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In vivo Quantification de l’arthrokinématique de la hanche pendant les activités de port de poids dynamiques à l’aide de la double fluoroscopie

Published: July 2, 2021 doi: 10.3791/62792
Automatic Translation
1,2, 1,3, 1,2,4,5
1Department of Orthopaedics, University of Utah, 2Scientific Computing and Imaging Institute, University of Utah, 3Department of Mechanical Engineering, University of Vermont, 4Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 5Department of Physical Therapy, University of Utah

Summary

La double fluoroscopie capture avec précision le mouvement dynamique in vivo des articulations humaines, qui peut être visualisé par rapport à l’anatomie reconstruite (par exemple, l’arthrococinematique). Ici, un protocole détaillé pour quantifier l’arthrocinématique de la hanche pendant les activités portantes de la vie quotidienne est présenté, y compris l’intégration de la double fluoroscopie avec la capture de mouvement traditionnelle du marqueur cutané.

Abstract

Plusieurs pathologies de la hanche ont été attribuées à une morphologie anormale avec une hypothèse sous-jacente de biomécanique aberrante. Cependant, les relations structure-fonction au niveau articulaire restent difficiles à quantifier en raison des difficultés à mesurer avec précision le mouvement dynamique des articulations. Les erreurs d’artefact des tissus mous inhérentes à la capture optique du mouvement des marqueurs cutanés sont exacerbées par la profondeur de l’articulation de la hanche dans le corps et la grande masse de tissus mous entourant l’articulation. Ainsi, la relation complexe entre la forme osseuse et la cinématique de l’articulation de la hanche est plus difficile à étudier avec précision que dans d’autres articulations. Ici, un protocole incorporant la tomodensitométrie (CT), la reconstruction tridimensionnelle (3D) d’images volumétriques, la double fluoroscopie et la capture de mouvement optique pour mesurer avec précision le mouvement dynamique de l’articulation de la hanche est présenté. Les études techniques et cliniques qui ont appliqué la double fluoroscopie pour étudier les relations forme-fonction de la hanche à l’aide de ce protocole sont résumées, et les étapes spécifiques et les considérations futures pour l’acquisition, le traitement et l’analyse des données sont décrites.

Introduction

Le nombre total d’interventions d’arthroplastie de la hanche (THA) effectuées chez des adultes âgés de 45 à 64 ans souffrant d’arthrose de la hanche (OA) a plus que doublé entre 2000 et 20101. Sur la base de l’augmentation des procédures THA de 2000 à 2014, une étude récente a prédit que le nombre total de procédures annuelles pourrait tripler au cours des vingt prochaines années2. Ces fortes augmentations des procédures THA sont alarmantes étant donné que les coûts actuels du traitement dépassent 18 milliards de dollars par an aux États-Unis seulement3.

La dysplasie développementale de la hanche (DDH) et le syndrome d’impingement fémoro-acétabliculaire (FAIS), qui décrivent respectivement une hanche sous-contrainte ou sur-contrainte, sont considérés comme la principale étiologie de l’arthrose de la hanche4. La forte prévalence de ces déformations structurelles de la hanche chez les personnes subissant une THA a été décrite pour la première fois il y a plus de trois décennies5. Pourtant, la relation entre l’anatomie anormale de la hanche et l’arthrose n’est pas bien comprise. L’un des défis à relever pour améliorer la compréhension pratique du rôle des déformations dans le développement de l’arthrose de la hanche est que la morphologie anormale de la hanche est très fréquente chez les adultes asymptomatiques. Notamment, des études ont observé la morphologie associée au FAIS de type cam chez environ 35% de la population générale6,83% des athlètes seniors7, et plus de 95% des athlètes masculins collégiaux8. Dans une autre étude portant sur des athlètes collégiales féminines, 60% des participantes avaient des preuves radiographiques de CAM FAIS, et 30% avaient des preuves de DDH9.

Des études démontrant une prévalence élevée de déformations chez les personnes sans douleur à la hanche indiquent la possibilité que la morphologie couramment associée au FAIS et à la DDH puisse être une variante naturelle qui ne devient symptomatique que dans certaines conditions. Cependant, l’interaction entre l’anatomie de la hanche et la biomécanique de la hanche n’est pas bien comprise. Notamment, il existe des difficultés connues avec la mesure du mouvement de l’articulation de la hanche à l’aide de la technologie de capture de mouvement optique traditionnelle. Tout d’abord, l’articulation est relativement profonde dans le corps, de sorte que l’emplacement du centre de l’articulation de la hanche est difficile à identifier et à suivre dynamiquement à l’aide de la capture de mouvement de marqueur de peau optique, avec des erreurs du même ordre de grandeur que le rayon de la tête fémorale10,11. Deuxièmement, l’articulation de la hanche est entourée d’un gros volume de tissus mous, y compris la graisse et le muscle sous-cutanés, qui se déplacent par rapport à l’os sous-jacent, ce qui entraîne un artefact des tissus mous12,13,14. Enfin, en utilisant le suivi optique des marqueurs cutanés, la cinématique est évaluée par rapport à l’anatomie généralisée et ne fournit donc pas d’informations sur la façon dont les différences morphologiques subtiles pourraient affecter la biomécanique de l’articulation.

Pour remédier au manque de cinématique précise en combinaison avec la morphologie osseuse spécifique au sujet, des systèmes de fluoroscopie simple et double ont été développés pour analyser d’autres systèmes articulaires naturels15,16,17. Cependant, cette technologie n’a été appliquée que récemment à l’articulation native de la hanche, probablement en raison de la difficulté d’acquérir des images de haute qualité à travers les tissus mous entourant la hanche. La méthodologie permettant de mesurer avec précision le mouvement in vivo de l’articulation de la hanche et d’afficher ce mouvement par rapport à l’anatomie osseuse spécifique au sujet est décrite ici. L’arthrokinématique qui en résulte offre une capacité inégalée à étudier l’interaction subtile entre la morphologie osseuse et la biomécanique.

Ici, les procédures d’acquisition et de traitement des images de double fluoroscopie de la hanche pendant les activités de la vie quotidienne ont été décrites. En raison du désir de capturer la cinématique du corps entier avec le suivi des marqueurs optiques simultanément avec deux images de fluoroscopie, le protocole de collecte de données nécessite une coordination entre plusieurs sources de données. L’étalonnage du système de double fluoroscopie utilise des structures en plexiglas implantées avec des perles métalliques qui peuvent être directement identifiées et suivies en tant que marqueurs. En revanche, le mouvement dynamique des os est suivi à l’aide d’un suivi sans marqueur, qui utilise uniquement la densité radiographique des os basée sur la totmétrie pour définir l’orientation. Le mouvement dynamique est ensuite suivi simultanément à l’aide de données de double fluoroscopie et de capture de mouvement qui sont synchronisées spatialement et temporellement.

Les systèmes sont synchronisés spatialement pendant l’étalonnage grâce à l’imagerie simultanée d’un cube avec des marqueurs réfléchissants et des perles métalliques implantées et la génération d’un système de coordonnées commun. Les systèmes sont synchronisés temporellement pour chaque activité ou capture grâce à l’utilisation d’un déclencheur électronique fractionné, qui envoie un signal pour mettre fin à l’enregistrement des deux caméras de fluoroscopie et interrompt une entrée constante de 5 V au système de capture de mouvement. Ce protocole coordonné permet de quantifier la position des segments du corps qui se situent en dehors du champ de vision combiné du système de double fluoroscopie, l’expression des résultats cinématiques par rapport aux événements normalisés par la marche et la caractérisation de la déformation des tissus mous autour du fémur et du bassin.

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Protocol

Les procédures décrites dans ce protocole ont été approuvées par le Conseil d’examen institutionnel de l’Université de l’Utah.

