Summary
В этой статье представлены три простых и доступных анализа для оценки липидного обмена у мышей.
Abstract
Оценка липидного обмена является краеугольным камнем оценки метаболической функции и считается важной для исследований метаболизма in vivo. Липиды представляют собой класс множества различных молекул со многими путями, участвующими в их синтезе и метаболизме. Необходима отправная точка для оценки липидного гемостаза для исследований в области питания и ожирения. В этой статье описываются три простых и доступных метода, которые требуют небольшого опыта или практики для освоения, и которые могут быть адаптированы большинством лабораторий для скрининга аномалий липидного обмена у мышей. Эти методы заключаются в (1) измерении нескольких молекул липидов сыворотки натощая время с использованием коммерческих наборов (2) анализе на способность к обработке липидов с пищей с помощью перорального теста на интралипидную толерантность и (3) оценке ответа на фармацевтическое соединение CL 316,243 у мышей. Вместе эти методы обеспечат высокоуровневый обзор возможностей обработки липидов у мышей.
Introduction
Углеводы и липиды являются двумя основными субстратами для энергетического обмена. Аберрантный липидный обмен приводит к многим заболеваниям человека, включая диабет II типа, сердечно-сосудистые заболевания, жировые заболевания печени и рак. Диетические липиды, в основном триглицериды, всасываются через кишечник в лимфатическую систему и попадают в венозное кровообращение в хиломикронах вблизисердца1. Липиды переносятся липопротеиновыми частицами в кровотоке, где части жирных кислот высвобождаются под действием липопротеинлипазы на периферические органы, такие как мышцы и жироваяткань 2. Оставшиеся богатые холестерином остаточные частицы очищаются печенью3. Мыши широко использовались в лабораториях в качестве исследовательской модели для изучения липидного обмена. С доступными комплексными наборами генетических инструментов и относительно коротким циклом размножения, они являются мощной моделью для изучения того, как липиды поглощаются, синтезируются и метаболизируются.
Из-за сложности липидного обмена сложные исследования липидомики или изотопные индикаторные исследования обычно используются для количественной оценки коллекций липидных видов или связанных с липидами метаболических потоков и судеб4,5. Это создает огромную проблему для исследователей без специализированного оборудования или опыта. В этой статье мы представляем три анализа, которые могут служить начальными тестами перед использованием технически сложных методов. Они являются неконцевальными процедурами для мышей и, таким образом, очень полезны для выявления потенциальных различий в способности к обработке липидов и сужения затронутых процессов.
Во-первых, измерение молекул липидов сыворотки натощая может помочь определить общий липидный профиль мыши. Мышей следует голодать, потому что многие виды липидов поднимаются после еды, а на степень повышения сильно влияет состав рациона. Многие молекулы липидов, включая общий холестерин, триглицериды и неэтерифицированные жирные кислоты (NEFA), можно измерить с помощью коммерческого набора и считывателя пластин, который может считывать поглощение.
Во-вторых, пероральный тест на интралипидную толерантность оценивает способность обращаться с липидами как чистый эффект абсорбции и метаболизма. Перорально вводимый интралипид вызывает всплеск циркулирующих уровней триглицеридов (1-2 часа), после чего уровни триглицеридов в сыворотке крови возвращаются к базальным уровням (4-6 часов). Этот анализ дает информацию о том, насколько хорошо мышь может справляться с экзогенными липидами. Сердце, печень и коричневая жировая ткань являются активными потребителями триглицеридов, тогда как белая жировая ткань хранит ее в качестве энергетического резерва. Изменения в этих функциях приведут к различиям в результатах теста.
Наконец, содействие липолизу для мобилизации накопленных липидов считается возможной стратегией потери веса. Сигнальный путь β3-адренорецепторов в жировой ткани играет важную роль в липолизе адипоцитов, и генетика человека идентифицировала полиморфизм потери функции Trp64Arg в β3-адренергическом рецепторе, коррелируемом с ожирением6. CL 316,243, специфический и мощный агонист β3-адренергических рецепторов, стимулирует липолиз жировой ткани и высвобождение глицерина. Оценка реакции мыши на CL 316,243 может предоставить ценную информацию о разработке, улучшении и понимании эффективности соединения.
