren Kurve des Magens zurück, was die anschließende Kontrolle der Blutung schwieriger macht. Daher ist ein vorsichtiges Zurückziehen der Milz und kauterie der gastrosplenischen Gefäße erforderlich. Ein Ansatz für eine erfolgreiche Hämostase besteht darin, diese Gefäße auf dem Hilaraspekt der Milz zu kauterisieren, was das Risiko einer versehentlichen thermischen Verletzung der umgebenden hohlen Eingeweide minimiert.

Wir haben festgestellt, dass die Verwendung eines Titan-Ligationsclips, der in der menschlichen Chirurgie zur Ligatur von Gefäßen weit verbreitet ist, eine schnelle und effektive Möglichkeit ist, den Pankreasstumpf zu kontrollieren, mit einer daraus resultierenden Verringerung der Gesamtoperationszeit im Vergleich zur Verwendung von Ligaturen. Dies wurde auch von Giri et al.28verwendet.

Einschränkungen der Technik
Es gibt Einschränkungen für dieses Resektionsmodell der Bauchspeicheldrüse. Eine Einschränkung bezieht sich auf die Zeit, die für die Erzeugung von Rezidiv/Metastasen zulässig ist. Auf der einen Seite muss man die Entwicklung von metastasierenden Erkrankungen maximieren, aber auf der anderen Seite muss man den Tumor resezieren, bevor er lokal fortgeschritten ist. Der Zeitraum zwischen Implantation und Resektion muss daher möglicherweise an das jeweilige klinische Szenario angepasst werden, das man replizieren möchte. Eine weitere Einschränkung betrifft das versehentliche Verschütten und die anschließende Peritonealmetastasierung von Krebszellen, die oben diskutiert wird.

Eine große Herausforderung adjuvanter Behandlungsmodelle besteht darin, den adjuvanten Behandlungseffekt vom chirurgischen Behandlungseffekt zu sezieren. Es ist klar, dass eine gut konzipierte Studie, die randomisiert ist, mit einer Kontrollgruppe, die sich einer Resektionsoperation unterzieht, erforderlich ist. Um die Bewertung der relativen Behandlungseffekte weiter zu verbessern, empfehlen wir, die Tumorbelastung in vivo zu bewerten (z. B. durch die Verwendung von Luciferase-markierten Krebszellen und die Durchführung von in vivo Biolumineszenz-Bildgebung). Trotz des semi-quantitativen Charakters dieser Bewertung in orthotopen Modellen (da das Biolumineszenzsignal durch die Passage durch die darüber darüber verlaufenden Gewebe abgeschwächt wird), ermöglicht dieser Ansatz eine longitudinale Beurteilung der Tumorbelastung, einschließlich der Beurteilung der postoperativen Resterkrankung.

Modifikationen und zukünftige Anwendungen
Die implantierte Zelllinie und/oder Zellzahlen mit oder ohne Pankreas-Sternzellen könnten modifiziert werden, um das klinische Zielszenario12widerzuspiegeln. Die Dauer zwischen Implantation und Resektion könnte ebenfalls geändert werden, um das Risiko der Metastasenbildung zu verändern. Andere Variationen könnten die Implantation von von Patienten oder Mäusen abgeleiteten Xenografts oder Organoidenumfassen 33.

Auch die neoadjuvante Therapie kann innerhalb der Grundzüge des hier beschriebenen Modells getestet werden. Es würde einfach den Beginn der medikamentösen Behandlung vor der chirurgischen Resektion erfordern34. In ähnlicher Weise konnte sowohl die neoadjuvante als auch die adjuvante Therapie an denselben Mäusen untersucht werden.

Schließlich, während wir die Verwendung von athymischen Balb / c-Nacktmäusen beschrieben haben, die ein immundefizientes Modell darstellen, kann ein alternatives immunkompetentes Modell KPC-Tumorzellen umfassen, die in C57B6-Mäuse implantiert wurden28. Dies kann eine nützliche Alternative für die Erprobung von adjuvanten/neoadjuvanten Immuntherapien sein.

Zusammenfassend beschreiben wir eine robuste und reproduzierbare Technik für ein chirurgisches Resektionsmodell von Bauchspeicheldrüsenkrebs bei Mäusen, die das klinische Szenario nachahmt und keine spezielle Ausrüstung erfordert. Dieses Modell kann für die Prüfung von adjuvanten und neoadjuvanten Behandlungen nützlich sein.

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Disclosures

Die Autoren haben in Bezug auf dieses Projekt nichts preiszugeben.