1. Imagerie par arthrogramme CT

  1. Arthrogramme18
    1. Demandez à un radiologue musculo-squelettique qualifié d’effectuer l’arthrogramme directement avant l’imagerie CT programmée.
    2. Positionner le participant sur la table avec la hanche d’intérêt dans le champ de vision d’un fluoroscope clinique. Placez des sacs de sable de chaque côté de la cheville pour empêcher la rotation de la jambe et de la hanche.
    3. Préparez la peau à créer un environnement stérile. Marquez l’endroit où l’aiguille sera insérée (jonction fémorale tête-cou) et anesthésiez les tissus mous au site d’injection avec 2 à 5 mL de lidocaïne à 1%.
    4. Préparer une solution de 20 mL de lidocaïne à 1 %, de 10 mL d’injection d’iohexol et de 0,1 mL d’épinéphrine à 1 mg/mL (1:1000) dans une seringue à verrou luer de 30 mL.
    5. Deux à cinq minutes après l’injection de lidocaïne, insérez une aiguille vertébrale jusqu’à ce qu’elle entre en contact avec le col du fémur; vérifier l’emplacement de l’aiguille par fluoroscopie. Injecter une petite quantité de la solution préparée (<5 mL) et s’assurer que le liquide injecté est contenu dans la capsule articulaire avec une image de fluoroscopie.
    6. Injecter 20 à 30 mL du mélange de contraste. Lorsqu’une résistance supplémentaire à l’injection est observée, demandez à un membre de l’équipe d’étude d’appliquer manuellement une traction sur la hanche en tirant sur la cheville du participant pendant que le participant saisit la tête de lit de la table pour résister aux mouvements du haut du corps. Injecter le mélange de contraste restant, le cas échéant.
    7. Vérifiez par fluoroscopie que l’agent de contraste remplit l’espace articulaire et recouvre la tête fémorale lorsque la traction est appliquée.
    8. Transférez le patient au tomodensitomètre dans un fauteuil roulant ou un lit pour minimiser la perte de contraste dans la capsule articulaire.
  2. Traction et imagerie CT
    1. Aidez le participant à se mettre en position couchée sur le portique CT.
    2. Placez l’attelle de traction du lièvre sous la jambe d’intérêt, en vous assurant que la barre rembourrée proximale repose juste distale à l’ischium. Fixez les sangles du crochet et de la boucle autour de la cuisse et de la cheville du participant et appliquez une légère traction.
    3. Acquérez une image scoute et définissez le champ de vision pour inclure l’ensemble du bassin et des fémurs proximaux juste en dessous du trochanter inférieur pour les hanches. Définissez un champ de vision distinct pour inclure les fémurs distaux et les tibias proximaux pour les genoux.
    4. Appliquez une traction supplémentaire (demandez à un membre de l’équipe de recherche de tirer sur la cheville tandis qu’un autre resserre la sangle de l’attelle de traction du lièvre) pour assurer la séparation de l’espace articulaire. Obtenez des images à 120 kVp, épaisseur de tranche de 1,0 mm, 200 - 400 mAs pour la hanche et 120 kVp, épaisseur de tranche de 3,0 mm et 150 mA pour les genoux. Utilisez CARE Dose, un contrôle automatisé de l’exposition qui module le courant du tube en fonction de la qualité de l’image, afin de minimiser la charge de rayonnement pour le participant.
    5. Relâchez et retirez l’attelle de traction du lièvre. Aidez le participant à se tenir debout et assurez-vous qu’il se sent à l’aise de prendre du poids et d’être mobile sur le membre avant de lui permettre de partir.

