Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Basofil aktiveringstest for allergidiagnose

Published: May 31, 2021 doi: 10.3791/62600
Automatic Translation
*1,2, *2, 2,3, 1,2,4,5
1Allergy Unit, Hospital Regional Universitario de Málaga, 2Allergy Research Group, Instituto de Investigación Biomédica de Málaga-IBIMA, 3Universidad de Málaga, Departamento de Biología celular, Genética y Fisiología, Universidad de Málaga, 4Departamento de Medicina, Universidad de Málaga, 5Nanostructures for Diagnosing and Treatment of Allergic Diseases Laboratory, Andalusian Center for Nanomedicine and Biotechnology-BIONAND
* These authors contributed equally

Summary

Basofilaktiveringstesten er en komplementær in vitro diagnostisk test for evaluering av IgE-medierte allergiske reaksjoner basert på påvisning av basofil aktivering i nærvær av en spesifikk stimulus gjennom måling av aktiveringsmarkører ved flowcytometri.

Abstract

Basofilaktiveringstesten (BAT) er en komplementær in vitro diagnostisk test som kan brukes i tillegg til klinisk historie, hudtest (ST) og spesifikk IgE (sIgE) bestemmelse i evalueringen av IgE-medierte allergiske reaksjoner på mat, insektgift, narkotika, samt noen former for kronisk urtikaria. Denne teknikkens rolle i de diagnostiske algoritmene er imidlertid svært variabel og ikke godt bestemt.

BAT er basert på bestemmelse av basofil respons på allergen / kryssbinding av IgE-aktivering gjennom måling av aktiveringsmarkører (som CD63, CD203c) ved flowcytometri. Denne testen kan være et nyttig og komplementært verktøy for å unngå kontrollerte utfordringstester for å bekrefte allergidiagnose, spesielt hos personer som opplever alvorlige livstruende reaksjoner. Generelt bør ytelsen til BAT vurderes hvis i) allergenet / stoffet gir falske positive resultater i ST; ii) det ikke finnes noen allergen-/legemiddelkilde som skal brukes til ST- eller sIgE-bestemmelse; iii) det er uoverensstemmelse mellom pasienthistorie og ST- eller sIgE-bestemmelse; iv) symptomer tyder på at ST kan resultere i systemisk respons; v) før du vurderer en CCT for å bekrefte det skyldige allergenet / stoffet. De viktigste begrensningene i testen er relatert til ikke-optimal følsomhet, spesielt i narkotikaallergi, behovet for å utføre testen ikke lenger enn 24 timer etter prøveutvinning, og mangelen på standardisering mellom laboratorier når det gjelder prosedyrer, konsentrasjoner og cellemarkører.

Introduction

IgE-mediert allergidiagnose er basert på sykehistorie, hudtester (STs), kvantifisering av serumspesifikt IgE (sIgE), og, hvis det er nødvendig og indisert, kontrollerte smittetester (CCT)1,2,3,4,5,6. Imidlertid kan klinisk historie være upålitelig siden det kan være mangel på nøyaktig informasjon, og STs og CCT er ikke risikofrie prosedyrer som kan være kontraindisert hos personer som opplever alvorlige livstruende reaksjoner 1,2,3,4,5,6 . Disse problemene, sammen med det faktum at bestemmelsen av sIgE ved validerte og kommersielle fluorenzymimmunoassays bare er tilgjengelig for få allergener og stoffer, har fremhevet den viktige rollen til andre in vitro funksjonelle analyser som basofil aktiveringstest (BAT).

Basofiler er nøkkeleffektorceller involvert i IgE-medierte allergiske reaksjoner som aktiveres ved kryssbinding av tilstøtende sIgE bundet på høyaffinitetsreseptorer (FcεRI) på celleoverflaten etter allergen / legemiddeleksponering. Basofil aktivering utløser celle degranulering og frigjøring av pre-formede og nye syntetiserte inflammatoriske mediatorer inneholdt i intracytoplasmatisk sekresjon granulat 7,8,9. BAT er en in vitro-metode som forsøker å etterligne basofilaktiveringen i nærvær av en stimulus (allergen eller stoff) og bestemmer endringer i uttrykket av basofile aktiveringsmarkører ved flowcytometri 7,10. Det finnes ulike strategier for å identifisere basofiler (IgE+, CCR3+, CRTH2+, CD203c+) og for å måle celleaktivering (hovedsakelig oppregulering av CD63 og CD203c) ved bruk av kombinasjoner av fluorokrommerkede antistoffer 7,10. CD63, den beste klinisk validerte aktiveringsmarkøren 11,12,13,14, er et membranprotein forankret ved sekretoriske granulater som inneholder histamin som etter celleaktivering og fusjon av granulatene med membranen uttrykkes på basofil overflate 15,16,17,18,19,20,21 . CD203c er en overflatemarkør som konstitutivt uttrykkes på basofiler og oppreguleres etter FcεRI-stimulering, som også har vist pålitelige resultater i BAT 15,22,23,24,25. Dessuten ser det ut til å uttrykke seg sammen med CD6326.

I de siste tiårene har BAT vist seg å være nyttig i diagnosen IgE-medierte allergiske reaksjoner indusert av forskjellige utløsere som narkotika, mat eller sniffestoffer, samt i noen former for kronisk urtikaria, som beskrevet nedenfor. Plasseringen av denne teknikken i de diagnostiske algoritmene er imidlertid svært variabel og ikke godt bestemt.

Overfølsomhet overfor narkotika
BAT har vist seg å være nyttig som en komplementær test for utvalgte legemidler og pasienter, spesielt for de som opplever alvorlige reaksjoner på grunn av at diagnostisk verdi av ST ikke er godt etablert for de fleste legemidler, da de er validert og standardisert for et begrenset antall legemidler27,28,29,30. I tillegg er kvantifisering av sIgE bare tilgjengelig for et begrenset antall legemidler, med lavere sensitivitet enn ST 27,28,29,30,31,32. Derfor er diagnosen narkotikaoverfølsomhet vanligvis avhengig av narkotikaprovokasjonstest, som kan være kontraindisert hos personer som opplever alvorlige livstruende reaksjoner33.

Lovende resultater er rapportert for bruk av BAT hos utvalgte pasienter som rapporterer umiddelbare overfølsomhetsreaksjoner på forskjellige legemidler som betalaktamer (BLs)20,34,35,36,37,38,39, nevromuskulære blokkeringsmidler (NMBA)19,22,40,41,42, 43,44,45, fluorokinoloner (FQ)46,47,48,49, pyrazoloner 50,51,52, radiokontrastmedier (RCM)53,54,55,56 og platinaforbindelser57,58,59 . BAT har blitt rapportert å ha en sensitivitet og spesifisitet mellom henholdsvis 51,7-66,9% og 89,2-97,8%. og positive og negative prediktive verdier er beskrevet å variere mellom 93,4 % og 66,3 %, henholdsvis 27,31. Videre har BAT blitt foreslått som en prediktiv biomarkør for gjennombruddsreaksjoner under desensibilisering med platinaforbindelser, da CD203c-ekspresjon er økt sammenlignet med CD63 hos pasienter med høy risiko for bivirkninger under desensibiliseringav legemidlet 57.

Det er verdt å merke seg at BAT bare er nyttig i legemiddeloverfølsomhet når reaksjonen innebærer basofil degranulering; Derfor er det ikke nyttig i reaksjoner som følge av enzymatisk inhibering av cyklooksygenase 142.

Matallergi
BAT har dukket opp som et potensielt diagnostisk verktøy for matallergi fordi bestemmelse av serum sIgE til hele allergenekstraktet eller enkeltallergener ofte er tvetydig, og krever oral matutfordring for å bekrefte diagnosen, som på samme måte som overfølsomhet for stoffet er en kostbar og ikke risikofri prosedyre60. Flere studier har vist relevante resultater med kumelk 61,62, egg 61,63, hvete 64,65,66,67,68, peanøtt 63,69,70,71,72, hasselnøtt 73,74,75,76 ,77, skalldyr78, fersken 79,80,81, eple21, selleri og gulrot 82,83.

Den viktigste merverdien av BAT i diagnosen matallergi sammenlignet med STs og sIgE i serum er at den viser en høyere spesifisitet og lignende følsomhet. Dermed er BAT et nyttig verktøy for å skille klinisk allergiske pasienter fra sensibiliserte, men tolerante personer som har både høy spesifisitet (75-100%) og følsomhet (77-98%) 63,69,84. Sensitivitets- og spesifisitetsverdier avhenger av allergenet og andre faktorer som fenotyper (f.eks. oralt allergisyndrom versus anafylaksi), alder og geografirelaterte sensibiliseringsmønstre63,85.