Acknowledgments

Autoren wurden von der Avner Pancreatic Cancer Foundation unterstützt.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Animals, Materials and Equipment for Implantation Procedure
AsPC-1 human pancreatic cancer cell line, luciferase tagged (luc+ gene from Promega PGL3 Basic plasmid) American Type Culture Collection, Manassas, VA, USA supplied by Professor Takashi Murakami, Saitama Medical University, Saitama, Japan
Autoclip wound clips, 9 mm Becton Dickson Pty Ltd, North Ryde, NSW, Australia 500346
Basic Dressing Pack Multigate Medical Products Pty Ltd, Villawood, NSW, Australia
Cancer associated human pancreatic stellate cells Pancreatic Research Group cell bank In house cell bank
Cryogenic tubes, 1.0 mL Thermo Fisher Scientific Australia Pty Ltd, Scoresby, VIC, Australia 366656
Disposable stainless-steel scalpel blade with handle, size 15 Livingstone International, Mascot, NSW, SCP15
Foetal bovine serum (FBS) Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia 16000044
Gilles fine tooth forceps 12 cm Generic stainless steel microsurgical instrument set
Heated mats to maintain body temperature during surgery and postoperative recovery Generic
Homozygous athymic nude mice: Strain BALB/c-Fox1nu/Ausb, female Australian Bioresources, Moss Vale, NSW, Australia
Iscove's modified Dulbecco's medium (IMDM) with 4mM L-glutamine and no phenol red Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia 21056023
Jewellers forceps 11.5 cm Generic stainless steel microsurgical instrument set
Micro needle holder (round handle) 15 cm straight Generic stainless steel microsurgical instrument set
Micro scissors (round handle) 15 cm straight Generic stainless steel microsurgical instrument set
Penicillin 10,000 U/mL, streptomycin 10,000 μg/mL Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia 15140122
Polyglycolic acid suture, size USP 5/0 on 13mm half-circle round-bodied needle Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia C1049407
Portable weighing scale Precision balances, Bradford, MA, USA
Reflex clip applier and clip remover World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA 500345
Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 with phenol red and 300 mg/L Lglutamine Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia 11875085
Round bodied vessel dilator 15 cm, 0.1 mm tip Generic stainless steel microsurgical instrument set
Trypsin 0.05%, EDTA 0.02% Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia 25300054 For pancreatic stellate cells
Trypsin 0.25%, EDTA 0.02% Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia 25200056 For ASPC-1 cells
U-100 insulin syringes, 0.5 mL with 29 G (0.33 mm) × 13 mm needle Terumo Medical Corporation, Elkton, MD, USA
Equipment for Resection Procedure
Alm self-retaining retractor Generic stainless steel microsurgical instrument set
Autoclip wound clips 9 mm Becton Dickson Pty Ltd, North Ryde, NSW 500346
Basic Dressing Pack Multigate Medical Products Pty Ltd, Villawood, NSW, Australia 08-559NP
Disposable stainless-steel scalpel blade with handle, size 15 Livingstone International, Mascot, NSW, SCP15
Gilles fine tooth forceps 12 cm Generic stainless steel microsurgical instrument set
Hand-held high temperature fine tip cautery Bovie Medical Corporation, Melville, NY, USA AA01
Heated mats to maintain body temperature during surgery and postoperative recovery Generic
IVIS Lumina II Bioluminescent Imaging Device Caliper Life Sciences, Hopkinton, MA, USA
Jewellers forceps 11.5 cm Generic stainless steel microsurgical instrument set
Micro needle holder (round handle) 15 cm straight Generic stainless steel microsurgical instrument set
Micro scissors (round handle) 15 cm straight Generic stainless steel microsurgical instrument set
Polyglycolic acid suture, size USP 5/0 on 13mm half-circle round-bodied needle Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia C1049407
Portable weighing scale Precision balances, Bradford, MA, USA
Reflex wound clip applier and clip remover World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA 500345
Round bodied vessel dilator 15 cm, 0.1 mm tip Generic stainless steel microsurgical instrument set
Titanium “Weck style” Ligaclip, small HZMIM, Hangzhou, China
Titanium Ligaclip applier for open surgery, small HZMIM, Hangzhou, China
Volatile anaesthetic machine, including vapouriser and induction chamber Generic Generic vapouriser and induction chamber
Drugs for Procedures
70% w/w ethanol solution Sigma-Aldrich Pty Ltd, Castle Hill, NSW, Australia Applied topically as surgical skin preparation
Buprenorphine 0.3 mg/mL Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia Dose: 0.05 mg/kg s.c.
D-Luciferin (1 U/g) PerkinElmer, Inc., Waltham, MA, USA 122799 diluted in PBS to 15 mg/mL. Dose: 150 mg/kg i.p
Enrofloxacin 50 mg/mL Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia Dose: 5 mg/kg s.c.
Flunixin 50 mg/mL Norbrook Laboratories Australia, Tullamarine, VIC, Australia Dose: 2.5 mg/kg s.c.
Isoflurane Zoetis Australia Pty Ltd., Rhodes, NSW, Australia Dose (vapourised with oxygen): 4% induction, 3% maintenance
Ketamine 100 mg/mL Maylab, Slacks Creek, QLD, Australia Dose: 80 mg/kg i.p.
Povidone-Iodine 10% w/v solution Perrigo Australia, Balcatta, WA, Australia RIO00802F Applied topically to the anterior abdomen as surgical skin preparation
Refresh eye ointment (liquid paraffin 42.5% w/w, soft white paraffin 57.3% w/w) Allergan Australia Pty Ltd, Gordon, NSW, Australia Applied to both eyes
Sodium chloride 0.9% w/v Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia 9481P Dose: 900 μL s.c.
Water for injections BP Pfizer Australia, Sydney, NSW, Australia For dilution of drugs
Xylazine 20 mg/mL Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia Dose: 10 mg/kg i.p.