2. Imagerie par double fluoroscopie

  1. Configuration du système
    1. Appliquez l’anthropométrie19 pour estimer la hauteur de l’articulation de la hanche en fonction de la hauteur déclarée par le participant et utilisez cette mesure pour estimer la hauteur souhaitée du centre du champ de vision du système.
    2. Positionnez les intensificateurs d’image à environ 50° les uns des autres sur le côté du tapis roulant instrumenté correspondant à la hanche d’intérêt (Figure 1).
    3. Positionnez les émetteurs de rayons X pour qu’ils soient pointés vers les intensificateurs d’image. Assurez-vous que la distance entre la source de l’émetteur et la face des intensificateurs d’image est d’environ 100-110 cm.
      REMARQUE: La distance recommandée entre la source de l’émetteur et la face des intensificateurs d’image varie en fonction des spécifications du système et du collimateur dans l’émetteur de rayons X.
    4. Connectez le centre de la face de l’intensificateur d’image et l’émetteur de rayons X correspondant de chaque paire de fluoroscopes à l’aide de cordes ou de rubans à mesurer. Vérifiez que les cordes (ou bandes) se croisent à l’endroit souhaité (c.-à-d. à l’emplacement prévu de l’articulation de la hanche).
    5. Apposez la plaque avec trois lasers sur l’émetteur et le miroir sur l’intensificateur d’image. Allumez les lasers et affinez l’alignement de chaque émetteur et intensificateur d’image en fonction de la réflexion des lasers vers la source laser.
  2. Images d’étalonnage
    1. Préparez-vous à l’utilisation de radiations en enfilant du plomb et en plaçant des panneaux sur les entrées de la pièce. Minimisez l’exposition en faisant porter au personnel une protection qui comprend un gilet en plomb, une jupe, des gants et des lunettes. Allumez les fluoroscopes et laissez les systèmes se réchauffer, si nécessaire.
    2. Pour toutes les images d’étalonnage, réglez les fluoroscopes à 64 kVp et 1,4-1,6 mA, ou comme vous le souhaitez.
    3. Ouvrez le logiciel de contrôle de la caméra sur l’ordinateur et sélectionnez les caméras appropriées comme esclave et maître. Utilisez la synchronisation externe avec la caméra principale à partir de la caméra esclave pour synchroniser les deux caméras.
      REMARQUE: Pour toutes les activités enregistrées, enregistrez les mêmes images des deux caméras de fluoroscopie doubles; les trames sont identifiées par un nombre représentant le nombre d’images avant le signal de déclenchement électronique.
    4. Vérifiez l’alignement du système en apposant une rondelle métallique circulaire au centre de l’intensificateur d’image et en fixant le réticule à l’émetteur.
      REMARQUE: Une fois l’alignement vérifié, il est important d’éviter de contacter le système.
    5. Fixez la grille en plexiglas à l’un des intensificateurs d’image à l’aide de vis; minimiser la force appliquée dans ce processus pour éviter de modifier l’alignement. Acquérez des images de fluoroscopie et enregistrez 100 images à partir de chaque double caméra de fluoroscopie de la grille. Retirez la grille et répétez le processus pour l’autre intensificateur d’image.
    6. Placez le cube d’étalonnage 3D dans le champ de vision combiné des deux fluoroscopes. Pour ce faire, placez le cube sur un tabouret ou une plate-forme radio-translucide et vérifiez visuellement que la plupart ou la totalité du cube se trouve dans le champ de vision. Orientez le cube de manière à ce que les billes d’étalonnage ne se chevauchent pas pour une vue de caméra à double fluoroscopie. Acquérir des images et enregistrer 100 images du cube.
    7. Avant de déplacer le cube, mesurez et enregistrez l’emplacement approximatif de l’origine du cube à partir de chaque émetteur à l’aide du système de coordonnées du cube. Supprimez le cube et toute plate-forme associée.
    8. Mesurez et enregistrez la distance entre la source de l’émetteur et la face de l’intensificateur d’image pour chaque fluoroscope.
    9. Fixez le plexiglas perlés à une longue tige ou à une règle avec un élastique et déplacez-le au hasard pour fournir des mouvements couvrant tout le champ de vision du système. S’assurer que le personnel de recherche est conscient de la trajectoire de la radioprotection et de la protection contre l’usure afin de minimiser l’exposition (voir l’étape 2.2.1). Enregistrez 100 images du mouvement.
    10. Réinitialisez l’horloge d’imagerie utilisée pour suivre le temps d’exposition.
  3. Essai statique et ajustement des paramètres
    1. Mesurez la hauteur du plus grand trochanter pour vous assurer que la hauteur du système est appropriée pour le participant.
      1. Palper la cuisse pour trouver la proéminence osseuse du grand trochanter et localiser le point le plus supérieur, comme c’est possible.
      2. Comme le trochanter supérieur est approximativement à la même hauteur que l’articulation de la hanche, mesurez la hauteur du sol à ce point et comparez-la à l’estimation de la hauteur utilisée pour mettre en place le système de double fluoroscopie.
      3. Si nécessaire, ajustez la hauteur du système et recalibrez-le pendant que le participant est en cours de préparation pour la capture des données.
    2. Familiarisez le participant avec le système de fluoroscopie et informez-le qu’il doit aviser l’équipe de recherche s’il entre en contact avec l’un des équipements pendant la séance d’imagerie, car le contact avec le système affecte négativement l’exactitude de ses données.
    3. Demandez au participant de monter sur le tapis roulant et de se tenir dans le champ de vision du système de double fluoroscopie. Vérifiez l’alignement des participants du point de vue de chaque émetteur et prenez note de cette position du point de vue de l’endroit où chaque membre de l’équipe de recherche sera debout ou assis pendant l’imagerie.
    4. Estimer les paramètres d’imagerie (kVp et mA de chaque émetteur et l’exposition des caméras à double fluoroscopie) en fonction de l’indice de masse corporelle (IMC) du participant et régler chaque fluoroscope en conséquence.
      REMARQUE: Pour la cohorte référencée, les paramètres de fluoroscopie variaient de 78 à 104 kVp et de 1,9 à 3,2 mA avec des expositions de caméra de 4,5 à 7,0 ms.
    5. Acquérir des images du participant en position debout et évaluer le contraste et le champ de vision des images.
      REMARQUE: L’augmentation du kVp est associée à une augmentation de la diffusion des rayons X (augmente le bruit et réduit le contraste), à une résolution d’image inférieure et à un contraste plus faible.
    6. Ajustez les paramètres et/ou l’alignement des participants et répétez l’acquisition d’images, si nécessaire.
    7. Enregistrez 100 images des images finales pour les utiliser comme version d’évaluation statique.
  4. Essais dynamiques (Graphique 2)
    1. Avant le début de la double imagerie par fluoroscopie, demandez au participant de marcher sur une distance connue tout en étant chronométré. Utilisez-le pour déterminer la vitesse de marche auto-sélectionnée pour la marche de niveau et d’inclinaison sur le tapis roulant.
    2. Demandez au participant d’enfiler un collier thyroïdien au plomb pour protéger la thyroïde.
    3. Lors des acquisitions dynamiques, demandez au chercheur de s’occuper de la double commande de la caméra de fluoroscopie au poste de travail à double fluoroscopie derrière le bouclier de plomb et observez le participant à travers la fenêtre de visualisation du bouclier(Figure 3).
    4. Pour la réalisation de toutes les épreuves de marche :
      1. Informez le participant avant de commencer la ceinture du tapis roulant. Augmentez la vitesse du tapis roulant jusqu’à la vitesse de marche appropriée et laissez la démarche du participant se normaliser avant de collecter des images.
      2. Pour chaque activité de marche, acquérez et économisez au moins deux cycles de marche complets.
      3. Pour l’activité de marche inclinée, demandez au participant de descendre du tapis roulant. Déverrouillez le tapis roulant, réglez l’inclinaison à 5°et reverrouillez le tapis roulant avant que le participant ne remonte sur le tapis roulant pour effectuer l’activité.
      4. Répétez l’imagerie, de sorte que l’activité soit enregistrée deux fois.
      5. Répétez le même processus (étape 2.4.4.3) pour abaisser le tapis roulant à la fin de l’activité.
    5. Pour les activités pivot :
      1. Demandez au participant de faire pivoter la position de son corps et de ses pieds à environ 45° de l’avant du tapis roulant à l’opposé de la direction du pivot. Si vous le souhaitez, assurez-vous que chaque pied est placé entièrement sur une seule ceinture du tapis roulant à double ceinture pour permettre un traitement simple des données de la plaque de force.
      2. Demandez au participant d’effectuer plusieurs pivots vers et depuis son amplitude de mouvement d’extrémité tout en surveillant l’alignement du bassin à l’extrémité de l’amplitude de mouvement. Assurez-vous que le mouvement est effectué en douceur car le pivot ne nécessite pas d’accélération pour atteindre la position finale.
      3. En fonction de la position du bassin à la fin de l’amplitude de mouvement, demandez au participant de tourner et/ou de traduire ses pieds de telle sorte que le bassin soit tourné vers l’avant sur le tapis roulant et que la hanche d’intérêt se trouve au milieu du champ de vision combiné des fluoroscopes à l’extrémité du pivot.
      4. Une fois la position optimisée, demandez au participant d’effectuer le pivot lors de l’imagerie par double fluoroscopie et de sauvegarder toutes les images où le fémur et le bassin sont visibles dans les deux vues de la caméra de double fluoroscopie (environ 200 à 400 images) centrées sur l’amplitude de mouvement finale, capturant autant de pivot que possible.
      5. Répétez l’imagerie, de sorte que l’activité soit enregistrée deux fois.
    6. Pour l’activité d’abduction-adduction :
      1. Demandez au participant de se tenir dans le champ de vision des fluoroscopes et de lever la jambe d’intérêt d’environ 45° sur le côté. Rappelez au participant d’éviter le mouvement du torse et de réduire l’amplitude des mouvements, si nécessaire.
      2. Acquérir et enregistrer toutes les images où le fémur et le bassin sont visibles dans les deux vues de la caméra à double fluoroscopie (environ 200 à 400 images).
      3. Répétez l’imagerie, de sorte que l’activité soit enregistrée deux fois.
    7. Pour le centre dynamique de l’articulation de la hanche ou l’activité de l’arc étoilé20
      1. Demandez au participant de se tenir dans le champ de vision du système de double fluoroscopie et de lever et d’abaisser sa jambe antérieurement et par incréments de 45° de 180°, se terminant par une levée postérieure et une partie inférieure de sa jambe. Avant de remettre sa jambe sur le sol, demandez au participant de circonduire sa jambe et de revenir à une position debout.
    8. Une fois que le participant est à l’aise avec le mouvement et peut le terminer en environ 6-8 s, acquérir et enregistrer des images de l’activité.
      REMARQUE: Une seule activité est capturée avec une double fluoroscopie en raison de la durée de l’essai.
  5. Images d’étalonnage supplémentaires
    1. Si, à n’importe quel moment de la collecte de données, le participant pense qu’il a pu entrer en contact avec n’importe quelle partie de l’équipement fluoroscopique, imagez les grilles et le cube et enregistrez tous les fichiers pour l’étalonnage.
    2. Une fois la collecte de données terminée, imagez les grilles et le cube et enregistrez tous les fichiers pour l’étalonnage afin de servir de sauvegarde en cas de problème avec l’étalonnage initial.