BAT ved hjelp av enkelt allergenkomponenter kan potensielt forbedre diagnostisk nøyaktighet for noen matallergener61,80. Det er studier med frølagringsproteiner (f.eks. Ara h 1, Ara h 2, Ara h 3 og Ara h 6 fra peanøtt)86; lipidoverføringsproteiner (f.eks. Pru p 3 fra fersken og Ara h 9 fra peanøtt)80,86; og Bet v 1 homologer (f.eks. Ara h 8 fra peanøtt)87. Andre potensielle verktøy er relatert til identifisering av det skyldige allergenet i tilfeller av pollen-matallergisyndrom 21,87,88, allergi mot rødt kjøtt 89 eller matavhengig treningsindusert anafylaksi66.

Interessant nok kan BAT gi informasjon om alvorlighetsgraden og terskelen for allergiske reaksjoner siden pasienter med mer alvorlige reaksjoner viser en større andel aktiverte basofiler, som observert i studier av peanøtt- og kumelkallergiske pasienter 84,90,91; og pasienter som reagerer på spormengder av allergenet viser en større basofil følsomhet 84,90,92. Disse dataene tyder på at BAT kan være nyttig for å identifisere høyrisikoallergiske pasienter som trenger tettere oppfølging og mer intensivert utdanning93. Videre har det blitt rapportert at BAT kan forutsi matutfordringsresponser 70,91,92,94 og terskler for reaktivitet90,95 for å avgjøre når mat kan være trygt (re) introdusert 84. Imidlertid er disse funnene kontroversielle i noen studier63,96 og mer forskning er nødvendig.

På den annen side har BAT blitt brukt til å overvåke oppløsning av matallergi, enten naturlig eller under immunmodulerende behandlinger, over tid, som til nå bare har blitt vurdert av oral matutfordring, med tilhørende risiko og kostnader 84,97,98,99,100,101,102,103,104,105,106 ,107,108. Videre har det også blitt brukt til å overvåke effekten av omalizumab i matallergi da basofil aktivering avtar under behandling med omalizumab, men det øker etter avsluttet behandling109.

Allergi mot sniffestoffer
BAT er sjelden gunstig ved inhalasjonsallergi, da diagnose rutinemessig kan etableres ved sIgE-kvantifisering og ST. Men i tilfeller av lokal allergisk rhinitt (uoppdagelige nivåer av sIgE og negative STs med positive nasal provokasjonstester), har BAT tillatt diagnose i 50% av tilfellene110. Det er videre rapportert en sammenheng mellom basofil sensitivitet og respons på nese/bronkial provokasjonstester, samt mellom astma alvorlighetsgrad og effekt av behandling med omalizumab111,112.

BAT har også blitt brukt til å overvåke allergenimmunterapi for husstøvmidd og pollen, da basofilfølsomheten minker under immunterapi, sannsynligvis på grunn av interferens av blokkerende IgG-antistoffer 113,114,115,116,117.

Hymenopteragift allergi
Diagnostisering av hymenoptera giftallergi er rutinemessig basert på ST og serum sIgE. BAT har vist høy sensitivitet (85-100%) og spesifisitet (83-100%), og det har blitt rapportert å være nyttig i tilfeller som gir tvetydige resultater eller hos pasienter med en suggestiv klinisk historie med giftallergi, men uoppdagelig sIgE og negativ ST118,119. BAT ser imidlertid ikke ut til å være prediktiv for alvorlighetsgrad for disse reaksjonene120,121.

Opptil 60% av pasientene utviser sIgE til både veps og biegift, og identifisering av dominant allergen er avgjørende for adekvat immunterapibehandling. I disse tilfellene har BAT blitt rapportert å være nyttig i identifiseringen av det dominerende allergenet 119,122,123,124. Selv om sIgE til de viktigste allergenene av bie- og vepsegifter kan redusere nytten av BAT hos pasienter med dobbel positivitet til begge giftene, gir det nyttig informasjon hovedsakelig hos personer med negative resultater i sIgE-bestemmelser123.

Noen studier tyder på at BAT kan være nyttig som en prediktiv biomarkør for bivirkninger i oppbyggingsfasen av giftimmunterapi, da dette behandlingsalternativet har blitt rapportert å redusere basofil følsomhet. Reaktiviteten reduseres imidlertid ikke, og dette BAT-verktøyet er i dag kontroversielt 13,120,125,126,127,128,129,130.

Urtikaria og angioødem
En undergruppe av kroniske urtikariapasienter har en autoinmune patofysiologi, på grunn av IgE-autoantistoffer mot autoallergener og IgG-autoantistoffer som retter seg mot FcεRI- eller IgE-FcεRI-komplekser tilstede på mastcelleoverflaten131,132. I klinisk praksis har diagnosen av denne typen kronisk urtikaria vært avhengig av positiv autolog serum ST, som har risiko for utilsiktet infeksjon. BAT har blitt foreslått som en in vitro-test for diagnostisering og overvåking av pasienter med mistanke om kronisk urtikaria. Både CD63- og CD203c-ekspresjon på overflaten av basofiler er rapportert å være økt etter stimulering med sera fra pasienter med kronisk urtikaria, som viser påvisning av aktive autoantistoffer 133,134,135,136,137. Nylig har det blitt rapportert at pasienter med positiv BAT ofte opplever den mest aktive sykdomstilstanden, vurdert ved urticaria aktivitetsscore, og krever høyere doser antihistaminer sammen med tredjelinjebehandlinger (ciklosporin A eller omalizumab), sammenlignet med de med negativ BAT138.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Protokollytelsen ble utført i henhold til Helsinkideklarasjonens prinsipper og godkjent av den lokale etiske komiteen (Comité de Ética para la Investigación Provincial de Málaga, Spania). Alle forsøkspersonene ble informert muntlig om forskningsstudien, og de signerte det tilsvarende informerte samtykkeskjemaet.

MERK: Den nåværende protokollen beskriver BAT-prosedyren som forfatterne bruker daglig. Dette er imidlertid ikke en standardisert metode, og det finnes forskjeller med prosedyrer publisert av andre forfattere. Hovedprotokollmodifikasjonene er relatert til bruk av IL-3 i stimuleringsbufferen, inkubasjonstid med stimulansen, metode for å stoppe basofil degranulering og flowcytometristrategier. Videre inkluderer forskjellige kommersielt tilgjengelige sett for BAT spesifikke protokoller anbefalt av produsenten.

1. Prøvepreparering

  1. Samle perifert blod i 9 ml hepariniserte rør og hold prøven ved romtemperatur (RT) i en rotor til det er nødvendig for eksperimentell protokoll.
  2. Merk 5 ml cytometerrør for negative kontroller (2 rør), positive kontroller (2 rør) og forskjellige konsentrasjoner av allergen / stoff (1 rør per hvert allergen / legemiddelkonsentrasjon testet). Plasser rørene i et stativ der rørene passer perfekt uten å skli.
  3. Klargjør stimuleringsbuffer i dobbeltdestillert vann som inneholder 2 % (v/v) HEPES, 78 mg/l NaCl, 3,7 mg/l KCl, 7,8 mg/l CaCl 2, 3,3 mg/l MgCl2, 1 g/l HSA. Juster pH til 7,4 og tilsett IL-3 ved 2 ng / ml. Tilbered vanligvis 100 ml og del i 2,5 ml aliquots som skal fryses ved -20 °C.
  4. Forbered positive kontroller i PBS-Tween-20 0,05% (v / v) (PBS-T): Positiv kontroll 1, N-Formylmethionyl-leucyl-fenylalanin (fMLP) (4 μM), for å bekrefte kvaliteten på basofiler; Positiv kontroll 2, Anti-IgE (0,05 mg/ml) som en IgE-mediert positiv kontroll.
  5. Forbered allergenet / stoffet i PBS-T ved 2x ønsket sluttkonsentrasjon.
    MERK: Optimale allergen-/legemiddelkonsentrasjoner som skal brukes, må tidligere bestemmes ved å bruke et bredt spekter av konsentrasjoner, ved dose-respons-kurver og ved cytotoksisitetsstudier som følger de samme protokolltrinnene139.

2. Klargjøring av fargeblanding

  1. Legg til monoklonale antistoffer merket med fluorokrom til stimuleringsbufferen etter produsentens anbefalte antistoffkonsentrasjon eller ved tidligere antistofftitrering. I denne protokollen legger vi til 1 μL av hvert antistoff (CCR3-APC og CD203c-PE for basofil identifikasjon; CD63-FITC for basofil aktivering)140 per 20 μL stimuleringsbuffer.
    NOTAT: Beskytt fargeblandingspreparatet mot lyset.
  2. Tilsett 23 μL fargeblanding til hvert rør.