В совокупности эти тесты могут быть использованы в качестве начального скрининга для изменений в липидном метаболическом состоянии мышей. Они выбираются по доступности инструментов и реагентов. С помощью результатов, полученных из этих анализов, исследователи могут сформировать общую картину метаболической пригодности своих животных и принять решение о более сложных и целенаправленных подходах.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Животные размещаются в стандартизированных условиях в соответствии с протоколами ухода за животными и экспериментальными протоколами, утвержденными Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию Медицинского колледжа Бейлора (BCM). Животных кормят стандартной или специальной диетой, воды ad libitum и содержат с 12-часовым циклом день/ночь.
1. Измерение липидов сыворотки натощая
- Перенесите мышей в новую клетку после 5 часов вечера и быстро со свободным доступом к воде, на ночь (с примерно 16 часами голодания до эксперимента). Ночное голодание обеспечивает полное опорожнение желудочно-кишечного тракта мышей.
ПРИМЕЧАНИЕ: Мыши едят свои фекалии во время голодания, поэтому отказ от пищи не может гарантировать, что они адекватно голодают. - На следующее утро схватите мышь за хвост и положите ее на поверхность. Осторожно отведите назад хвост мыши, чтобы поместить мышь в ограничительную часть. Поместите носовое удерживающее устройство, чтобы переобучить движение мыши, в то же время позволяя мыши дышать. Затяните ручку носа. Следите за движениями груди, чтобы убедиться, что животное дышит нормально, и сведите к минимуму время, которое мышь проводит в ограничителях.
- Сделайте поверхностный разрез (ник) в хвостовой вене свободно движущейся мыши, и вытяните 25 мкл крови из разреза в стеклянный капилляр (заполняя около 1/3 капилляра), не удерживая мышь. Быстро вдуть кровь в микроцентрифужную трубку.
- Остановите кровотечение с помощью кровоостановительных порошков, пополняйте корм в клетке и убедитесь, что мыши не проявляют признаков стресса.
- Полный забор крови у всех мышей.
- Дайте крови сгуститься, оставив ее ненарушенным при комнатной температуре в течение 1 часа. Раскрутите образцы свернувшой крови при 2000 х г при 4 °C в течение 10 минут в охлажденном настольного микроцентрифуге и перенесите супернатант (сыворотку) для анализа.
ПРИМЕЧАНИЕ: Сыворотка может храниться при -20 °C в течение нескольких недель до анализа. Для длительного хранения держите сыворотку при –70°C. - Анализируйте каждый метаболит липидов с использованием протокола, предоставленного производителем.
2. Пероральный тест на интралипидную толерантность
- После 5 часов вечера взвесьте мышей для расчета внутрилипидного объема, который будет дан им на следующий день. Затем переведите мышей в новую клетку и погружайте их в течение ночи (16 часов).
- На следующее утро отметьте хвосты мышей, размещенных в одной клетке, чтобы помочь идентифицировать их на последующих этапах кровотечения.
- Сделайте кольцу в хвостовой вене и вытяните 15 мкл крови из разреза в стеклянный капилляр (заполняя около 1/5 капилляра), и быстро вдуйте кровь в микроцентрифужную трубку для T = 0 сыворотки.
ПРИМЕЧАНИЕ: Нет необходимости останавливать кровотечение во время анализа, если у мышей не наблюдается избыточное кровотечение. - Мышей Gavage 20% интралипида с использованием иглы 18G gavage в соотношении 15 мкл на грамм массы тела, используя вес тела до голодания. Укладывая каждую мышь на 1 минуту.
ПРИМЕЧАНИЕ: Взвесьте животное и определите подходящий размер иглы. Как правило, игла 18 калибра подходит для мышей >25 г, а игла 20-22 калибра будет более подходящей для мелких животных. Похватите мышь, схвня кожу за плечи, чтобы удержать голову животного на месте. Поместите иглу в рот, а затем осторожно продляйте вдоль верхнего неба, пока пищевод не будет достигнут. Трубка должна проходить без сопротивления. Как только достигается надлежащая глубина, Интралипид можно медленно вводить. Осторожно удалите иглу под тем же углом во время введения иглы после введения Интралипида. Верните животное в клетку и следите за признаками затрудненного дыхания или другого дистресса.
ПРИМЕЧАНИЕ: Исследователи, которые неопытны в методах орального кровотечения или кровотечения хвоста, могут сложить каждую мышь на 2 минуты или даже дольше. - Забор крови при T = 1, 2, 3, 4, 5 и 6 часов: Вытягивайте 15 мкл крови (1/5 капилляра) на мышь через хвостовое кровотечение и быстро вдувайте кровь в микроцентрифужную трубку.