3. Capture de mouvement du marqueur de peau et tapis roulant instrumenté

  1. Configuration du système
    1. Focaliser le système de capture de mouvement optique sur le tapis roulant (Figure 3). En raison des problèmes potentiels liés à la visualisation du participant dans le champ de vision du système de double fluoroscopie, soyez prêt à positionner avec précision les caméras infrarouges pour assurer une visualisation précise(Figure 2).
    2. Allumez le système et utilisez un ensemble de marqueurs pour vous assurer que le système de double fluoroscopie n’empêche pas la visualisation du champ de vision souhaité.
    3. Vérifiez que les marqueurs sont clairs et circulaires et ajustez la mise au point des caméras infrarouges, si nécessaire.
    4. Assurez-vous que les fluoroscopes sont recouverts pour réduire les surfaces réfléchissantes. Examinez chaque caméra infrarouge et masquez la vue de la caméra si les objets réfléchissants ne peuvent pas être couverts.
    5. Configurez le logiciel de capture de mouvement pour lire dans un signal externe de 5 V à partir du déclencheur électronique utilisé pour mettre fin à l’acquisition par caméra du système de double fluoroscopie. Utilisez ce déclencheur pour synchroniser temporellement les données des deux systèmes.
  2. Étalonnage
    1. Une fois le système allumé et prêt, utilisez la baguette d’étalonnage active pour calibrer simultanément les caméras de capture de mouvement optiques et infrarouges. Assurez-vous que toute la région du système de double fluoroscopie est soigneusement capturée pendant l’étalonnage tout en évitant tout contact avec tout équipement.
      REMARQUE: Les mouvements de baguette ressemblant à jeter de la nourriture dans une poêle à frire ont bien fonctionné.
    2. En raison des obstructions causées par le système de double fluoroscopie, les valeurs d’étalonnage peuvent être pires que celles habituellement observées pour la capture de mouvement optique. Effectuez l’étalonnage de sorte que toutes les caméras infrarouges présentent des erreurs d’image inférieures à 0,2.
      REMARQUE: L’erreur d’image pour la caméra vidéo sera plus élevée, bien que toujours inférieure à 0,5. La caméra vidéo n’est pas spécifiquement utilisée pour la quantification du mouvement, mais uniquement pour l’enregistrement visuel de la capture de mouvement.
    3. Lors de l’acquisition de l’essai du cube pour la double fluoroscopie, capturez également le cube avec les caméras infrarouges de capture de mouvement. Assurez-vous que le cube est auquel sont apposés des marqueurs réfléchissants pour que la position soit imagée avec des caméras des systèmes de capture de mouvement et de double fluoroscopie.
  3. Ensemble de marqueurs et placement
    1. Avant l’arrivée du participant, coupez et appliquez du ruban adhésif double face (ruban adhésif toupie) sur la base de 21 marqueurs de peau réfléchissants sphériques. Pour assurer la longévité des marqueurs, assurez-vous que le ruban adhésif ou toute peau n’entre pas en contact avec les marqueurs réfléchissants.
    2. Pour chacune des cinq plaques de repère (deux sur la tige, deux sur la cuisse, une sur le dos; Figure 4), appliquez de la colle pulvérisée sur le côté peau de la sangle en tissu et enroulez-la fermement autour du participant. Vérifiez auprès du participant que les sangles sont serrées (mais ne sont pas inconfortables). Nettoyez les mains de tout excès de colle pulvérisée avant d’adhérer au reste de l’ensemble de marqueurs.
    3. Appliquez cinq marqueurs, utilisés uniquement pour l’étalonnage, sur la clavicule, les genoux médiaux et les malléoli médiaux, respectivement.
    4. Appliquez les 16 marqueurs restants sur les épines iliaques supérieures antérieures (ASIS), les épines iliaques supérieures postérieures (PSIS), le trochanter supérieur du fémur imagé, les épaules, le sternum, les genoux latéraux, les malléoles latéraux et les pieds(Figure 4).
    5. Demandez au participant d’informer l’équipe de l’étude si des marqueurs ou des sangles se détachent pendant la saisie des données.
  4. Essai statique
    1. En conjonction avec l’essai statique permanent de la double fluoroscopie, capturez un essai permanent pour la capture de mouvement.
    2. Étiquetez tous les marqueurs. Si des marqueurs ne sont pas visibles par au moins trois caméras infrarouges pendant l’activité statique acquise, réacquérisez une image statique pour vous assurer que tous les marqueurs sont visibles.
    3. Retirez les marqueurs d’étalonnage seulement et demandez au participant d’enfiler un collier thyroïdien pour fournir une radioprotection pendant le reste de la collecte de données.
  5. Essais dynamiques
    1. Pour chacun des essais dynamiques capturés avec le système de double fluoroscopie, acquérez une vidéo de capture de mouvement, en vous assurant que l’intégralité de chaque vidéo de double fluoroscopie est dans les limites de l’acquisition de capture de mouvement.
    2. Assurez-vous que la rupture du signal 5 V provenant du déclencheur électronique du système de double fluoroscopie est capturée dans chaque essai.

4. Prétraitement de l’image

  1. Modèle basé sur la TD
    1. Segmentez le fémur proximal et distal du côté d’intérêt et l’ensemble du bassin, car ces os sont utilisés pour le suivi et / ou la génération de systèmes de coordonnées.
    2. Assurez-vous que les segmentations sont représentatives de la forme osseuse dans les trois plans d’imagerie et semblent relativement lisses.
      REMARQUE: La capacité d’analyser l’arthrokinématique dépend de l’obtention de reconstructions de haute qualité grâce à une segmentation minutieuse.
    3. Convertissez les données d’image en caractère non signé (8 bits) et ajustez-les si nécessaire avec le décalage et la mise à l’échelle pour produire une image avec une plage de 0 à 255.
    4. Isolez uniquement la région osseuse dans l’image convertie et recadrez autour des limites de l’os. Enregistrez les dimensions des images recadrées.
    5. Enregistrez au format TIFF 2D.
    6. Ouvrez l’image, modifiez le type en 16 bitset enregistrez-la en tant que fichier TIFF 3D unique.
  2. Reconstruction de surface
    1. Générez des surfaces à partir des étiquettes de segmentation, lissez et décimez les surfaces de manière itérative, en veillant à ce que les faces ne soient jamais réduites de plus de moitié en une seule itération.
      REMARQUE : Selon le processus décrit, le nombre cible de visages est d’environ 30 000 pour chaque surface du fémur proximal et distal et de 70 000 pour chaque surface de l’hémi-bassin.
    2. Exportez chaque surface en tant que maillage de surface au format *.vtk pour l’utiliser comme fichier de modèle pour l’identification des repères.
  3. Identification du repère pour le système de coordonnées
    1. Identifier les repères du fémur pour la génération du repère fémoral (Figure 5).
      REMARQUE : Les paramètres fournis ci-dessous sont spécifiques à l’ensemble de données et aux protocoles d’imagerie référencés; il peut être nécessaire de modifier les valeurs pour sélectionner les points de repère de manière appropriée.
      1. Ouvrez le fémur proximal en tant que fichier modèle. Ouvrez la barre d’outils Post et le panneau Données pour ajouter un champ standard de courbure 1-Princ, sélectionnez une lissage de 10, puis visualisez le résultat. Sursélevez les faces de la tête fémorale et utilisez l’option Sélectionner la plage du panneau Edition pour n’inclure que la courbure négative. Désélectionnez tous les visages sélectionnés qui n’appartiennent pas à la tête fémorale. Exportez cette surface de tête fémorale sous forme de maillage de surface au format *.k pour un ajustement de sphère afin de déterminer le centre de la tête fémorale.
      2. En utilisant un processus similaire, appliquez la courbure 1-Princ sur le fémur distal avec la douceur de 5 et sélectionnez à nouveau la plage pour inclure uniquement les visages à courbure négative. Exportez cette surface de condyle fémoral pour un ajustement de cylindre afin de déterminer l’axe médial-latéral.
      3. Appliquer la courbure 2-Princ sur le fémur distal, en utilisant une douceur de 3. Mettez en surbrillance les crêtes des épicondyles et sélectionnez la plage à l’aide d’un seuil supérieur de -0,1. Exportez ces faces pour générer un plan et utilisez-le pour isoler les faces des condyles postérieurs pour l’ajustement du cylindre.
    2. Identifier les repères du bassin pour la génération du système de coordonnées pelviennes (Figure 5).
      REMARQUE : Les paramètres fournis ci-dessous sont spécifiques à l’ensemble de données et aux protocoles d’imagerie référencés; il peut être nécessaire de modifier les valeurs pour sélectionner les points de repère de manière appropriée.
      1. Pour chaque hémi-bassin, appliquez la courbure 2-Princ avec une douceur de 5 et sélectionnez la plage pour n’inclure que les faces positives afin d’isoler la surface lunaire de l’acétabulum. Exportez la surface lunaire et utilisez un ajustement de sphère pour déterminer le centre de l’acétabulum.
      2. Réapplassez la courbure 2-Princ avec une douceur de 2 et sélectionnez tous les visages dont la courbure est inférieure à -0,15 pour mettre en évidence les épines du bassin. Choisissez des points sur le bord de ces épines qui représentent le mieux l’ASIS et le PSIS en tant que points de repère et enregistrez-les.

