Summary
Dieses Manuskript beschreibt eine Methode zur gezielten Abgabe an eine einzelne Niere über einen Katheter, der in der infraroten Bauchaorta in der Maus platziert ist.
Abstract
Es besteht Bedarf an gezielten Injektionen, um eine erhöhte und spezifische Nierenexposition für eine effiziente Bewertung von Arzneimittelzielen im Bereich der Nierenforschung zu ermöglichen. Anhäufung von Medikamenten in bestimmten Organen kann zu unerwünschten und unerwünschten Wirkungen führen, je nach Art der Injektion. Um Dasüberschlag und/oder die Akkumulation in anderen Geweben zu minimieren, leitet die hier beschriebene Methode die Formulierung in die Nierenarterie blutgeleitet, indem sie einen Katheter in die Infra-Nieren-Aorta einfügt, direkt unterhalb dessen, wo sie sich in die Nierenarterie verzweigt, was dazu führt, dass die Niere als erstes Organ erreicht und die Formulierung über die gesamte Niere verteilt wird.
Dieses Manuskript enthält eine detaillierte Beschreibung der Methode sowie ihrer Herausforderungen und Schwierigkeiten. Es führt den Experimentator, mit dieser Art von Mikrochirurgie, die Genauigkeit unter sterilen Bedingungen erfordert, geschickt zu werden. Geschwindigkeit ist entscheidend für die Minimierung der Ischämie und das Üben des Verfahrens erhöht die Chance auf erfolgreiche Injektionen ohne Nebenwirkungen. Durch modulationen die Zeit zwischen Injektion und Reperfusion sowie das injizierte Volumen, das Risiko von Spillover auf andere Organe wird gemindert.
Beachten Sie, dass diese Technik für einzelne Dosierstrategien geeignet ist.
Introduction
Im präklinischen Forschungsbereich der Pharmaindustrie gehört die Modell- und Methodenentwicklung zum Arbeitsalltag. Es gibt ein wachsendes Interesse für die Fähigkeit, Medikamente auf bestimmte Organe zu lenken, oder sogar separate Fächer eines Organs, ohne größere Spillover /Entrapment, über den Blutkreislauf, in andere Gewebe. Dies ermöglicht eine erhöhte und spezifische Exposition für eine effiziente Bewertung von Arzneimittelzielen in Modellen verschiedener Krankheitsgebiete 1,2,3,4.
Eine häufige Art der Abgabe von Stoffen ist durch systemische Wege (z. B. über die Schwanzvene), da sie weniger invasiv ist als die in diesem Manuskript beschriebene Methode. Jedoch, systemische Verabreichung erhöht das Risiko eines erhöhten Stoffwechsels oder Akkumulation der Verbindung in anderen Geweben als das beabsichtigte Zielorgan, beim Durchlaufen von Filterorganen wie der Lunge, der Leber und der Milz 2,3,5. Abgesehen davon, dass das bestimmte Gewebe nicht erreicht wird, könnte dies je nach Art der Injektion zu unerwünschten und/oder unerwünschten Wirkungen führen. Nur sehr kleine Moleküle passieren die Kapillaren von Filterorganen und daher ist eine gezielte Abgabe besonders wichtig, wenn man mit größeren Molekülen arbeitet 6.
Um das Übergreifen und/oder die Akkumulation der injizierten Formulierung in anderen Geweben zu minimieren, leitet die hier beschriebene Methode die Formulierung durch einen Katheter, der in die Bauchaorta eingefügt wird, direkt unterhalb der Stelle, an der sie sich in die Nierenarterie verzweigt, in die Nierenarterie, was zur Nierenart als erstes erreichtes Organ führt. Ein weiterer Vorteil bei dieser geführten Verabreichung ist, dass eine niedrigere Dosis/Volumen verwendet werden kann, um das gleiche Expositionsniveau zu erreichen, das durch systemische Verabreichung erreicht wird 3.
Andere Verabreichungswege wurden untersucht, zum Beispiel Injektionen über einen Katheter direkt in die Nierenarterie. In unseren Händen stellte sich heraus, dass dies ein höheres Risiko für das Versagen bei der Wiederherstellung des Durchblutungsdurchblutungs in der Niere darstellt. Der sehr kleine Durchmesser der Nierenarterie (ca. 0,35-0,55 mm Durchmesser) macht den Schnitt relativ groß und birgt beim Schließen des Eingangslochs ein Risiko von Obstruktion und/oder Embolie. Nach unserer Erfahrung traten bei der Anwendung dieser Methode häufig ischämische Schäden an der Niere auf, und deshalb haben wir diese neue Methode entwickelt, um die Niere erfolgreich injizieren zu können, indem wir Substanzen durch Einschnitt der größeren Aorta injizieren, um die Niere ins Visier zu nehmen.