3. Blodstimulering

  1. Tilsett 100 μL PBS-T til rør 1 og 2 (negativ kontroll), 100 μL fMLP til rør 3, 100 μL anti-IgE til rør 4 og 100 μL av de forskjellige allergen / legemiddelkonsentrasjonene til følgende rør. Inkuber i 10 minutter ved 37 °C i et termostatbad med middels omrøring til forvarmingsreagenser.
  2. Tilsett forsiktig 100 μL blod til hvert rør for å unngå hemolyse. Virvle forsiktig rør og inkuber i 25 minutter ved 37 °C i et termostatbad med middels omrøring.
  3. Stopp degranuleringen, hold slangene ved 4 °C i minst 5 minutter.
    MERK: Protokollen kan settes på pause her ved 4 °C i 30-45 min om nødvendig 141 142 143.

4. Erytrocytter lyser

  1. Tilsett 2 ml 1x lysbuffer til hvert rør til lyse erytrocytter. Vortex hvert rør og inkuber i 5 min ved RT.
    MERK: I dette trinnet er celler løst på grunn av fikseringsmidler (formaldehyd) som finnes i bufferen.
  2. Sentrifuge ved 300 x g ved 4 °C i 5 minutter. Dekanter supernatanten, velter stativet i en vask. Celler forblir på bunnen av rørene.
  3. Tilsett 3 ml PBS-T i hvert rør for å vaske celler. Vortex hvert rør.
  4. Sentrifuge ved 300 x g ved 4 °C i 5 minutter. Dekanter supernatanten, velter stativet i en vask.
    MERK: Hold prøvene ved 4 °C, beskyttet mot lyset til flowcytometeret har samlet seg.

5. Innsamling av flowcytometri

  1. Oppnå prøver ved hjelp av flowcytometer (f.eks. BD FACSCalibur Flow Cytometer). Koble flowcytometeret til dataprogramvaren og vent til cytometeret er klart. Last inn mal- og instrumentinnstillingene (tabell 1).
  2. Start prøveinnhenting.
  3. Bruk følgende cytometerstrategier for valg av aktiverte basofiler139.
    1. Gate lymfocyttene fra Side Scatter (SSC) - Forward Scatter (FSC) plottet.
    2. Gate basofilene fra lymfocyttpopulasjonen som CCR3 + CD203c + celler. Oppnå minst 500 basofiler per rør.
    3. Vis et CCR3 - CD63-plott for å analysere aktivering ved hjelp av CD63 som aktiveringsmarkør. Sett CD63-negativ terskel til ca. 2,5 % ved hjelp av de negative kontrollrørene.
    4. Skaff deg alle prøvene.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

BAT utført med allergener eller legemidler gjør det mulig å undersøke IgE-avhengige overfølsomhetsreaksjoner. Basofil reaktivitet bør måles i minst to optimale konsentrasjoner for å oppnå de beste resultatene34 , og aktiveringen visualiseres ved oppregulering av CD63 på celleoverflaten. I tilfelle av allergener, for å bekrefte basofilreaktiviteten, bør basofilfølsomheten analyseres ved å måle reaktiviteten ved flere avtagende allergenkonsentrasjoner114. Dette tiltaket tillater bestemmelse av allergenkonsentrasjonen som induserer responsen til 50% basofiler (EC50), som kan uttrykkes som "CD-sens"141. Måling av arealet under dosekurven (AUC) er nylig foreslått for å vurdere både basofil reaktivitet og basofil sensitivitet sammen58.

Flowcytometristrategien for analyse av BAT-resultater er vist i figur 1 og figur 2 og inkluderer gating av lymfocytter fra SSC-FSC-plottet (trinn 1), gating av basofiler fra lymfocyttpopulasjonen som CCR3 + CD203c + -celler (trinn 2), og viser et CCR3 - CD63-plott for å analysere aktivering ved hjelp av CD63 som aktiveringsmarkør (trinn 3). Tallene viser representative eksempler på BAT-resultater oppnådd for narkotika (figur 1) og allergener (figur 2).

Figure 1
Figur 1: Representativ analyse av medikamentell basofil aktiveringstest ved flowcytometri . (A) SSC-FSC-plott for å velge lymfocytt + basofil populasjon. (B) CCR3-CD203c plott for å gate basofiler fra lymfocyttpopulasjonen som CCR3 + CD203c celler. (C) CCR3-CD63 plott for å analysere aktivering ved hjelp av CD63 som aktiveringsmarkør for negativ kontroll, positiv kontroll og narkotika. Verdier som vises i hvert panel representerer prosentandel av celler. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Representativ analyse av allergen basofil aktiveringstest ved flowcytometri. (A) SSC-FSC-plott for å velge lymfocytt + basofil populasjon. (B) CCR3-CD203c plott for å gate basofiler fra lymfocyttpopulasjonen som CCR3 + CD203c + celler. (C) CCR3-CD63 plotter for å analysere aktivering ved bruk av CD63 som aktiveringsmarkør som viser resultater for negativ kontroll og avtagende konsentrasjoner av allergen (Ara h 9). Verdier som vises i hvert panel representerer prosentandel av celler. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Lyskilder (lasere) 488 nm Coherent SapphireTM luftkjølt argon-ion laser; 20 mW; 633-nm JDS UniphaseTM HeNe luftkjølt laser; 17 mW
Lys eksitatorisk bølgelengde Blå laser: 488 nm; Rød laser: 633 nm
Lyskildekraft ved eksitatorisk bølgelengde Blå laser: 20 mW; Rød laser: 17 mW
Optiske filtre SSC: 488/10; FITC: 530/30, PE:585/42, APC: 660/20
Optiske detektorer FSC, SSC, FL1-H FITC, FL2-H PE, FL4-H APC
Optiske detektorer tye luftkjølt argon-ion laser
Optiske baner BD-oktogon (488 nm laserlinje); BD Trigons (633 nm laserlinje)

Tabell 1: Krav til flowcytometer

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

BAT er en komplementær in vitro diagnostisk test for evaluering av IgE-medierte allergiske reaksjoner som har vist seg å være nyttig i diagnosen reaksjoner indusert av forskjellige utløsere som narkotika, mat eller sniffestoffer, samt i noen former for kronisk urtikaria. Generelt bør BAT-ytelse vurderes hvis i) allergenet / stoffet gir falske positive resultater i ST; ii) allergenet/stoffet ikke er tilgjengelig for bruk til kvantifisering av ST eller sIgE; iii) uoverensstemmelse mellom anamnese og ST- eller sIgE-bestemmelse eksisterer; iv) symptomer tyder på at ST kan indusere en systemisk reaksjon; v) før CCT for skyldig allergen/legemiddelbekreftelse10.

Når det gjelder den eksperimentelle protokollen, er det forskjellige viktige aspekter som skal vurderes for å få passende blodprøver til testen. Systemiske steroider 146 og immunsupressorer, inkludert orale kortikosteroider,147 bør unngås før testing på grunn av reduksjon av basofil respons 146 (antihistaminer og topiske steroider påvirker ikke bat-resultatene)146. Testen skal ikke utføres ved infeksjon eller aktive kroniske betennelsestilstander148. Intervalltiden mellom reaksjonen og testen bør ikke være lenger enn 1 år på grunn av rapportert negativisering av sIgE-nivåer over tid42,52,149. Testen utføres med friskt fullblod og må utføres ikke lenger enn 24 timer etter blodprøveutvinning150.151. Blod må samles i heparinstabiliserte rør fordi basofiler ikke degranulerer hvis EDTA eller syre-citrat dekstrose brukes som stabilisator, selv om det kan brukes etter tilsetning av kalsium152. På den annen side bør stimulansen som brukes i testen ikke inneholde noen hjelpestoffer; Av denne grunn anbefales standardiserte allergenekstrakter, rekombinante eller rensede allergener, rene aktive ingredienser eller intravenøse injiserbare legemiddelpreparater. Videre må kjemiske egenskaper av stoffene vurderes. For eksempel er noen stoffer ustabile i oppløsning og må være tilberedt før hver test, og andre er fotolabile og må utføres mens analysen beskyttes mot lyset48. Toksisitet og uspesifikk aktivering bør evalueres for hver testet allergen / legemiddel og ROC-kurver med bekreftede pasienter, og tolerante kontroller må analyseres for å bestemme avskjæringen. Til slutt bør betydningen av begge positive kontroller fremheves i analysen av BAT. fMLP er et bakterielt peptid som induserer basofil aktivering gjennom G-proteinkoblet fMLP-reseptor. Av denne grunn brukes det ofte som en positiv kontroll av ikke-IgE-mediert aktivering16. Anti-IgE eller alternativt anti-FcεRI brukes som positive kontroller av IgE-mediert basofil aktivering. Ingen basofil aktivering i nærvær av både ikke-IgE og IgE-medierte positive kontroller antyder ikke nok kvalitet på basofiler eller feil i eksperimentell protokoll. I motsetning til dette er basofiler aktivert med fMLP, men ikke med anti-IgE eller anti-FcεRI, betegnet som ikke-responderende basofiler, og anslås at 6-17% av den generelle befolkningen ikke responderer på stimulering gjennom FcεRI i BAT 63,84,153, selv om de uttrykker normale tettheter av celler overflate IgE. Manglende respons kan være relatert til lave nivåer av Syk fosfatase 154,155,156 sammen med økte nivåer av CD45 157. Selv om studier har vist at ikke-responderende basofiler kan bli respondere i nærvær av IL-3158 in vitro-analyser, kan ikke-responderende basofiler fortsatt påvises i BAT, og i disse tilfellene kan resultatene ikke vurderes for evaluering.

