Summary
כתב יד זה מתאר שיטה להעברה ממוקדת לכליה אחת באמצעות קטטר שהונח בבטן הבטן האינפרנלית בעכבר.
Abstract
יש צורך בזריקות מכוונות כדי לאפשר חשיפה מוגברת וספציפית לכליות להערכה יעילה של מטרות סמים בתחום מחקר הכליות. הצטברות של תרופות באיברים מסוימים עלולה להוליד השפעות שליליות ולא רצויות, בהתאם לאופי של הזרקה. כדי למזער את הדליפה ו/או הצטברות ברקמות אחרות, השיטה המתוארת בזאת מכוונת את הניסוח למחזור הדם של עורק הכליה על ידי החדרת קטטר לאבר העורקים הכלייתי אינפרא, ממש מתחת למקום שבו הוא מסתעף לתוך עורק הכליה, וכתוצאה מכך הכליה כמו הגיע לראשונה איבר והפצה של ניסוח בכליות.
כתב יד זה מספק תיאור מפורט של השיטה, כמו גם אתגריה וקשייה. היא מנחה את הנסיין להיות מיומן עם סוג זה של מיקרו-כירורגיה הדורשת דיוק בתנאים סטריליים. מהירות חיונית למזעור איסכמיה ותרגול ההליך יגדיל את הסיכוי לזריקות מוצלחות ללא תופעות לוואי. על ידי לווסת את הזמן בין הזרקה רפרושופ, כמו גם את נפח מוזרק, הסיכון של זליגה לאיברים אחרים הוא הקלה.
שים לב כי טכניקה זו מתאימה לאסטרטגיות מנון יחיד.
Introduction
בתחום המחקר הפרה-קליני בתעשיית התרופות, פיתוח מודלים ושיטות הוא חלק מהעבודה היומיומית. יש עניין גובר ביכולת לכוון תרופות לאיברים ספציפיים, או אפילו לתאים נפרדים של איבר, ללא זליגה/לכלימה גדולה, דרך זרם הדם, לרקמות אחרות. זה כדי לאפשר חשיפה מוגברת וספציפית להערכה יעילה של יעדי תרופות במודלים של אזורי מחלה שונים 1,2,3,4.
דרך נפוצה להעברת חומרים היא על ידי מסלולים מערכתיים (למשל, דרך וריד הזנב) שכן הוא פחות פולשני מהשיטה המתוארת בכתב יד זה. עם זאת, הממשל המערכתי מגביר את הסיכון לחילוף חומרים מוגבר או הצטברות של התרכובת ברקמות אחרות מאשר איבר היעד המיועד, כאשר עוברים דרך איברי סינון כגון הריאה, הכבד והטחול 2,3,5. מלבד לא להגיע לרקמה המיועדת, זה עלול להוליד השפעות שליליות ו/או לא רצויות, בהתאם לאופי של הזרקה. רק מולקולות קטנות מאוד לעבור את נימים של סינון איברים ולכן משלוח ממוקד חשוב במיוחד אם עובדים עם מולקולות גדולות יותר 6.
כדי למזער את הדליפה ו/או הצטברות של ניסוח מוזרק, ברקמות אחרות, השיטה המתוארת בזאת מכוונת את הניסוח למחזור הדם של עורק הכליה באמצעות קטטר המוחדר לתוך אב העורקים הבטן ממש מתחת למקום שבו הוא מסתעף לתוך עורק הכליה, וכתוצאה מכך הכליה כמו איבר הגיע לראשונה. יתרון נוסף עם הממשל המודרך הזה הוא כי מינון / נפח נמוך יותר ניתן להשתמש כדי להגיע לאותה רמה של חשיפה כפי שהושג באמצעות ניהול מערכתי 3.
מסלולים אחרים של הממשל נחקרו, למשל, זריקות באמצעות קטטר ישירות לתוך עורק הכליה. בידיים שלנו, זה נמצא כדי להציג סיכון גבוה יותר של כישלון להחזיר את זרימת הדם לכליה. הקוטר הקטן מאוד של עורק הכליה (בקוטר של כ-0.35-0.55 מ"מ) הופך את החתך לגדול יחסית ומהווה סיכון לחסימת ו/או תסחיף בעת סגירת חור הכניסה. על פי הניסיון שלנו נזק איסכמי הקשורים לכליה התרחשו לעתים קרובות בעת שימוש בשיטה זו, ולכן פיתחנו דרך חדשה זו של מיקוד מוצלח של הכליה על ידי הזרקת חומרים באמצעות חתך של אבי העורקים גדול יותר כדי למקד את הכליה.