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References

  1. Noone, A. M., et al. SEER Cancer Statistics Review, 1975-2015, National Cancer Institute. , Available from: https://seer.cancer.gov/csr/1975_2015/ (2018).
  2. Sugiura, T., et al. Margin status, recurrence pattern, and prognosis after resection of pancreatic cancer. Surgery. 154 (5), 1078-1086 (2013).
  3. Hishinuma, S., et al. Patterns of recurrence after curative resection of pancreatic cancer, based on autopsy findings. Journal of Gastrointestinal Surgery. 10 (4), 511-518 (2006).
  4. NCCN Clinical Practice Guidelines in Oncology - Pancreatic Adenocarcinoma (Version 3.2019). National Comprehensive Cancer Network. , Available from: https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/pancreatic.pdf (2019).
  5. Breslin, T. M., et al. Neoadjuvant chemoradiotherapy for adenocarcinoma of the pancreas: treatment variables and survival duration. Annals of Surgical Oncology. 8 (2), 123-132 (2001).
  6. Mokdad, A. A., et al. Neoadjuvant Therapy Followed by Resection Versus Upfront Resection for Resectable Pancreatic Cancer: A Propensity Score Matched Analysis. Journal of Clinical Oncology. 35 (5), 515-522 (2017).
  7. Tachezy, M., et al. Sequential neoadjuvant chemoradiotherapy (CRT) followed by curative surgery vs. primary surgery alone for resectable, non-metastasized pancreatic adenocarcinoma: NEOPA- a randomized multicenter phase III study (NCT01900327, DRKS00003893, ISRCTN82191749). BMC Cancer. 14, 411 (2014).
  8. Barbour, A. P., et al. The AGITG GAP Study: A Phase II Study of Perioperative Gemcitabine and Nab-Paclitaxel for Resectable Pancreas Cancer. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  9. Fu, X., Guadagni, F., Hoffman, R. M. A metastatic nude-mouse model of human pancreatic cancer constructed orthotopically with histologically intact patient specimens. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 89 (12), 5645-5649 (1992).
  10. Marincola, F., Taylor-Edwards, C., Drucker, B., Holder, W. D. Orthotopic and heterotopic xenotransplantation of human pancreatic cancer in nude mice. Current Surgery. 44 (4), 294-297 (1987).
  11. Vonlaufen, A., et al. Pancreatic stellate cells: partners in crime with pancreatic cancer cells. Cancer Research. 68 (7), 2085-2093 (2008).
  12. Xu, Z., et al. Role of pancreatic stellate cells in pancreatic cancer metastasis. American Journal of Pathology. 177 (5), 2585-2596 (2010).
  13. Tepel, J., et al. Adjuvant treatment of pancreatic carcinoma in a clinically adapted mouse resection model. Pancreatology. 6 (3), 240-247 (2006).
  14. Torgenson, M. J., et al. Natural history of pancreatic cancer recurrence following "curative" resection in athymic mice. Journal Surgical Research. 149 (1), 57-61 (2008).
  15. Metildi, C. A., et al. Fluorescence-guided surgery allows for more complete resection of pancreatic cancer, resulting in longer disease-free survival compared with standard surgery in orthotopic mouse models. Journal of the American College of Surgeons. 215 (1), 126-135 (2012).
  16. Ni, X., Yang, J., Li, M. Imaging-guided curative surgical resection of pancreatic cancer in a xenograft mouse model. Cancer Letters. 324 (2), 179-185 (2012).
  17. Hiroshima, Y., et al. Hand-held high-resolution fluorescence imaging system for fluorescence-guided surgery of patient and cell-line pancreatic tumors growing orthotopically in nude mice. Journal of Surgical Research. 187 (2), 510-517 (2014).