- Раскрутите образцы крови при 2000 х г при комнатной температуре в течение 10 минут в микроцентрифуге. Перенесите супернатант, включая плавающий жировой слой, в ПЦР-трубку для хранения. Супернатант может храниться при –20 °C в течение нескольких недель до анализа.
ПРИМЕЧАНИЕ: Супернатант должен быть плазменным. Если некоторые образцы уже свернули к моменту центрифугирования, это не влияет на измерение триглицеридов. - После последнего забора крови остановите кровотечение с помощью кровоостанавливающих порошков, пополняйте корм в клетке и убедитесь, что мыши не проявляют признаков экстремального стресса.
- Загрузите 2 мкл стандартного триглицерида и собранных супернатантов в 96-луночную пластину.
- Добавьте 200 мкл триглицеридного реагента и дайте пластине инкубироваться в течение 5 минут при 37 °C для развития цвета.
- Измерьте поглощение при 500 нм с опорной длиной волны 660 нм в лабораторном считывателе пластин и рассчитайте концентрацию образца.
3. Агонист адренергических рецепторов β3 CL 316,243 Стимулированный анализ липолиза
- Готовят CL 316,243 в виде бульонного раствора 5 мг/мл (50x) в стерильном физиологическом растворе и хранят при –20°C до использования.
- Утром взвесьте мышей, чтобы рассчитать количество разбавленного раствора CL 316 243, необходимого для эксперимента. Мышь будет получать 10 мкл на грамм массы тела разбавленного CL 316 243 для конечной дозы 1 мг/кг массы тела.
- Перенесите мышей в новую клетку со свободным доступом к воде, и постите их в течение 4 часов.
- Сделайте достаточное количество 1x CL 316,243 раствора из 50x запаса, используя физиологический раствор. Конечная концентрация 1x раствора CL 316,243 составляет 0,1 мг/мл. Используйте физиологический раствор для контрольной группы лечения.
- Отметьте хвосты мышей, размещенных в одной клетке, для легкой идентификации во время этапов кровотечения.
- Сделайте кольцу в хвостовой вене, и вытяните 15 мкл крови из разреза в стеклянный капилляр (заполняя около 1/5 капилляра), и быстро вдуйте кровь в микроцентрифужную трубку для образца T = 0.
ПРИМЕЧАНИЕ: Нет необходимости останавливать кровотечение во время анализа, если у мышей не наблюдается избыточное кровотечение. - Вводить разбавленный раствор CL 316,243 (или контрольный, если включен в эксперимент) внутрибрюшинно в объеме 10 мкл/г массы тела. Укладывая каждую мышь на 1 минуту. Используйте максимум 5 мышей для каждого 60-минутного эксперимента или 10 мышей для команды из двух человек.
- Забор крови при T = 5, 15, 30, 60 минут: забор 15 мкл крови (1/5 капилляра) на мышь через хвостовое кровотечение.
- После последнего забора крови остановите кровотечение с помощью кровоостанавливающих порошков, пополняйте корм в клетке и убедитесь, что мыши не проявляют признаков экстремального стресса.
- Спиновые образцы крови при 2000 х г при 4 °C в течение 5 минут в охлажденном микроцентрифуге. Переложите супернатант в трубку ПЦР для хранения. Супернатант можно хранить при –20°C в течение нескольких недель до анализа.
- Нагрузляли 1 мкл 2-кратно последовательно разбавленными эталонами глицерина (0,156, 0,312, 0,625, 1,25 и 2,5 мг/мл эквивалента триолеина концентрациями) и собирали супернатанты в 96-луночную пластину. Добавьте 100 мкл свободного глицеринового реагента и дайте пластине инкубироваться в течение 5 минут при 37 °C для развития цвета.