ישנן טכניקות דומות המפותחות בחולדות המתבטאות גם באתגרים ובסיכון להיצרות/פקקת בעבודה עם זריקות ישירות לעורק הכליה 5. זה תומך בממצאים שלנו מכיוון שהכלים בעכברים קטנים עוד יותר.
כתב יד זה ווידאו מתארים, בפירוט, כיצד ניתן לכוון זריקות לעורק הכליה בעכברים באמצעות קטטר שהוכנס לאבי העורקים, כמו גם הדרכה כיצד להתגבר על קשיים נפוצים בהליך, לעבוד בצורה הבטוחה ביותר האפשרית ובכך להגדיל את הרבייה.
Protocol
הליכים ניסיוניים אושרו על ידי המעבדה האזורית לאתיקה של בעלי חיים בגטבורג, שוודיה.
1. טיפול טרום ניתוחי
- השתמש בטכניקות סטריליות כדי למנוע זיהומים.
- תחת הרדמה (למשל, איזופלורן) ועבודה בצורה הכי אספטית שאפשר, לגלח את אזור הניתוח ולהסיר את הפרווה עם קרם להסרת שיער. השאירו את השמנת כדקה (מקסימום 2 דקות כדי למנוע כוויות בעור). לשטוף בזהירות עם מים. צעד ראשון זה יכול להיעשות 1-2 ימים לפני הניתוח, כדי למנוע קירור נוסף של החיה ממש לפני הניתוח.
- החל חומר סיכה עיניים על העיניים כדי למנוע יובש.
- כדי למנוע זיהומים, לשטוף את האזור הכירורגי עם ניקוי עור חיטוי ולנגב את האזור עם חיטוי (chlorhexidine) ממש לפני הניתוח.
- משכך כאבים
- מינון מראש של החיה עם משככי כאבים אם זה לא הליך סופני: Buprenorphine (למשל, temgesic) 0.05-0.1 מ"ג /ק"ג s.c.)
- נוגדי קרישה
- השתמש נוגדי קרישה כדי למנוע קרישי דם: 10 IU של הפרין דרך וריד הזנב ממש לפני הניתוח (מקסימום 5 מ"ל / קילוגרם).
2. הליך כירורגי
- מובלעות אוטומטיות את המכשירים ומשתמשות בקטטרים סטריליים. יש להתרחץ עם סבון hibiscrub וללבוש מסכת פנים, רשת שיער ושמלה כירורגית סטרילית וכפפות. יש אדם שני לטפל בבעלי החיים וכל המשימות "מלוכלכות".
- להרדמה, השתמש isoflurane. לגרום להרדמה על ידי הצבת העכבר בתיבת הרדמה עם 5% isoflurane. לאחר האינדוקציה, בדוק את עומק ההרדמה על ידי בדיקת רפלקסים ונשימה.
- במהלך הניתוח, מניחים מסכת פנים על העכבר כדי לתת מינון תחזוקה של 2% isoflurane.
- לשטוף את החיה עם היביסקרוב וכלורהקסידין לפני לשים על השולחן הכירורגי.
- לאחר הרדמה, מניחים את העכבר על כרית כירורגית מחוממת בתנוחת supine ולתקן את הגפיים העליונות והתחתונות על כרית באמצעות סרט דבק נמוך טקטיקה. ודא כי הגפיים העליונות נשמרות במצב תקין כדי למנוע דחיסת ריאות. במידת האפשר, יש להשתמש במקור חום לא חשמלי.
הערה: אנו משתמשים בהרדמה בשאיפה (למשל, isoflurane) להתאמות קלות יותר במהלך הניתוח. - לעטוף את העכבר בניילון נצמד (למשל, Press'n Seal) ולבצע את העבודה עם מיקרוסקופ כירורגי.