5. Suivi du mouvement des os

  1. Étalonnage
    1. Identifiez 12 billes dans chacune des images cubiques des caméras à double fluoroscopie (recueillies à l’étape 2.2.6). Sur la base des distances calibrées entre chacune des perles du cube et des mesures de l’emplacement du cube dans le système de double fluoroscopie, déterminer l’orientation spatiale de chaque fluoroscope en minimisant l’erreur de projection de la somme des carrés entre les emplacements projetés et connus des billes.
    2. Utilisez les images de grille pour corriger la distorsion de l’image et appliquer la correction à toutes les images associées à cette image de grille.
    3. Utilisez les images animées pour quantifier la précision dynamique du système et utilisez le suivi basé sur des marqueurs pour le suivre.
  2. Suivi sans marqueur
    1. Ajoutez l’emplacement des repères sélectionnés au fichier de paramètres spécifiques à l’os et collectez la position dynamique de ces repères dans le système de double fluoroscopie en sortie pour toutes les trames suivies.
    2. Déterminez les images qui seront suivies (en fonction des données cinématiques de la capture de mouvement, voir étape 6.1.2) et ouvrez le logiciel de suivi sans marqueur avec le fichier de paramètres spécifiques à l’os associé.
    3. Sélectionnez une image dans la plage souhaitée avec une bonne visualisation de l’os et orientez manuellement la radiographie numérique reconstruite (DRR) par tomotrie de l’os d’intérêt (fémur proximal ou hémi-bassin) à l’aide des six degrés de liberté disponibles dans le logiciel (Figure 6).
      REMARQUE: Comme la plupart des essais commencent dans une position similaire à celle debout, cette position initiale peut probablement être utilisée comme point de départ initial pour tous les essais.
    4. Une fois que le DRR de l’os apparaît bien aligné dans les deux vues, enregistrez la solution en cliquant sur le bouton Manuel dans le panneau Solutions.
      REMARQUE : Chaque fois qu’une solution est enregistrée, les paramètres d’orientation et le coefficient de corrélation croisée normalisé sont tracés pour référence. Le coefficient de corrélation croisée normalisé est calculé sur la base de tous les pixels avec des valeurs non nulles pour le fluoroscope et les DRR osseux.
    5. Appliquez l’étape d’optimisation de la recherche en hesse diagonale (DHS) en cliquant sur le bouton DHS dans le panneau Solutions et examinez le résultat. Si le résultat optimisé est préféré, passez à l’image suivante ; sinon, effectuez les ajustements nécessaires et rééregistrez en cliquant sur le bouton Manuel dans le panneau Solutions. Répétez cette étape jusqu’à ce qu’une solution satisfaisante soit trouvée.
      REMARQUE: Dans le cas d’un faible contraste d’image, l’algorithme d’optimisation peut ne pas toujours produire un résultat satisfaisant.
    6. Pour chaque cinquième image, répétez ce processus, en utilisant la solution de l’image précédente comme point de départ. Utilisez l’optimisation DHS pour automatiser le processus.
    7. Pour effectuer la première passe de suivi, utilisez un autre outil qui interpole via la projection linéaire (LP) et optimise les solutions entre les images suivies en cliquant sur le bouton Plage de LP + DHS dans le panneau Solutions. Dans la fenêtre, entrez l’ensemble des cadres à suivre et les deux cadres à utiliser pour référence.
      REMARQUE : Les deux cadres de référence peuvent être n’importe quelle image de l’ensemble d’images identifié. Cependant, l’utilisation de la première et de la dernière image fournit des limites pour l’orientation des os dans la plage de cadres, ce qui peut être bénéfique lorsque le contraste est faible.
    8. Examinez et affinez chaque cadre de l’essai, à l’aide de solutions manuelles et basées sur le DHS. Utilisez le tracé des paramètres pour vous assurer que le coefficient de corrélation est suffisamment élevé et que l’orientation de l’os n’a pas de sauts soudains dans un paramètre.
    9. Pour assurer un suivi précis, demandez à un autre chercheur d’examiner la solution pour chaque cadre et d’apporter les modifications nécessaires aux solutions.
    10. Répétez les étapes 5.2.1 à 5.2.9 pour chaque os.
  3. Visualisation du mouvement
    1. Ouvrez les surfaces du fémur et du bassin dans le logiciel pour la visualisation cinématique. Si nécessaire, convertissez les surfaces en maillages à l’aide de la fonction convertir en maillage. Sélectionnez les deux surfaces et exportez-les en tant que maillage de surface au format *.k.
    2. À l’aide de la sortie du suivi, générez un fichier texte avec les transformations de coordonnées pour chaque os et cadre.
      REMARQUE : L’ordre des surfaces doit correspondre à l’ordre des transformations.
    3. Pour la visualisation de la cinématique, utilisez l’outil kinemat et les deux fichiers ci-dessus des étapes 5.3.1 et 5.3.2 pour animer la cinématique. Vérifiez que la cinématique animée semble raisonnable et que les surfaces ont une distance appropriée entre elles à l’aide d’une surface semi-transparente ou de l’outil distance de surface. Si nécessaire, revenez à l’étape 5.2.8.

6. Analyse des données

  1. Cinématique des marqueurs cutanés
    1. Dans le logiciel de capture de mouvement, traitez par lots tous les fichiers pour appliquer le modèle statique et les marqueurs d’étiquette. Une fois l’essai terminé, supprimez toutes les trajectoires non étiquetées.
      REMARQUE: En raison des obstructions du système de double fluoroscopie, il peut être nécessaire de combler plus manuellement que d’habitude.
    2. Utilisez les données cinématiques et de plaque de force pour identifier les événements dynamiques, tels que le coup de orteil ou de talon pendant la démarche ou l’amplitude maximale de mouvement pour les activités de pivotement. Déterminer les cadres d’intérêt pour le suivi des données de double fluoroscopie.
    3. Exportez toutes les données d’essai pour le traitement cinématique au format *.c3d, y compris les données analogiques (c.-à-d. les données de déclenchement et de plaque de force) et les trajectoires des marqueurs.
    4. Appliquez le fichier de modèle de modèle souhaité (enregistré au format de fichier *.mdh) à la version d’évaluation statique, puis affectez ce modèle aux fichiers de mouvement.
      NOTE: Pour l’analyse, un modèle des membres inférieurs avec un segment généralisé tête-abdomen-thorax (HAT) de la Société internationale de biomécanique (ISB) et le bassin CODA, un modèle de segment pelvis défini par les deux ASIS et le centre des repères PSIS, a été utilisé.
  2. Cinématique de la double fluoroscopie
    1. Isolez les montures d’intérêt, en veillant à ce que seules les montures contiguës qui sont suivies à la fois pour le fémur et le bassin soient incluses.
    2. Filtrer les positions de repère à l’aide d’un filtre Butterworth passe-bas (fréquence de coupure normalisée de0,12 à partir de l’analyse résiduelle et filtre de4e ordre).
    3. Utilisez les positions filtrées des repères tout au long de chaque essai de mouvement pour suivre la position dynamique du repère fémoral (Figure 5).
      1. Définissez l’origine du fémur comme le centre de la tête fémoraleajusté à la sphère.
      2. Définissez l’axe Z du fémur (axe inférieur-supérieur) entre le centre du genou et l’origine, en pointant de manière supérieure.
      3. Définissez l’axe x du fémur (axe médial-latéral) comme l’axe long d’un cylindre monté sur les condyles fémoraux,pointant vers la gauche. Pour isoler la région des condyles à représenter avec un cylindre, ajustez un plan aux surfaces de l’épicondyle et isolez la partie postérieure des condyles fémoraux.
      4. Définissez l’axe y du fémur (antérieur-postérieur) comme le produit croisé des axes z et x définis, pointant vers l’arrière. Corrigez l’orientation de l’axe des x pour créer un repère orthogonal.
    4. Utilisez les positions filtrées des repères tout au long de chaque essai de mouvement pour suivre la position dynamique du système de coordonnées pelviennes (Figure 5).
      1. Définissez l’origine du bassin comme le centre des deux repères ASIS.
      2. Définissez l’axe y du bassin (axe antérieur-postérieur) entre le centre des deux repères PSIS et l’origine, pointant vers l’avant.
      3. Définissez l’axe x du bassin (axe médial-latéral) entre l’origine et le repère ASIS du côté droit, en pointant vers la droite.
      4. Définissez l’axe z du bassin (axe inférieur-supérieur) comme le produit croisé des axes x et y définis, pointant de manière supérieure. Corrigez l’orientation de l’axe des x pour créer un repère orthogonal.
    5. Générez la matrice de rotation entre les systèmes de coordonnées et calculez la cinématique des articulations selon l’équation 11 de MacWilliams et de ses collègues (Figure 7)21.
    6. Calculer les translations articulaires en transformant la distance vectorielle entre les centres d’ajustement de la sphère de la tête fémorale et la surface lunaire de l’acétabulum en système de coordonnées du bassin.
      REMARQUE : Cela fournit un vecteur unique pour représenter la traduction conjointe pour chaque image.
  3. Arthrokinematics
    1. Visualisez la cinématique comme décrit à l’étape 5.3 pour animer l’arthrokinématique spécifique au sujet (Figure 8).
    2. Appliquez le champ de données de distance de surface pour mesurer les distances entre les surfaces du fémur et du bassin au cours de chaque activité dynamique (Figure 8).
      REMARQUE : Ces données fournissent également une quantification de la distance relative entre les surfaces articulaires, mais nécessitent une interprétation pour quantifier la translation conjointe.
    3. Exportez les distances surface-surface à l’aide de l’outil Distance de surface pour quantifier les données de tous les participants.
  4. Comparaison avec la capture de mouvement du marqueur de peau
    1. À l’aide des images cubiques et du déclencheur de chaque essai de mouvement, synchronisez spatialement et temporellement les systèmes de double fluoroscopie et de capture de mouvement.
    2. Transformez les emplacements de repère utilisés pour la capture de mouvement de marqueur d’enveloppe (c.-à-d. ASIS, PSIS, condyles) du système de coordonnées de suivi sans marqueur au système de coordonnées de capture de mouvement.
    3. Combinez ces données avec les emplacements des marqueurs à partir de la capture de mouvement du marqueur de peau et importez-les pour l’analyse cinématique et cinétique et la création de rapports. Ajustez l’analyse pour utiliser la double fluoroscopie ou les emplacements des marqueurs cutanés pour chaque point de repère et comparez les emplacements des points de repère et la cinématique entre les deux systèmes.