- Измерьте поглощение при 540 нм с помощью лабораторного считывателя пластин и рассчитайте концентрацию образца.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Мы показываем тремя выдержками, что каждый анализ предлагает ценную информацию о липидной информации мышей. Для самцов мышей C57BL/6J, которым бросили вызов восемь недель кормления с высоким содержанием жиров (HFD), начиная с восьминедельного возраста, общий уровень холестерина был значительно повышен, в то время как сывороточные триглийцериды и NEFA не были(таблица 1),предполагая, что триглицериды и NEFA в крови преимущественно не регулируются диетическим жировым вызовом. Во второй когорте мышей подпоезда C57BL/6J и C57BL6/N C57BL6 кормили HFD в течение восьми недель, начиная с восьминедельного возраста. Их уровни триглицеридов в сыворотке крови сравнивались после перорального интралипидного вызова. Результаты продемонстрировали поразительную разницу между подстренами 6N и 6J, причем 6J имел значительно более высокий пик уровней триглицеридов в сыворотке крови после интралипидного введения, что указывает на усиленную абсорбцию или гораздо более медленный клиренс триглицеридов(рисунок 1). Наконец, для восьминедельных самцов мышей C57BL/6J, которых кормили нормальным чау (NC), одно лечение CL 316 243 (1 мг/кг массы тела) привело к значительному увеличению сывороточного глицерина. Однако ежедневная внутрибрюшинная предварительная обработка мышей с массой тела 1 мг/кг CL 316,243 в течение одной недели приводила к притуплению реакции на CL 316,243, что свидетельствует о развитии резистентности к CL 3116,263 у этих мышей(Рисунок 2).
| Параметры сыворотки | ЧПУ | ВЧД | Значение P |
| Холестерин (мг/дл) | 132,7±10,3 | 202.3±8.4 | 0.0002 |
| Триглицерид (мг/дл) | 91.7±9.1 | 79.3±4.5 | 0.26 |
| Неэтерифицированные жирные кислоты (ммоль/л) | 1.47±0.12 | 1.48±0.08 | 0.73 |
Таблица 1: Липидные виды натощая у мышей, которых кормили нормальным чау (NC) или диетой с высоким содержанием жиров (HFD) в течение восьми недель. Данные выражаются в виде средних значений ± SEM. N = 6 для группы NC, n = 12 для группы HFD. P-значение определяли с помощью t-теста двуххвостого студента.
Рисунок 1: Пример результатов, демонстрирующих разницу в сывороточных триглицеридах субстренов C57BL/6 после перорального интралипидного вызова. Данные выражаются в виде средних значений ± SEM. N = 5 для каждой группы. P-значение определялось с помощью двухсторего теста T-тестаСтьюдентов в каждый момент времени. * p < .05, ** p < .01. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Пример результатов, демонстрирующих развитие резистентности к лечению CL 316,243у мышей C57BL/6Jпосле одной недели ежедневного лечения CL 316,243. Данные выражаются в виде средних значений ± SEM. N = 5 для каждой группы. P-значение определялось с помощью двухсторего теста T-тестаСтьюдентов в каждый момент времени. ** p < .01. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Три описанных анализа надежно функционируют в лаборатории, с несколькими критическими соображениями. Ночное голодание требуется для определения уровня липидов в сыворотке натощите и перорального теста на интралипидную толерантность. Для перорального теста на интралипидную толерантность критически важно вращать кровь при комнатной температуре, чтобы свести к минимуму образование жирового слоя, особенно в 1- и 2-часовых временных точках; важно не отбросить этот жировой слой, если он образуется. Обязательно перенесите супернатант с липидным слоем и аккуратно пипетируйте, чтобы смешать их вместе для определения триглицеридов.
Интерпретация уровня липидов в сыворотке крови натощая
Было показано, что голодание снижает уровень общего холестерина у мышей7,тогда как хроническое потребление диет с высоким содержанием жира повышает общий уровень холестерина8. Существует два основных типа холестерина: липопротеин-холестерин высокой плотности (ЛПВП-С) и холестерин липопротеинов низкой плотности (ЛПНП-С). ЛПВП-С считается «хорошим» липидом у людей. Он переносит холестерин и транспортирует его в печень, чтобы вымыть из системы. ЛПНП-Cs составляют большую часть холестерина в сыворотке крови человека, и они могут накапливаться в артериях, что приводит к основным заболеваниям артерий. Однако у мышей отсутствует важный фермент, белок переноса холестеринового эфира (CETP)9,который опосредует обмен триглицеридов на этерифицированный холестерин между ЛПВП и апоB-липопротеинами10. Это дает мышам совершенно другой профиль частиц липопротеинов, причем ЛПВП являются основным видом. В результате изменение общего уровня холестерина в сыворотке крови в первую очередь отражает изменения уровня ЛПВП-С.
Как у мышей, так и у людей высокий уровень триглицеридов в сыворотке крови может увеличить воспаление низкой степени и может ухудшить сердечную функцию11,12. Однако HFD не повышает уровень триглицеридов в сыворотке крови. Генетические факторы могут играть доминирующую роль в уровнях триглицеридов в сыворотке крови по сравнению с метаболическими состояниями13. NEFA в крови может жадно всасываться и использоваться многими органами, подавляться инсулином и питанием, а также увеличиваться адреналином14. Кормление HFD не изменяет уровень NEFA в сыворотке, предполагая, что гормональный сигнал доминирует в регуляции уровней NEFA в сыворотке.