Es gibt ähnliche Techniken, die bei Ratten entwickelt werden, die auch die Herausforderungen und das Risiko von Stenose/Thrombose manifestieren, die mit Injektionen direkt in die Nierenarterie arbeiten 5. Dies unterstützt unsere Erkenntnisse, da die Gefäße bei Mäusen noch kleiner sind.
Dieses Manuskript und Video beschreiben detailliert, wie Injektionen in die Nierenarterie bei Mäusen durch einen in die Infrarotaorta eingesetzten Katheter geleitet werden können, sowie Anleitungen, wie man häufige Schwierigkeiten im Verfahren überwinden, so und so die Reproduzierbarkeit erhöhen kann.
Protocol
Experimentelle Verfahren wurden von der Regionalen Labortierethikkommission von Göteborg, Schweden, genehmigt.
1. Präoperative Pflege
- Verwenden Sie sterile Techniken, um Infektionen zu vermeiden.
- Unter Narkose (z.B. Isofluran) und arbeiten auf die aseptischste Art und Weise möglich, rasieren Sie den Operationsbereich und entfernen Sie das Fell mit einer Haarentfernungscreme. Lassen Sie die Creme für etwa 1 Minute (maximal 2 Minuten, um Hautverbrennungen zu vermeiden). Sorgfältig mit Wasser waschen. Dieser erste Schritt kann vorzugsweise 1-2 Tage vor der Operation durchgeführt werden, um eine zusätzliche Abkühlung des Tieres direkt vor der Operation zu vermeiden.
- Tragen Sie ophthalmologisches Schmiermittel auf die Augen auf, um Trockenheit zu verhindern.
- Um Infektionen zu vermeiden, waschen Sie den Operationsbereich mit antiseptischem Hautreiniger und wischen Sie den Bereich mit Desinfektionsmittel (Chlorhexidin) direkt vor der Operation ab.
- Analgesie
- Prädosieren Sie das Tier mit Analgetika, wenn es sich nicht um ein terminales Verfahren handelt: Buprenorphin (z. B. temgesic) 0,05-0,1 mg/kg s.c.)
- Antikoagulantien
- Verwenden Sie Antikoagulanzien, um Blutgerinnsel zu vermeiden: 10 IE Heparin durch die Schwanzvene direkt vor der Operation (maximal 5 ml/kg).
2. Chirurgischer Eingriff
- Autoclavieren Sie die Instrumente und verwenden Sie sterile Katheter. Lassen Sie die surgent mit Seife und Hibiscrub waschen und tragen Sie eine Gesichtsmaske, ein Haarnetz und ein steriles OP-Kleid und Handschuhe. Lassen Sie eine zweite Person die Tiere und alle "schmutzigen" Aufgaben behandeln.
- Für die Anästhesie, Verwenden von Isofluran. Induzieren Sie die Anästhesie, indem Sie die Maus in eine Anästhesie-Box mit 5% Isofluran legen. Überprüfen Sie nach der Induktion die Tiefe der Anästhesie, indem Sie Reflexe und Atmung überprüfen.
- Legen Sie während der Operation eine Gesichtsmaske auf die Maus, um eine Erhaltungsdosis von 2% Isofluran zu geben.
- Waschen Sie das Tier mit Hibiscrub und Chlorhexidin, bevor Sie es auf den OP-Tisch legen.
- Nach der Betäubung, legen Sie die Maus auf einem beheizten chirurgischen Pad in einer Supine-Position und fixieren Sie die oberen und unteren Gliedmaßen auf dem Pad mit Low-Tack-Klebeband. Stellen Sie sicher, dass die oberen Extremitäten in einer normalen Position gehalten werden, um eine Lungenkompression zu verhindern. Verwenden Sie nach Möglichkeit eine nichtelektrische Wärmequelle.
HINWEIS: Wir verwenden Inhalationsanästhesie (z. B. Isofluran) für einfachere Anpassungen während der Operation. - Die Maus mit Plastikfolie (z.B. Press'n Seal) drapieren und die Arbeit mit einem chirurgischen Mikroskop durchführen.