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Representative Results

En utilisant la double fluoroscopie comme étalon de référence, la précision des estimations basées sur des marqueurs cutanés du centre de l’articulation de la hanche et l’effet de l’artefact des tissus mous sur les mesures cinématiques et cinétiques ont été quantifiées22,23,24. La précision supérieure de la double fluoroscopie a ensuite été utilisée pour identifier des différences subtiles dans la cinématique des articulations pelviennes et de la hanche entre les patients atteints de FAIS et les participants témoins asymptomatiques25. Des arthrococinematiques à base de double fluoroscopie ont été analysées pour quantifier la couverture articulaire de la hanche, la relation entre la morphologie et la cinématique, et les distances os-os lors des mouvements dynamiques26,27,28,29.

Avant de développer un protocole pour étudier la cinématique de l’articulation de la hanche portante, le système a été validé dans des échantillons cadavériques avec des perles métalliques implantées lors d’examens cliniques en décubitus dorsal avec une précision de 0,5 mm et 0,6°30. Une fois validée, la cinématique lors des examens cliniques a été mesurée à l’aide d’une double fluoroscopie chez des patients atteints de FAIS et des participants témoins asymptomatiques. Les résultats ont démontré que les patients avaient modifié le mouvement à la fois dans la rotation interne et l’adduction31.

En utilisant la double fluoroscopie portante comme étalon de référence, l’erreur lors de l’identification de l’emplacement du centre de l’articulation de la hanche ainsi que les erreurs causées par l’artefact des tissus mous ont ensuite été directement analysées. Les méthodes fonctionnelles d’identification du centre de l’articulation de la hanche, c’est-à-dire le mouvement de l’arc étoile, ont été identifiées comme ainsi plus précises que les méthodes prédictives basées sur des repères avec des erreurs de 11,0 et 18,1 mm, respectivement32. Les erreurs dynamiques dans le centre de l’articulation de la hanche étaient similaires à celles de la position debout; cependant, un mouvement supplémentaire de 2,2 mm du centre de l’articulation de la hanche a été attribué à un artefact des tissus mous, avec des erreurs de plus de 5 cm lors du mouvement dynamique pour le marqueur de trochanter supérieur23.

En plus des erreurs d’identification du centre de l’articulation de la hanche, les angles articulaires ont été sous-estimés de plus de 20° dans les pivots de rotation interne-externe23. Bien que la sous-estimation de la cinématique soit préoccupante en soi, ces erreurs ont réduit l’amplitude de mouvement mesurée et calculé les variables cinétiques même lors d’une faible gamme d’activités de mouvement, telles que la démarche24. Cependant, des données cinématiques précises sur la double fluoroscopie peuvent être difficiles à intégrer dans les modèles musculo-squelettiques. Plus précisément, les erreurs de marqueur du modèle étaient d’environ 1 cm lors de l’exécution d’une cinématique inverse avec deux emplacements de repère basés sur la fluoroscopie. Bien que cette erreur soit relativement faible par rapport aux erreurs de 5 cm dues à l’artefact des tissus mous trouvé pour les données de capture de mouvement des marqueurs cutanés, une telle erreur est d’un ordre de grandeur plus grand que celui des positions osseuses mesurées par double fluoroscopie.

En plus de la quantification des erreurs dans la capture de mouvement traditionnelle des marqueurs cutanés, la précision et la méthodologie derrière la double fluoroscopie permettent d’évaluer même les différences subtiles de cinématique entre les cohortes, qui pourraient autrement être cachées par les erreurs de la technique de mesure. Bien que des différences dans la cinématique de l’articulation de la hanche n’aient pas été observées entre les patients atteints de CAM FAIS et les participants témoins asymptomatiques, des différences dans la cinématique pelvienne qui auraient été difficiles à détecter en présence d’artefacts des tissus mous ont été identifiées25. Cette évaluation nécessitait une comparaison directe entre les cohortes. De plus, la relation potentielle entre la variation cinématique et la morphologie osseuse, telle que l’antéversion fémorale, a également été étudiée27. Ces résultats ont indiqué la nécessité de prendre en compte à la fois la morphologie et la biomécanique dans le diagnostic des pathologies de la hanche et la planification de traitements conservateurs ou chirurgicaux.

Un obstacle majeur à l’utilisation des données biomécaniques dans un contexte de soins cliniques est la différence dans les systèmes de coordonnées utilisés par les biomécanistes et les cliniciens. Dans un laboratoire de biomécanique, les repères utilisés pour définir les systèmes de coordonnées du fémur et du bassin sont déterminés par la capacité d’identifier et de suivre les points de repère de la surface de la peau lors d’un mouvement dynamique. En revanche, les systèmes de coordonnées chirurgicales sont définis à l’aide de repères osseux identifiables lors d’une intervention chirurgicale avec un patient couché ou couché. Le suivi direct du fémur et du bassin en double fluoroscopie a permis d’évaluer l’influence de diverses définitions de systèmes de coordonnées sur la sortie cinématique29. Les différences entre les définitions des repères ont entraîné des décalages cinématiques supérieurs à 5°. Cependant, ces décalages étaient relativement constants pendant le mouvement et pouvaient être pris en compte par l’identification des repères osseux.

La combinaison de la morphologie osseuse et de la cinématique spécifiques au sujet – arthrokinématique – fournit une évaluation conjointe de la forme et de la fonction. Pour les patients atteints de DDH, on pense que la sous-couverture fémorale est la cause de la dégénérescence et, par conséquent, les mesures de couverture sont largement utilisées dans le diagnostic et la planification chirurgicale. Malheureusement, ces mesures sont souvent limitées à des images statiques, obtenues avec un couché individuel, et seulement en deux dimensions. Des arthrokinématiques dérivées de la double fluoroscopie ont été utilisées pour mesurer directement la variabilité de la couverture fémorale au cours des activités dynamiques26. Il est important de savoir si de fortes corrélations entre la couverture en position debout et la couverture pendant la démarche lorsqu’elle est évaluée dans son intégralité ont été trouvées. Pourtant, la couverture régionalisée variait pour les régions antérieure et postérieure de la tête fémorale, même pendant la phase de position de la démarche.