- הגן על הרקמות מפני ייבוש על ידי הוספת מלוחים כל הזמן לאזור הניתוח. זה גם עוזר לשמור על הרקמה אלסטית וממזער את הסיכון לנזק בעת ביצוע הניתוח. מלוחים צריך להיות סביב 37 מעלות צלזיוס, כדי למנוע קירור של החיה.
- לאחר פתיחת חלל הבטן עם חתך קו האמצע עם מלקחיים ומספריים, להשתמש לח, מקופל, לדחוס לדחוף את כל האיברים האחרים הצידה כדי לקבל תצוגה טובה על אזור הניתוח.
- השתמש רקטורים יש סקירה טובה של אזור הניתוח (וו קהה 5 מ"מ).
- לוקליזציה של כאבי העורקים והכליה השמאלית.
- באמצעות שני מלקחיים מיקרוכירורגיים, לנקות בעדינות את העורקים, הן בגולגולת (ראה 2.10.1) ו caudally (ראה 2.10.2) מן הכליה, מן הרקמות שמסביב ומניחים קשירה מתחתיו (6-0 משי). היזהר לא לצבוט מבנים. לעבוד בדרך שלך על ידי מתיחה בעדינות ומושך את הרקמות, מקבל קרוב לעורק הכליה ככל האפשר. סביב כלי הדם ישנם מספר עצבים שלא ניתן לגלות בקלות. זכור זאת מכיוון שעצבים פגומים עלולים לגרום לשיתוק או לבעיות אחרות לאחר הניתוח.
- באופן גולגולתי (מעל) הכליה, להשתמש קשירה זו כדי להרים את העורקים כדי לחסום לרגע את זרימת הדם בעת ביצוע ההזרקה. בתנוחה זו, ממש מעל המקום שבו עורק הכליה, אב העורקים מסתעף בכיוון ההפוך (למעיים, ראו איור 1). על מנת למנוע דחיפת הזריקה בדרך זו, לשים את ligature מתחת לענף זה. השאירו את הקשירה ללא כל מתח עד תחילת הליך ההזרקה.
- Caudally (להלן) הכליה, למקם את החתך קרוב למקום שבו אב העורקים מסתעף אל עורק הכליה / הכליה, כדי למנוע ענפים פוטנציאליים אחרים. Caudally מן הכליה העורקים קרוב מאוד וריד הבטן. היזהר מאוד לא לפגוע בווריד.
- הזרקת
- כאשר כל החיבורים נמצאים במקום; ראשית למתוח את התחתון ושנית את הרצועה העליונה כדי לחסן את זרם הדם כדי לכוון את הנוזל מוזרק לכליה.
- באמצעות מחט אקופונקטורה (Ø 0.25 מ"מ), לנקב ולהנחות את הקצה (מעוגל) של קטטר (32GA) לתוך אב העורקים ולאבטח אותו עם קשר אחד על קשירה, כך שהוא לא יזוז או לדלוף במהלך ההזרקה. (איור 1). שימוש במחט אקופונקטורה במקום במספריים מאפשר יצירת חור כניסה מינימלי בכלי.
- להזריק 50 μL של נוזלים. הכליה צריכה להפוך חיוורת, המציין כי הזריקה יש perfused את הכליה בסופו של דבר במקום המיועד.
- בשלב זה ישנם שני תרחישים שונים אפשריים.
- תן קצת זרימת דם בחזרה לכליה על ידי בזהירות לשחרר את המתח ברצועה העליונה לפני סגירת חור הכניסה. בדרך זו איסכמיה הוא ameliorated אבל להיות מודעים לכך הנוזל מוזרק יכול להיות פינה במהירות באמצעות וריד הכליות ובכך לא מאפשר מספיק זמן לשכון.
- או להמשיך בניתוח מבלי להחזיר את זרימת הדם.
- לאחר הידוק הקשירה העליונה שוב, למשוך את הקטטר, לתפור את העורקים ולהחזיר את זרימת הדם המלאה.
- הסר את הקשירה המחזיקה את הקטטר.
- משוך את הקטטר.
- לתפור את חור הכניסה עם תפר אחד (אתילון 11-0, מחט מעוגלה).