  18. Hiroshima, Y., et al. Metastatic recurrence in a pancreatic cancer patient derived orthotopic xenograft (PDOX) nude mouse model is inhibited by neoadjuvant chemotherapy in combination with fluorescence-guided surgery with an anti-CA 19-9-conjugated fluorophore. PLoS One. 9 (12), 114310 (2014).
  19. Hiroshima, Y., et al. Fluorescence-guided surgery in combination with UVC irradiation cures metastatic human pancreatic cancer in orthotopic mouse models. PLoS One. 9 (6), 99977 (2014).
  20. Metildi, C. A., et al. Ratiometric activatable cell-penetrating peptides label pancreatic cancer, enabling fluorescence-guided surgery, which reduces metastases and recurrence in orthotopic mouse models. Annals of Surgical Oncology. 22 (6), 2082-2087 (2015).
  21. Metildi, C. A., et al. Fluorescence-guided surgery with a fluorophore-conjugated antibody to carcinoembryonic antigen (CEA), that highlights the tumor, improves surgical resection and increases survival in orthotopic mouse models of human pancreatic cancer. Annals of Surgical Oncology. 21 (4), 1405-1411 (2014).
  22. NCCN Guidelines: Pancreatic Adenocarcinoma. National Comprehensive Cancer Network. , Available from: https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/pancreatic.pdf (2019).
  23. Maithel, S. K., Allen, P. J. Blumgart's Surgery of the Liver, Biliary Tract and Pancreas, 2-Volume Set (Sixth Edition). Jarnagin, W. R. , Content Repository Only 1007-1023 (2017).
  24. Egberts, J. H., et al. Dexamethasone reduces tumor recurrence and metastasis after pancreatic tumor resection in SCID mice. Cancer Biology & Therapy. 7 (7), 1044-1050 (2008).
  25. Xu, Z. H., et al. Targeting the HGF/c-MET pathway in advanced pancreatic cancer: a key element of treatment that limits primary tumor growth and eliminates metastasis. British Journal of Cancer. , (2020).
  26. Pothula, S. P., et al. Targeting the HGF/c-MET pathway: stromal remodelling in pancreatic cancer. Oncotarget. 8 (44), 76722-76739 (2017).
  27. Pothula, S. P., et al. Hepatocyte growth factor inhibition: a novel therapeutic approach in pancreatic cancer. British Journal of Cancer. 114 (3), 269-280 (2016).
  28. Giri, B., et al. An Immunocompetent Model of Pancreatic Cancer Resection and Recurrence. Journal of Gastrointestinal Surgery. , (2020).
  29. Allen, V. B., Gurusamy, K. S., Takwoingi, Y., Kalia, A., Davidson, B. R. Diagnostic accuracy of laparoscopy following computed tomography (CT) scanning for assessing the resectability with curative intent in pancreatic and periampullary cancer. Cochrane Database of Systematic Reviews. (11), 009323 (2013).
  30. Vaillant, F., Lindeman, G. J., Visvader, J. E. Jekyll or Hyde: does Matrigel provide a more or less physiological environment in mammary repopulating assays. Breast Cancer Research. 13 (3), 108 (2011).
  31. Jesnowski, R., et al. Immortalization of pancreatic stellate cells as an in vitro model of pancreatic fibrosis: deactivation is induced by matrigel and N-acetylcysteine. Laboratory Investigation. 85 (10), 1276-1291 (2005).
  32. Phillips, P. A., et al. Cell migration: a novel aspect of pancreatic stellate cell biology. Gut. 52 (5), 677-682 (2003).
  33. Boj, S. F., et al. Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer. Cell. 160 (1-2), 324-338 (2015).
  34. Egberts, J. H., et al. Superiority of extended neoadjuvant chemotherapy with gemcitabine in pancreatic cancer: a comparative analysis in a clinically adapted orthotopic xenotransplantation model in SCID beige mice. Cancer Biology & Therapy. 6 (8), 1227-1232 (2007).

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Ein orthotopisches Resektions-Mausmodell für Bauchspeicheldrüsenkrebs
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