L’impingement extra-articulaire est une cause de douleur à la hanche et dans la région environnante et décrit un contact anormal entre le fémur et les régions du bassin à l’extérieur de l’acétabulum, y compris l’ischium et la colonne iliaque inférieure antérieure. La nature dynamique de l’empingement ischiofémoral a été évaluée par la comparaison des mesures cliniques basées sur l’IRM de l’espace ischiofémoral et de celles effectuées au cours d’activités dynamiques28. Dans ce contexte, une diminution de l’espace a été observée dynamiquement par rapport aux mesures cliniques standard; des différences fondées sur le sexe, qui ne pouvaient pas être attribuées à des différences cinématiques, ont également été identifiées. Ces méthodes pourraient également être appliquées pour évaluer dynamiquement l’espace articulaire, en fournissant un aperçu de la variabilité de la position de la tête fémorale dans l’acétabulum et de la variabilité entre les cohortes de patients (Figure 8).

Figure 1
Figure 1: Vue aérienne du système de double fluoroscopie positionné sur le tapis roulant instrumenté pour une hanche gauche. Le système est positionné de manière à minimiser l’effet de dispersion et à maximiser le champ de vision. Les intensificateurs d’image sont positionnés à environ 100-110 cm de la source de l’émetteur et inclinés de 50° les uns par rapport aux autres. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2: Vue du côté controlatéral (à droite) d’un participant lors d’activités dynamiques. Le participant est positionné entre les deux intensificateurs d’image (II) de telle sorte que le champ de vision du système de double fluoroscopie soit centré sur l’articulation de la hanche gauche. La marche de niveau et d’inclinaison, les pivots de rotation internes et externes et les activités d’amplitude de mouvement sont effectués sur une plate-forme de tapis roulant. Abréviation : FHJC = centre fonctionnel de l’articulation de la hanche. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3: Vue aérienne du système de capture de mouvement par rapport au système de double fluoroscopie. Le système de capture de mouvement optique comprend 10 caméras infrarouges et une seule caméra vidéo et est positionné sur un cadre suspendu au plafond. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4: Vue antérieure et postérieure de l’ensemble de marqueurs utilisé pour la capture de mouvement des marqueurs cutanés. Il y a cinq plaques avec quatre marqueurs chacune, qui sont positionnées sur le dos, les cuisses et les jarrets des participants; tous les autres marqueurs sont appliqués directement sur la peau. Les marqueurs d’étalonnage sont supprimés pour la capture de mouvement dynamique. Les étiquettes de marqueurs précédées d’un R ou d’un L indiquent des marqueurs sur le côté droit ou gauche du corps; Les étiquettes de marqueur suffixées par S, L, R, I, A ou P indiquent les emplacements des marqueurs sur une plaque de marqueur, en particulier supérieur, gauche, droite, inférieur, antérieur ou postérieur, respectivement. Abréviations : *SHO = épaule ; CLAV = centre des clavicules; STRN = fond du sternum; BACK_* = marqueurs de plaque placés sur le bas du dos; *ILC = crête iliaque; *ASI = colonne iliaque supérieure antérieure; *PSI = colonne iliaque supérieure postérieure; GRT_TRO = plus grand trochanter; *THI_* = marqueurs des plaques respectives placées sur la cuisse; *KNE_M = condyle fémoral médial (genou); *KNE_L = condyle fémoral latéral (genou); *TIB_* = marqueurs des plaques respectives placées sur la tige (tibia); *ANK_M = malléole médiale (cheville); *ANK_L = malléole latérale; *5TH = cinquième articulation métatarso-phaphangée; *TOE = première articulation métatarsophangée; *HEE = calcanéus (talon). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5: Repères et systèmes de coordonnées du fémur et du bassin. Les repères de la colonne iliaque supérieure antérieure bilatérale (ASIS; magenta) et de la colonne iliaque supérieure postérieure (PSIS; cyan) et leurs points médians sont utilisés pour définir le système de coordonnées du bassin. Le centre de la tête fémorale (orange) et les condyles fémoraux bilatéraux (vert), leur point médian et un ajustement cylindrique des condyles sont utilisés pour définir le système de coordonnées du fémur (représenté pour le fémur gauche). Le troisième axe de chaque os est déterminé à partir du produit croisé des deux axes affichés. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6
Figure 6: Images de double fluoroscopie et suivi sans marqueur associé d’une hanche gauche. Les images sont affichées pour une rotation maximale des pivots de rotation externes et internes (au centre), avec l’image du fluoroscope antérieur (à gauche) et du fluoroscope postérieur (à droite). Solutions de suivi sans marqueur pour le bassin (en haut) et le fémur (en bas) pour chaque image de double fluoroscopie. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 7
Figure 7: Cinématique mesurée par double fluoroscopie. Cinématique pour 100 cadres entourant la rotation maximale (ligne pointillée verticale) des pivots de rotation externes et internes pour un participant représentatif. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 8
Figure 8: Distance de surface basée sur l’arthrokinématique entre un hémi-bassin gauche et le fémur. Les arthrokinématiques sont montrées pour une rotation maximale du pivot de rotation externe et interne (centre) avec des modèles osseux respectifs mesurés par double fluoroscopie (externe). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Discussion

La double fluoroscopie est un outil puissant pour l’étude de la cinématique in vivo, en particulier pour la hanche, qui est difficile à mesurer avec précision à l’aide de la capture de mouvement optique traditionnelle. Cependant, l’équipement de fluoroscopie est spécialisé, dans lequel une configuration de système unique peut être nécessaire lors de l’imagerie d’autres articulations du corps humain. Par exemple, plusieurs modifications ont été apportées au montage des intensificateurs d’image, au positionnement du système et aux réglages de l’énergie du faisceau dans l’application de la double fluoroscopie à l’étude de la cinématique de la cheville32,33,34,35. En plus de nécessiter une préparation d’étude considérable, la double fluoroscopie nécessite l’acquisition de données supplémentaires, y compris l’imagerie médicale 3D et la capture de mouvement de marqueurs cutanés potentiellement traditionnelle pour suivre la cinématique du corps entier, ainsi que de longs post-traitements, y compris la segmentation d’images CT et le suivi sans marqueur des images acquises. Heureusement, les données entièrement traitées de la double fluoroscopie peuvent être utilisées dans diverses applications avec des capacités allant bien au-delà de celles disponibles avec la capture de mouvement traditionnelle.

La capture de mouvement optique utilise le mouvement des marqueurs sur la peau pour estimer les positions des segments du corps, tandis que la double fluoroscopie basée sur le rayonnement permet de mesurer directement uniquement les positions osseuses. Bien qu’un effort important ait été consacré à la quantification de la dynamique des tissus mous par rapport au mouvement osseux36,37, il est intrinsèquement difficile de mesurer les schémas de mouvement de la grande masse de tissus mous entre la couche externe de la peau et les os. Cependant, pour les tissus plus minces en contact direct avec les os, tels que le cartilage et le labrum de la hanche, la combinaison de la double fluoroscopie et de l’imagerie par arthrogramme CT permet d’évaluer dynamiquement leur relation spatiale. Les données recueillies lors des examens cliniques en décubitus dorsal ont été utilisées pour montrer que l’emplacement des dommages cliniquement observés au labrum acétabulaire correspondait à la position de contact entre le fémur et le labrum lors des examens d’impingement en décubitus dorsal38. Fait important, cette analyse a révélé que la région de contact initial et le plus important entre le fémur et le labrum ne correspondait pas à l’emplacement de la plus petite distance entre les os.