- Schützen Sie das Gewebe vor dem Trocknen, indem Sie ständig Saline in den Operationsbereich einfügen. Dies hilft auch, das Gewebe elastisch zu halten und minimiert das Risiko von Schäden während der Durchführung der Operation. Die Saline sollte um 37 °C sein, um eine Abkühlung des Tieres zu vermeiden.
- Nach dem Öffnen der Bauchhöhle mit einem Mittellinienschnitt mit Zange und Schere, verwenden Sie eine feuchte, gefaltete, komprimieren, um alle anderen Organe beiseite zu schieben, um einen guten Blick über den Operationsbereich zu bekommen.
- Verwenden Sie Retraktoren, um einen guten Überblick über den Operationsbereich (5 mm stumpfer Haken) zu haben.
- Lokalisieren Sie die Aorta und die linke Niere.
- Mit zwei Mikrochirurgie-Zangen, reinigen Sie die Aorta, sowohl kranially (siehe 2.10.1) als auch kaudal (siehe 2.10.2) aus der Niere, vorsichtig aus dem umgebenden Gewebe und legen Sie eine Ligatur darunter (6-0 Seide). Achten Sie darauf, keine Strukturen zu kneifen. Arbeiten Sie sich durch sanftes Dehnen und Ziehen der Gewebe ein, um so nah wie möglich an die Nierenarterie zu kommen. Rund um die Gefäße gibt es mehrere Nerven nicht leicht zu entdecken. Beachten Sie dies, da beschädigte Nerven Lähmungen oder andere Probleme nach der Operation verursachen können.
- Cranially (oben) die Niere, verwenden Sie diese Ligatur, um die Aorta zu heben, um kurzzeitig den Blutfluss während der Injektion zu verschließen. In dieser Position, direkt darüber, wo die Nierenarterie, die Aorta zweigt in die entgegengesetzte Richtung (zum Darm, siehe Abbildung 1). Um die Injektion nicht auf diese Weise zu drücken, legen Sie die Ligatur unter diesen Ast. Lassen Sie die Ligatur ohne Spannung bis zum Beginn der Injektion.
- Caudally (unten) die Niere, platzieren Sie den Schnitt in der Nähe, wo die Aorta Verzweigung zur Nieren/Nierenarterie, um andere potenzielle Zweige zu vermeiden. Caudally aus der Niere ist die Aorta sehr nah an der Bauchvene. Achten Sie sehr darauf, die Vene nicht zu beschädigen.
- Injektion
- Wenn alle Ligaturen vorhanden sind; dehnen sie zuerst die untere und zweitens die obere Ligatur, um den Blutkreislauf zu verschließen, um die injizierte Flüssigkeit auf die Niere zu lenken.
- Mit einer Akupunkturnadel (ca. 0,25 mm) punktieren und die (abgerundete) Spitze des Katheters (32GA) in die Aorta führen und mit einem einzigen Knoten an der Ligatur sichern, damit sie sich während der Injektion nicht bewegt oder austritt. (Abbildung 1). Die Verwendung einer Akupunkturnadel anstelle einer Schere ermöglicht die Herstellung eines minimalen Einstiegslochs im Gefäß.
- Injizieren Sie 50 l Flüssigkeiten. Die Niere sollte blass werden, was darauf hindeutet, dass die Injektion die Niere durchdrungen hat und an der bestimmten Stelle gelandet ist.
- An dieser Stelle sind zwei verschiedene Szenarien möglich.
- Geben Sie etwas Durchblutung an die Niere zurück, indem Sie die Spannung in der oberen Ligatur vorsichtig lösen, bevor Sie das Einstiegsloch schließen. Auf diese Weise wird Diemiämie verbessert, aber seien Sie sich bewusst, dass die injizierte Flüssigkeit möglicherweise schnell über die Nierenvene gelöscht werden kann und somit nicht genügend Verweilzeit zulässt.
- Oder gehen Sie mit der Operation fort, ohne den Blutfluss zurückzugeben.
- Nach dem Erneuten Anziehen der oberen Ligatur den Katheter zurückziehen, die Aorta vernähen und die volle Auflage zurückgeben.
- Entfernen Sie die Ligatur, die den Katheter hält.
- Ziehen Sie den Katheter zurück.