Når det gjelder inkludering av IL-3, et basofilt primingcytokin, eksisterer det ingen generell konsensus. Bruk av IL-3 er rapportert å øke basofil respons i CD63-basert BAT uten å indusere CD63-oppregulering av seg selv etter en kort forbehandling 7,159,160. En annen studie antyder imidlertid at IL-3 oppregulerer CD63-uttrykk ved baseline161. I motsetning til dette, når det gjelder CD203c-basert BAT, bekrefter studier at IL-3-priming forbedrer CD203c-uttrykk ved å hvile basofiler, redusere forskjeller mellom ustimulerte og stimulerte basofiler og redusere BAT-følsomhet 159,161.

Ulike gating strategier kan brukes til å identifisere basofil populasjon og analysere basofil aktivering ved flyt cyotmetri. Basofiler er lavside spredningsceller som kan identifiseres gjennom forskjellige utvalgsmarkøralternativer 162,163,164, som er et nøkkelpunkt som kan påvirke den diagnostiske effektiviteten til BAT165,166. Valg av cellemarkør bør være basert på spesifisitet for å diskriminere basofiler fra andre cellepopulasjoner, samt på cellemarkøruttrykk på hvilende og aktiverte celler. De mest kjente og mest brukte basofile seleksjonsmarkørene er: CD193 (CCR3) (også uttrykt på mastceller, Th2-lymfocytter162 og eosinofiler), CD123 (også uttrykt på HLA-DR+ plasmacytoide dendrittiske celler), CD203c (utelukkende uttrykt på basofiler og oppregulert etter basofil aktivering) og FcεRI (også uttrykt på pluripotente forfedre av mastceller)139. Basert på disse cellemarkørene og i kombinasjon med SSC, er mer vanlige seleksjonsstrategier SSC lav CCR3+, SSC lav CCR3+CD203c+ (anvendt i denne protokollen), SSC lav CD123+HLA-DR−, SSC lav CD203c+CD123+HLA-DR−, SSClavFcεRI+HLA-DR− (for å utelukke antigenpresenterende celler og monocytter 146,161 ,162,163), SSC lav CD203c+CRTH2+CD3- (for å ekskludere T-celler)164, SSC lav CD203c+ eller SSC lav CCR3+CD123+10,162,166, SSC lavCD123+(CD3-CD14-CD19-CD20-)167,168, og SSClavIgE+169,170, selv om sistnevnte ikke anbefales på grunn av begrensninger hos pasienter med lave IgE-nivåer. Etter nøyaktig utvelgelse av basofil populasjon oppdages aktivering vanligvis ved påvisning av CD63, lokalisert i membranen av sekretoriske granulater 16.171 hvis uttrykk på basofiloverflaten er direkte korrelert med basofil degranulering og histaminfrigivelse16.172.173. Et annet alternativ er analysen av CD203c, selv om følsomheten er lavere på grunn av dens oppregulering av IL-3 159 161, konstitutivt uttrykt på hvilende basofiler og oppregulert på aktiverte basofiler.

Basofil aktivering oppdages ved å måle prosentandelen av CD63-positive celler (CD63-basert BAT) eller variasjoner i CD203c gjennomsnittlig fluorescensintensitet (MFI) (CD203c-basert BAT) sammenlignet med et negativt kontrollsett som terskelverdi for hver analyse. En terskel på 2,5 % CD63-positive celler i den negative kontrollen (ustimulerte celler) anbefales for å bestemme de mest nøyaktige BAT-resultatene sammenlignet med en kontrollert utfordringstest. Vurdering av positivitet avhenger av den testede stimulansen. Basofilaktivering anses som positiv for en stimulus dersom prosentandelen CD63-positive basofiler i nærvær av stimulusen dividert med prosentandelen CD63-positive basofiler i den negative kontrollen er høyere enn avskjæringen beregnet ved ROC-kurveanalyse av data hentet fra bekreftede allergiske pasienter og friske givere.

BAT-ytelse gjør det mulig å skille mellom IgE-avhengig og IgE-uavhengig basofil aktivering ved å analysere den hemmende effekten av wortmannin (WTM) 16,174,175, en potent og spesifikk hemmer av fosfoinositid 3-kinase involvert i IgE-mediert basofil aktivering. Inhiberingsanalysen utføres ved å inkubere blod med WTM (1 μM) ved 37 ° C i 5 minutter før inkubasjonen med stimulansen. For å bekrefte at BAT-hemming med WTM er korrekt, må hemming av positiv kontrollanti-IgE, men ikke positiv kontroll, fMLP overholdes.

Dessverre er det ingen standardisering mellom ulike laboratorier når det gjelder prosedyrer, konsentrasjoner og markører. Fremtidige multisenterstudier er nødvendig for å standardisere metoden for å sammenligne resultater mellom sentre og klinisk standardisere og validere testen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Vi takker Claudia Corazza for hennes uvurderlige engelskspråklige støtte. Dette arbeidet ble støttet av Institute of Health '' Carlos III '' (ISCIII) av MINECO (stipend cofunded av ERDF: "Una manera de hacer Europa"; Tilskudd nr. PI20/01715; PI18/00095; PI17/01410; PI17/01318; PI17/01237 og RETIC ARADYAL RD16/0006/0001; Det andalusiske regionale helsedepartementet (Grant Nos. PI-0127-2020, PIO-0176-2018; PE-0172-2018; PE-0039-2018; PC-0098-2017; PI-0075-2017; PI-0241-2016). ID er en klinisk etterforsker (B-0001-2017) og AA har en senior postdoktorkontrakt (RH-0099-2020), begge støttet av det andalusiske regionale helsedepartementet (finansiert av ESF: "Andalucía se mueve con Europa").

Materials

Name Company Catalog Number Comments
5 mL Round Bottom Polystyrene Test Tube, without Cap, Nonsterile Corning 352008
APC anti-human CD193 (CCR3) Antibody BioLegend 310708
BD FACSCalibur Flow Cytometer BD Biosciences
Calcium chloride Sigma-Aldrich C1016
FITC anti-human CD63 Antibody BioLegend 353006
HEPES (1 M) Thermo-Fisher 15630106
Lysing Solution 10x concentrated BD Biosciences 349202
Magnesium chloride Sigma-Aldrich M8266
N-Formyl-Met-Leu-Phe Sigma-Aldrich F3506
PE anti-human CD203c (E-NPP3) Antibody BioLegend 324606
Potassium chloride Sigma-Aldrich P9541
Purified Mouse Anti-Human IgE BD Biosciences 555857
Recombinant Human IL-3 R&D Systems 203-IL
Sheath Fluid BD Biosciences 342003
Sodium chloride Sigma-Aldrich S3014
TUBE 9 mL LH Lithium Heparin Greiner Bio-One 455084
Tween 20 Sigma-Aldrich P1379