Les personnes atteintes de pathoanatomie de la hanche risquent d’endommager le cartilage et le labrum. Cependant, les mécanismes responsables des lésions chondrolabrales ne sont pas bien compris. Il est concevable que les données arthrokinématiques construites à partir des données de l’arthrogramme CT puissent être analysées pour étudier la mécanique du cartilage et du labrum. Par exemple, la pénétration observée entre les reconstructions de surface représentant les tissus mous (p. ex. labrum, cartilage) et les os pourrait être analysée et interprétée de manière à se rapprocher de la déformation subie par ces tissus. Cependant, même de légères erreurs dans le suivi de la cinématique ou la reconstruction des surfaces pourraient entraîner des différences drastiques dans les déformations estimées et les charges articulaires. Ainsi, des méthodes de modélisation plus avancées, telles que la méthode FE, peuvent être nécessaires pour évaluer de manière exhaustive la mécanique chondrolabrale de la hanche. Les données de la double fluoroscopie, de la capture de mouvement traditionnelle des marqueurs cutanés de la cinématique du corps entier et du tapis roulant instrumenté peuvent servir d’entrée pour les modèles qui estiment les forces musculaires et les charges et couples de réaction articulaire. Ces données cinétiques peuvent ensuite servir de conditions de charge aux modèles FE qui estiment les contraintes et les déformations chondrolabrales.

En plus des étapes spécifiques impliquées dans le protocole, la planification de différents aspects de l’étude est également pertinente pour une acquisition de données réussie. Tout d’abord, dans les études utilisant l’imagerie par arthrogramme, qui est intrinsèquement invasive en raison de l’injection de contraste dans la capsule de la hanche, l’arthrogramme doit être effectué plusieurs jours avant ou à tout moment après la fin des expériences de capture de mouvement pour éviter tout effet sur les schémas de mouvement du patient. Deuxièmement, tout étalonnage doit être effectué avant, mais juste avant, l’arrivée du participant pour s’assurer que la configuration du système n’est pas modifiée entre l’étalonnage et l’acquisition d’images. Troisièmement, le participant devrait être invité à effectuer des essais dynamiques dans un ordre aléatoire afin d’éliminer tout effet de l’ordre sur l’exécution des tâches.

Une autre considération majeure pour l’utilisation de la double fluoroscopie pour la mesure de la cinématique de la hanche est l’exposition aux rayonnements. Il est important de noter, cependant, que 80 % de l’équivalent de dose estimé de rayonnement dans le protocole décrit est tiré de la tomodensitométrie. Une solution pour réduire l’exposition est la substitution de l’imagerie par résonance magnétique (IRM) à l’imagerie par totographie. Bien que l’IRM puisse être utilisée pour la reconstruction de surface, le suivi des images de double fluoroscopie repose également sur la projection des densités osseuses à partir des radiographies reconstruites numériquement. Bien que l’IRM ne puisse pas mesurer directement la densité osseuse, des séquences spécifiques, telles que l’état d’équilibre à double écho (DESS), fournissent une certaine différenciation entre l’os cortical plus dense et l’os cancelleux moins dense. Ces images peuvent être transformées pour avoir une apparence similaire aux images CT et pourraient potentiellement réduire l’exposition aux rayonnements des participants aux études de double fluoroscopie.

En raison de la grande quantité de tissus mous entourant l’articulation de la hanche, le positionnement spécifique du système de double fluoroscopie doit être optimisé pour réduire la diffusion des rayons X. La position du participant par rapport aux émetteurs de rayons X et l’angle entre les intensificateurs d’image se sont avérés être des facteurs importants. Ce protocole indique le positionnement du système de double fluoroscopie utilisé pour étudier le mouvement de la hanche chez les participants pendant les activités de port de poids. Il est toutefois également pertinent de noter que la cohorte de participants était limitée aux personnes ayant un IMC inférieur à 30kg/m2. Une limite d’IMC similaire est recommandée lors de la capture d’images de double fluoroscopie d’articulations entourées de grandes masses de tissus mous.

Le protocole décrit ici peut être appliqué à diverses configurations et articulations du système de fluoroscopie double, y compris la cinématique de la hanche couchée et portante, la cinématique de la cheville porteuse sur tapis roulant et au sol, et la cinématique de la cheville assise16, 17, 18, 20 , 21, 22, 23, 24, 25,  26, 27, 28, 29, 30, 31, 32, 33, 34, 35. En raison du mouvement global minimal de l’articulation de la hanche pendant la démarche sur tapis roulant, un tapis roulant instrumenté a été utilisé pour l’évaluation de la cinématique portante de l’articulation de la hanche. Sans tapis roulant ou système de fluoroscope mobile, il ne serait possible de capturer l’articulation de la hanche que lors d’activités effectuées dans un champ de vision confiné. Cependant, l’utilisation d’un tapis roulant n’est pas appropriée pour toutes les articulations. À titre d’exemple, l’application de ce protocole à l’étude de la cinématique de la cheville pendant la marche sur tapis roulant n’a capturé qu’une petite partie de la démarche en raison du mouvement inhérent du tapis roulant32,35, tandis que la démarche au sol a pu capturer une plus grande partie de la démarche, allant de avant la frappe du talon à aprèsl’orteil 33,40,41.

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Disclosures

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts.

Acknowledgments

Cette recherche a été soutenue par les National Institutes of Health (NIH) sous les numéros de subvention S10 RR026565, R21 AR063844, F32 AR067075, R01 R077636, R56 AR074416, R01 GM083925. Le contenu relève de la seule responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement les points de vue officiels du NIH.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Amira Software ThermoFisher Scientific Version 6.0
Calibration Cube Custom 36 steel beads (3 mm diameter, spacing 6.35 cm, uncertainty 0.0036 mm)
Calibration Wand Vicon Active Wand
CT Scanner Siemens AG SOMATOM Definition 128 CT
Distortion Correction Grid Custom Acrylic plate with a grid of steel beads spaced 10 mm and 31 beads across the diameter (2 mm diameter)
Dynamic Calibration Plate Custom Acrylic plate with 3 steel beads spaced 30 mm (2 mm diameter, uncertainty 0.0013 mm)
Emitter (2) Varian Interay; remanufactured by Radiological Imaging Services Housing B-100/Tube A-142
Epinephrine Hospira Injection, USP 10 mg/mL
FEBioStudio Software FEBio.org Version 1.3 Mesh processing and kinematic visualization
Graphical Processing Unit Nvidia Tesla
Hare Traction Splint DynaMed Trac-III, Model No. 95201
High-speed Camera (2) Vision Research, Inc. Phantom Micro 3
Image Intensifier (2) Dunlee, Inc.; remanufactured by Radiological Imaging Services T12964P/S
Iohexol injection GE Healthcare Omnipaque 240 mgI/mL 517.7 mg iohexol, 1.21 mg tromethamine, 0.1 mg edetate calcium disodium per mL
ImageJ National Institutes of Health and Laboratory for Optical and Computational Instrumentation
Lidocaine HCl Hospira Injection, USP 10 mg/mL
Laser and Mirror Alignment System Custom Three lasers adhered to acrylic plate that attaches to emitter, mirror attaches to face of image intensifier
Markless Tracking Workbench Henry Ford Hospital, Custom Software Custom
MATLAB Software Mathworks, Inc. Version R2017b
Motion Capture Camera (10) Vicon Vantage
Nexus Software Vicon Version 2.8 Motion capture
Phantom Camera Control (PCC) Software Vision Research, Inc. Version 1.3
Pre-tape Spray Glue Mueller Sport Care Tuffner
Retroreflective Spherical Skin Markers 14 mm
Split Belt Fully Instrumented Treadmill Bertec Corporation Custom
Visual3D Software C-Motion Inc. Version 6.01 Kinematic processing

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References

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Médecine Numéro 173 Double fluoroscopie vidéoradiographie biplan cinématique arthrokinématique hanche suivi sans marqueur
<em>In vivo</em> Quantification de l’arthrokinématique de la hanche pendant les activités de port de poids dynamiques à l’aide de la double fluoroscopie
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Atkins, P. R., Fiorentino, N. M.,… More

Atkins, P. R., Fiorentino, N. M., Anderson, A. E. In Vivo Quantification of Hip Arthrokinematics during Dynamic Weight-bearing Activities using Dual Fluoroscopy. J. Vis. Exp. (173), e62792, doi:10.3791/62792 (2021).

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