- Das Einstiegsloch mit einem einzigen Stich (ethilon 11-0, abgerundete Nadel) befestigen.
- Lösen Sie zuerst die untere Ligatur und dann sehr langsam die obere. Wenn die Ligatur erneut dicht machen muss, warten Sie einige Sekunden, und versuchen Sie es erneut. Halten Sie die gesamte IschämieZeit auf maximal 5-10 Minuten, um ischämische Schäden zu vermeiden.
- Testen Sie die Festigkeit, indem Sie den Bereich schieben und nach Pulsationen suchen und dafür sorgen, dass die Niere zu "normaler Färbung" zurückkehrt, um sicherzustellen, dass die Rezirkulation hergestellt ist.
- Schneiden Sie die Fäden und entfernen Sie die Ligaturen unter aorta.
- Entfernen Sie die Kompresse und drücken Sie den Darm wieder an Ort und Stelle. Geben Sie etwas Flüssigkeit zurück, indem Sie der Bauchhöhle Saline hinzufügen und die Peritonea (Vicryl 6-0) befestigen, bevor Sie die Haut mit Metallclips schließen.
- Vor dem Aufwachen erhalten die Tiere 0,7-1 ml Rehydrex subkutan.
HINWEIS: Das ganze Verfahren dauert etwa 30-45 Minuten für eine gut ausgebildete surgent.
3. Postoperative Pflege
- Lassen Sie Tiere in einer warmen Umgebung aufwachen, indem Sie ein Heizkissen (ca. 38 °C) für 2-3 Tage nach der Operation unter einen Teil des Käfigs legen.
- Weiterhin Analgesie (Buprenorphin, z.B. temgesic 0,05-0,1 mg/kg s.c.) 2-3 mal/Tag für 3 Tage nach der Operation.
- Geben Sie 10 ml/kg Rehydrex s.c. gelegentlich, wenn Tiere Anzeichen von Dehydrierung zeigen.
Representative Results
Der Film ist eine Mischung aus Videos aus verschiedenen Operationen, um die Videos mit der besten Videoqualität zu präsentieren. Einige Sequenzen wurden aus Übungseinheiten entnommen, in denen die Maus nicht aufwachen soll. Daher ist die Maus nicht immer richtig drapiert. Wenn ein Tier aufwachen soll, arbeiten wir immer aseptisch.
Histologische Analysen ergaben, dass die Durchführung der Injektionen direkt in die Nierenarterie zu Nierenverletzungen führte, wahrscheinlich aufgrund einer unzureichenden Rezirkulation des Blutflusses mit irreversibler Ischämie als Folge (Abbildung 2). Die Injektion durch die Bauchaorta hingegen verursachte keine ischämische Verletzung (Abbildung 3).
Evans blauer Farbstoff wurde verwendet, um zu visualisieren, dass Perfusion über die Aorta dazu führen wird, dass die Niere das erste erreichte Organ ist (Abbildung 4). Keine anderen Organe wurden blau, bis nach dem Durchgang durch die Nierenvene.
Wir haben auch gezeigt, dass wir mit dieser Methode die Engraftmentierung von injizierten Formulierungen an die perfundierte Niere mit mesenchymalen Stammzellen erhöhen können (Abbildung 5).
Abbildung 1: Platzierung von Nähten und Katheter. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Oberes Bild: Beschreiben, wo die erste Ligatur platziert werden soll, kranially der linken Niere. Mittleres Bild: Übersicht über den Operationsbereich direkt vor der Platzierung des Katheters (2.11 im Protokoll). Unteres Bild: Übersicht über den Operationsbereich direkt vor der Injektion (2.10 im Protokoll)
Abbildung 2:Injektionen direkt in dieNierenarterie. Design von, und IHC Ergebnisse aus, eine Studie mit Injektion von NaCl direkt in die Nierenarterie Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3:IHC-Ergebnisse am 7. Tag nach der Verabreichung von Aorta. IHC Ergebnisse aus einer Studie mit Injektion von NaCl in die Nierenarterie über Abdominal Aorta, 7 Tage nach der Injektion Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Injektion von Evans blauer Farbstoff. Das obere Bild zeigt eine serielle Ansicht einer Injektion über die Aorta des blauen Farbstoffs Evans. Unteres Bild zeigt einen Querschnitt einer Niere nach der Injektion über Aorta von Evans blauer Farbstoff. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: Abdominale arterielle Infusion erhöhte die Engraftmentierung von mesenchymalen Stammzellen in der linken Niere im Vergleich zur rechten Niere signifikant. Die von menschlichen Knochenmark abgeleiteten mesenchymalen Stammzellen wurden in Suspension mit CM-Dil (rote Fluoreszenz) gekennzeichnet. Eine Million markierte MSCs wurden durch Baucharterie bei drei Mäusen infundiert. Drei Stunden nach der MSD-Infusion wurden Mäuse beendet. Linke und rechte Nieren wurden geerntet und in OCT zum Kryosektionen eingebettet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Discussion
Diese Methode war erfolgreich bei der Abgabe von Formulierungen an die Niere, ohne Nierenschäden zu verursachen. Es kann für die Lieferung von Formulierungen jeder Art (z. B. kleine Moleküle, Stamm-/Vorläuferzellen oder Mikrovesikeln) verwendet werden. Die Methode kann bei gesunden Tieren oder in Nierenkrankheitsmodellen angewendet werden.