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Mayorga, C., et al. In vitro tests for drug hypersensitivity reactions: an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 71 (8), 1103-1134 (2016).
  2. Romano, A., et al. Towards a more precise diagnosis of hypersensitivity to beta-lactams - an EAACI position paper. Allergy. 75 (6), 1300-1315 (2020).
  3. Garvey, L. H., et al. An EAACI position paper on the investigation of perioperative immediate hypersensitivity reactions. Allergy. 74 (10), 1872-1884 (2019).
  4. Gomes, E. R., et al. Drug hypersensitivity in children: report from the pediatric task force of the EAACI Drug Allergy Interest Group. Allergy. 71 (2), 149-161 (2016).
  5. Ansotegui, I. J., et al. IgE allergy diagnostics and other relevant tests in allergy, a World Allergy Organization position paper. World Allergy Organization Journal. 13 (2), 100080 (2020).
  6. Jeebhay, M. F., et al. Food processing and occupational respiratory allergy- An EAACI position paper. Allergy. 74 (10), 1852-1871 (2019).
  7. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted allergy diagnosis: current applications and future perspectives. Allergy. 61 (9), 1028-1039 (2006).
  8. Bochner, B. S. Systemic activation of basophils and eosinophils: markers and consequences. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 106 (5), Suppl 292-302 (2000).
  9. Ghannadan, M., et al. Detection of novel CD antigens on the surface of human mast cells and basophils. International Archives of Allergy and Immunology. 127 (4), 299-307 (2002).
  10. Hoffmann, H. J., et al. The clinical utility of basophil activation testing in diagnosis and monitoring of allergic disease. Allergy. 70 (11), 1393-1405 (2015).
  11. Sainte-Laudy, J., Sabbah, A., Drouet, M., Lauret, M. G., Loiry, M. Diagnosis of venom allergy by flow cytometry. Correlation with clinical history, skin tests, specific IgE, histamine and leukotriene C4 release. Clinical & Experimental Allergy. 30 (8), 1166-1171 (2000).
  12. Sturm, G. J., et al. The CD63 basophil activation test in Hymenoptera venom allergy: a prospective study. Allergy. 59 (10), 1110-1117 (2004).
  13. Erdmann, S. M., et al. The basophil activation test in wasp venom allergy: sensitivity, specificity and monitoring specific immunotherapy. Allergy. 59 (10), 1102-1109 (2004).
  14. De Weck, A. L., et al. Diagnostic tests based on human basophils: more potentials and perspectives than pitfalls. International Archives of Allergy and Immunology. 146 (3), 177-189 (2008).
  15. Buhring, H. J., Streble, A., Valent, P. The basophil-specific ectoenzyme E-NPP3 (CD203c) as a marker for cell activation and allergy diagnosis. International Archives of Allergy and Immunology. 133 (4), 317-329 (2004).
  16. Knol, E. F., Mul, F. P., Jansen, H., Calafat, J., Roos, D. Monitoring human basophil activation via CD63 monoclonal antibody 435. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 88 (3), Pt 1 328-338 (1991).
  17. Fureder, W., Agis, H., Sperr, W. R., Lechner, K., Valent, P. The surface membrane antigen phenotype of human blood basophils. Allergy. 49 (10), 861-865 (1994).
  18. Sanz, M. L., et al. Allergen-induced basophil activation: CD63 cell expression detected by flow cytometry in patients allergic to Dermatophagoides pteronyssinus and Lolium perenne. Clinical & Experimental Allergy. 31 (7), 1007-1013 (2001).
  19. Monneret, G., et al. Monitoring of basophil activation using CD63 and CCR3 in allergy to muscle relaxant drugs. Clin Immunol. 102 (2), 192-199 (2002).
  20. Sanz, M. L., et al. Flow cytometric basophil activation test by detection of CD63 expression in patients with immediate-type reactions to betalactam antibiotics. Clinical & Experimental Allergy. 32 (2), 277-286 (2002).
  21. Ebo, D. G., et al. Flow cytometric analysis of in vitro activated basophils, specific IgE and skin tests in the diagnosis of pollen-associated food allergy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 64 (1), 28-33 (2005).
  22. Sudheer, P. S., Hall, J. E., Read, G. F., Rowbottom, A. W., Williams, P. E. Flow cytometric investigation of peri-anaesthetic anaphylaxis using CD63 and CD203c. Anaesthesia. 60 (3), 251-256 (2005).
  23. Binder, M., Fierlbeck, G., King, T., Valent, P., Buhring, H. J. Individual hymenoptera venom compounds induce upregulation of the basophil activation marker ectonucleotide pyrophosphatase/phosphodiesterase 3 (CD203c) in sensitized patients. International Archives of Allergy and Immunology. 129 (2), 160-168 (2002).
  24. Hauswirth, A. W., et al. Recombinant allergens promote expression of CD203c on basophils in sensitized individuals. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 110 (1), 102-109 (2002).
  25. Boumiza, R., et al. Marked improvement of the basophil activation test by detecting CD203c instead of CD63. Clinical & Experimental Allergy. 33 (2), 259-265 (2003).
  26. Macglashan, D. Expression of CD203c and CD63 in human basophils: relationship to differential regulation of piecemeal and anaphylactic degranulation processes. Clinical & Experimental Allergy. 40 (9), 1365-1377 (2010).
  27. Mayorga, C., Dona, I., Perez-Inestrosa, E., Fernandez, T. D., Torres, M. J. The Value of In Vitro Tests to DiminishDrug Challenges. International Journal of Molecular Sciences. 18 (6), (2017).
  28. Brockow, K., et al. General considerations for skin test procedures in the diagnosis of drug hypersensitivity. Allergy. 57 (1), 45-51 (2002).
  29. Brockow, K., et al. Skin test concentrations for systemically administered drugs -- an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 68 (6), 702-712 (2013).
  30. Torres, M. J., et al. Approach to the diagnosis of drug hypersensitivity reactions: similarities and differences between Europe and North America. Clinical and Translational Allergy. 7, 7 (2017).
  31. Mayorga, C., et al. In vitro tests for drug hypersensitivity reactions: an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 71 (8), 1103-1134 (2016).
  32. Mayorga, C., et al. Controversies in drug allergy: In vitro testing. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 143 (1), 56-65 (2019).
  33. Aberer, W., et al. Drug provocation testing in the diagnosis of drug hypersensitivity reactions: general considerations. Allergy. 58 (9), 854-863 (2003).
  34. De Week, A. L., et al. Diagnosis of immediate-type beta-lactam allergy in vitro by flow-cytometric basophil activation test and sulfidoleukotriene production: a multicenter study. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 19 (2), 91-109 (2009).
  35. Abuaf, N., et al. Comparison of two basophil activation markers CD63 and CD203c in the diagnosis of amoxicillin allergy. Clinical & Experimental Allergy. 38 (6), 921-928 (2008).
  36. Torres, M. J., et al. The diagnostic interpretation of basophil activation test in immediate allergic reactions to betalactams. Clinical & Experimental Allergy. 34 (11), 1768-1775 (2004).
  37. Torres, M. J., et al. Clavulanic acid can be the component in amoxicillin-clavulanic acid responsible for immediate hypersensitivity reactions. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 125 (2), 502-505 (2010).
  38. Eberlein, B., et al. A new basophil activation test using CD63 and CCR3 in allergy to antibiotics. Clinical & Experimental Allergy. 40 (3), 411-418 (2010).
  39. Sanchez-Morillas, L., et al. Selective allergic reactions to clavulanic acid: a report of 9 cases. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 126 (1), 177-179 (2010).
  40. Leysen, J., et al. Allergy to rocuronium: from clinical suspicion to correct diagnosis. Allergy. 66 (8), 1014-1019 (2011).
  41. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted diagnostic management of anaphylaxis from rocuronium bromide. Allergy. 61 (8), 935-939 (2006).
  42. Kvedariene, V., et al. Diagnosis of neuromuscular blocking agent hypersensitivity reactions using cytofluorimetric analysis of basophils. Allergy. 61 (3), 311-315 (2006).
  43. Hagau, N., Gherman-Ionica, N., Sfichi, M., Petrisor, C. Threshold for basophil activation test positivity in neuromuscular blocking agents hypersensitivity reactions. Allergy Asthma Clin Immunol. 9 (1), 42 (2013).
  44. Uyttebroek, A. P., et al. Flowcytometric diagnosis of atracurium-induced anaphylaxis. Allergy. 69 (10), 1324-1332 (2014).
  45. Abuaf, N., et al. Validation of a flow cytometric assay detecting in vitro basophil activation for the diagnosis of muscle relaxant allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 104 (2), Pt 1 411-418 (1999).
  46. Aranda, A., et al. In vitro evaluation of IgE-mediated hypersensitivity reactions to quinolones. Allergy. 66 (2), 247-254 (2011).
  47. Fernandez, T. D., et al. Hypersensitivity to fluoroquinolones: The expression of basophil activation markers depends on the clinical entity and the culprit fluoroquinolone. Medicine (Baltimore). 95 (23), 3679 (2016).