Интерпретация перорального теста на интралипидный клиренс
Перорально вводимый интралипид всасывается эпителиальными клетками кишечника и переносится в частицах липопротеинов в кровоток, где он высвобождается и используется периферическими органами. Изменения активности липопротеинлипазы, поглощения триглицеридов периферической тканью и окисления будут влиять на динамику уровня триглицеридов в сыворотке крови. Например, коричневые и бежевые адипоциты жадно окисляют жирные кислоты для производства тепла. Воздействие холода значительно повышает активность коричневых и бежевых адипоцитов, ускоряя плазменный клиренс триглицеридов15. Пероральный тест на интралипидный допуск был решающим для оценки влияния воздействия холода на метаболизм триглицеридов, как показано в статье15.
Оценка соединений, нацеленных на липолиз жировой ткани
Активация липолиза передается симпатической нервной системой, эндокринными факторами, различными метаболитами. Многие соединения были введены в разработку фармацевтическими компаниями для содействия липолизу жировойткани 16,17. Оценка их эффективности на доклинических животных моделях, таких как мыши, имеет решающее значение для облегчения процесса разработки. Здесь мы используем агонист β3-адренергических рецепторов, CL 316,243, в качестве примера, чтобы проиллюстрировать, как мы можем оценить, как мышь реагирует на соединение и проявляет ли мышь различные уровни чувствительности к соединению в разных метаболических состояниях. Как видно из примерных результатов, повторное использование CL 316,243 вызывало десенсибилизацию к лечению у мышей. Мы использовали CL 316,243, чтобы проиллюстрировать, как мы можем оценить реакцию мыши на острое лечение; Что еще более важно, эта концепция и дизайн могут быть легко применены к другим молекулам, нацеленным на метаболизм липидов жировой ткани.
Ограничения
Несколько выбранных видов липидов предлагают ограниченную информацию о метаболизме липидов у мышей. Из-за небольшого количества сыворотки, доступной из хвостового кровотечения, этот протокол измеряет только общий холестерин и не различает ЛПВП-С и ЛПНП-С, так как эти анализы требуют значительного количества крови. Поскольку мыши уникальны тем, что им не хватает CETP, общий холестерин является хорошим приближением, и больше HDL-C у мышей не указывает на здоровый липидный профиль, поэтому дополнительная информация, полученная путем различения холестерина в разных частицах липопротеинов, ограничена.
Уровни липидов в сыворотке крови, включая уровни триглицеридов, обычно являются чистым эффектом абсорбции и экскурсии многими органами, действующими очень динамичным образом. Интерпретация результатов обычно требует экспериментальной установки только с одной переменной. Как показано в примерном результате, не может быть сделано никакого конкретного вывода относительно поглощения или экскурсии липидов между субстрейнами C57BL/6J и C57BL/6N мышей C57BL/6. Тем не менее, в процитированном исследовании воздействия холода15,предварительные знания, а иногда и предположения могут быть использованы для исключения вклада из других переменных, и авторы смогли определить конкретную ткань и обнаружили, что коричневая жировая ткань способствует усилению клиренса триглицеридов.
Наконец, метаболизм является динамичным процессом. Изменение одного метаболита в липидном метаболическом пути обеспечивает только снимок общего состояния. Чтобы понять поток, требуется более сложное исследование потока с использованием методов отслеживания изотопов.