In Abbildung 2 und Abbildung 3wird die Histologie dargestellt. Abbildung 2 zeigt die Histologie 180 Minuten nach der Perfusion, während Abbildung 3 die Geschichte 7 Tage nach der Infusion zeigt. Der Grund dafür ist, dass die Experimente mit Nierenarterie nur 180 Minuten lang waren. Um sicher zu sein, dass wir keine chronischen Schäden mit dieser neuen Methode hatten, warteten wir absichtlich 7 Tage, um sie zu bewerten. Die n-Zahl ist klein, aber dies ist nur ein Beispiel.
Beachten Sie, dass diese neu entwickelte Methode der Aorta-Verabreichung, um die Niere zu zielen, eine invasive Methode mit relativ niedrigem Durchsatz ist und nur für einzelne Dosierstrategien geeignet ist. Eine wiederholte Dosing ist mit dieser Methode nicht möglich.
Mit geringfügigen Anpassungen der Ligaturplatzierungen könnte diese Methode möglicherweise verwendet werden, um beide Nieren simultaniös5,7einzuwirken. Mit dem erhöhten Risiko des Übergreifens durch Aortenverzweigung beschlossen wir, die okkludiere Ligatur so nah wie möglich an der Niere zu halten, was die Injektion nur zur linken Niere führt. Es kann auch zusätzlich zu anderen Modellen oder Techniken wie Uninephrektomie oder vielleicht sogar gleichzeitige renale Ischämie Reperfusionsverletzung (IRI) verwendet werden. Unserer Meinung nach ist die Injektion nur 24 Stunden nach der IRI3-Operation zu hart und wird die Genesung des Tieres erheblich beeinträchtigen.
Bei der Verwendung neuer Mäusestämme sollte man immer ein Pilotexperiment an einigen Tieren aus diesem Stamm durchführen, um sicherzustellen, dass die Methode nicht in irgendeiner Weise angepasst werden muss. In einigen Stämmen kann z.B. die Gefäßverzweigung aus der Aorta etwas anders positioniert werden. Die Position der Ligaturen kann sich etwas ändern, um sicherzustellen, dass die Formulierung an der richtigen Stelle landet.
Dehydrierung
Das Öffnen der Bauchhöhle stellt ein großes Risiko für Diehydrierung dar. Es ist daher zwingend erforderlich, Flüssigkeiten (ca. 37 °C) sowohl während als auch nach der Operation hinzuzufügen, um eine gute Basis für die Erholung nach der Operation zu gewährleisten. Wir geben in der Regel 1 ml/Mäuse .c. nach der Operation.
Ischämie
Längere Operationszeit oder wenn die vollständige Rezirkulation nicht erreicht wird, führt zu Ischämie. Es ist wichtig, die tatsächliche Ischämie-Zeit aufzuzeichnen und sicherzustellen, dass die Durchblutung der Niere (und der Hinterbeine) wiederhergestellt wird. Ständiges Training und Auffrischung der Fähigkeiten sind wie immer wichtig. Die schnellere Durchführung des Eingriffs reduziert die Zeit, in der die Niere Einer Ischämie ausgesetzt ist. Es hat sich gezeigt, dass die Ischämiezeit (Ligation der Aorta) auf ca. 5 min (10 min max) nicht beeinträchtigt wird.
Spillover
In Anbetracht des Risikos eines Spillovers auf andere Organe, wenn die injizierte Formulierung durch die Nierenvene wieder in den Kreislauf gelangt, sollte das injizierte Volumen auf ein Minimum beschränkt werden. Wir empfehlen ein maximales Volumen von 50 l. Dosierung wurde auch gefunden, von anderen, um ein kritischer Faktor für die Effizienz3.
Nebenwirkungen (Thrombose und Lähmung)
Anfangs hatten wir beim Aufbau des Modells nicht konsistente Probleme mit Lähmungen in den Hinterbeinen. Nach einer relevanten Dosis von Gerinnungsmitteln (10 I.E. Heparin in der Schwanzvene) präoperativ wurde diese nachteilige Wirkung signifikant verringert. Nach Rücksprache mit Experten auf diesem Gebiet, begannen wir auch noch vorsichtiger in der Arbeit mit atraumatischen Chirurgie, was bedeutet, kein Kneifen in irgendwelchen Geweben und berühren so wenig Bereiche wie möglich. Diese Zusammengenommenen reduzierten die Lähmungshäufigkeit von etwa 50 % auf praktisch keine.
Zunächst während der Methodenentwicklung haben wir gerinnungshemmendes Gewebe auf die Nierenarterie aufgetragen, um das Schnittloch zu schließen. Dies war bei Injektionen in die Aorta nicht möglich, da der Druck in der Aorta so viel höher ist. Antikoagulans erhöht auch das Thromboserisiko, wenn es in das Gefäßlumen eintritt.
Achten Sie darauf, dass Adventitia nicht im Lumen der Aorta ausgesetzt ist, wenn es seit der Adventitie sehr thrombogene ist. Vermeiden Sie auch invertierende Wundkanten oder Verengung der Aorta durch Verkleinern an den Oberschenkel.
Wir haben jetzt eine etablierte Methode, um Formulierungen direkt an die Niere zu liefern.
Disclosures
Der Autor hat nichts zu verraten.
Acknowledgments
Vielen Dank an René Remie von RRSSC für die Unterstützung bei der Feinabstimmung der Technik und instech Labs für die Zusammenarbeit bei der Herstellung eines speziell gestalteten Katheters. Ein großes Dankeschön auch an alle Kollegen von AstraZeneca R&D für produktive Diskussionen mit Tipps und Tricks sowie Xerox für die Vervollständigung des Videos mit Ton.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Blunt hook 5mm 8/pack | Cooper surgical | 3316-8G | |
| ETHILON Nylon Suture 11/0 | Ethicon | W2881 | For vessel |
| Microsurgery forceps curved | Karo Pharma | FRC-15 RM-8 | |
| Microsurgery forceps straight | Karo Pharma | FRS-15 RM-8 | |
| Mouse renal artery cannula, 3mm 32ga stainless steel, 10cm 2Fr PU, fits 25ga | Instech | C07SS-MRA1813 | |
| Vicryl, 6-0, BV-1 needle | Angthos | W9575 | For abdominal cavity |
References
- Porvasnik, S. L., Mah, C., Polyak, S. Targeting Murine Small Bowel and Colon Through Selective Superior Mesenteric Artery Injection. Microsurgery. 30 (6), 487-493 (2010).
- Rocca, C. J., Ur, S. N., Harrison, F., Cherqui, S. rAAV9 combined with renal vein injection is optimal for kidney-targeted gene delivery: conclusion of a comparative study. Gene Therapy. 21 (6), 618-628 (2014).
- Cai, J., et al. Maximum efficacy of mesenchymal stem cells in rat model of renal ischemia-reperfusion injury: renal artery administration with optimal numbers. PLoS One. 9 (3), 92347 (2014).
- Leda, A. R., Dygert, L., Bertrand, L., Toborek, M. Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery. Journal of Visualized Experiments. (119), e54804 (2017).
- Monteiro Carvalho Mori da Cunha, M. G., et al. A Surgical Technique for Homogenous Renal Distribution of Substances in Rats. European Surgical Research. 51, 58-65 (2013).
- De Jong, W. H., et al. Particle size-dependent organ distribution of gold nanoparticles after intravenous administration. Biomaterials. 29 (12), 1912-1919 (2008).
- Ullah, M., et al. A Novel Approach to Deliver Therapeutic Extracellular Vesicles Directly into the Mouse Kidney via Its Arterial Blood Supply. Cells. 9 (4), 937 (2020).