  48. Mayorga, C., et al. Fluoroquinolone photodegradation influences specific basophil activation. International Archives of Allergy and Immunology. 160 (4), 377-382 (2013).
  49. Rouzaire, P., et al. Negativity of the basophil activation test in quinolone hypersensitivity: a breakthrough for provocation test decision-making. International Archives of Allergy and Immunology. 157 (3), 299-302 (2012).
  50. Hagau, N., Longrois, D., Petrisor, C. Threshold for positivity and optimal dipyrone concentration in flow cytometry-assisted basophil activation test. Allergy, Asthma & Immunology Research. 5 (6), 383-388 (2013).
  51. Gamboa, P. M., et al. Use of CD63 expression as a marker of in vitro basophil activation and leukotriene determination in metamizol allergic patients. Allergy. 58 (4), 312-317 (2003).
  52. Gomez, E., et al. Immunoglobulin E-mediated immediate allergic reactions to dipyrone: value of basophil activation test in the identification of patients. Clinical & Experimental Allergy. 39 (8), 1217-1224 (2009).
  53. Pinnobphun, P., Buranapraditkun, S., Kampitak, T., Hirankarn, N., Klaewsongkram, J. The diagnostic value of basophil activation test in patients with an immediate hypersensitivity reaction to radiocontrast media. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 106 (5), 387-393 (2011).
  54. Salas, M., et al. Diagnosis of immediate hypersensitivity reactions to radiocontrast media. Allergy. 68 (9), 1203-1206 (2013).
  55. Chirumbolo, S. Basophil activation test (BAT) in the diagnosis of immediate hypersensitivity reactions to radiocontrast media. Allergy. 68 (12), 1627-1628 (2013).
  56. Dona, I., et al. Hypersensitivity Reactions to Multiple Iodinated Contrast Media. Frontiers in Pharmacology. 11, 575437 (2020).
  57. Giavina-Bianchi, P., Galvao, V. R., Picard, M., Caiado, J., Castells, M. C. Basophil Activation Test is a Relevant Biomarker of the Outcome of Rapid Desensitization in Platinum Compounds-Allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 5 (3), 728-736 (2017).
  58. Iwamoto, T., et al. Evaluation of basophil CD203c as a predictor of carboplatin-related hypersensitivity reaction in patients with gynecologic cancer. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 35 (9), 1487-1495 (2012).
  59. Iwamoto, T., et al. Carboplatin-induced severe hypersensitivity reaction: role of IgE-dependent basophil activation and FcepsilonRI. Cancer Science. 105 (11), 1472-1479 (2014).
  60. Muraro, A., et al. EAACI food allergy and anaphylaxis guidelines: diagnosis and management of food allergy. Allergy. 69 (8), 1008-1025 (2014).
  61. Sato, S., et al. Basophil activation marker CD203c is useful in the diagnosis of hen's egg and cow's milk allergies in children. International Archives of Allergy and Immunology. 152, Suppl 1 54-61 (2010).
  62. Ciepiela, O., et al. Basophil activation test based on the expression of CD203c in the diagnostics of cow milk allergy in children. European Journal of Medical Research. 15, Suppl 2 21-26 (2010).
  63. Ocmant, A., et al. Basophil activation tests for the diagnosis of food allergy in children. Clinical & Experimental Allergy. 39 (8), 1234-1245 (2009).
  64. Carroccio, A., et al. A comparison between two different in vitro basophil activation tests for gluten- and cow's milk protein sensitivity in irritable bowel syndrome (IBS)-like patients. Clinical Chemistry and Laboratory Medicine. 51 (6), 1257-1263 (2013).
  65. Tokuda, R., et al. Antigen-induced expression of CD203c on basophils predicts IgE-mediated wheat allergy. Allergology International. 58 (2), 193-199 (2009).
  66. Chinuki, Y., et al. CD203c expression-based basophil activation test for diagnosis of wheat-dependent exercise-induced anaphylaxis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 129 (5), 1404-1406 (2012).
  67. Carroccio, A., et al. Non-celiac wheat sensitivity diagnosed by double-blind placebo-controlled challenge: exploring a new clinical entity. Am J Gastroenterol. 107 (12), 1898-1906 (2012).
  68. Carroccio, A., et al. A cytologic assay for diagnosis of food hypersensitivity in patients with irritable bowel syndrome. Clin Gastroenterol Hepatol. 8 (3), 254-260 (2010).
  69. Santos, A. F., et al. Basophil activation test discriminates between allergy and tolerance in peanut-sensitized children. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (3), 645-652 (2014).
  70. Glaumann, S., et al. Basophil allergen threshold sensitivity, CD-sens, IgE-sensitization and DBPCFC in peanut-sensitized children. Allergy. 67 (2), 242-247 (2012).
  71. Javaloyes, G., et al. Performance of different in vitro techniques in the molecular diagnosis of peanut allergy. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 22 (7), 508-513 (2012).
  72. Glaumann, S., Nopp, A., Johansson, S. G., Borres, M. P., Nilsson, C. Oral peanut challenge identifies an allergy but the peanut allergen threshold sensitivity is not reproducible. PLoS One. 8 (1), 53465 (2013).
  73. Elizur, A., et al. NUT Co Reactivity - ACquiring Knowledge for Elimination Recommendations (NUT CRACKER) study. Allergy. 73 (3), 593-601 (2018).
  74. Cucu, T., De Meulenaer, B., Bridts, C., Devreese, B., Ebo, D. Impact of thermal processing and the Maillard reaction on the basophil activation of hazelnut allergic patients. Food Chem Toxicol. 50 (5), 1722-1728 (2012).
  75. Worm, M., et al. Impact of native, heat-processed and encapsulated hazelnuts on the allergic response in hazelnut-allergic patients. Clinical & Experimental Allergy. 39 (1), 159-166 (2009).
  76. Brandstrom, J., et al. Basophil allergen threshold sensitivity and component-resolved diagnostics improve hazelnut allergy diagnosis. Clinical & Experimental Allergy. 45 (9), 1412-1418 (2015).
  77. Lotzsch, B., Dolle, S., Vieths, S., Worm, M. Exploratory analysis of CD63 and CD203c expression in basophils from hazelnut sensitized and allergic individuals. Clinical and Translational Allergy. 6, 45 (2016).
  78. Ebo, D. G., Bridts, C. H., Hagendorens, M. M., De Clerck, L. S., Stevens, W. J. Scampi allergy: from fancy name-giving to correct diagnosis. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 18 (3), 228-230 (2008).
  79. Gamboa, P. M., et al. Component-resolved in vitro diagnosis in peach-allergic patients. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 19 (1), 13-20 (2009).
  80. Gamboa, P. M., et al. Two different profiles of peach allergy in the north of Spain. Allergy. 62 (4), 408-414 (2007).
  81. Diaz-Perales, A., et al. Recombinant Pru p 3 and natural Pru p 3, a major peach allergen, show equivalent immunologic reactivity: a new tool for the diagnosis of fruit allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 111 (3), 628-633 (2003).
  82. Erdmann, S. M., Heussen, N., Moll-Slodowy, S., Merk, H. F., Sachs, B. CD63 expression on basophils as a tool for the diagnosis of pollen-associated food allergy: sensitivity and specificity. Clinical & Experimental Allergy. 33 (5), 607-614 (2003).
  83. Erdmann, S. M., et al. In vitro analysis of birch-pollen-associated food allergy by use of recombinant allergens in the basophil activation test. International Archives of Allergy and Immunology. 136 (3), 230-238 (2005).
  84. Rubio, A., et al. Benefit of the basophil activation test in deciding when to reintroduce cow's milk in allergic children. Allergy. 66 (1), 92-100 (2011).
  85. Decuyper, I. i, et al. Performance of basophil activation test and specific IgG4 as diagnostic tools in nonspecific lipid transfer protein allergy: Antwerp-Barcelona comparison. Allergy. 75 (3), 616-624 (2020).
  86. Mayorga, C., et al. Basophil response to peanut allergens in Mediterranean peanut-allergic patients. Allergy. 69 (7), 964-968 (2014).
  87. Glaumann, S., et al. Evaluation of basophil allergen threshold sensitivity (CD-sens) to peanut and Ara h 8 in children IgE-sensitized to Ara h 8. Clinical and Molecular Allergy. 13 (1), 5 (2015).
  88. Wolbing, F., et al. The clinical relevance of birch pollen profilin cross-reactivity in sensitized patients. Allergy. 72 (4), 562-569 (2017).
  89. Commins, S. P., et al. Delayed clinical and ex vivo response to mammalian meat in patients with IgE to galactose-alpha-1,3-galactose. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (1), 108-115 (2014).
  90. Santos, A. F., et al. Distinct parameters of the basophil activation test reflect the severity and threshold of allergic reactions to peanut. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 135 (1), 179-186 (2015).
  91. Song, Y., et al. Correlations between basophil activation, allergen-specific IgE with outcome and severity of oral food challenges. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 114 (4), 319-326 (2015).
  92. Chinthrajah, R. S., et al. Development of a tool predicting severity of allergic reaction during peanut challenge. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 121 (1), 69-76 (2018).