Таким образом, простота является как силой, так и слабостью этого протокола. Три анализа, представленные здесь, не предназначены для изучения конкретных путей метаболизма липидов, а скорее для обеспечения первоначального скрининга или отправной точки для оценки липидного обмена в общих исследованиях в области питания и ожирения.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Эта работа поддерживается Национальными институтами здравоохранения (NIH), грантом R00-DK114498 и Министерством сельского хозяйства США (USDA), грант CRIS: 3092-51000-062 для Y. Z.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 20% Intralipid | Sigma Aldrich | I141 | |
| BD Slip Tip Sterile Syringes 1ml | Shaotong | B07F1KRMYN | |
| CL 316,243 Hydrate | Sigma-Aldrich | C5976 | |
| Curved Feeding Needles (18 Gauge) | Kent Scientific | FNC-18-2-2 | |
| Free Glycerol Reagent | Sigma Aldrich | F6428 | |
| Glycerol Standard Solution | Sigma | G7793 | |
| HR SERIES NEFA-HR(2)COLOR REAGENT A | Fujifilm Wako Diagnostics | 999-34691 | |
| HR SERIES NEFA-HR(2)COLOR REAGENT B | Fujifilm Wako Diagnostics | 991-34891 | |
| HR SERIES NEFA-HR(2)SOLVENT A | Fujifilm Wako Diagnostics | 995-34791 | |
| HR SERIES NEFA-HR(2)SOLVENT B | Fujifilm Wako Diagnostics | 993-35191 | |
| Matrix Plus Chemistry Reference Kit | Verichem | 9500 | |
| Micro Centrifuge Tubes | Fisher Scientific | 14-222-168 | |
| Microhematrocrit Capillary Tube, Not Heparanized | Fisher Scientific | 22-362-574 | |
| NEFA STANDARD SOLUTION | Fujifilm Wako Diagnostics | 276-76491 | |
| Phosphate Buffered Saline | Boston Bioproducts | BM-220 | |
| Thermo Scientific Triglycerides Reagent | Fisher Scientific | TR22421 | |
| Total Cholesterol Reagents | Thermo Scientifi | TR13421 |
References
- Dixon, J. B. Mechanisms of chylomicron uptake into lacteals. Annals of the New York Academy of Sciences. 1207, Suppl 1 52-57 (2010).
- Nuno, J., de Oya, M.
- Williams, K. J. Molecular processes that handle -- and mishandle -- dietary lipids. Journal of Clinical Investigation. 118 (10), 3247-3259 (2008).
- Burla, B., et al. MS-based lipidomics of human blood plasma: a community-initiated position paper to develop accepted guidelines. Journal of Lipid Research. 59 (10), 2001-2017 (2018).
- Umpleby, A. M. Hormone measurement guidelines: Tracing lipid metabolism: the value of stable isotopes. Journal of Endocrinology. 226 (3), 1-10 (2015).
- Mitchell, B. D., et al. A paired sibling analysis of the beta-3 adrenergic receptor and obesity in Mexican Americans. Journal of Clinical Investigation. 101 (3), 584-587 (1998).
- Mahoney, L. B., Denny, C. A., Seyfried, T. N. Caloric restriction in C57BL/6J mice mimics therapeutic fasting in humans. Lipids in Health and Disease. 5, 13 (2006).
- Hayek, T., et al. Dietary fat increases high density lipoprotein (HDL) levels both by increasing the transport rates and decreasing the fractional catabolic rates of HDL cholesterol ester and apolipoprotein (Apo) A-I. Presentation of a new animal model and mechanistic studies in human Apo A-I transgenic and control mice. Journal of Clinical Investigation. 91 (4), 1665-1671 (1993).
- Hogarth, C. A., Roy, A., Ebert, D. L. Genomic evidence for the absence of a functional cholesteryl ester transfer protein gene in mice and rats. Comparative Biochemistry and Physiology - Part B: Biochemistry & Molecular Biology. 135 (2), 219-229 (2003).
- Tall, A. R. Functions of cholesterol ester transfer protein and relationship to coronary artery disease risk. Journal of Clinical Lipidology. 4 (5), 389-393 (2010).
- Singh, A. K., Singh, R. Triglyceride and cardiovascular risk: A critical appraisal. Indian Journal of Endocrinology and Metabolism. 20 (4), 418-428 (2016).
- Miller, M., et al. Triglycerides and cardiovascular disease: a scientific statement from the American Heart Association. Circulation. 123 (20), 2292-2333 (2011).
- Dron, J. S., Hegele, R. A.
- Dole, V. P. A relation between non-esterified fatty acids in plasma and the metabolism of glucose. Journal of Clinical Investigation. 35 (2), 150-154 (1956).
- Bartelt, A., et al. Brown adipose tissue activity controls triglyceride clearance. Nature Medicine. 17 (2), 200-205 (2011).
- de Souza, C. J., Burkey, B. F. Beta 3-adrenoceptor agonists as anti-diabetic and anti-obesity drugs in humans. Current Pharmaceutical Design. 7 (14), 1433-1449 (2001).
- Braun, K., Oeckl, J., Westermeier, J., Li, Y., Klingenspor, M. Non-adrenergic control of lipolysis and thermogenesis in adipose tissues. Journal of Experimental Biology. 221, Pt Suppl 1 (2018).