- תחילה לשחרר את הקשירה התחתונה ולאחר מכן לאט מאוד לשחרר את אחד העליון. אם יש דליפה להדק את הקשירה שוב, לחכות כמה שניות ולנסות שוב. שמור את הזמן הכולל איסכמיה למקסימום של 5-10 דקות כדי למנוע נזק איסכמי.
- בדוק את המוצקות על ידי דחיפת האזור ולחפש פעימות ולדאוף כי הכליה חוזרת "צביעה נורמלית" כדי להבטיח כי recirculation הוקמה.
- חותכים את החוטים ולהסיר את ליגטורות מתחת לאוורטה.
- הסר את הדחיסה ולדחוף את המעיים בחזרה במקום. להחזיר כמה נוזלים, על ידי הוספת מלוחים לתוך חלל הבטן ולתפור את peritonea (Vicryl 6-0) לפני סגירת העור עם קליפים מתכת.
- לפני התעוררות בעלי החיים מקבלים 0.7-1 מ"ל של Rehydrex תת עורית.
הערה: ההליך כולו לוקח בערך 30-45 דקות עבור נחשול מאומן היטב.
3. טיפול לאחר הניתוח
- אפשר לבעלי חיים להתעורר בסביבה חמה על ידי הנחת כרית חימום (סביב 38 מעלות צלזיוס) מתחת לחלק של הכלוב במשך 2-3 ימים לאחר הניתוח.
- המשך לספק משככי כאבים (Buprenorphine, למשל, temgesic 0.05-0.1 מ"ג/ק"ג s.c.) 2-3 פעמים ביום במשך 3 ימים לאחר הניתוח.
- תן 10 מ"ל / קילוגרם של Rehydrex s.c. מדי פעם אם בעלי חיים מראים סימנים של התייבשות.
Representative Results
הסרט הוא שילוב של קטעי וידאו מניתוחים שונים כדי להציג את אלה עם איכות הווידאו הטובה ביותר. רצפים מסוימים נלקחו ממפגשי תרגול שבהם העכבר לא אמור להתעורר. לכן, העכבר לא תמיד עטוף כראוי. כשבעל חיים אמור להתעורר, אנחנו תמיד עובדים בצורה אספטית.
ניתוחים היסטולוגיים גילו כי ביצוע הזריקות ישירות לתוך עורק הכליה הוליד פגיעה בכליות, ככל הנראה בשל סירקולציה לא מספקת של זרימת הדם עם איסכמיה בלתי הפיכה כתוצאה מכך (איור 2). הזרקה דרך בטן העורקים, לעומת זאת, לא גרמה לפגיעה איסכמית כלשהי (איור 3).
צבע כחול אוונס שימש כדי לדמיין כי זלוף דרך העורקים יגרום הכליה להיות האיבר הראשון שהגיע(איור 4). אף איבר אחר לא הפך כחול עד לאחר המעבר החוצה דרך וריד הכליה.
כמו כן, הראינו כי בשיטה זו אנו יכולים להגביר את החריטה של ניסוחים מוזרקים לכליה המותזת באמצעות תאי גזע mesenchymal (איור 5).
תמונה עליונה: תיאור היכן למקם את הקשירה הראשונה, בגולגולת של הכליה השמאלית. תמונה אמצעית: סקירה כללית על אזור הניתוח ממש לפני מיקום קטטר (2.11 בפרוטוקול). תמונה תחתונה: סקירה כללית על אזור הניתוח ממש לפני ההזרקה (2.10 בפרוטוקול)
איור 2: זריקותישירות לעורק הכליה. עיצוב של, ו IHC תוצאות, מחקר עם הזרקה של NaCl ישירות לתוך עורק הכליה אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.
איור 3: תוצאות IHC ביום 7 לאחר ניהול האב העורקים. תוצאות IHC ממחקר עם הזרקה של NaCl לתוך עורק הכליה באמצעות אב העורקים הבטן, 7 ימים לאחר ההזרקה אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.