  93. Santos, A. F., Shreffler, W. G. Road map for the clinical application of the basophil activation test in food allergy. Clinical & Experimental Allergy. 47 (9), 1115-1124 (2017).
  94. Santos, A. F., et al. Biomarkers of severity and threshold of allergic reactions during oral peanut challenges. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 146 (2), 344-355 (2020).
  95. Reier-Nilsen, T., et al. Predicting reactivity threshold in children with anaphylaxis to peanut. Clinical & Experimental Allergy. 48 (4), 415-423 (2018).
  96. Chapuis, A., et al. h 2 basophil activation test does not predict clinical reactivity to peanut. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 6 (5), 1772-1774 (2018).
  97. Patil, S. U., et al. Early decrease in basophil sensitivity to Ara h 2 precedes sustained unresponsiveness after peanut oral immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (5), 1310-1319 (2019).
  98. Chinthrajah, R. S., et al. Sustained outcomes in oral immunotherapy for peanut allergy (POISED study): a large, randomised, double-blind, placebo-controlled, phase 2 study. Lancet. 394 (10207), 1437-1449 (2019).
  99. Kim, E. H., et al. Long-term sublingual immunotherapy for peanut allergy in children: Clinical and immunologic evidence of desensitization. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (5), 1320-1326 (2019).
  100. Tsai, M., Mukai, K., Chinthrajah, R. S., Nadeau, K. C., Galli, S. J. Sustained successful peanut oral immunotherapy associated with low basophil activation and peanut-specific IgE. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 145 (3), 885-896 (2020).
  101. Nachshon, L., et al. Efficacy and Safety of Sesame Oral Immunotherapy-A Real-World, Single-Center Study. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 7 (8), 2775-2781 (2019).
  102. Goldberg, M. R., et al. Efficacy of baked milk oral immunotherapy in baked milk-reactive allergic patients. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 136 (6), 1601-1606 (2015).
  103. Keet, C. A., et al. The safety and efficacy of sublingual and oral immunotherapy for milk allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 129 (2), 448-455 (2012).
  104. Matsui, T., et al. Changes in passively-sensitized basophil activation to alphaS1-casein after oral immunotherapy. Immunity, Inflammation and Disease. 8 (2), 188-197 (2020).
  105. Giavi, S., et al. Oral immunotherapy with low allergenic hydrolysed egg in egg allergic children. Allergy. 71 (11), 1575-1584 (2016).
  106. Jones, S. M., et al. Clinical efficacy and immune regulation with peanut oral immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 124 (2), 292-300 (2009).
  107. Burks, A. W., et al. Oral immunotherapy for treatment of egg allergy in children. New England Journal of Medicine. 367 (3), 233-243 (2012).
  108. Elizur, A., et al. Clinical and laboratory 2-year outcome of oral immunotherapy in patients with cow's milk allergy. Allergy. 71 (2), 275-278 (2016).
  109. Gernez, Y., et al. Basophil CD203c levels are increased at baseline and can be used to monitor omalizumab treatment in subjects with nut allergy. International Archives of Allergy and Immunology. 154 (4), 318-327 (2011).
  110. Gomez, E., et al. Role of the basophil activation test in the diagnosis of local allergic rhinitis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 132 (4), 975-976 (2013).
  111. Nopp, A., et al. Basophil allergen threshold sensitivity: a useful approach to anti-IgE treatment efficacy evaluation. Allergy. 61 (3), 298-302 (2006).
  112. Dahlen, B., et al. Basophil allergen threshold sensitivity, CD-sens, is a measure of allergen sensitivity in asthma. Clinical & Experimental Allergy. 41 (8), 1091-1097 (2011).
  113. Lalek, N., Kosnik, M., Silar, M., Korosec, P. Immunoglobulin G-dependent changes in basophil allergen threshold sensitivity during birch pollen immunotherapy. Clinical & Experimental Allergy. 40 (8), 1186-1193 (2010).
  114. Schmid, J. M., Wurtzen, P. A., Dahl, R., Hoffmann, H. J. Early improvement in basophil sensitivity predicts symptom relief with grass pollen immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (3), 741-744 (2014).
  115. Sharif, H., et al. Immunologic mechanisms of a short-course of Lolium perenne peptide immunotherapy: A randomized, double-blind, placebo-controlled trial. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (3), 738-749 (2019).
  116. Kim, S. H., et al. Changes in basophil activation during immunotherapy with house dust mite and mugwort in patients with allergic rhinitis. Asia Pacific Allergy. 8 (1), 6 (2018).
  117. Feng, M., et al. Allergen Immunotherapy-Induced Immunoglobulin G4 Reduces Basophil Activation in House Dust Mite-Allergic Asthma Patients. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 30 (2020).
  118. Korosec, P., et al. Clinical routine utility of basophil activation testing for diagnosis of hymenoptera-allergic patients with emphasis on individuals with negative venom-specific IgE antibodies. International Archives of Allergy and Immunology. 161 (4), 363-368 (2013).
  119. Ebo, D. G., Hagendorens, M. M., Bridts, C. H., De Clerck, L. S., Stevens, W. J. Hymenoptera venom allergy: taking the sting out of difficult cases. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 17 (6), 357-360 (2007).
  120. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted quantification of in vitro activated basophils in the diagnosis of wasp venom allergy and follow-up of wasp venom immunotherapy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 72 (3), 196-203 (2007).
  121. Ott, H., Tenbrock, K., Baron, J., Merk, H., Lehmann, S. Basophil activation test for the diagnosis of hymenoptera venom allergy in childhood: a pilot study. Klin Padiatr. 223 (1), 27-32 (2011).
  122. Eberlein-Konig, B., Rakoski, J., Behrendt, H., Ring, J. Use of CD63 expression as marker of in vitro basophil activation in identifying the culprit in insect venom allergy. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 14 (1), 10-16 (2004).
  123. Eberlein, B., Krischan, L., Darsow, U., Ollert, M., Ring, J. Double positivity to bee and wasp venom: improved diagnostic procedure by recombinant allergen-based IgE testing and basophil activation test including data about cross-reactive carbohydrate determinants. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 130 (1), 155-161 (2012).
  124. Sturm, G. J., et al. Inconsistent results of diagnostic tools hamper the differentiation between bee and vespid venom allergy. PLoS One. 6 (6), 20842 (2011).
  125. Zitnik, S. E., et al. Monitoring honeybee venom immunotherapy in children with the basophil activation test. Pediatric Allergy and Immunology. 23 (2), 166-172 (2012).
  126. Kosnik, M., Silar, M., Bajrovic, N., Music, E., Korosec, P. High sensitivity of basophils predicts side-effects in venom immunotherapy. Allergy. 60 (11), 1401-1406 (2005).
  127. Celesnik, N., et al. Short-term venom immunotherapy induces desensitization of FcepsilonRI-mediated basophil response. Allergy. 67 (12), 1594-1600 (2012).
  128. Nullens, S., et al. Basophilic histamine content and release during venom immunotherapy: insights by flow cytometry. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 84 (3), 173-178 (2013).
  129. Bidad, K., Nawijn, M. C., Van Oosterhout, A. J., Van Der Heide, S., Elberink, J. N. Basophil activation test in the diagnosis and monitoring of mastocytosis patients with wasp venom allergy on immunotherapy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 86 (3), 183-190 (2014).
  130. Eberlein-Konig, B., Schmidt-Leidescher, C., Behrendt, H., Ring, J. Predicting side-effects in venom immunotherapy by basophil activation. Allergy. 61 (7), 897 (2006).
  131. Kikuchi, Y., Kaplan, A. P. Mechanisms of autoimmune activation of basophils in chronic urticaria. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 107 (6), 1056-1062 (2001).
  132. Huston, D. P., Sabato, V. Decoding the Enigma of Urticaria and Angioedema. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 6 (4), 1171-1175 (2018).
  133. Netchiporouk, E., et al. Positive CD63 Basophil Activation Tests Are Common in Children with Chronic Spontaneous Urticaria and Linked to High Disease Activity. International Archives of Allergy and Immunology. 171 (2), 81-88 (2016).
  134. Irinyi, B., et al. Extended diagnostic value of autologous serum skin test and basophil CD63 expression assay in chronic urticaria. British Journal of Dermatology. 168 (3), 656-658 (2013).
  135. Chen, Q., et al. Basophil CD63 expression in chronic spontaneous urticaria: correlation with allergic sensitization, serum autoreactivity and basophil reactivity. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 31 (3), 463-468 (2017).