איור 4:הזרקת צבע כחול אוונס. התמונה העליונה מראה תצוגה סדרתית של זריקה דרך העורקים של צבע כחול אוונס. התמונה התחתונה מראה חתך רוחב של כליה לאחר הזרקה באמצעות אביון של צבע כחול אוונס. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 5: עירוי עורקי בטן הגדיל באופן משמעותי את החריטה של תאי גזע mesenchymal בכליה השמאלית לעומת הכליה הימנית. מח עצם אנושי נגזר תאי גזע mesenchymal תויגו עם CM-Dil (פלואורסצנטיות אדומה) בהשעיה. מיליון MSCs שכותרתו היו חדורים דרך עורק הבטן בשלושה עכברים. שלוש שעות לאחר עירוי MSD, עכברים הופסקו. כליות על ימין ועל שמאל נקצרו והוטמעו ב- OCT לצורך הקפאה. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
Discussion
שיטה זו הצליחה לספק ניסוחים לכליה מבלי לגרום נזק לכליות. זה יכול לשמש למסירה של כל סוג של ניסוחים (למשל, מולקולות קטנות, תאי גזע / אב, או microvesicles). השיטה יכולה להיות מיושמת בבעלי חיים בריאים או במודלים של מחלות כליות.
באיור 2 ובאיור 3מוצגת ההיסטולוגיה. איור 2 מציג היסטולוגיה 180 דקות לאחר הזלוף ואילו איור 3 מציג היסטוריה 7 ימים לאחר העירוי. הסיבה לכך היא שהניסויים בעורק הכליה היו באורך של 180 דקות בלבד. כדי להיות בטוחים שלא היה לנו נזק כרוני בשיטה חדשה זו, חיכינו בכוונה 7 ימים כדי להעריך אותם. מספר n הוא קטן אבל זה רק דוגמה.
שים לב כי שיטה חדשה שפותחה של ניהול כאבי העורקים כדי למקד את הכליה היא שיטה פולשנית עם תפוקה נמוכה יחסית והוא מתאים אסטרטגיות מנון יחיד בלבד. מנון חוזר אינו אפשרי בשיטה זו.
עם התאמות קלות של מיקומי קשירה שיטה זו יכולה לשמש כדי להחדיר את שתי הכליות בו זמנית5,7. עם הסיכון המוגבר לזליגה באמצעות הסתעפות בגור העורקים החלטנו לשמור על קשירה חסימה קרוב ככל האפשר לכליה, מה שמוביל את הזריקה לכליה השמאלית בלבד. זה יכול לשמש גם בנוסף מודלים אחרים או טכניקות כמו uninephrectomy או אולי אפילו בו זמנית איסכמיה כליות פציעה (IRI). לדעתנו, ביצוע הזריקה רק 24 שעות לאחר ניתוחIRI 3 הוא קשה מדי ישפיע על ההתאוששות של החיה באופן משמעותי.
בעת שימוש זנים חדשים של עכברים, אחד תמיד צריך לבצע ניסוי פיילוט על כמה בעלי חיים מזן זה כדי להבטיח כי השיטה לא צריך להיות מותאם בדרך כלשהי. לדוגמה, בחלק מהמתחים ניתן למקם את הסתעפות כלי השיט מאב העורקים קצת שונה. המיקום של ליגטורות עשוי להשתנות במקצת כדי להבטיח כי הניסוח בסופו של דבר במיקום הנכון.
התייבשות
פתיחת חלל הבטן מהווה סיכון גדול להתייבשות. לכן זה הכרחי להוסיף נוזלים (סביב 37 מעלות צלזיוס) הן במהלך ואחרי הניתוח כדי להבטיח בסיס טוב להתאוששות לאחר הניתוח. אנחנו בדרך כלל נותנים 1 מ"ל / עכברים s.c. לאחר הניתוח.
איסכמיה
זמן ניתוח ממושך או אם לא להגיע מחזור מלא יגרום איסכמיה. חשוב לתעד את זמן איסכמיה בפועל ולוודא כי זרימת הדם לכליה (ואת הרגליים האחוריות) משוחזרים. אימון מתמיד ורענון של מיומנויות הם, כמו תמיד, חשובים. ביצוע ההליך מהר יותר מקטין את הזמן שהכליה נחשפת לאסכמיה. שמירה על זמן איסכמיה (קשירה של כאבי העורקים) סביב 5 דקות (10 דקות מקסימום) הוכח לא לפגוע בכליה.
גלישת גלים
בהתחשב בסיכון של זליגה לאיברים אחרים כאשר ניסוח מוזרק הוא נכנס מחדש את זרימת הדם דרך וריד הכליה, נפח מוזרק צריך להישמר למינימום. אנו ממליצים על נפח מרבי של 50 μL. המינון נמצא גם, על ידי אחרים, להיות גורם קריטי ליעילות3.
תופעות לוואי (פקקת ושיתוק)
בתחילה בעת הגדרת המודל חווינו בעיות לא עקביות עם שיתוק ברגליים האחוריות. לאחר מינון רלוונטי של נוגד קרישה (10 IU של הפרין בווריד הזנב) לפני הניתוח, השפעה שלילית זו ירדה באופן משמעותי. לאחר התייעצות עם מומחים בתחום, התחלנו גם להיות זהירים עוד יותר בעבודה עם ניתוחים טראומטיים, כלומר לא לצבוט ברקמות כלשהן ונוגעים באזורים קטנים ככל האפשר. פעולות אלה שננקטו יחד הפחיתו את תדירות השיתוק מכ-50% לכמעט אף אחת מהן.
בתחילה במהלך פיתוח השיטה, יישמנו רקמה נוגדת קרישה על עורק הכליה כדי לסגור את חור החתך. זה לא היה אפשרי בעת ביצוע זריקות לתוך העורקים מאז הלחץ הוא כל כך הרבה יותר גבוה בצינור. נוגד קרישה גם מגביר את הסיכון לפקקת אם הוא נכנס לומן כלי.
הקפד לא לחשוף אדוונטיטיה בלומן של העורקים כאשר תפירה מאז אדוונטיטיה היא תרומבוגנית מאוד. גם למנוע כל קצוות פצע הפוך או צמצום העורקים על ידי תפירה לירך.
עכשיו יש לנו שיטה הוקמה להעברת ניסוחים ישירות לכליה.
Disclosures
למחבר אין מה לחשוף.
Acknowledgments
תודה לרנה רמי ב-RRSSC שעזרה לי לכוונן את הטכניקה ואת מעבדות Instech לשיתוף פעולה בהפקת קטטר מעוצב ומיוחד. תודה גדולה גם לכל העמיתים ב- AstraZeneca R&D לדיונים פרודוקטיביים עם טיפים וטריקים, כמו גם Xerox להשלמת הווידאו עם קול.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Blunt hook 5mm 8/pack | Cooper surgical | 3316-8G | |
| ETHILON Nylon Suture 11/0 | Ethicon | W2881 | For vessel |
| Microsurgery forceps curved | Karo Pharma | FRC-15 RM-8 | |
| Microsurgery forceps straight | Karo Pharma | FRS-15 RM-8 | |
| Mouse renal artery cannula, 3mm 32ga stainless steel, 10cm 2Fr PU, fits 25ga | Instech | C07SS-MRA1813 | |
| Vicryl, 6-0, BV-1 needle | Angthos | W9575 | For abdominal cavity |
References
- Porvasnik, S. L., Mah, C., Polyak, S. Targeting Murine Small Bowel and Colon Through Selective Superior Mesenteric Artery Injection. Microsurgery. 30 (6), 487-493 (2010).
- Rocca, C. J., Ur, S. N., Harrison, F., Cherqui, S. rAAV9 combined with renal vein injection is optimal for kidney-targeted gene delivery: conclusion of a comparative study. Gene Therapy. 21 (6), 618-628 (2014).
- Cai, J., et al. Maximum efficacy of mesenchymal stem cells in rat model of renal ischemia-reperfusion injury: renal artery administration with optimal numbers. PLoS One. 9 (3), 92347 (2014).
- Leda, A. R., Dygert, L., Bertrand, L., Toborek, M. Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery. Journal of Visualized Experiments. (119), e54804 (2017).
- Monteiro Carvalho Mori da Cunha, M. G., et al. A Surgical Technique for Homogenous Renal Distribution of Substances in Rats. European Surgical Research. 51, 58-65 (2013).
- De Jong, W. H., et al. Particle size-dependent organ distribution of gold nanoparticles after intravenous administration. Biomaterials. 29 (12), 1912-1919 (2008).
- Ullah, M., et al. A Novel Approach to Deliver Therapeutic Extracellular Vesicles Directly into the Mouse Kidney via Its Arterial Blood Supply. Cells. 9 (4), 937 (2020).