  136. Wedi, B., Novacovic, V., Koerner, M., Kapp, A. Chronic urticaria serum induces histamine release, leukotriene production, and basophil CD63 surface expression--inhibitory effects ofanti-inflammatory drugs. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 105 (3), 552-560 (2000).
  137. Yasnowsky, K. M., et al. Chronic urticaria sera increase basophil CD203c expression. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 117 (6), 1430-1434 (2006).
  138. Curto-Barredo, L., et al. Basophil Activation Test identifies the patients with Chronic Spontaneous Urticaria suffering the most active disease. Immunity, Inflammation and Disease. 4 (4), 441-445 (2016).
  139. Santos, A. F., Alpan, O., Hoffmann, H. J. Basophil activation test: Mechanisms and considerations for use in clinical trials and clinical practice. Allergy. , (2021).
  140. Boumiza, R., Debard, A. L., Monneret, G. The basophil activation test by flow cytometry: recent developments in clinical studies, standardization and emerging perspectives. Clinical and Molecular Allergy. 3, 9 (2005).
  141. Aljadi, Z., et al. Activation of basophils is a new and sensitive marker of biocompatibility in hemodialysis. Artif Organs. 38 (11), 945-953 (2014).
  142. Rasmussen, P., Spillner, E., Hoffmann, H. J. Inhibiting phosphatase SHIP-1 enhances suboptimal IgE-mediated activation of human blood basophils but inhibits IgE-mediated activation of cultured human mast cells. Immunology Letters. 210, 40-46 (2019).
  143. Mueller-Wirth, N., et al. IgE-mediated chlorhexidine allergy-Cross-reactivity with other biguanide disinfectants. Allergy. 75 (12), 3237-3247 (2020).
  144. Johansson, S. G., et al. Passive IgE-sensitization by blood transfusion. Allergy. 60 (9), 1192-1199 (2005).
  145. Ariza, A., et al. Basophil activation after nonsteroidal anti-inflammatory drugs stimulation in patients with immediate hypersensitivity reactions to these drugs. Cytometry A. 85 (5), 400-407 (2014).
  146. Sturm, G. J., et al. The basophil activation test in the diagnosis of allergy: technical issues and critical factors. Allergy. 64 (9), 1319-1326 (2009).
  147. Iqbal, K., Bhargava, K., Skov, P. S., Falkencrone, S., Grattan, C. E. A positive serum basophil histamine release assay is a marker for ciclosporin-responsiveness in patients with chronic spontaneous urticaria. Clinical and Translational Allergy. 2 (1), 19 (2012).
  148. Korosec, P., et al. high-affinity IgE receptors, and CCL2 in human anaphylaxis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 140 (3), 750-758 (2017).
  149. Fernandez, T. D., et al. Negativization rates of IgE radioimmunoassay and basophil activation test in immediate reactions to penicillins. Allergy. 64 (2), 242-248 (2009).
  150. Kwok, M., Lack, G., Santos, A. F. Improved standardisation of the whole blood basophil activation test to peanut. Clinical and Translational Allergy. 8 (26), Suppl 2 15-16 (2017).
  151. Mukai, K., et al. Assessing basophil activation by using flow cytometry and mass cytometry in blood stored 24 hours before analysis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 139 (3), 889-899 (2017).
  152. Sousa, N., Martinez-Aranguren, R., Fernandez-Benitez, M., Ribeiro, F., Sanz, M. L. Comparison of basophil activation test results in blood preserved in acid citrate dextrose and EDTA. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 20 (6), 535-536 (2010).
  153. Knol, E. F., Koenderman, L., Mul, F. P., Verhoeven, A. J., Roos, D. Differential activation of human basophils by anti-IgE and formyl-methionyl-leucyl-phenylalanine. Indications for protein kinase C-dependent and -independent activation pathways. European Journal of Immunology. 21 (4), 881-885 (1991).
  154. Macglashan, D. W. Basophil activation testing. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 132 (4), 777-787 (2013).
  155. Macglashan, D., Moore, G., Muchhal, U. Regulation of IgE-mediated signalling in human basophils by CD32b and its role in Syk down-regulation: basic mechanisms in allergic disease. Clinical & Experimental Allergy. 44 (5), 713-723 (2014).
  156. Macglashan, D. Subthreshold desensitization of human basophils re-capitulates the loss of Syk and FcepsilonRI expression characterized by other methods of desensitization. Clinical & Experimental Allergy. 42 (7), 1060-1070 (2012).
  157. Grochowy, G., Hermiston, M. L., Kuhny, M., Weiss, A., Huber, M. Requirement for CD45 in fine-tuning mast cell responses mediated by different ligand-receptor systems. Cell Signaling. 21 (8), 1277-1286 (2009).
  158. Schroeder, J. T., Chichester, K. L., Bieneman, A. P. Human basophils secrete IL-3: evidence of autocrine priming for phenotypic and functional responses in allergic disease. Journal of Immunology. 182 (4), 2432-2438 (2009).
  159. Ocmant, A., et al. Flow cytometry for basophil activation markers: the measurement of CD203c up-regulation is as reliable as CD63 expression in the diagnosis of cat allergy. Journal of Immunology Methods. 320 (1-2), 40-48 (2007).
  160. Gentinetta, T., et al. Individual IL-3 priming is crucial for consistent in vitro activation of donor basophils in patients with chronic urticaria. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 128 (6), 1227-1234 (2011).
  161. Sturm, E. M., et al. CD203c-based basophil activation test in allergy diagnosis: characteristics and differences to CD63 upregulation. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 78 (5), 308-318 (2010).
  162. Hausmann, O. V., et al. Robust expression of CCR3 as a single basophil selection marker in flow cytometry. Allergy. 66 (1), 85-91 (2011).
  163. Nucera, E., et al. Utility of Basophil Activation Test for monitoring the acquisition of clinical tolerance after oral desensitization to cow's milk: Pilot study. United European Gastroenterol Journal. 3 (3), 272-276 (2015).
  164. Imoto, Y., et al. Peripheral basophil reactivity, CD203c expression by Cryj1 stimulation, is useful for diagnosing seasonal allergic rhinitis by Japanese cedar pollen. Immunity, Inflammation and Disease. 3 (3), 300-308 (2015).
  165. Konstantinou, G. N., et al. EAACI taskforce position paper: evidence for autoimmune urticaria and proposal for defining diagnostic criteria. Allergy. 68 (1), 27-36 (2013).
  166. Santos, A. F., Becares, N., Stephens, A., Turcanu, V., Lack, G. The expression of CD123 can decrease with basophil activation: implications for the gating strategy of the basophil activation test. Clinical and Translational Allergy. 6, 11 (2016).
  167. Dijkstra, D., et al. Identification and quantification of basophils in the airways of asthmatics following segmental allergen challenge. Cytometry A. 85 (7), 580-587 (2014).
  168. Dijkstra, D., Meyer-Bahlburg, A. Human Basophils Modulate Plasma Cell Differentiation and Maturation. Journal of Immunology. 198 (1), 229-238 (2017).
  169. Sihra, B. S., Kon, O. M., Grant, J. A., Kay, A. B. Expression of high-affinity IgE receptors (Fc epsilon RI) on peripheral blood basophils, monocytes, and eosinophils in atopic and nonatopic subjects: relationship to total serum IgE concentrations. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 99 (5), 699-706 (1997).
  170. Dehlink, E., Baker, A. H., Yen, E., Nurko, S., Fiebiger, E. Relationships between levels of serum IgE, cell-bound IgE, and IgE-receptors on peripheral blood cells in a pediatric population. PLoS One. 5 (8), 12204 (2010).
  171. Hoffmann, H. J., Frandsen, P. M., Christensen, L. H., Schiotz, P. O., Dahl, R. Cultured human mast cells are heterogeneous for expression of the high-affinity IgE receptor FcepsilonRI. International Archives of Allergy and Immunology. 157 (3), 246-250 (2012).
  172. Ebo, D. G., et al. Analyzing histamine release by flow cytometry (HistaFlow): a novel instrument to study the degranulation patterns of basophils. Journal of Immunology Methods. 375 (1-2), 30-38 (2012).
  173. Macglashan, D. Marked differences in the signaling requirements for expression of CD203c and CD11b versus CD63 expression and histamine release in human basophils. International Archives of Allergy and Immunology. 159 (3), 243-252 (2012).
  174. Torres, M. J., et al. Clavulanic acid can be the component in amoxicillin-clavulanic acid responsible for immediate hypersensitivity reactions. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 125 (2), 502-505 (2010).
  175. Ariza, A., et al. Pyrazolones metabolites are relevant for identifying selective anaphylaxis to metamizole. Scientific Reports. 6, 23845 (2016).

Tags

Medisin Basophil allergen narkotika allergi diagnose in vitro metode CD63 CD203c
Basofil aktiveringstest for allergidiagnose
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Doña, I., Ariza, A.,… More

Doña, I., Ariza, A., Fernández, T. D., Torres, M. J. Basophil Activation Test for Allergy Diagnosis. J. Vis. Exp. (171), e62600, doi:10.3791/62600 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter